Name: PeptiQuick, ein Ein-Schritt-Einbindung von Membranproteinen in biotinylierte Peptidiscs für optimierte Proteinbindungstests (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 4 s
Description: Lernen Sie die PeptiQuick-Methode zur Ein-Schritt-Rekonstitution von Membranproteinen in biotinylierte Peptidiscs für Proteinbindungstests mittels Biolayer-Interferometrie. Diese Technik ermöglicht detergentfreie Analysen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken dem Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada. JS besitzt ein CGS-M CIHR-Stipendium. LT wurde vom Biotechnology and Biological Sciences Research Council unterstützt, der vom South West Biosciences Doctoral Training Partnership [Ausbildungsstipendium Referenz BB/M009122/1] finanziert wurde. FD ist ein Tier II Canada Research Chair.

1. Vorbereitung und Löslichkeit des Membranrezeptors FhuA
<ol><li>Express Seine6-tagged FhuA in Escherichia coli Stamm AW740. Wachsen Sie Zellen für 18 h bei 37 °C in M9-Medien (Tabelle 1). Ein detailliertes Ausdrucksprotokoll finden Sie unter Mills et al.16.</li>
	<li>Stammzellen durch Zentrifugation (5.000 x g, 10 min, 4 °C) ernten und in 50 ml Tris-Salz-Glyzerol (TSG)-Puffer wieder aufsetzen (Tabelle 1). Die resuspendierten Zellen abstoßen und Phenylmethansulfonylfluorid (PMSF) kurz vor der Lyse zu einer Endkonzentration von 1 mM hinzufügen. VORSICHT: PMSF ist giftig und ätzend.</li>
	<li>Lyse die Zellen mit einem Mikrofluidisierer (drei Passagen) bei 15.000 psi oder einer französischen Presse (drei Passagen) bei 8.000 psi. Pellet die unlysierten Zellen und anderes unlösliches Material durch Low-Speed-Zentrifugation (5.000 x g, 10 min, 4 °C).</li>
	<li>Ultrazentrifugieren Sie den Überstand (200.000 x g, 40 min, 4 °C), um die rohe Membranfraktion zu isolieren. Entsorgen Sie den Überstand, setzen Sie das Membranpellet in einer minimalen Menge an TSG-Puffer wieder auf und tauchen Sie mit einem Glas- oder Metall-Douncer-Gerät, um Homogenität zu gewährleisten.</li>
	<li>Führen Sie einen Bradford-Test durch, um die Proteinkonzentration der resuspendierten Rohmembran zu überprüfen. Verdünnen Sie die Rohmembran mit einem TSG-Puffer vor der Löslichkeit auf eine Endkonzentration von 3 mg/ml.</li>
	<li>Waschmittel Triton X-100 zu einer Endkonzentration von 1% (v/v) hinzufügen, um die bakterielle Innenmembran selektiv für 1 h bei 4 °C mit sanftem Schaukeln zu saugen. Pellet das unlösliche Material (äußere Membranfraktion) durch Ultrazentrifugation (200.000 x g, 40 min, 4 °C).</li>
	<li>Entsorgen Sie den Überstand, der die lösliche Membran enthält, und setzen Sie das Pellet in DER TSG auf eine Endkonzentration von 3 mg/ml aus. Lauryldimethylaminoxid (LDAO) einer Konzentration von 1% (v/v) zur resuspendierten äußeren Membranfraktion hinzufügen und bei 4 °C bei sanftem Schaukeln 1 h auflösen.</li>
	<li>Führen Sie einen letzten Zentrifugationsschritt durch, um das gesamte unlösliche Material (200.000 x g, 40 min, 4 °C) zu pelleten. HINWEIS: Der resultierende Überstand enthält die solubilisierten äußeren Membranproteine, einschließlich des Ziels, das er mit FhuA markiert hat.</li>
</ol>2. Reinigung und Rekonstitution von FhuA unter Verwendung des PeptiQuick-Workflows
<ol><li>Vorausgleich einer vorverpackten Ni-NTA-Säule (5 ml Harzvolumen) mit zwei Säulenvolumen der immobilisierten Metallaffinitätschromatographie (IMAC) Waschpuffer (Tabelle 1).</li>
	<li>Verdünnen Sie die lösliche äußere Membran von 1% LDAO auf 0,04% LDAO mit TSG. Fügen Sie dann Imidazol zu einer Endkonzentration von 5 mM hinzu. VORSICHT: Imidazol ist giftig und ätzend.</li>
	<li>Laden Sie die löslichen äußeren Membranproteine auf das Ni-NTA-Harz und sammeln Sie den Durchfluss. Laden Sie den Durchfluss auf das Harz neu, um die Harzbindung von FhuA zu erhöhen und den sekundären Durchfluss zu sammeln. ANMERKUNG: Bewahren Sie eine 20-L-Aliquot aus solubilisiertem Material als Referenz für die spätere Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese(SDS-PAGE) auf.</li>
	<li>Waschen Sie das Harz mit 250 ml IMAC-Waschpuffer und sammeln Sie die ersten 50 ml Eluat. Den Waschpuffer auf die Höhe des Harzbettvolumens abtropfen lassen und den Stopphahn an der Säule schließen.</li>
	<li>1 ml konzentrierte 10 mg/ml Bio-Peptidisc-Peptidlösung (Tabelle 1) in die Spalte geben. 50 ml verdünnte 1 mg/ml Bio-Peptidisc-Peptidlösung in TSG geben und das Harz mit einer Glasstange rühren, um die Perlen in TSG wieder aufzuhängen.</li>
	<li>Nach dem Peptidisc-Fang lassen Sie das Harz absetzen und abtropfen lassen die überschüssige 1 mg/ml Bio-Peptidisc-Lösung durch das Harz abtropfen lassen.</li>
	<li>Waschen Sie die Ni-NTA-anhantibenen Peptidisc-Partikel mit 50 ml TSG. Elute die Peptidisc-Partikel mit 15 ml IMAC-Elutionspuffer (Tabelle 1) mit 600 mM Imidazol in TSG. Sammeln Sie 1 ml-Fraktionen und fügen Sie sofort 10 l 0,5 M EDTA hinzu, um ausgellaugende Nickelionen zu chelatieren. VORSICHT: EDTA ist reizend.</li>
</ol>3. Bewertung der PeptiQuick-Rekonstitution
<ol><li>SDS-PAGE-Analyse<ol>
<li>Laden Sie 10 L-Aliquots des Startmaterials, durchfließen, waschen(en) und eluierte Fraktionen aus der PeptiQuick-Rekonstitution auf ein 12%iges SDS-denaturing Gel und Elektrophorese für 30 min bei einem konstanten Strom von 60 mA.</li>
		<li>Färben Sie das Gel mit Coomassie blaufarbstoff, destain das Gel, und visualisieren Sie auf einem Scanner.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Größenausschlusschromatographie (SEC)<ol>
<li>Basierend auf der 12% SDS-PAGE-Analyse der PeptiQuick-Rekonstitution, isolieren und bündeln Sie die relevanten Fraktionen und konzentrieren Sie sie mit einem 30 kDa Cut-off Zentrifugalkonzentrator. HINWEIS: Im begleitenden Video werden die Fraktionen F3–F7 zusammengepoolt und unter 1 ml konzentriert (die Einspritzschleifenlautstärke auf dem SEC-Instrument).</li>
		<li>Injizieren Sie 1 ml der gepoolten IMAC-Elutionsfraktionen in eine Gelfiltrations-S200-Säule (300/10) mit einer Durchflussrate von 0,25 ml/min im TSG-Puffer. Sammeln Sie 1 ml Brüche und führen Sie sie auf einem 12% SDS-Gel, um zu bestimmen, welche SEC-Fraktionen zu bündeln und zu konzentrieren. HINWEIS: Die eluierten PeptiQuick-Fraktionen können ohne Konzentration gepoolt werden, und ein Aliquot kann in die SEC injiziert werden, um die Qualität der Rekonstitution zu überprüfen. Dies ist eine wichtige Kontrolle für Membranproteine, die während der Zentrifugalkonzentration potenziell anfällig für Aggregation sind.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Biolayer-Interferometrie
<ol><li>BLI-Versuchsaufbau<ol>
<li>Richten Sie die 96 Well Platte von Hand ein. HINWEIS: Alle Brunnen werden mit einem Endvolumen von 200 l gefüllt.</li>
		<li>In Spalte 1, Zeilen A-E, laden Sie 200 L Kinetikpuffer, damit die Spitzen ausdemalibrisieren und ein Basissignal bilden können.</li>
		<li>Den Liganden (FhuA in Bio-Peptidisc) im Kinetikpuffer auf eine Konzentration von 2,5 g/ml verdünnen (Tabelle 1). Laden Sie 200 l dieser Verdünnung in die Zeilen A-D in Spalte 2.</li>
		<li>Fügen Sie den Kinetikpuffer nur 200 l Kinetikpuffer nur zu E2 (dem Referenzsensor) hinzu.</li>
		<li>Fügen Sie 200 l Kinetikpuffer zu Spalte 3, Zeilen A-E, um überschüssiges FhuA von der Spitze zu waschen.</li>
		<li>Führen Sie in Spalte 4 zweifach serielle Verdünnungen des Analyten (ColM) von A4 nach D4 nach unten. Beginnen Sie mit 28 nM (8*Kd) in A4 bis 3,5 nM (1*Kd) in D4.</li>
		<li>Fügen Sie 28 nM ColM zu E4 hinzu, um die unspezifische Bindung zu messen (die höchste verwendete ColM-Konzentration).</li>
		<li>Fügen Sie Spalte 5, Zeilen A-E, 200 L Kinetikpuffer hinzu. HINWEIS: Hier trennt sich der ColM von der Spitze, und die Dissoziation wird gemessen.</li>
		<li>Legen Sie die Rüstplatte in das BLI-Instrument.</li>
		<li>Legen Sie das Sensorspitzenfach in das BLI-Instrument.</li>
		<li>Öffnen Sie die BLI-Datenerfassungssoftware, und wählen Sie Im Software-Assistenten "Neues Kinetikexperiment" aus.</li>
		<li>Verwenden Sie die Plattendefinitions-Registerkarte, um das Layout der 96 Well-Platte in die Software einzugeben. HINWEIS: Die Brunnen, die den Liganden, FhuA enthalten, werden als "Load" eingegeben. Brunnen, die nur Puffer enthalten, werden als "Puffer" eingegeben. Brunnen, die den Analyten ColM enthalten, werden als "Sample" eingegeben.</li>
		<li>Verwenden Sie die Registerkarte Assaydefinition, um die Dauer und die Plattendrehzahl für jeden Schritt im Experiment zu definieren. ANMERKUNG: Die versuchsweisen Schritte sind wie folgt eingerichtet: 1) Basislinie: 60 s; 2) Beladung: 250 s; 3) Ausgangswert2: 300 s; 4) Verein: 450 s; und 5) Dissoziation: 900 s. Lassen Sie die Schüttelgeschwindigkeit als Standard (1.000 Rpm). Die obigen Schritte werden jeder Spalte in der 96-Well-Platte individuell zugewiesen, indem Sie den gewünschten Schritt auswählen und mit der rechten Maustaste assay Step in jeder Spalte klicken.</li>
		<li>Weisen Sie den ersten Schritt zu, indem Sie mit der rechten Maustaste auf die erste Spalte klicken, und wählen Sie Neue Assay startenaus. Stellen Sie sicher, dass der Basisschritt mithilfe des unteren rechten Fensters korrekt zugewiesen ist, und ändern Sie ihn bei Bedarf mit dem Dropdown-Menü.</li>
		<li>Weisen Sie den folgenden Schritten die folgenden Schritte zu, indem Sie mit der rechten Maustaste auf die Platte klicken und Assay Step hinzufügenauswählen. Weisen Sie diese der entsprechenden Spalte zu, wie in Schritt 4.1.13 festgelegt.</li>
		<li>Verwenden Sie die Registerkarte Sensorzuweisung, um sicherzustellen, dass das Oktettinstrument BLI-Pins von der richtigen Position im Sensorfach nimmt. HINWEIS: Auf der Registerkarte Sensorzuweisung sollte nur A1-E1 blau hervorgehoben werden. Stellen Sie sicher, dass an diesen Stellen im Sensorfach eine Sensorspitze vorhanden ist, und stellen Sie sicher, dass F1-H1 leer ist.</li>
		<li>Markieren Sie F1-H1 auf dem Bildschirm, klicken Sie dann mit der rechten Maustaste, und wählen Sie Entfernen aus, um diese als leer zu markieren. Tick Ersetzen Sie Sensoren im Fach nach Gebrauch, um die verwendeten Sensoren zu behalten.</li>
		<li>Gehen Sie auf der Registerkarte Testexperiment, die einen endgültigen Überblick über das Experiment vor der Ausführung bietet, auf die experimentellen Schritte ein, um sicherzustellen, dass das gesamte Setup korrekt ist.</li>
		<li>Wählen Sie auf der Registerkarte "Experiment" einen Dateispeicherort aus, um die Methodendateien zu speichern.</li>
		<li>Ändern Sie die Plattentemperatur auf die Raumtemperatur.</li>
		<li>Wählen Sie GO aus, um das Experiment auszuführen.</li>
	</ol></li>
	<li>BLI-Datenanalyse<ol>
<li>Öffnen Sie die Octet BLI Datenanalysesoftware.</li>
		<li>Verwenden Sie die Registerkarte Datenauswahl, um das Experiment zu suchen und die experimentelle Zusammenfassung zu überprüfen. Importieren Sie die Projektdatei von ihrem Instand- und Abs. 4.1.19 definierten Speicherort.</li>
		<li>Geben Sie die Konzentrationen des Analyten (hier ColM) ein, indem Sie die Sensorinformationen für jedes Experiment auswählen.</li>
		<li>Weisen Sie die Spitze in E1 als Referenzspitze zu.</li>
		<li>Verwenden Sie die Registerkarte Verarbeitung, um das Referenzsignal (E1) von den experimentellen Daten zu subtrahieren. Überprüfen Sie die Rohdaten aus der Referenzspitze auf unspezifische Analytbindung. Wenn keine beobachtet wird, fahren Sie fort. HINWEIS: Dies ist eine wichtige negative Kontrolle. Wird eine unspezifische Bindung eingehalten, so wird dies in Schritt 4.2.7 berücksichtigt.</li>
		<li>Richten Sie die y-Achse am zweiten Basisschritt aus. Markieren Sie die Zwischenschrittverbindung nicht. Wählen Sie Savitzky-Golay-Filterung aus. Wählen Sie Prozessdaten!.</li>
		<li>Wählen Sie auf der Registerkarte Analyse die experimentellen Daten in der Tabelle unterhalb des Diagramms aus, um die Assoziations- und Dissoziationskurven mit dem vom Referenzsensor subtrahierten Signal anzuzeigen.</li>
		<li>Wählen Sie das 1:1-Bindungsmodell aus, und wählen Sie eine Teilkurvenanpassung aus. Wählen Sie Kurven anpassen!.</li>
		<li>Analysieren Sie das Restansichtsdiagramm, um das Kurvenanpassungsdiagramm zu überprüfen.</li>
		<li>Blättern Sie durch die Tabelle, um das berechnete Kdzu sehen.</li>
		<li>Wählen Sie Bericht speichern... aus, um ein Tabellenkalkulationsdokument zu speichern, in dem die Einrichtung, die Diagramme der rohen und analysierten Daten sowie die berechneten Dissoziationskonstanten beschrieben werden.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Rawlings, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+proteins%3A+always+an+insoluble+problem%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Society+Transactions%22%5BJournal%5D)">Membrane proteins: always an insoluble problem.</a> Biochemical Society Transactions. 44 (3), 790-795 (2016).</li>
<li>Popot, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amphipols%2C+Nanodiscs%2C+and+Fluorinated+Surfactants%3A+Three+Non+Conventional+Approaches+to+Studying+Membrane+Proteins+in+Aqueous+Solutions%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Amphipols, Nanodiscs, and Fluorinated Surfactants: Three Non Conventional Approaches to Studying Membrane Proteins in Aqueous Solutions.</a> Annual Review of Biochemistry. 79, 737-775 (2010).</li>
<li>Lee, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+for+Detergent-Free+Isolation+of+Membrane+Proteins+in+their+Local+Lipid+Environment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">A Method for Detergent-Free Isolation of Membrane Proteins in their Local Lipid Environment.</a> Nature Protocols. 11, 1149-1162 (2016).</li>
<li>Frauenfeld, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Saposin-Lipoprotein+Nanoparticle+System+for+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A Saposin-Lipoprotein Nanoparticle System for Membrane Proteins.</a> Nature Methods. 13, 345-351 (2016).</li>
<li>Bayburt, T. H., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly+of+Single+Bacteriorhodopsin+Trimers+in+Bilayer+Nanodiscs%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Biochemistry+and+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Assembly of Single Bacteriorhodopsin Trimers in Bilayer Nanodiscs.</a> Archives of Biochemistry and Biophysics. 450, 215-222 (2006).</li>
<li>Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directed+Self-Assembly+of+Monodisperse+Phospholipid+Bilayer+Nanodiscs+with+Controlled+Size%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size.</a> Journal of the American Chemical Society. 126, 3477-3487 (2004).</li>
<li>Denisov, I. G., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanodiscs+for+Structural+and+Functional+Studies+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Structural%2C+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Nanodiscs for Structural and Functional Studies of Membrane Proteins.</a> Nature Structural, Molecular Biology. 23, 481-486 (2016).</li>
<li>Hagn, F., Etzkorn, M., Raschle, T., Wagner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+Phospholipid+Bilayer+Nanodiscs+Facilitate+High-Resolution+Structure+Determination+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Optimized Phospholipid Bilayer Nanodiscs Facilitate High-Resolution Structure Determination of Membrane Proteins.</a> Journal of the American Chemical Society. 135, 1919-1925 (2013).</li>
<li>Carlson, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Peptidisc%2C+A+Simple+Method+for+Stabilizing+Membrane+Proteins+in+Detergent-Free+Solution%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">The Peptidisc, A Simple Method for Stabilizing Membrane Proteins in Detergent-Free Solution.</a> eLife. 7, 34085(2018).</li>
<li>Carlson, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+the+E.+coli+Membrane+Interactome+Captured+in+Peptidisc+Libraries%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Profiling the E. coli Membrane Interactome Captured in Peptidisc Libraries.</a> eLife. 8, 46615(2019).</li>
<li>Serdakowski, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+to+determine+residual+detergent+in+biological+samples+post+endotoxin+reduction+treatment+and+evaluation+of+strategies+for+subsequent+detergent+removal%5BTitle%5D)+AND+%22International+Immunopharmacology%22%5BJournal%5D)">A novel method to determine residual detergent in biological samples post endotoxin reduction treatment and evaluation of strategies for subsequent detergent removal.</a> International Immunopharmacology. 37, 16-22 (2016).</li>
<li>Smith, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+the+Purification+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Chromatography%22%5BJournal%5D)">Strategies for the Purification of Membrane Proteins.</a> Protein Chromatography. 681, 485-496 (2011).</li>
<li>Lin, S. H., Guidotti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Enzymology%22%5BJournal%5D)">Purification of Membrane Proteins.</a> Methods in Enzymology. 463, 619-629 (2009).</li>
<li>Wolfe, A. J., Gugel, J. F., Chen, M., Movileanu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+Membrane+Protein-Detergent+Interactions+Depend+on+Protein+Electrostatics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Kinetics of Membrane Protein-Detergent Interactions Depend on Protein Electrostatics.</a> Journal of Physical Chemistry B. 122 (41), 9471-9481 (2018).</li>
<li>Montigny, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+Phospholipid+Exchange+between+a+Detergent-Solubilized+Membrane+Protein+and+Lipid-Detergent+Mixed+Micelles%3A+Brominated+Phospholipids+as+Tools+to+Follow+Its+Kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Slow Phospholipid Exchange between a Detergent-Solubilized Membrane Protein and Lipid-Detergent Mixed Micelles: Brominated Phospholipids as Tools to Follow Its Kinetics.</a> PLoS ONE. 12 (1), 0170481(2017).</li>
<li>Mills, A. T., Le H, T., Coulton, J. W., Duong, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FhuA+Interactions+in+a+Detergent-Free+Nanodisc+Environment%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">FhuA Interactions in a Detergent-Free Nanodisc Environment.</a> Biochimica et Biophysica Acta - Biomembranes. 1838 (1), 364-371 (2014).</li>
<li>Hong, P., Koza, S., Bouvier, E. S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size-Exclusion+Chromatography+for+the+Analysis+of+Protein+Biotherapeutics+and+their+Aggregates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Liquid+Chromatography+Related+Technologies%22%5BJournal%5D)">Size-Exclusion Chromatography for the Analysis of Protein Biotherapeutics and their Aggregates.</a> Journal of Liquid Chromatography Related Technologies. 35 (20), 2923-2950 (2012).</li>
<li>Mahler, H. C., Friess, W., Grauschopf, U., Kiese, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+aggregation%3A+Pathways%2C+induction+factors+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Protein aggregation: Pathways, induction factors and analysis.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 98 (9), 2909-2934 (2009).</li>
<li>FortéBio. Octet System Data Acquisition User Guide, Release 7.1. . , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2014/01/Data-Acquisition-Octet.pdf">http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2014/01/Data-Acquisition-Octet.pdf</a> (2014).</li>
<li>FortéBio. Octet System Data Analysis User Guide, Release 7.1. . , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2011/02/Data-Analysis-Octet.pdf">http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2011/02/Data-Analysis-Octet.pdf</a> (2011).</li>
<li>Trinkle-Mulcahy, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+proximity-based+labeling+methods+for+interactome+mapping%5BTitle%5D)+AND+%22F1000Research%22%5BJournal%5D)">Recent advances in proximity-based labeling methods for interactome mapping.</a> F1000Research. 8, 135(2019).</li>
</ol>

FD ist Gründer von Peptidisc Biotech, um Peptidisc-Peptide an die akademische Gemeinschaft zu verteilen. Peptidisc Biotech arbeitet auch mit industriellen Biotech- und Pharmaunternehmen zusammen, um Peptidisc in ihre Entdeckungs-Workflows zu implementieren. Open Access Publikation dieses Artikels wurde von FortéBio gesponsert.

Während Detergenzien nach wie vor die einfachste Methode zur Extraktion und Reinigung von Membranproteinen sind, können diese Tenside viele unerwünschte Auswirkungen auf die Proteinstabilität, -funktion und die nachgeschalteten Analysen1,2,3, 4,5,6,7,8,9. Diese Schwierigkeiten haben die Entwicklung von Membran-Mimetik motiviert, die darauf abzielen, das Vorhandensein von Detergenzien zu minimieren und die native Membranumgebung so weit wie möglich zu replizieren2,3,4 ,5,6. Die meisten Rekonstitutionsmethoden erfordern jedoch eine signifikante Optimierung der Rekonstitutionsbedingungen und erfordern oft zusätzliche Reinigungsschritte, die den Endertrag7,8verringern. Die Peptidisc passt sich spontan an das Zielmembranprotein an und erfordert vergleichsweise wenig Optimierung und nachgeschaltete Reinigung9,10. In diesem Protokoll wird PeptiQuick als einfaches Mittel zur Rationalisierung des Rekonstitutionsprotokolls für die nachgeschaltete Protein-Protein-Interaktionsanalyse vorgestellt.
Obwohl einfach, gibt es mehrere experimentelle Vorbehalte, die zu einer erfolglosen Rekonstitution führen können. Unter diesen, die häufigste ist durch Protein-Aggregation. Daher ist es wichtig, eine Größenausschlusschromatographie durchzuführen, um den Rekonstitutionsprozess zu überwachen. Beispielsweise ist ein Größenausschluss-Spitzenwert, der am Leerraumvolumen eluiert, ein Hinweis auf Proteinaggregate (Abbildung 3B)17,18. Membranproteinaggregate bilden sich typischerweise bei längerer Exposition gegenüber suboptimalen Waschmittelbedingungen vor der Rekonstitution. Insbesondere wurde festgestellt, dass Membranproteine in Detergenzien dazu neigen, Aggregate zu bilden, wenn sie durch Ultrafiltration auf Zentrifugalvorrichtungen konzentriert werden. In diesem Fall können empfindliche Membranproteine mit Vakuum-Ultrafiltration konzentriert werden, einer schonenderen und homogeneren Konzentrationsmethode, da die Adsorption von Proteinen an den Filter verringert wird.
Im Allgemeinen sollten zur Vermeidung der Proteinkonzentration die eluierten IMAC-Fraktionen gepoolt und ein Aliquot auf eine Größenausschlussspalte injiziert werden, um die Rekonstitutionsqualität zu überprüfen. Es sei darauf hingewiesen, dass frei von der Freien Peptidung kurz nach dem Hauptpeptidisc-Peak(Abbildung 3B) nicht inkorporiert. Das freie Gerüst behindert nicht unbedingt nachgelagerte Experimente. Bei Bedarf kann dieser Überschuss jedoch durch die Größenausschlusschromatographie entfernt werden. Alternativ reicht die Erhöhung des Waschvolumens während der Rekonstitution und vor der Elution aus dem IMAC-Harz aus, um den größten Teil des freien Peptidpeptids effektiv zu entfernen. Daher wird die Größenausschlusschromatographie als schnelles und einfaches Mittel zur Überprüfung der Rekonstitutionsqualität empfohlen.
Das BLI-Experiment erfordert eine sorgfältige Optimierung der Liganden- und Analytkonzentrationen. Ligandbindung muss ausreichen, um ein klares Signal zu erhalten, aber Überlastung führt zu Signalsättigung, was zu Datenartefakten durch Überfüllung und sterische Behinderung auf der Spitzenoberfläche führt. Daher müssen sowohl die Konzentration des Liganden als auch die Zeitdauer, die die Spitze in der Ligandenlösung verbringt, für jede Proteinprobe optimiert werden (Ergänzende Abbildung 2). Auch die Analytkonzentration muss optimiert werden. Wenn die Dissoziationskonstante bekannt ist, wird dieser Schritt einfacher, da der Konzentrationsbereich angenähert werden kann. Ein guter Ausgangspunkt für diese Analyse ist die Verwendung von Proteinkonzentrationen zwischen dem 0,1- und dem 20-fachen des erwarteten Kd19.
Nach der BLI-Datenerfassung muss eine sorgfältige Datenanalyse durchgeführt werden, um Fehlinterpretationen zu vermeiden. Die Berechnung der Dissoziationskonstante hängt von der Passung einer Bindungskurve ab. Sofern die Bindungsstoichiometrie nicht bereits bekannt ist, sollte für die Erstmontage ein klassisches 1:1-Bimolekulare Interaktionsmodell verwendet werden. Es sei darauf hingewiesen, dass eine heterogene Bindungskurve oft das Ergebnis von Artefakten und einem nicht idealen Verhalten ist, das durch eine hohe Analytkonzentration verursacht wird, die als komplexes Bindungsmodell fehlinterpretiert werden kann. Daher kann das Senken der Analytkonzentration, bis das Sensorgrammprofil 1:1-Bindungsstoichiometrie anzeigt, dazu beitragen, heterogene Bindungen von komplexeren Wechselwirkungen zu unterscheiden. Alle verbleibenden heterogenen Bindungsdaten werden dann diskontiert, wie in Abbildung 420dargestellt.
In diesem Bericht wird eine Dissoziationskonstante von 2,28 x 0,74 nM für die FhuA-ColM-Wechselwirkung gemessen. Dieser Wert stimmt mit der zuvor in unserer Gruppe mit Nanodisc oder Peptidisc mit ITC bzw. MST ermittelten Dissoziationskonstante überein (Abbildung 4E)16. Diese Konsistenz gibt Vertrauen in die Peptidisc-Rekonstitution und BLI-Analyse als Mittel zur Bestimmung der Interaktionskinetik. Wichtig ist, dass Proteine in der Regel auf Streptavidin-Biosensoren immobilisiert werden, entweder durch biotinchemische Vernetzung oder ortsspezifische Zugabe mit dem E. coli biotin ligase BirA21. Offensichtlich hat die Biotinylatierung des Peptidisc-Gerüsts anstelle des Zielmembranproteins viele Vorteile. Gerüstbiotinylierung spart Zeit und minimiert das Potenzial, wichtige Proteinbindungsstellen zu stören. Wir haben auch festgestellt, dass PeptiQuick auf eine breite Palette von Protein-Zielklassen anwendbar ist, einschließlich G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs), Ionenkanäle und Membranproteine. Im Allgemeinen ist zu beachten, dass der anfängliche Waschmittelextrakt von Membranproteinen in einen aggregatfreien Zustand kritisch ist und dass die sofortige Rekonstitution bei Peptidisc nachgelagerte Aggregationsprobleme verringert. Angesichts der Einfachheit ist vorgesehen, dass PeptiQuick auf andere Streptavidin-basierte Bindungstests wie Oberflächenplasmonresonanz (SPR), ELISA-Assays und Affinitäts-Pull-Downs mit Streptavidin-Perlen ausgedehnt wird.

Membranproteine sind oft von Denk- oder Antikörperforschungsprogrammen ausgeschlossen, da Membranproteine außerhalb der Lipid-Zweischichtumgebung aggregieren, insbesondere in Gegenwart von Detergenzien1. Daher wurden in den letzten Jahren mehrere Membranmimetiken (sogenannte Gerüste) entwickelt, um die Isolierung und Abfrage von Membranproteinen in einer vollständig waschmittelfreien Umgebung zu erleichtern (z. B. Nanoscheiben, SMALPs, Amphipols usw.). 2,3,4,5,6. Die Rekonstitution von Membranproteinen in diesen Mimetiken erfordert jedoch oft eine umfassende Optimierung, die zeitaufwändig ist und in der Regel mit dem Verlust der Proteinrückgewinnung7,8einhergeht. Um diese Einschränkungen zu überwinden, hat unser Labor vor kurzem eine "One-size-fits-all"-Formulierung entwickelt, die als Peptidisc9bekannt ist. Die Peptidisc entsteht, wenn mehrere Kopien eines 4,5 kDa-amphipathischen bihelischen Peptids an die hydrophobe Oberfläche eines Zielmembranproteins binden. Eine stabile Rekonstitution in Peptidisc erfolgt bei entfernung durch Reinigungsmittel, indem sowohl endogene Lipide als auch lösliche Membranproteine in wasserlösliche Partikel eingeschlossen werden. Diese stabilisierten Partikel sind nun für zahlreiche nachgeschaltete Anwendungen zugänglich.
Die Peptidisc-Methode bietet mehrere Vorteile; Zum Beispiel ist die Rekonstitution einfach, da die Bindung des Peptidisc-Gerüstes an das Ziel durch die Proteinschablone selbst9,10geleitet wird. Die Peptidstoichiometrie ist ebenfalls selbstbestimmt, und eine Zugabe von exogenen Lipiden ist nicht notwendig. Die Peptidbildung erfolgt durch einfache Waschmittelverdünnung, ein wichtiger Vorteil gegenüber der Dialyse oder Adsorption auf Polystyrolperlen, die oft aufgrund einer unspezifischen Oberflächenassoziation und Aggregation zu einem geringen Proteinertrag führen11,12 ,13. Die endgültige Peptidisc-Baugruppe ist hochthermostabil und ausnahmslos in verschiedenen Puffern oder in Gegenwart von divalenten Kationen (z.B. Ni2+)löslich. Die Reinheit und strukturelle Homogenität des Gerüstes ist ebenfalls hoch (z.B. Endotoxinfrei), und das Peptid kann mit funktionellen Gruppen an verschiedenen Positionen angepasst werden.
Wir präsentieren hier einen Labor-Workflow namens PeptiQuick, auch bekannt als On-Perlen-Rekonstitution9. Dieses Protokoll kombiniert Membranproteinreinigung und Peptidisc-Rekonstitution in einem einzigen Schritt und auf der gleichen chromatographischen Unterstützung. Wie der Name schon sagt, PeptiQuick ist schnell im Vergleich zu anderen Rekonstitutionsmethoden, und es reduziert auch ernsthaft die Expositionszeit gegenüber Reinigungsmittel. Negative Waschmitteleffekte wie Proteinentfaltung und Aggregation treten oft zeitabhängig auf; Daher ist die Minimierung der Waschmittelexposition entscheidend, um die native Proteinkonformation14,15aufrecht zu erhalten. Dies ist entscheidend für die Genauigkeit von Methoden, die über Proteinwechselwirkungen und Ligandenbindungsaffinitäten berichten.
Bei der Entwicklung dieses Protokolls stellen wir die neuartige biotinytierte Version des Peptidisc-Gerüsts vor, das als Bio-Peptidisc bezeichnet wird. Die biotinfunktionellen Gruppen ermöglichen die Befestigung des Zielmembranproteins auf Streptavidin-beschichteten Oberflächen. Da die Biotinkennzeichnung auf das Gerüst beschränkt ist, bleiben Bindungsstellen am Zielmembranprotein unverändert. Mit Bio-Peptidisc werden die Bindungskinetik des bakteriellen Membranrezeptors FhuA und des antimikrobiellen Peptids Kolikin M (ColM) bestimmt16. Diese Affinität wird mittels Biolayer-Interferometrie (BLI) gemessen, die Wechselwirkungen in Echtzeit anhand von Interferenzmustern für weißes Licht analysiert, die von einer Sensorspitze reflektiert werden.
Durch die Verwendung dieses Protokolls entfällt der Bedarf an Reinigungsmitteln während der BLI-Analyse, was eine wichtige Entwicklung darstellt, da Detergenzien Wechselwirkungen stören können. Bindungsaffinitäten können mit dieser Methode schnell gemessen werden, und die Ergebnisse sind vergleichbar mit denen, die früher mit Nanoscheiben und isothermen Titrationskalorimetrie (ITC)16berichtet wurden. Die kritischen Schritte im PeptiQuick-Workflow werden gezeigt und diskutiert, wie Proteinzubereitung, Waschmittelverdünnung, Peptidzugabe und Rekonstitution sowie Tipps zur Fehlerbehebung bei Liganden und Analytbindung im BLI-Assay. Mit hilfe des PeptiQuick-Workflows wird festgestellt, dass Membranproteine in Peptidiscs erfasst und ihre Wechselwirkungen innerhalb eines Tages gemessen werden können.

<table><tbody><tr><td>30 kDa Cut-off-Zentrifugalkonzentrator</td><td>Millipore Sigma</td><td>C7715-Ampicillin</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>69-52-3</td><td>Natriumsalz</td></tr><tr><td>Bio-Peptidisc Peptid</td><td>Peptidisc Biotech</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>https://peptidisc.com-Rinderserumalbumin (BSA)</td><td>Sigma</td><td>9048-46-8</td><td>Lyophilisiertes Pulver</td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Fisher Chemikalie</td><td>10035-04-8</td><td>Zertifiziert ACS</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>BioShop</td><td>6381-92-6</td><td>Biotechnologie</td></tr><tr><td>Grade Ettan LC (AKTA)</td><td>Amersham Pharmacia Biotech</td><td>18-1145-58-Glucose</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>50-99-7</td><td>Wasserfreies, Reagenzisches</td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Fisher Chemical</td><td>56-81-5</td><td>Zertifiziert ACS</td></tr><tr><td>Imidazol</td><td>BioShop</td><td>288-32-4</td><td>Biotechnologisches</td></tr><tr><td>Lauryldimethylaminoxid (LDAO)</td><td>Sigma</td><td>101822204</td><td>~30% in H2</td></tr><tr><td>O MgSO4</td><td>Fisher Chemical</td><td>10034-99-8</td><td>zertifizierter</td>ACS-Mikrofluidisierer</tr><tr><td></td><td>Mikrofluidik</td><td>M-110L</td><td>Fit mit F20Y 75&Mikro Diuptionskammer</td></tr><tr><td>Ni-NTA Harz</td><td>Gold Biotechnologie</td><td>H-320-50-Non-binding</td><td></td></tr> <tr><td>96well BLI Platte</td><td>Greiner Bio-one</td><td>655076</td><td>Microtiterplatte, PS, 96 Well, F-Bottom (Chimney Well), Schwarz, Fluotrac, Med. Binding</td></tr><tr><td>Octet Red96</td><td>Fort&eacute; Bio</td><td>OCTET RED96E-GxP</td><td>Octet RED96e Instrument, Octet CFR-Software, Desktop-Computer, LC-Monitor, Zubehör-Kit, IQ/OQ-Kit, PQ-Kits und ein Jahr Garantie</td></tr><tr><td>Phenylmethansulfonylfluorid (PMSF)</td><td>Sigma</td><td>P-7626-Protein</td><td></td></tr> <tr><td>Assay Farbstoff - Reagenzkonzentrat</td><td>Bio-Rad</td><td>5000006</td><td>Wird im Bradford-Assay zur Bestimmung der Proteinkonzentration verwendet - 5x Konzentration</td></tr><tr><td>Natriumchlorid (NaCl)</td><td>BioShop</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Biosensoren mit Streptavidin (SA)</td> in Biotechnologiequalität <td>ForteBio</td><td>18-5019</td><td>Ein Tablett mit 96 Biosensoren, die mit Streptavidin beschichtet sind, für Quantifizierung, Screening oder kinetische Anwendungen.</td></tr><tr><td>Superdex S200 (300/10)</td><td>Amersham Pharmacia Biotech</td><td>175175-01-Thiamin</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Merck</td><td>69271-Tris-HCl</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>77-86-1</td><td>Triton</td></tr><tr><td>X-100</td><td>BioShop</td><td>900998-1</td><td>Biotechnologie</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>BioShop</td><td>56-40-6</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-Zentrifuge</td> in Reagenzqualität <td>Beckman Schar</td><td>365668</td><td>-</td></tr></tbody></table>

peptiquick, ein ein-schritt-einbindung von membranproteinen in biotinylierte peptidiscs für optimierte proteinbindungstests

PeptiQuick, a One-Step Incorporation of Membrane Proteins into Biotinylated Peptidiscs for Streamlined Protein Binding Assays

Membranproteine, einschließlich Transporter, Kanäle und Rezeptoren, machen fast ein Viertel des zellulären Proteoms und mehr als die Hälfte der aktuellen Wirkstoffziele aus. Ein großes Hindernis für ihre Charakterisierung und Ausbeutung im akademischen oder industriellen Umfeld besteht jedoch darin, dass die meisten biochemischen, biophysikalischen und medikamentösen Screening-Strategien erfordern, dass sich diese Proteine in einem wasserlöslichen Zustand befinden. Unser Labor hat vor kurzem die Peptidisc entwickelt, eine Membran-Mimetik, die einen "One-size-fits-all"-Ansatz für das Problem der Membranproteinlöslichkeit bietet. Wir präsentieren hier ein schlankes Protokoll, das Proteinreinigung und Peptidisc-Rekonstitution in einem einzigen chromatographischen Schritt kombiniert. Dieser Workflow, peptiQuick, ermöglicht die Umgehung der Dialyse und Inkubation mit Polystyrolperlen und reduziert damit die Exposition gegenüber Waschmitteln, Proteindenaturierung und Probenverlust erheblich. Wenn PeptiQuick mit biotinylierten Gerüsten durchgeführt wird, kann das Präparat direkt an Streptavidin-beschichteten Oberflächen befestigt werden. Es besteht keine Notwendigkeit, das Membranproteinziel zu biotinylatieren oder zu modifizieren. PeptiQuick wird hier mit dem Membranrezeptor FhuA und antimikrobiellem Ligandkolicin M vorgestellt, mit Hilfe der Biolayer-Interferometrie, um die genaue Kinetik ihrer Interaktion zu bestimmen. Es wird der Schluss gezogen, dass PeptiQuick eine bequeme Möglichkeit ist, Membranprotein-Ligand-Wechselwirkungen innerhalb eines Tages in einer waschmittelfreien Umgebung vorzubereiten und zu analysieren.

Der Membranrezeptor FhuA wird in einem Labor-E. coli-Stamm exprimiert. Die äußere Membranfraktion wird durch Zentrifugation geerntet, und Proteine werden mittels einer zweistufigen Waschmittelextraktion solubilisiert. Die löslichen Membranproteine werden auf Ni-NTA-Agaroseperlen geladen, die in einer Kunststoffsäule verpackt sind, gefolgt vom PeptiQuick-Workflow, wie im Protokoll dargestellt. Nach einer Qualitätskontrolle mittels Größenausschlusschromatographie werden die Bio-Peptidisc-Partikel auf Streptavidin-beschichteten Stiften immobilisiert. Die BLI-Analyse wird durchgeführt, um die Kinetik der Wechselwirkungen zwischen FhuA und ColM zu messen. Die schematische Übersicht dieses Experiments ist in Abbildung 1dargestellt.
Ein SDS-Gel wird ausgeführt, um die Qualität der Rekonstitution nach der Elution von FhuA Bio-Peptidisc-Partikeln aus der IMAC-Säule zu bestimmen (Abbildung 2). Aliquots der Fraktionen, die Start, Flowthrough, Wasch- und Elutionsfraktionen entsprechen, werden auf das SDS-Gel geladen, um den Erfolg der PeptiQuick-Methode zu bewerten. Die Erschöpfung von FhuA in der Durchflussfraktion korreliert mit einer Anreicherung in den Elutionsfraktionen, was darauf hindeutet, dass die Reinigung des Proteins wirksam war. Kleinere kontaminierende Proteinbänder werden in den eluierten Fraktionen beobachtet. Die SDS-Gelanalyse wird verwendet, um zu bestimmen, welche Fraktionen vor der SEC-Analyse gepoolt werden sollen. Ein natives Gel der eluierten FhuA Bio-Peptidisc Partikel wird auch ausgeführt, um die FhuA Löslichkeit zu bestätigen (Ergänzende Abbildung 1). Die Migration des rekonstituierten Proteins in das native Gel zeigt die Proteinlöslichkeit in einer waschmittelfreien Umgebung an.
Die SEC-Analyse wird durchgeführt, um die Löslichkeit der Peptidisc-Partikel zu bewerten. Das in Abbildung 3A dargestellte Chromatogramm zeigt eine einzelne, symmetrische Spitzenelude bei etwa 14 ml (6 ml über das Hohlraumvolumen von 8,0 ml an der Gelfiltrationssäule S200 10/300). Die Position dieses Peaks, vorbei am Leerraumvolumen, bestätigt die Löslichkeit der FhuA Bio-Peptidisc-Partikel. Als Referenz zeigt Abbildung 3B eine theoretische suboptimale Peptidisc-Zubereitung. In diesem Fall zeigt das Chromatogramm eine größere Proteinspitzenelude im Hohlraumvolumen, was auf das Vorhandensein von Proteinaggregaten hinweist. Die kleinere Spitze Eluing knapp hinter der Haupt Peptidisc Spitze entspricht überschüssigen Peptidisc Peptide.
Die Wechselwirkung von FhuA mit dem Analyten ColM wird nach Befestigung der Peptidiscs an streptavidin beschichteten Sensoren bestimmt. Die Sensorspitzen werden zunächst im Kinetikpuffer ausgeglichen und dann in den Puffer mit den FhuA Bio-Peptidiscs übertragen. Die Konzentration der FhuA Bio-Peptidiscs und die Zeitdauer, für die sie mit der Spitze inkubiert werden, werden vor diesem Experiment optimiert (Zusatzabbildung 1). Nach den Be- und Waschschritten misst der Assoziationsschritt die Wechselwirkungen zwischen den geladenen Spitzen und vier verschiedenen Kolikenkonzentrationen M. Die anschließende Bewegung der Spitzen zurück in den Puffer führt zu einer Dissoziation, die durch die Wellenlängenverschiebung des weißen Lichts gemessen wird, die von der Spitze reflektiert wird.
Abbildung 4A zeigt die Ausgabe des Rohdatensensorgramms aus diesem Experiment. Alle Spuren erscheinen in den Lade- und Basissteinenschritten einheitlich, mit Ausnahme der Referenzspur in Gelb. Die Referenzspitze hat keinen Liganden geladen, sondern ist dem Analyten für die unspezifische Bindung ausgesetzt, was eine wichtige negative Kontrolle darstellt. Für eine detailliertere Analyse der Ergebnisse wird das Signal von der Referenzspitze von den Spuren für die experimentellen Spitzen subtrahiert, um eine unspezifische Bindung zu berücksichtigen. Die Daten werden am Anfang des Assoziationsschritts ausgerichtet, um einen direkten visuellen Vergleich zu ermöglichen, wie in Abbildung 4Bdargestellt. Dieser Vergleich zeigt eine Erhöhung der Wellenlängenverschiebung für steigende Konzentrationen von Kolikin M. Die Kurve ist an die Daten anpasse und weist ein klassisches 1:1-Bindungsmodell auf.
Das Restansichtsdiagramm(Abbildung 4B, unten), das die Unterschiede zwischen dem Fitting und den experimentellen Daten beschreibt, zeigt, dass die Anpassung für die höchste Konzentration von ColM (28 nM) im Vergleich zu den drei niedrigeren Konzentrationen schlecht ist. Dem Profil der Kurve selbst fehlt das Bindungskurvenplateau, das in einem typischen Bindungsexperiment charakteristisch für die Bindungs-Standortsättigung ist. Der Mangel an Plateau deutet auf eine heterogene Bindung hin, die wahrscheinlich ein Artefakt der hohen ColM-Konzentration ist. Diese höchste ColM-Konzentration wird daher von der Analyse herabgesprogliedert, und die anderen drei Konzentrationen werden verwendet, um die Dissoziationskonstante zu bestimmen (Abbildung 4C,D). Ein zweischwanziger Schüler-T-Testbei einem Konfidenzniveau von 95 % ergab, dass sich die beobachtete Dissoziationskonstante aus diesem Experiment nicht wesentlich von den werten unterscheidet, die mit verschiedenen Techniken ermittelt wurden (Abbildung 4E)16.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig01.jpg"> Abbildung 1: Übersicht über den PeptiQuick-Workflow mit Bio-Peptidiscs und BLI-Analyse. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig2a.jpg"> Abbildung 2: SDS-Gelanalyse (12%) Start-, Durchfluss-, Wasch- und Elutionsfraktionen, die über den PeptiQuick-Workflow gesammelt werden. In jede Spur wurden ca. 10 l Proben geladen und 30 min bei einem konstanten Strom von 60 mA ausgeführt. Das Gel wurde mit Coomassie blau gefärbt, entzähnt und auf einem Gelscanner visualisiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig2alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig3a.jpg"> Abbildung 3: Experimentelle und theoretische SEC-Profile, die optimale bzw. suboptimale Rekonstitutionen darstellen. (A) Experimentelles SEC-Profil von PeptiQuick rekonstituierte FhuA (ca. 82 kDa) in Bio-Peptidiscs. Die IMAC-Elutionsfraktionen F3-F7 wurden mit einem 30 kDa-Grenzzentrifugalkonzentrator auf 1 ml gepoolt und konzentriert. Diese konzentrierte Probe wurde mit 0,25 ml/min in eine Gelfiltrations-S200 (10/300) Säule im TSG-Puffer injiziert. (B) Theoretisches SEC-Profil einer suboptimalen PeptiQuick-Rekonstitution. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig3alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig4d.jpg"> Abbildung 4: Untersuchung von ColM-Wechselwirkungen mit FhuA, die in Bio-Peptidiscs rekonstituiert wurden. (A) Rohdatensensorgramm mit Referenzsensorspur in Gelb. (B,C) Oben: Assoziations- und Dissoziationsschritte mit teilweiser 1:1-Bindungskurvenanpassung. Unten: Restansichten, die den Unterschied zwischen experimentellen Daten und Berechnungsanpassung darstellen. (C) Replotting von (B) mit Ausnahme der höchsten Konzentration von ColM. (D) Beobachtete Assoziations- und Dissoziationsraten (kon bzw. koff)und die Dissoziationskonstanten (Kd). (E) Vergleich der FhuA-ColM Dissoziationskonstanten, die durch Peptidisc und BLI (in diesem Experiment), Peptidisc- und Mikrothermophorese (Saville, unveröffentlichte Daten) und Nanodiskette und isothermale Titrationskallorimetrie16erhalten wurden. Fehlerbalken stellen eine SD der Unsicherheit dar, während n.s. keinen signifikanten Unterschied auf dem 95%-Konfidenzniveau angibt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig4alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>M9 Media (pro Liter)</td>
		</tr>
<tr>
<td>200 ml M9 Salz</td>
		</tr>
<tr>
<td>800 mL dH2O</td>
		</tr>
<tr>
<td>10 ml 40% Glukose</td>
		</tr>
<tr>
<td>80 l 1 M CaCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td>2,5 ml 1 M MgSO4
</td>
		</tr>
<tr>
<td>300 l 15 mg/ml Thiamin</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>TSG-Puffer</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% Glycerin</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>IMAC Waschpuffer</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% Glycerin</td>
		</tr>
<tr>
<td>0,04% LDAO</td>
		</tr>
<tr>
<td>5 mM Imidazol</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Bio-Peptidisc Lösung</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lösen Sie die gebrauchsfertige Bio-Peptidisc (&gt;95% Reinheit) in sterilem dH2O auf. Die Konzentration und das Volumen der Peptidlösung hängen vom Schritt im Rekonstitutionsprozess ab.</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>HINWEIS: Dieser Bio-Peptidisc Peptidbestand ist über einen Monat lang stabil bei 4 °C.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>IMAC Elution Puffer</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% Glycerin</td>
		</tr>
<tr>
<td>600 mM Imidazol</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Kinetikpuffer</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>0.002% Tween-20</td>
		</tr>
<tr>
<td>0,1% BSA</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Rezepte für die Vorbereitung von Medien und Lösungen.
Ergänzende Abbildung 1: 4%–16% klare native Gelanalyse der elutionsfraktionen, die aus dem PeptiQuick-Workflow gesammelt wurden. In jede Spur wurden ca. 10 l Proben geladen und 40 min bei einem konstanten Strom von 30 mA ausgeführt. Das Gel wurde mit Coomassie blau gefärbt, entzähnt und auf einem Scanner visualisiert. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661suppfig1alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.</a>
Ergänzende Abbildung 2: Ligand-Konzentrationsoptimierung mit einem einzigen Pin. (A) Die sechs verschiedenen Konzentrationen von FhuA in Bio-Peptidisc wurden auf Bindung an einen einzigen Streptavidin-beschichteten Stift getestet. Diese wurde in einer 96-Wellplatte mit Puffer in den Brunnen zwischen Ligandenkonzentrationen eingerichtet (siehe Ergänzungsdatei 1 für Setup-Protokoll). (B) Rohdatensensorgramm für das Ligandenoptimierungsexperiment. Der Stift gibt das größte Ansprechen und erreicht zusätzlich die Sättigung bei Konzentrationszahl 4 (oder 2,5 g/ml). <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661suppfig2alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.</a>
Ergänzende Datei 1. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/supplementalfile1.docx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>

Wir präsentieren eine Methode, die Membranproteinreinigung und Rekonstitution zu Peptidiscs in einem einzigen chromatographischen Schritt kombiniert. Biotinylatierte Gerüste werden zur direkten Oberflächenbefestigung und Messung von Protein-Ligand-Wechselwirkungen mittels Biolayer-Interferometrie eingesetzt.

PeptiQuick, ein Ein-Schritt-Einbindung von Membranproteinen in biotinylierte Peptidiscs für optimierte Proteinbindungstests

Membrane proteins, including transporters, channels, and receptors, constitute nearly one-fourth of the cellular proteome and over half of current drug ...

Die klassische Methode, bei der Membranproteine für ihre Studie extrahiert werden, ist die einfache Löslichkeit im Waschmittel. Während dies eine einfache und universelle Methode bietet, haben Waschmittel gezeigt, dass die native Struktur, Funktion und Aktivität dieser empfindlichen Proteine zu verändern. Hier stellen wir die Peptidisc als Lösung zur Stabilisierung von Membranproteinen in waschmittelfreier Lösung vor.Das Peptidisc-System passt sich spontan der Größe, Form und Typologie unzähliger Membranproteine an. Dies steht im Gegensatz zu anderen Membran-Mimetiken, die oft mühsam optimiert werden müssen. FhuA, ein E.coli-Outer-Membranprotein, wird als Modellzielprotein verwendet, das in diesem Protokoll rekonstituiert werden soll.Äußere Membranbläschen werden isoliert, gefolgt von der Zugabe von Reinigungsmittel, um die Membranproteine zu saugen. Das Peptidisc-Peptid wird der Löslichkeit zugesetzt und Waschmittel wird abgeschwächt, was spontan Peptidisc-Partikel bildet. Diese stabilisierten löslichen Partikel sind nun für zahlreiche nachgeschaltete Anwendungen zugänglich.Dieses Protokoll wird die Bioschicht-Interferometrie als Anwendung der Peptidisc-Technologie untersuchen. Dieses Protokoll wird sich auf die PeptiQuick Rekonstitutionsmethode konzentrieren, eine nützliche Technik, die die gleichzeitige Reinigung und Rekonstitution von Membranproteinen erleichtert. Die PeptiQuick-Methode der On-Perlen-Rekonstitution wird in einer Standard-Nickel-NTA IMAC-Schwerkraftsäule durchgeführt, die in Waschmitteln vorausgeglichen wird.Die lösliche Membran wird auf das Harz geladen und Nichtzielproteine weggespült. Nach diesem Peptid wird der Säule zugesetzt und das Waschmittel wird schnell verdünnt. Die hydrophobe Seite des Peptidisc-Peptids assoziiert sich mit den exponierten hydrophoben Regionen.Die hydrophile Seite des Peptids hält das Protein in Lösung löslich. Überschüssiges Peptid wird weggewaschen. Imidazol wird hinzugefügt, um die rekonstituierte Wut zu elute.Das Peptidisc-Gerüst kann funktionalisiert werden, um Speicherproteine indirekt zu kennzeichnen und so die Tür zu einem breiteren Satz nachgelagerter Analysen zu öffnen. Hier nutzen wir das biotinylierte Peptid zur Befestigung an Streptavidin-beschichteten Sensoren für die BLI-Analyse. Bioschicht-Interferometrie ist eine leistungsstarke etikettenfreie Technik zur Untersuchung biomolekularer Wechselwirkungen in Lösung.Diese Technik demonstriert nicht nur nur Interaktionen, sondern ermöglicht auch eine kinetisches Echtzeit-Auslesen und ermöglicht die Berechnung einer Bindungsdissoziationskonstante. Durch dieses Protokoll eliminieren wir die Notwendigkeit von Reinigungsmitteln während der BLI-Analyse, da dies die Aktivität verändern kann. Die Biolayer-Interferometrie analysiert die Interferenzdurchfahrt von weißem Licht, das vom Sensor reflektiert wird, oder spitze, und gebundenen Makromolekülen während einer Interaktion.Um die Wechselwirkungen zu messen, wird die Sinnesspitze zwischen Lösungen und dem bei jedem Schritt aufgezeichneten Signal übergeben. Jeder Tipp gibt dann seine eigene Spur auf einem Sensogramm. Zunächst wird nur eine Basislinie des Puffers festgelegt.Zweitens ist der Liganden gebunden. In diesem Fall bindet FhuA und biotinylierte Peptidiscs eine Streptavidin-beschichtete Spitze. Als nächstes wird die Spitze im Puffer gewaschen, um ungebundene FhuA zu entfernen.Nun wird die Spitze in eine Lösung mit einer bekannten Konzentration von Analyt bewegt, hier ColM. Wenn eine Interaktion auftritt, wird eine Bindungskurve angezeigt. Schließlich wird die Spitze in den Puffer verschoben und die Dissoziation gemessen.Die beobachteten Assoziations- und Dissoziationsraten bei jeder Spaltenkonzentration können zur Berechnung der Dissoziationskonstante verwendet werden. Hexahistidin mit fhuA-Tag wird in E-coli-Stamm AW740 für 18 Stunden in Aminmedien exprimiert. Die Bakterien werden durch Zentrifugation bei 5 000 G 10 Minuten bei vier Grad Celsius geerntet.Das resultierende Zellpellet wird im TSG-Puffer wieder aufgehängt und dann abgelassen, um Zellklumpen aufzubrechen und eine gründliche Lyse zu gewährleisten. TMSF wird den wieder suspendierten Zellen zu einer Endkonzentration von einem Millimolar kurz vor der Lyse hinzugefügt. Die Zelllyse wird durch drei Passagen entweder durch einen Mikrofluidisierer bei 15.000 PSI oder eine französische Presse bei 8 000 PSI erreicht.Die lysierten Zellen werden gesammelt und eine Niedrige-Geschwindigkeit-Zentrifugation bei 5 000 G es für 10 Minuten bei vier Grad durchgeführt. Ein Überstand aus dem Langsamgeschwindigkeitsspin wird in einen TI70-Ultrazentrifugenrotor geladen und bei 200 000 G es 40 Minuten bei vier Grad zentrifugiert, um die rohe E.coli-Membran zu pellet. Nach der Ultrazentrifugation wird der Überstand verworfen und das Rohmembranpellet in einer minimalen Menge TSG-Puffer wieder aufgehängt.Eine rohe Membran wird abgesprungen, um ihre Homogenität zu gewährleisten. Ein Bradford Assay wird durchgeführt, um die Proteinkonzentration der wieder suspendierten Rohmembran zu überprüfen. Der TSG-Puffer wird verwendet, um die Rohmembran vor der Löslichkeit auf etwa drei Milligramm pro Milliliter zu verdünnen.Triton X-100 wird der wieder suspendierten Rohmembran mit einer Endkonzentration von 1% zugesetzt, um die bakterielle innere Membran selektiv zu saugen. Die Löslichkeit erfolgt eine Stunde lang bei vier Grad, mit sanftem Schaukeln. Die unlösliche äußere Membran wird durch Ultrazentrifugation bei 200 000 G es für 40 Minuten bei vier Grad isoliert.Der resultierende Überstand, der die lösliche Innenmembran enthält, wird verworfen. Während das Pellet, das die äußere Membran enthält, wie zuvor in der TSG wieder aufgehängt wird. LDAO wird einer Endkonzentration von 1% auf die wieder aufgehängte äußere Membran hinzugefügt und für eine Stunde bei vier Grad aufbereitet.Schließlich wird wie bisher eine Ultrazentrifugation für inlösliches Pelletmaterial durchgeführt. Der resultierende Überstand enthält lösliche äußere Membran, einschließlich unseres Ziels, seines mit Tags versehenen FhuA, das nun für die gleichzeitige IMAC-Reinigung und Peptidisc-Rekonstitution bereit ist. Eine Nickel-NTA IMAC-Schwerkraftsäule wird mit zwei Säulenvolumen IMAC-Waschpuffer vorausgeglichen.Imidazol wird in einer Endkonzentration von fünf Millimolaren der löslichen äußeren Membran zugesetzt, verdünnt auf 0,04%LDAO. Die lösliche Außenmembran wird auf das Nickel-NTA-Harz geladen und der Durchfluss gesammelt. Dieser Durchfluss wird auf das Harz reloaded, um die Harzbindung von FhuA zu erhöhen.Nach dem Beladen wird das Harz mit 250 Milliliteri IMAC-Waschpuffer gewaschen und die ersten 50 Milliliter gesammelt. Nach dem Waschen wird der Waschpuffer knapp über die Höhe des Harzbettes abgelassen und der Säulenhahn geschlossen. Ein Milliliter konzentriert, 10 Milligramm pro Milliliter, Peptidisc Peptid wird der Spalte hinzugefügt.Nach zugabe von konzentriertem Peptid, 50 Milliliter verdünnt, ein Milligramm pro Milliliter, Peptidisc Peptid in TSG wird hinzugefügt. Das Harz wird gerührt, um die Perlen in TSG, unterhalb des CMC von LDAO, wieder aufzuhängen und so Peptidisc-Partikel zu bilden. Nach dem Peptidisc-Fang darf sich das Harz absetzen und die Ein Milligramm pro Milliliter Peptidlösung wird durch das Harz abgelassen.Das Harz wird mit 50 Milliliter TSG gewaschen, um überschüssiges Peptidisc-Peptid zu entfernen. Schließlich werden die Peptidisc-Partikel mit 50 Millilitern 600 Millimolar-Imidazol in TSG verdünnt. Es werden eine Milliliter-Fraktion gesammelt und 10 Mikroliter 0,5-Mol-EDTA zugegeben, ein schlüsselweises, leicht ausgelaugtes Nickel.Der Start, der Durchfluss, das Waschen und die ausgelaufenen Fraktionen werden auf ein 12%SDS-Gel geladen und 30 Minuten lang mit 60 Milliampere elektrophoreziert. Das Gel ist auf einem Gelscanner gebeizt und visualisiert. Das resultierende Gel zeigt eine Erschöpfung von FhuA im Durchfluss und eine Anreicherung in der Elution.Kleinere Schadstoffbänder werden auch in den ausblendeten Fraktionen beobachtet. Die Fraktionen drei bis sieben werden für die Größenausschlusschromatographie ausgewählt, um die Löslichkeit von FhuA Peptidisc zu bestätigen und Verunreinigungen zu abbauen. Ein 30 Kilodome abgeschnittenzentrifugal konzentrator wird verwendet, um Fraktionen drei bis sieben zu konzentrieren.Ein Milliliter der gepoolten IMAC-Elusionsfraktionen wird in die S200-Säule mit einer Durchflussrate von 0,25 Milliliter pro Minute im TSG-Puffer injiziert. Ein Milliliter Fraktionen werden gesammelt und ein 12%SDS-Gel der Fraktionen ausgeführt. Die relevanten Fraktionen werden gebündelt und können nun in nachgelagerten Anwendungen eingesetzt werden.BLI wurde in einem ForteBio Oktett RED96 durchgeführt. Dieses Instrument bewegt BLI-Pins über eine 96-Well-Platte, die zuerst von Hand aufgestellt wird. Alle Brunnen werden auf ein Endvolumen von 200 Mikrolitern gefüllt.Spalte eins ist mit einem Kinetikpuffer geladen, damit die Spitzen ausgeglichen werden und ein Basissignal bilden können. Spalte zwei wird mit einer vorgegebenen Konzentration des Liganden- und Kinetikpuffers belastet. In diesem Fall ist FhuA der Liganden und wird der Konzentration von 2,5 Mikrogramm pro Milliliter zugesetzt.Die Spitze in Zeile E wird als Referenz verwendet und nur mit Puffer geladen. Spalte drei ist mit Kinetikpuffer geladen, um überschüssiges FhuA von der Spitze zu waschen. Zweifache serielle Verdünnungen des Analyten, in diesem Fall ColM, werden in Spalte 4 von oben nach unten geladen.Die höchste dieser Konzentrationen wird für die Referenzreihe verwendet, um die unspezifische Bindung des Analyten an die Spitze zu messen. Spalte 5 wird mit Puffer geladen. Hier wird der ColM sich distanzieren und die Dissoziation gemessen.Sobald die Platte vorbereitet ist, werden die Sensor-Spitzenschale und die vorbereitete Platte in das BLI-Instrument geladen. Die BLI Datenerfassungssoftware wird geöffnet und ein neues kinetisches Experiment gestartet. Die Registerkarte Plattendefinition wird verwendet, um das Layout der 96-Well-Platte in die Software einzugeben.Hier wird der Ligand FhuA als Last eingegeben, während der Analyt ColM als Sample eingegeben wird. Die Registerkarte Assay Definition wird verwendet, um die Länge der Zeit und die Plattendrehzahl für jeden Schritt im Experiment zu definieren. Hier enthalten wir einen Basisschritt von 60 Sekunden, gefolgt von einem Ladeschritt von 250 Sekunden, einem zweiten Basisschritt von 300 Sekunden, einem Analytenzuordnungsschritt von 450 Sekunden und schließlich einem Dissoziationsschritt von 900 Sekunden.Diese Schritte werden jeder Spalte in der 96-Well-Platte individuell zugewiesen, indem Sie den gewünschten Schritt auswählen und mit der rechten Maustaste auf den Test hinzufügen in jeder Spalte klicken. Die Sensorbelegungsregisterkarte wird verwendet, um sicherzustellen, dass das Oktett-Instrument BLI-Pins von der richtigen Position im Sensorfach nimmt. Die Registerkarte "Experiment überprüfen" bietet einen endgültigen Überblick über das Experiment vor der Ausführung.BLI wird nun vom Oktett RED durchgeführt. Dadurch wird ein Rohdatensensogramm für die Analyse erzeugt. Die Analyse erfolgt durch das erste Öffnen der Octet Biodata Analysis Software.Die Registerkarte Datenauswahl wird verwendet, um das Experiment zu finden und die experimentelle Zusammenfassung zu überprüfen. Die Konzentrationen des Analyten ColM werden hier eingegeben. Als Nächstes wird die Registerkarte Verarbeitung verwendet, um das Referenzsignal von den experimentellen Daten zu subtrahieren.Die Basislinie wird definiert, um die Y-Achse so auszurichten, als ob ihre Delegierungsrate angewendet würde. Schließlich wird Prozessdaten ausgewählt. Die Daten werden für dieses Experiment isoliert, und Kurven anpassen wird ausgewählt.Es wird eine partielle Assoziations- und Dissoziationskurvenanpassung ausgewählt. Der Kd wird aus diesem Fitting berechnet. Das Chromatogramm des Größenausschlusses wird verwendet, um die Rekonstitution des Ambute zu validieren.Das Chromatogramm zeigt einen einzigen symmetrischen Peak, was auf eine monodisperse Proteinzubereitung hindeutet. Der Peak elutiert mehrere Milliliter nach dem Hohlraumvolumen, was auf nicht aggregierte lösliche Peptidisc-Partikel hinweist. Proteinaggregate werden im Hohlraumvolumen ausgewunden, während überschüssige Waschmittel und Peptid nach dem Hauptgipfel austreten.Erhöhte Seuchen der gebildeten Peptidiscs, während sie noch an den Nickel-NTA-Perlen befestigt sind, sollten diesen letzten Gipfel aufbrauchen. Proteinaggregate sind oft das Ergebnis der Exposition von Speicherproteinen zu waschmittelfreien Lösungen vor der Rekonstitution. Dieses letzte Ausschlusschromatogramm ist eine nützliche Diagnose zur Fehlerbehebung bei der Rekonstitution.Nach der Verarbeitung der experimentellen Daten ist eine Kurve an das Sensogramm anpasse. Die Genauigkeit dieses Fittings ist für die Berechnung der Dissoziationskonstante unerlässlich. Das Restansichtsdiagramm beschreibt den Unterschied zwischen den experimentellen Daten und dem Berechnungsanpassungsplan.Dies zeigt, dass für die vier verschiedenen Spaltenkonzentrationen drei der Kurven gut passen. Bei höchster Konzentration bringt die Kurve jedoch keine gute Passform. Dies deutet darauf hin, dass bei dieser höheren Konzentration eine heterogene Bindung der Säule an den Stift besteht.Dieses höchste Konzentrationssignal ist daher gemäß den ForteBio-Anwendungshinweisen nicht in der kinetischen Analyse enthalten. Die restlichen drei Kurven werden für die kinetische Analyse verwendet. Eine Dissoziationskonstante zwischen FhuA und ColM, die nach der BLI- und Peptidisc-Methode bestimmt wird, stimmt mit konstanten konstanten überein, die durch andere Methoden bestimmt werden.Isotherme Kalorimetrie und Nanoscheiben sowie mikroskalige Thermoforese und Peptidisc ergaben Dissoziationskonstanten, die sich nicht wesentlich von unserem ermittelten Wert unterschieden. Diese Konsistenz validiert die Peptidisc BLI-Methode zur Messung der Interaktionskinetik. Gut, also, nachdem wir uns dieses Video angeschaut haben, hoffen wir, dass Sie ein praktisches Verständnis der Stärke und Einschränkung der PeptiQuick-Methoden gewonnen haben.Wir haben diese Methode als besonders nützlich für die Quantifizierung der FhuA ColM-Wechselwirkung in völliger Abwesenheit von Detergenzien gefunden. Und wir vermuten, dass derselbe Workflow angewendet werden kann, um jede andere Rezeptor-Ligand-Interaktion zu charakterisieren. Viel Glück mit Ihren Experimenten.

peptiquick-one-step-incorporation-membrane-proteins-into-biotinylated

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Regulierte Endozytose regelt die Zelloberflächenexpression Ebenen der Mehrheit der Membranproteinen. Hier nutzen wir reduzierbar, Membran impermeante Biotinylierungsreagenzien die endocytischen Rate der Dopamin-Transporter (DAT), ein polytoper Membranprotein zu messen. Das Verfahren ermöglicht eine einfache Methode zur Messung der Endozytose von den meisten Plasmamembranproteinen.

Mess-Plasmamembranprotein endocytischen Preise von Reversible Biotinylierung

Dieses Video zeigt eine Technik, die biotinylierte zellpenetrierende Peptide verwendet, um intrazelluläre Protein-Protein-Wechselwirkungen zu erkennen. Die zellpenetrierenden Peptide erleichtern es dem konjugierten Peptid, in eine Zelle einzudringen und spezifisch an seine interagierenden Proteine zu binden. Das Biotin ermöglicht nach der Bindung an Avidin die Reinigung des Komplexes der interagierenden Proteine aus einem Zelllysat.

Biotinylierte zellpenetrierende Peptidsonde zum Nachweis von Protein-Protein-Wechselwirkungen

Dieses Video zeigt eine Methode zur Bewertung der Zielprotein-Internalisierung in den kortikalen Astrozyten der Maus mittels Biotinylierung, gefolgt von Zelllyse, Streptavidin-basierter Proteinextraktion, Denaturierung und Western-Blot-Analyse, um die erfolgreiche Internalisierung zu bestätigen.

Bewertung der Internalisierung von Zieloberflächenproteinen mit Hilfe eines Biotin-Derivats

Wir bieten eine Methode an, um gleichzeitig eine Bibliothek von Antikörperfragmenten auf Bindungsaffinität und zytoplasmatische Löslichkeit zu untersuchen, indem wir den Escherichia coli Twin-Arginin-Translokationsweg verwenden, der einen inhärenten Qualitätskontrollmechanismus für die intrazelluläre Proteinfaltung hat, um die Antikörperfragmente auf der inneren Membran anzuzeigen.

Bakterielle Inner-Membran-Display für das Screening einer Bibliothek von Antikörperfragmenten

Hier präsentieren wir eine unterstützte Lipiddoppelschicht im Rahmen einer mikrofluidischen Plattform zur Untersuchung von Protein-Phosphoinositid-Wechselwirkungen unter Verwendung eines etikettfreien Verfahrens auf Basis der pH-Modulation.

PIP-on-a-Chip: Eine Label-freie Studie von Protein-Phosphoinositid-Wechselwirkungen

Biopanning bakterielle Anzeige Bibliotheken ist eine bewährte Technik für Entdeckung von Peptid Affinität Reagenzien, eine robuste Alternative zu Antikörpern. Die halbautomatische Sortiermethode hierin wurde gestrafft, Biopanning um das Auftreten von Fehlalarmen zu verringern. Hier zeigen wir den Denkprozess und Techniken Bewertung der Kandidaten und nachgelagerte Analyse zu minimieren.

Halbautomatische Biopanning bakterielle Anzeige Bibliotheken für Peptid Affinität Reagenz Entdeckung und Analyse der daraus resultierenden Isolate

Dies ist ein Protokoll zur intrazellulären Proteinprotein Interaktionen basierend auf Biotin-Avidin Pulldown-System mit der Neuheit kombinieren Zelle eindringen Sequenzen zu studieren. Der Hauptvorteil ist, dass die Zielsequenz mit lebenden Zellen statt Zelle Lysates inkubiert wird und daher die Interaktionen im Zusammenhang mit zellulären auftreten werden.

Biotinylierte Zelle eindringen Peptide, intrazelluläre Protein-Protein-Wechselwirkungen zu studieren

Hier werden Protokolle für biochemische In-vitro-Tests mit Biotin-Etiketten vorgestellt, die für die Untersuchung von Protein-Nukleinsäure-Wechselwirkungen weit verbreitet sein können.

In Vitro biochemische Assays mit Biotin-Etiketten zur Untersuchung von Protein-Nukleinsäure-Wechselwirkungen

Hier stellen wir eine Methode zur Auswahl neuartiger Varianten der E. coli-Biotin-Proteinligase BirA vor, die ein bestimmtes Zielpeptid biotinylatiert. Das Protokoll beschreibt die Konstruktion eines Plasmids zur bakteriellen Darstellung des Zielpeptids, die Erzeugung einer BirA-Bibliothek, die Auswahl und Charakterisierung von BirA-Varianten.

Bakterielles Peptid-Display zur Auswahl neuartiger Biotinylatierungsenzyme

Zuvor wurde ein System zur automatisierten und schnellen Analyse von Glykanen auf Proteinen entwickelt. In diesem Artikel wird das Protokoll für die "glykoqualitative Analyse" vorgestellt, das für ein breites Spektrum von Anwendern optimiert ist, z. B. für diejenigen, die sich mit der Analyse von Glykanstrukturen in Biopharmazeutika und anderen Glykokonjugatmaterialien beschäftigen.

Schnelle glykoqualitative Bewertung rekombinanter Proteine mit einem vollautomatischen System

Das Protokoll stellt eine Methode für die kovalente In-vivo-Bindung von Biotin an Proteine vor, die auf ihrer Nähe zu einer Biotin-Ligase basiert, die mit einem Protein von Interesse fusioniert ist. Diese Modifikation ermöglicht eine selektive Anreicherung der Proteine mit Streptavidin-Kügelchen, wie sie in Proteininteraktionsstudien benötigt wird.

Im lebenden Organismus Proximity-Biotinylierung für Proteininteraktionsstudien in Paramecium tetraurelia

Lernen Sie die PeptiQuick-Methode zur Ein-Schritt-Rekonstitution von Membranproteinen in biotinylierte Peptidiscs für Proteinbindungstests mittels Biolayer-Interferometrie. Diese Technik ermöglicht detergentfreie Analysen.

PeptiQuick, ein Ein-Schritt-Einbindung von Membranproteinen in biotinylierte Peptidiscs für optimierte Proteinbindungstests

Weitere Videos entdecken