Name: Der nächste Schritt: eine neuronale Koaptation Orthotopic Hind Limb Transplantation Modell, um die funktionelle Erholung in Derratzulande zu maximieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 18 s
Description: Lernen Sie die orthotope Hinterbeintransplantation bei Ratten, um Immunantworten und funktionelle Erholung zu untersuchen. Dieses mikrochirurgische Modell ermöglicht reproduzierbare Ergebnisse in der Transplantationsbiologie.

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Diese Arbeit wurde von der Frankel Foundation und dem Northwestern Memorial Hospital McCormick Grant (Operation RESTORE) finanziert. Die in dieser Publikation berichtete Forschung wurde vom National Institute of General Medicial Sciences der National Institutes of Health unter der Award-Nummer T32GM008152 unterstützt. Diese Arbeit wurde vom Northwestern University Microsurgery Core and Behavioral Phenotyping Core unterstützt.

Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Guide for the Care and Use of Laboratory Animals der National Institutes of Health (NIH) durchgeführt und vom Northwestern University Animal Care and Use Committee genehmigt. Die spezifischen Verfahren wurden unter dem Protokoll IS00001663 durchgeführt.
HINWEIS: Es wurden zwei Rattenstämme verwendet, Lewis-Ratten und August Copenhagen x Irish (ACI) Ratten. Die Tiere wurden in drei Behandlungsgruppen eingeteilt: Allotransplantohne Immunsuppression (ACI zu Lewis), Allotransplant mit konventioneller Immunsuppression (ACI zu Lewis) und Isotransplant (Lewis zu Lewis oder ACI zu ACI). Lewis ist ein inzuchtiger Stamm, während ACI-Ratten einen ausgezüchteten Wildtyp darstellen, daher wurde diese Kombination gewählt, um die schlechtere Ablehnungsreaktion zu modellieren. Die konventionelle Immunsuppression wurde subkutan entweder als Rapamycin 1 mg/kg vom postoperativen Tag (POD) minus 1 bis POD 28 oder als FK506 3 mg/kg von POD 0 bis POD 14 und danach einmal wöchentlich verabreicht. Sowohl männliche als auch weibliche Ratten waren anspruchsberechtigte Empfänger im Alter von 8 bis 16 Wochen und wiegen zum Zeitpunkt der Operation zwischen 250 und 400 Gramm.
1. Spender rechte Hintere Gliedmaßen Ernte
<ol><li>Induzieren Sie Die Vollnarkose mit 5% Isofluran in reinem Sauerstoff durch einen Verdampfer mit einem geeigneten Aufräumsystem.</li>
	<li>Bestätigen Sie ausreichende Tiefe der Anästhesie mit Zehenkneifung, und verwenden Sie dann Haarschneider, um das Fell von der rechten Hintergliedund und rechten Leistenoperation zu trimmen</li>
	<li>Down-Titrate des Isoflurans durch einen Nagetier Nasenkegel auf 2-2,5%.</li>
	<li>Positionieren Sie die Rattensupine mit ausgebreiteten Gliedmaßen, die an den Seiten auf einem Bedienbrett mit einem Heizkissen darunter verklebt sind. Desinfizieren Sie die haarlose Haut mit 70% Reiben Vonalkohol und schützen Sie das Operationsfeld mit steriler Gaze.</li>
	<li>Mit einem geeigneten mikrochirurgischen Mikroskop beginnen mikrochirurgische Instrumente und mit einfachem Zugang zur bipolaren und monopolaren Elektrokauterie die Zerlegung.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Schere, um einen umlaufenden Haut-/Unterhautgewebeschnitt um das rechte Hinterglied zu machen. Beginnen Sie in der Leistenfalte medial auf etwa dem gleichen Niveau wie das Leistenband und verlängern Sie dorsal-seitlich, um den Umfangsschnitt zu vervollständigen.</li>
	<li>Nachdem die Muskelschicht direkt unter dem Schnitt freigelegt wurde, sezieren und kauterisieren Sie die oberflächlichen epigastrischen Gefäße, die von der Muskelschicht zur gerade erzeugten proximalen Haut/Subkutanenklappe führen.</li>
	<li>Reflektieren Sie die proximale Klappe superomedial auf das Leistenband und die distale Haut/Subkutane Klappe inferolateral auf das Knie.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Drahtretraktor oder gewalzte Gaze, um das Feld freizulegen.</li>
	<li>Beachten Sie, dass die Leistenanatomie der Ratte dem Menschen ähnlich ist; von seitlich bis medial liegen der Nerv, die Arterie und die Vene.</li>
	<li>Sezieren Sie den Oberschenkelnerv, teilen Sie ihn scharf am Leistenband, proximal bis zur Bifurkation, wenn möglich. Ziehen Sie den geteilten Nerv minderwertig zurück und halten Sie ihn sicher aus dem Weg, bedeckt unter feuchter Gaze.</li>
	<li>Wenn Sie die Aufmerksamkeit auf die Oberschenkelarterie und Vene lenken, verwenden Sie 4 cm 7-0 Seidenbinde, um die Gefäße atraumatisch zurückzuziehen, anstatt sie direkt zu handhaben.</li>
	<li>Ligate alle Zweige der Femoralgefäße, wie sie mit 7-0 Seidenkrawatten entstehen; die Zweige zwischen den Bindungen aufteilen. Für sehr kleine Zweige kann anstelle von Krawatten eine bipolare Kautery verwendet werden. HINWEIS: Arterielle und venöse Zweige, die eine Teilung erfordern, umfassen den oberflächlichen Zirkumflex iliac und die Muskelgefäße. Der oberflächliche Zirkumflex-Iliac ist in der Regel am größten und scheint tief zu tauchen, wie die profunda femoral beim Menschen, aber die Profunde fehlt in der Ratte15. Distaler zweige der Femoralgefäße wie die höchste Genicular und der saphenous Zweig erfordern in der Regel keine Teilung.</li>
	<li>Systematisch injizieren 500 internationale Einheiten von Heparin durch die Penisvene in einem männlichen Rattenspender. Verwenden Sie die oberflächliche epigastrische Vene, wenn die Spenderratte weiblich ist.</li>
	<li>Lassen Sie das Heparin 2 min systemisch zirkulieren, bevor Sie mit den nächsten Schritten fortfahren.</li>
	<li>Ligate die Oberschenkelarterie mit 7-0 Seidenkrawatten als proximal zum Leistenband wie möglich und teilen Sie zwischen den Krawatten.</li>
	<li>Ähnlich wie die Arterie, ligate und teilen Sie die femorale Vene.</li>
	<li>Reflektieren Sie sowohl Arterie als auch Vene minderwertig, sicher aus dem Weg, bedeckt unter feuchter Gaze zusammen mit dem Oberschenkelnerv zuvor bedeckt. Sezieren Sie die ventralen Muskelgruppen und achten Sie darauf, jedes sichtbare Gefäß, das entsteht, zu kauterisieren. Aufmerksamkeit auf Hämostase hier wird Empfänger Blutverlust nach Reperfusion zu minimieren.</li>
	<li>Tief zu den ventralen Muskelgruppen, identifizieren und stark teilen Sie den Ischiasnerv proximal zu seinen Zweigen. Drei Ischiaszweige sind in der Regel sichtbar: tibial, peroneal und sural. Alle drei sollten alle in der Spender-Extremität erhalten bleiben. Ein vierter Kutanzweig ist in dieser Sektion in der Regel nicht zu sehen15,16.</li>
	<li>Beenden Sie die Teilung der verbleibenden ventralen und dorsalen Muskelgruppen auf mittlerer Oberschenkelebene mit akribischer Hämostase. Es kann notwendig sein, die Gliedmaße zwischendurch zurückzuziehen, um die Teilung der Muskeln zu vollenden.</li>
	<li>Transect den Oberschenkelknochen an der Mittelwelle mit einer handgeführten Akku-Drehsäge.</li>
	<li>Nachdem Sie das Gliedmaßentransplantat vom Spender entfernt haben, schneiden Sie die seidengebundenen Enden von der Transplantatseite femoralarterienundund die Venenstümpfe, wodurch die Gefäße wieder geöffnet werden.</li>
	<li>Legen Sie einen 24-Spur-Angiokatheter in den Transplantatarterienstumpf ein und spülen Sie das Transplantat mit 250 internationalen Einheiten Heparin in 5 ml eiskalter Normalsaline verdünnt, wobei sie beobachtet, wie sie klar durch die geöffnete Vene fließt.</li>
	<li>Langsam, spülen Sie das Transplantat für ca. 3 min. Überschüssige seimful Spülung kann das Endothel beschädigen.</li>
	<li>Legen Sie das Transplantat in eine gekühlte Salineschale, die in einem Eiskübel verschachtelt ist, bis zur Transplantation.</li>
	<li>Euthanisieren Sie die Spenderratte mit bilateraler Thorakotomie.</li>
	<li>Reinigen Sie alle chirurgischen Instrumente entsprechend.</li>
</ol>2. Empfänger native rechte hintere Gliedmaßenamputation
<ol><li>Induzieren Sie die Anästhesie mit Isofluran bei 5%, bestätigen Sie die Tiefe, trimmen Sie das Fell, positionieren Sie das Tier und desinfizieren Sie die Haut mit Alkohol, wie für die Spenderratte beschrieben.</li>
	<li>Downtitrat-Isofluran auf 2-2,5% und injizieren subkutane präoperative Analgesie mit Buprenorphin 1,2 mg/kg und präoperative Prophylaxe mit Enrofloxacin 7,5 mg/kg.</li>
	<li>Wie für den Spender, machen Sie einen umfangren Schnitt in der Leistenfalte, reflektieren Hautklappen, die Hämostase versichern, und sezieren Sie den Oberschenkelnerv, arterielle und Venen, ligating die gleichen Zweiggefäße wie oben.</li>
	<li>Teilen Sie den Oberschenkelnerv dister als für den Spender, aber proximal zur Bifurkation, wenn möglich.</li>
	<li>Sezieren Sie die Oberschenkelarterie und Vene mit genügend Platz, um jeweils einzeln auf der Ebene des Leistenbandes zu klemmen. Die Vene und arterien mit mikrochirurgischen Bulldoggenklemmen klemmen. Nach dem Einklemmen jedes Gefäß scharf mit einer Schere teilen.</li>
	<li>Teilen Sie die ventralen und dorsalen Muskeln des Oberschenkels in der Mittleren Oberschenkelebene mit akribischer Hämostase, wobei die Extremität bei Bedarf medial zurückgezogen wird.</li>
	<li>Identifizieren und teilen Sie die Ischiasnerven proximal zu ihren Zweigpunkten wie oben.</li>
	<li>Transect den Oberschenkelknochen an der Mittelwelle mit der Säge.</li>
	<li>Entfernen Sie das native Rechte des Empfängers und entsorgen Sie es entsprechend.</li>
	<li>Titrate des Isoflurans auf 1-1,5% durch den Nasenkegel.</li>
</ol>3. Spender für die Implantation der Rezipienten
<ol><li>Mit der Handsäge, rasieren Sie alle Unregelmäßigkeiten von Spender und Empfänger Oberschenkelknochen geschnitten enden.</li>
	<li>Schneiden Sie mit der Säge das Nabenende einer 18-Spur-Nadel ab, die zur intramedullären Rute des Oberschenkelknochens wird.</li>
	<li>Bevor Sie den Knochen manipulieren, wenden Sie eine kleine Menge Knochenwachs auf das Empfänger geschnitten Ende des Oberschenkelknochens, um Die Marrow Blutungen während des Reaming-Prozesses zu reduzieren.</li>
	<li>Koapt den Spender und Empfänger Femoral Knochen mit der 18-Spur-Nadel als intramedulläre Rute. Eine gewisse Kraft ist notwendig, aber nicht ream entweder Knochen so weit, um den Kortex zu brechen.</li>
	<li>Entfernen Sie bei Bedarf die Nadel und trimmen Sie sie auf eine entsprechende Länge, so dass beide Knochen problemlos über die Nadel passen, ohne dass eine Nadel zwischen den Knochen zeigt.</li>
	<li>Legen Sie eine kleine Stütze wie ein Pad Gaze oder einen kleinen Felsen oder Modellierton unter die Spenderglied, um sie von Spannung fernzuhalten.</li>
	<li>Die ventralen Muskelgruppen mit acht bis zehn einfachen unterbrochenen 5-0 Polyglactin-Nähten neu annähern, damit sich das Transplantat nicht um die Oberschenkelnadel dreht. Dies gibt dem Glied Stabilität für die Anastomosen.</li>
	<li>Bewässern Sie regelmäßig das Transplantat und das Operationsfeld mit eiskalter Saline, um eine bessere Visualisierung zu ermöglichen und warme ischämische Reperfusionsverletzungen zu reduzieren.</li>
	<li>Richten Sie die Spender- und Empfängerfemoralarterien aus und anastomose sie am Ende, um modezulaufen, indem Sie einfache unterbrochene 10-0 Nylon-Nähte verwenden, um sowohl Spannung als auch Looping zu vermeiden. Die Arterie benötigt durchschnittlich sechs Nähte.</li>
	<li>Ähnlich wie die Arterie, anastomose der Spender und Empfänger Femoral Venen in End-to-End-Mode. Die Vene erfordert sechs bis acht Nähte. HINWEIS: Großzügige kaltherzig bewässernde, atraumatische Gefäßhandhabungstechnik und lange Schwänze als Aufenthaltsnähte für den Gefäßrückzug sind wichtige Werkzeuge für effektive mikrochirurgische Anastomosen.</li>
	<li>Legen Sie eine kleine Menge hämostatisches Cellulosepulver um beide Anastomosen, und entfernen Sie dann die proximalen mikrochirurgischen Bulldoggenklemmen an der Vene und der Arterie.</li>
	<li>Prüfen Sie beide Anastomosen auf gute Durchgängigkeit und Strömung. Verwenden Sie Wattestäbchen, um die Vene sanft zu prod und eine gute Hämostase der beiden Anastomosen zu gewährleisten. Halten Sie den Druck über die Blutungsstellen und legen Sie bei Bedarf mehr hämostatisches Cellulosepulver auf. Eine weitere Naht kann durch ein blutendes Loch auf die Gefahr gebracht werden, die Nadel nur als letztes Mittel zu "back-walling".</li>
	<li>Wenn beide Anastomosen zufriedenstellend bestätigt werden, trimmen Sie alle verbleibenden langen Aufenthalt Nähte kurz, um die anderen zu entsprechen.</li>
	<li>Positionieren Sie die Ratte auf die linke seitliche Dekubitusposition, verwenden Sie die liberale Elektrokauterie, um eine akribische Hämostase jeder Reperfusionsmuskelblutung zu erreichen.</li>
	<li>Drehen Sie die Aufmerksamkeit auf die Nervenanastomosen, sobald Muskelhämostase gewährleistet ist. Schneiden Sie alle Nervenschnitten zurück, die zerrissen erscheinen.</li>
	<li>Die dorsalen Muskelgruppen unter ischiastischem Nerv mit einfachen unterbrochenen 5-0 Polyglactin-Nähten neu annähern.</li>
	<li>Den Ischiasnerv neu annähern. Acht bis zehn 10-0 Nylon neuronale einfache unterbrochene Nähte werden in der Regel ausreichen.</li>
	<li>Die erinnernden dorsalen Muskelgruppen neu annähern und dann die dorsale Haut mit 4-0 Polyglactin kontinuierlicher Naht schließen.</li>
	<li>Positionieren Sie die Ratte wieder in die Supine-Position und richten Sie den Oberschenkelnerv neu an. Zwei bis drei 10-0 Nylon neuronale einfache unterbrochene Nähte werden in der Regel ausreichen.</li>
	<li>Schließen Sie die ventrale Haut mit 4-0 Polyglactin kontinuierliche Naht. Vermeiden Sie überschüssigen Nähteschwanz, der die Ratte nach dem Erwachen reizen kann.</li>
</ol>4. Postoperative Pflege
<ol><li>Erholen Sie Tiere in ihren Käfigen mit einem Heizkissen unter dem Käfig und bereit zugang zu Nahrung und Wasser, Überwachung für frühe Komplikationen täglich für die erste Woche.</li>
	<li>Geben Sie postoperative Analgesie mit subkutaner Meloxicam 1 mg/kg tägliche Injektion durch POD 2. Geben Sie postoperative Antibiotikaprophylaxe verdünnt Enrofloxacin Spray. Abschrecken Sie die Autotomie (Selbstverstümmelung) mit Bitter Safe Mist, der zweimal täglich über POD 7 auf das Transplantat gesprüht wird.</li>
	<li>Bewahren Sie transplantierte Ratten in Käfigen mit anderen Ratten, um die Rückkehr zu täglichen Aktivitäten zu stimulieren und die transplantierte Gliedmaße zu rehabilitieren.</li>
</ol>5. Postoperative Sensationstests
<ol><li>Wenden Sie die Hargreaves-Prüfung des thermischen Sensationsprotokolls an, die auch an anderer Stelle beschrieben wird17,18.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte in den Testbehälter und lassen Sie sie sich 20 Minuten lang akklimatisieren. Das Geräteglas ist sauber bestätigt, und die Wärmequelle bestätigte, mit dem Finger des Ermittlers zu arbeiten.</li>
	<li>Bestätigen Sie vor dem Testen, dass die Ratte wach ist und die getestete Pfote über dem Infrarot-Bewegungsmelder positioniert ist.</li>
	<li>Übertragen Sie wärmeenergetische Energie auf Intensitätsstufe 90. Zeitverzögerung enden, wenn das Tier seine Pfote von der Wärmequelle wegbewegt. Wenn innerhalb von 20 Sekunden keine Bewegung auftritt, wird der Test abgebrochen, um Verletzungen zu vermeiden.</li>
	<li>Erhalten Sie fünf Versuche pro getesteter Gliedmaße, ohne den höchsten und niedrigsten Wert, bevor Sie die durchschnittliche Wartezeit für die Entzugswartezeit für jedes Tier berechnen.</li>
</ol>6. Postoperative Motorprüfung
<ol><li>Mit einem Ganganalyse-Laufband und einer integrierten Softwareanalyseplattform können Sie nach vier bis sechs Wochen nach der Operation Kandidaten für Laufbandtests auswählen.</li>
	<li>Schneiden Sie alle Rattenzehennägel ein oder zwei Tage vor dem Testen.</li>
	<li>Akklimatisieren Sie Tiere vor dem Test für eine Stunde in den Testraum und lassen Sie eine Minute Vortest Streicheln zu, um Die Angst zu beruhigen.</li>
	<li>Platzieren Sie die Ratte in das Laufband, führen Sie das Laufband bei Versuchen mit zunehmender Geschwindigkeit, von 10 cm/s, auf 14 cm/s, bis zum Ziel 18 cm/s. Wenn die Ratte zurückhaltend ist und nicht zum Gehen angezäunt werden kann, brechen Sie die Tests an diesem Tag ab, um eine negative Konditionierung zu vermeiden. Lassen Sie Hochleistungskünstler bis zu 24 cm/s laufen.</li>
	<li>Spülen Sie das Laufbandgerät mit 70% Ethanol zwischen den getesteten Tieren.</li>
	<li>Gait-Parameter werden von der proprietären Software der Analyseplattform ausgegeben.</li>
</ol>

<ol><li>Elliott, R. M., Tintle, S. M., Levin, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper+extremity+transplantation%3A+current+concepts+and+challenges+in+an+emerging+field%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Reviews+in+Musculoskeletal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Upper extremity transplantation: current concepts and challenges in an emerging field.</a> Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 7 (1), 83-88 (2014).</li>
<li>Petruzzo, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+International+Registry+on+Hand+and+Composite+Tissue+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation.</a> Transplantation. 90 (12), 1590-1594 (2010).</li>
<li>Shapiro, R. I., Cerra, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+reimplantation+and+transplantation+of+a+complex+organ%3A+the+rat+hind+limb%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb.</a> Journal of Surgical Research. 24 (6), 501-506 (1978).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research+Part+C%3A+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Furtmuller, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+Hind+Limb+Transplantation+in+the+Mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse.</a> Journal of Visualized Experiments. (108), e53483(2016).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e2022(2010).</li>
<li>Horner, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+observations+of+cell+trafficking+in+allotransplanted+vascularized+skin+flaps+and+conventional+skin+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive+%26+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">In vivo observations of cell trafficking in allotransplanted vascularized skin flaps and conventional skin grafts.</a> Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (4), 711-719 (2010).</li>
<li>Fleissig, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Heterotopic+Hindlimb+Osteomyocutaneous+Flap+Model+in+the+Rat+for+Translational+Vascularized+Composite+Allotransplantation+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (146), e59458(2019).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+rat+segmental+forelimb+ectopic+implantation+models%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A series of rat segmental forelimb ectopic implantation models.</a> Scientific Reports. 7 (1), (2017).</li>
<li>Adamson, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+model+of+hindlimb+osteomyocutaneous+flap+for+the+study+of+tolerance+to+composite+tissue+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts.</a> Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
<li>Fries, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((enzyme+responsive%2C+tacrolimus-eluting+hydrogel+enables+long-term+survival+of+orthotopic+porcine+limb+vascularized+composite+allografts%3A+A+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">enzyme responsive, tacrolimus-eluting hydrogel enables long-term survival of orthotopic porcine limb vascularized composite allografts: A proof of concept study.</a> PLoS One. 14 (1), 0210914(2019).</li>
<li>Cottrell, B. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroregeneration+in+composite+tissue+allografts%3A+effect+of+low-dose+FK506+and+mycophenolate+mofetil+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Neuroregeneration in composite tissue allografts: effect of low-dose FK506 and mycophenolate mofetil immunotherapy.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (3), 5(2006).</li>
<li>Benhaim, P., Anthony, J. P., Lin, L. Y., McCalmont, T. H., Mathes, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+long-term+study+of+allogeneic+rat+hindlimb+transplants+immunosuppressed+with+RS-61443%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A long-term study of allogeneic rat hindlimb transplants immunosuppressed with RS-61443.</a> Transplantation. 56 (4), 911-917 (1993).</li>
<li>Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreene%2C+EC+%22Anatomy+of+the+rat.+Volume+N.S.+American+Philos.+Soc%22">Anatomy of the rat. Volume N.S. American Philos. Soc</a>. , Philadelphia, Pa. 27(1935).</li>
<li>Schmalbruch, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber+composition+of+the+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">Fiber composition of the rat sciatic nerve.</a> Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).</li>
<li>Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Thermal+Pain+Sensation+in+Rats+and+Mice+Using+the+Hargreaves+Test%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">Assessment of Thermal Pain Sensation in Rats and Mice Using the Hargreaves Test.</a> Bio-protocol. 7 (16), (2017).</li>
<li>Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+and+sensitive+method+for+measuring+thermal+nociception+in+cutaneous+hyperalgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia.</a> Pain. 32 (1), 77-88 (1988).</li>
<li>Hong, S. H., Eun, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Forelimb+Allotransplantation+in+Canine+Model%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Experimental Forelimb Allotransplantation in Canine Model.</a> BioMed Research International. 2016, 1495710(2016).</li>
<li>Mathes, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preclinical+canine+model+for+composite+tissue+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">A preclinical canine model for composite tissue transplantation.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 26 (3), 201-207 (2010).</li>
<li>Ibrahim, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+heterotopic+swine+hind+limb+transplant+model+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+%28VCA%29+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research.</a> Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).</li>
<li>Fries, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Porcine+Orthotopic+Forelimb+Vascularized+Composite+Allotransplantation+Model%3A+Technical+Considerations+and+Translational+Implications%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">A Porcine Orthotopic Forelimb Vascularized Composite Allotransplantation Model: Technical Considerations and Translational Implications.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3), 71(2016).</li>
<li>Kim, M., Fisher, D. T., Powers, C. A., Repasky, E. A., Skitzki, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Cuff+Technique+and+Intraoperative+Detection+of+Vascular+Complications+for+Hind+Limb+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Direct%22%5BJournal%5D)">Improved Cuff Technique and Intraoperative Detection of Vascular Complications for Hind Limb Transplantation in Mice.</a> Transplantation Direct. 4 (2), 345(2018).</li>
<li>Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+and+limits+of+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lessons and limits of mouse models.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), 015495(2013).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+hind+limb+transplantation%3A+a+new+composite+tissue+allotransplantation+model+using+nonsuture+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery.</a> Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).</li>
<li>Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+model+for+heterotopic+limb+and+composite-tissue+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse model for heterotopic limb and composite-tissue transplantation.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (4), 267-273 (2001).</li>
<li>Tang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+vascularized+elbow+allotransplantation+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Shoulder+and+Elbow+Surgery%22%5BJournal%5D)">A vascularized elbow allotransplantation model in the rat.</a> Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (5), 779-786 (2015).</li>
<li>Yan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+regeneration+in+rat+limb+allografts%3A+evaluation+of+acute+rejection+rescue%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Nerve regeneration in rat limb allografts: evaluation of acute rejection rescue.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (4), 511(2013).</li>
<li>Georgiade, N. G., Serafin, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGeorgiade%2C+NG+%22A+Laboratory+Manual+of+Microsurgery.+Fourth+Printing%22">A Laboratory Manual of Microsurgery. Fourth Printing</a>. , (1986).</li>
<li>Tseng, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+autotomy+by+N-methyl-D-aspartate+receptor+antagonist+%28MK-801%29+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Suppression of autotomy by N-methyl-D-aspartate receptor antagonist (MK-801) in the rat.</a> Neuroscience Letters. 240 (1), 17-20 (1998).</li>
<li>Haselbach, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+patterns+influence+hindlimb+automutilation+after+sciatic+nerve+repair+using+stem+cells+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Regeneration patterns influence hindlimb automutilation after sciatic nerve repair using stem cells in rats.</a> Neuroscience Letters. 634, 153-159 (2016).</li>
<li>Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stepwise+motor+and+all-or-none+sensory+recovery+is+associated+with+nonlinear+sparing+after+incremental+spinal+cord+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats.</a> Experimental Neurology. 191 (2), 251-265 (2005).</li>
<li>Berryman, E. R., Harris, R. L., Moalli, M., Bagi, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digigait+quantitation+of+gait+dynamics+in+rat+rheumatoid+arthritis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Musculoskeletal+and+Neuronal+Interactions%22%5BJournal%5D)">Digigait quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model.</a> Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).</li>
<li>Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+quantitative+gait+analysis+during+overground+locomotion+in+the+rat%3A+its+application+to+spinal+cord+contusion+and+transection+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries.</a> Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).</li>
<li>Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+motor+outcome+and+functional+recovery+following+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury.</a> Methods in Molecular Biology. 11622, 179-188 (2014).</li>
<li>Bozkurt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspects+of+static+and+dynamic+motor+function+in+peripheral+nerve+regeneration%3A+SSI+and+CatWalk+gait+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis.</a> Behavioural Brain Research. 219 (1), 55-62 (2011).</li>
<li>Neckel, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+to+quantify+the+velocity+dependence+of+common+gait+measurements+from+automated+rodent+gait+analysis+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Methods to quantify the velocity dependence of common gait measurements from automated rodent gait analysis devices.</a> Journal of Neuroscience Methods. 253, 244-253 (2015).</li>
<li>Yeh, L. S., Gregory, C. R., Theriault, B. R., Hou, S. M., Lecouter, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+model+for+whole+limb+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">A functional model for whole limb transplantation in the rat.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (5), 1704-1711 (2000).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Gliedmaßentransplantation unter der breiteren Kategorie der vaskulären Komponente Allotransplantation (VCA) hat ein weitgehend anwendbares therapeutisches Versprechen, das noch nicht erfüllt ist. Die Haupthindernisse liegen in ungelösten immunologischen Fragen, die einzigartig für VCA und neuromotorische Erholungstechniken sind, die derzeit verwendet werden. Die Entwicklung neuer Techniken hängt von der Entwicklung von Tieren ab, die flexibel, robust und reproduzierbar sind.
Viele Tiermode...

Die Gliedmaßentransplantation unter der breiteren Kategorie der vasularisierten Komposit-Allotransplant (VCA) oder Kompositgewebe-Allotransplant (CTA) hat ihr therapeutisches Versprechen noch nicht erfüllt. Seit den ersten erfolgreichen Transplantationen mit menschlicher Hand in Lyon, Frankreich und Louisville, Kentucky in den Jahren 1998 und 1999 wurden weltweit über 100 Transplantationen mit der oberen Extremität bei sorgfältig ausgewählten Patienten durchgeführt1. Größere Anwendbarkeit wurde durch erhebliche Immunsuppression und begrenzte funktionelle neuromotorische Erholung behindert. Aktuelle Immunsuppressionsstrategien führen zu einer 85%igen Inzidenz akuter Abstoßung bei 77% Inzidenz opportunistischerInfektionen 2. Auf der anderen Seite, funktionelle Erholung nach Handtransplantation tritt; Die durchschnittliche Behinderung der Armschulter und der Hand (DASH) verbessert sich von 71 auf 43, aber diese Funktionsstufe kann immer noch als Behinderung2gelten. Angesichts der nicht lebensrettenden Natur der Gliedmaßentransplantation müssen aktuelle Techniken in Tiermodellen verfeinert werden, um den nächsten Schritt in VCA zu machen.
Seit dem ersten Rattenmodell der Gliedmaßentransplantation im Jahr 19783wurden viele innovative Tiermodelle entwickelt, um das Feld von VCA4zu fördern, mit vaskulären Manschettenanastomosen zur Minimierung der operativen Zeit5,6, heterotopische osteomyokutane Transplantationen zur Minimierung physiologischer Beleidigung des Empfängertiers7,8,9,10,11, und neuartige immunologische Ansätze7,12,13,14., Das hier vorgestellte Rattenmodell der orthotopischen rechten Hintergliedse der Mittelschenkeltransplantation betont akribische, bewährte mikrochirurgische Techniken wie handgenähte Gefäßanastomosen und neuronale Koaptation als Vorabinvestition in eine robuste, reproduzierbare Modellplattform, um beide Aspekte der aktuellen VCA-Beschränkung gleichzeitig zu untersuchen: Immunsuppressionsstrategien und funktionelle neuromotorische Erholung.

<table><tbody><tr><td>Anästhesiegerät</td><td>Vet Equip</td><td>911103</td><td></td></tr><tr><td>0,5-cm³-Spritze</td><td>Exel</td><td>26018</td><td></td></tr><tr><td>18-Gauge-Nadel</td><td>BD</td><td>305196</td><td></td></tr><tr><td>1-cm³-Spritze</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>22-Gauge-Nadel</td><td>BD</td><td>305156</td><td></td></tr><tr><td>24-Gauge-Angiokatheter</td><td>Sur-Vet</td><td>SROX2419V</td><td></td></tr><tr><td>25- Manometernadel</td><td>Exel</td><td>26403</td><td></td></tr><tr><td>3 cc Spritze</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>5cc Spritze</td><td>Exel</td><td>26230</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol</td><td>Fisher Scientific</td><td>HC-600-1GAL</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesie-Induktionskammer</td><td>Vet Equip</td><td>941443</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiegasfängersystem</td><td>Vet Equip</td><td>931401</td><td></td></tr><tr><td>Bipolar Elektrokauter</td><td>Aura</td><td>26-500</td><td></td></tr><tr><td>Bitter Spray Mist</td><td>Henry Schein</td><td>5553</td><td></td></tr><tr><td>Knochenwachs</td><td>CP Medical</td><td>CPB31A</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungskreislauf</td><td>Vet Equip</td><td>921413</td><td></td></tr><tr><td>Buprenophine</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>12496075705</td><td></td></tr><tr><td>Castro-Viejos Nadeltreiber</td><td>Roboz</td><td>RS-6416</td><td></td></tr><tr><td>Akku-Kreissäge</td><td>Dremel</td><td>8050-N/18</td><td></td></tr><tr><td>Wattestäbchenstäbchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td>Für die Blutstillung</td></tr><tr><td>DigiGait Appparatus und Software</td><td>Maus Besonderheiten</td><td>MSI-DIG, DIG-SOFT</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Pinzette (#4)</td><td>Roboz</td><td>RS-4972</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Pinzette (#5)</td><td>Roboz</td><td>RS-5035</td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacin</td><td>Norbrook</td><td>ANADA 200-495</td><td></td></tr><tr><td>FK-506</td><td>Astellas</td><td>301601</td><td></td></tr><tr><td>Gaze</td><td>Kendall</td><td>1903</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Gaze Covidien</td><td>8044</td><td></td></tr><tr><td>Handschuhe</td><td>Microflex</td><td>DGP-350-M</td><td></td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>Oster</td><td>078005-010-003</td><td></td></tr><tr><td>Tragbarer monopolarer Elektrokauter</td><td>Bovie</td><td>AA00</td><td></td></tr><tr><td>Hargreaves Apparat</td><td>Ugo Basile S.R.L. Gemonio, Italien</td><td>37370</td><td></td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Walgreens</td><td>126987</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Fresenius Kabi</td><td>42592K</td><td></td></tr><tr><td>Heizplatte</td><td>Corning</td><td>PC-351</td><td>Zum Erwärmen von Wiederbelebungsflüssigkeit</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Henry Schein</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>Laktierte Klingeltöne</td><td>Baxter</td><td>2B2074</td><td></td></tr><tr><td>Große Petrischale</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713</td><td>Für Spendertransplantate in gekühlter Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>49755</td><td></td></tr><tr><td>Mikro Collin Hartmann Retraktor</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Präparierschere</td><td>Roboz</td><td>RS-5841</td><td></td></tr><tr><td>Mikrofibrilläres Kollagenpulver</td><td>BD</td><td>1010590</td><td>Für die Blutstillung</td></tr><tr><td>Mikrovaskuläre Clips</td><td>Roboz</td><td>RS-5420</td><td></td></tr><tr><td>Normale Kochsalzlösung</td><td>Baxter</td><td>2F7124</td><td></td></tr><tr><td>Opthalmic Lube</td><td>Dechra</td><td>IS4398</td><td></td></tr><tr><td>Rapmycin</td><td>MedChem Express</td><td>HY-10219</td><td></td></tr><tr><td>Kleine Petrischale</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td>Für erwärmte Wiederbelebungsflüssigkeit</td></tr><tr><td>Sterile Abdecktücher</td><td>ProAdvantage</td><td>N207100</td><td></td></tr><tr><td>OP-Mantel</td><td>Cardinal Health</td><td>9511</td><td></td></tr><tr><td>OP-Maske</td><td>3M</td><td>1805</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop, optisches Modell OPMIMD</td><td>Zeiss</td><td>169756</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop, Universal S3</td><td>Zeiss</td><td>243188</td><td></td></tr><tr><td>Naht 10-0 Nylon</td><td>Covidien</td><td>N2512</td><td></td></tr><tr><td>Naht 5-0 vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J213H</td><td></td></tr><tr><td>Naht 7-0 Seidenkrawatte</td><td>Teleflex</td><td>103-S</td><td></td></tr><tr><td>Tape</td><td>3M</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>Ultraschall-Instrumentenreiniger</td><td>Roboz</td><td>RS-9911</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßdilatationszange</td><td>Roboz</td><td>RS-5047</td><td></td></tr></tbody></table>

der nächste schritt: eine neuronale koaptation orthotopic hind limb transplantation modell, um die funktionelle erholung in derratzulande zu maximieren

Taking the Next Step: a Neural Coaptation Orthotopic Hind Limb Transplant Model to Maximize Functional Recovery in Rat

Insbesondere die Gliedmaßentransplantation und das vaskularisierte Komposit-Allotransplant (VCA) im Allgemeinen haben ein breites therapeutisches Versprechen, das durch aktuelle Einschränkungen bei der Immunsuppression und funktionellen neuromotorischen Erholung gebremst wurde. Viele Tiermodelle wurden für die Untersuchung einzigartiger Merkmale von VCA entwickelt, aber hier präsentieren wir ein robustes reproduzierbares Modell der orthotopischen Hintergliedsetransplantation bei Ratten, das beide Aspekte der aktuellen VCA-Beschränkung gleichzeitig untersuchen soll: Immunsuppressionsstrategien und funktionelle neuromotorische Erholung. Im Zentrum des Modells steht die Verpflichtung zu akribischen, bewährten mikrochirurgischen Techniken wie handgenähten Gefäßanastomosen und handgenähter neuronaler Koaptation des Femoralnervs und des Ischiasnervs. Dieser Ansatz führt zu dauerhaften Rekonstruktionen von Gliedmaßen, die länger lebende Tiere ermöglichen, die in der Lage sind, sich zu rehabilitieren, die täglichen Aktivitäten wieder aufzuleben und funktionelle Tests durchzuführen. Mit der kurzfristigen Behandlung konventioneller Immunsuppressiva überlebten allotransplantierte Tiere bis zu 70 Tage nach der Transplantation, und isotransplantierte Tiere bieten eine lange Lebensdauer über 200 Tage nach der Operation hinaus. Der Nachweis einer neurologischen funktionellen Genesung ist nach der Operation 30 Tage vorhanden. Dieses Modell bietet nicht nur eine nützliche Plattform für die Vernehmung immunologischer Fragen, die für VCA und Nervenregeneration einzigartig sind, sondern ermöglicht auch die In-vivo-Prüfung neuer therapeutischer Strategien, die speziell auf VCA zugeschnitten sind.

Überleben und Genesung hängen von akribischer chirurgischer Technik ab. Die Aufmerksamkeit auf die vaskulären Anastomosen und die neuronalen Anastomosen sowie die oben beschriebene Knochenkoaptation ist entscheidend für den Erfolg dieses Modells. Operatives Design und repräsentative anastomotische Ergebnisse sind in Abbildung 1dargestellt.
Die Gesamtsterblichkeit war von der Immunsuppressionsstrategie abhängig, wobei die Mehrheit der isotransplantierten Tiere den ...

Dieses Protokoll stellt ein robustes, reproduzierbares Modell des vaskularisierten Kompositallotransplantats (VCA) dar, das auf die gleichzeitige Untersuchung der Immunologie und funktionellen Erholung ausgerichtet ist. Die In akribische Technik investierte Zeit in eine orthotopische Transplantation mit handgenähten Gefäßanastomosen und neuronaler Koaptation in eine orthotopische Transplantation mit dem rechten Mittelschenkel der Hinterbeine.

Der nächste Schritt: eine neuronale Koaptation Orthotopic Hind Limb Transplantation Modell, um die funktionelle Erholung in Derratzulande zu maximieren

Limb transplant in particular and vascularized composite allotransplant (VCA) in general have wide therapeutic promise that have been stymied by current ...

Dieses Video wird eine detaillierte Beschreibung, wie eine orthotopische rechte Hinterglied, Mittelschenkel transplantierte Ratte durchführen. Die Spenderratte rechts hintere Gliedmaße wird in der Mitte des Oberschenkels amputiert und dann auf Eis gelagert. Die Empfängerratte rechts hintere Gliedmaße wird auch auf mittlerer Oberschenkelebene amputiert.Die Spenderratte wird dann an der Empfängerratte befestigt. Wir werden beschreiben, wie man das Knochen-, Arterien-, Venen-, Nerven-, Muskel- und Hautsystem wieder anbringt. Die Gliedmaßentransplantation, genauer gesagt, die vaskularisierte Komposit-Allotransplantate, VCA, hat ein breites therapeutisches Versprechen.Aber es ist derzeit durch Techniken begrenzt,Immunsuppression, und schlechte funktionelle neuromotorische Erholung. Unser Modell betont akribische, bewährte mikrochirurgische Techniken wie handgenähte Vaskuläre Anastomose und neuronale Koaptation. Wir haben über 200 dieser Operationen in über einem Jahr durchgeführt.Obwohl es eine erste Lernkurve zum beginnenden Mikrochirurgen gibt, wird jeder Mikrochirurg in der Lage sein, dieses Modell zu meistern, indem er dieses Video verwendet, um unsere Methode und ihr Engagement für eine engagierte Praxis zu lernen. Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health, NIH, durchgeführt und vom Northwestern University Animal Care and Use Committee genehmigt. Die spezifischen Prozeduren wurden auf einem Protokoll IS 00001663 durchgeführt.Wählen Sie eine Ratte im Alter von acht bis 16 Wochen mit einem Gewicht zwischen 250 und 400 Gramm zum Zeitpunkt der Operation. Induzieren Sie die Vollnarkose mit 5%isoflurane durch einen Verdampfer, bevor sie das Hintergliedfell der Ratte stutzt. Mit einem Nasenkegel, um die Anästhesie zwischen zwei bis 2,5% zu halten, positionieren Sie die Ratte auf dem Operationsbrett mit einer Heizung darunter.Desinfizieren Sie die haarlose Haut mit 70% Reiben Von alkohol und schützen Sie das operationschirurgische Feld mit steriler Gaze. Mit einem geeigneten mikrochirurgischen Mikroskop und den hier gezeigten mikrochirurgischen Instrumenten sowie leicht zugänglichen bipolaren und monopolaren Elektrokauterien können Sie mit der Zerlegung beginnen. Verwenden Sie eine Schere, um einen Umfangs- und Hautschnitt um die rechte Hintergliedmaße zu machen.Beginnen Sie in der Leistenfalte sofort auf etwa dem gleichen Niveau wie das Leistenband und verlängern Sie dorsal seitlich, um den Umfangsschnitt abzuschließen. Und dann die Muskelschicht direkt unter dem Schnitt aussetzen, sezieren und kauterisieren die oberflächlichen epigastrischen Gefäße, die von der Muskelschicht zur gerade erzeugten proximalen Hautklappe führen. Reflektieren Sie die proximale Klappe superomedial auf das Leistenband und die distale Hautklappe inferolaterally auf das Knie.Verwenden Sie einen Drahtretraktor oder gewalzte Gaze, um das Feld freizulegen. Beobachtet, dass die Leistenanatomie der Ratte ist ähnlich wie Menschen;von lateral bis medial liegen der Nerv, arterien, und Vene. Sezieren Sie den Oberschenkelnerv, teilen Sie ihn scharf am Leistenband proximal, um die Bifurkation, wenn möglich.Ziehen Sie den geteilten Nerv minderwertig zurück und halten Sie ihn sicher aus dem Weg, bedeckt unter feuchter Gaze. Die Aufmerksamkeit auf die Oberschenkelarterie und Vene verwenden vier Zentimeter lange 7-0 Seidenbinden, um die Gefäße atraumatisch zurückzuziehen, anstatt sie direkt zu handhaben. Wenn Sie jetzt genau hinachten, verbessern Sie Ihr endgültiges anastomotisches Ergebnis.Ligate alle Zweige der Femoralgefäße mit 7-0 Seidenkrawatten. Teilen Sie die Zweige zwischen den Bindungen auf. Arterielle und venöse Zweige, die eine Teilung erfordern, umfassen den oberflächlichen Zirkumflex iliac und die Muskelgefäße.Die oberflächliche Zirkumflex-Iliac ist in der Regel am größten und scheint tief zu tauchen, wie die profunda femoral beim Menschen, aber die Profunda fehlt in der Ratte. Distaler zweige der Femoralgefäße, wie höchste Genicular und der saphenous Zweig erfordern in der Regel keine Teilung. Nun ligate die Oberschenkelarterie mit 7-0 Seidenkrawatten als proximal zum Leistenband wie möglich und teilt zwischen den Krawatten.Ähnlich wie die Arterie, ligate und teilen Sie die femorale Vene. Reflektieren Sie sowohl Arterie als auch Vene minderwertig, sicher aus dem Weg, bedeckt unter feuchter Gaze zusammen mit dem Oberschenkelnerv zuvor bedeckt. Sezieren Sie die ventralen Muskelgruppen und achten Sie darauf, jedes sichtbare Gefäß, das entsteht, zu kauterisieren.Aufmerksamkeit auf Hämostase jetzt wird Empfänger Blutverlust während der Reprofusion später minimieren. Tief zu den ventralen Muskelgruppen, identifizieren und stark teilen Sie den Ischiasnerv proximal zu seinen Zweigen. Alle drei Ischiaszweige sind in der Regel sichtbar, tibial, peroneal und ural.Alle drei sollten in der Spender-Extremität erhalten bleiben. Ein vierter Kutanzweig ist in dieser Zerlegung normalerweise nicht zu sehen. Beenden Sie die Teilung der verbleibenden ventralen und dorsalen Muskelgruppen auf mittlerer Oberschenkelebene mit akribischer Hämostase.Es kann notwendig sein, die Gliedmaße zwischendurch zurückzuziehen, um die Teilung der Muskeln zu vollenden. Transect den Oberschenkelknochen in der Mitte welle mit einer Hand-Akku-Drehsäge. Die Gliedmaße ist nun frei vom Spender.Nachdem Sie das Gliedmaßentransplantat vom Spender entfernt haben, schneiden Sie die seidengebundenen Enden von der Transplantatseite femoralarterienundund die Venenstümpfe, wodurch die Gefäße wieder geöffnet werden. Legen Sie einen 24-Spur-Angiokatheter in den Transplantatarterienstumpf ein und spülen Sie das Transplantat mit 250 internationalen Einheiten Heparin in 5 Milliliter eiskalte normaler Saline verdünnt, wobei Sie darauf achten, dass es aus der offenen Vene fließt. Langsam, spülen Sie das Transplantat für etwa drei Minuten sanft.Überschüssige seimful Spülung kann das Endothel beschädigen. Legen Sie das Transplantat in eine gekühlte Salineschale, die in einem Eiskübel verschachtelt ist, bis zur Transplantation. Euthanisieren Sie die Spenderratte mit bilateraler Thorakotomie.Die Empfängeroperation beginnt ähnlich wie die Spenderoperation, die Anästhesisierung der Ratte, das Schneiden des Fells, einen umfangvollen Schnitt in der Leistenfalte, reflektiert die Hautklappen, seziert den Oberschenkelnerv, die Arterie und die Vene. Und die gleichen Zweigschiffe wie zuvor beschrieben. Während dieser Operation jedoch den Oberschenkelnerv differenzierter als für den Spender, aber proximal, wenn möglich, zur Bifurkation.Teilen und befreien Sie die Oberschenkelarterie und Vene und klemmen Sie sie jeweils auf der Ebene des Leistenbandes mit mikrochirurgischen Bulldoggenklemmen. Setzen Sie die Operation wie zuvor beschrieben fort, indem Sie die ventralen Endorsenmuskeln des Oberschenkels auf mittlerer Oberschenkelebene mit akribischer Hämostase teilen, während die Extremität bei Bedarf medial zurückgezogen wird. Identifizieren und teilen Sie den Ischiasnerv proximal an den Astpunkt und transsektieren Sie den Oberschenkelknochen an der Mitte der Welle mit der Drehsäge.Entfernen Sie das native Recht des Empfängers und entsorgen Sie es entsprechend den lokalen Richtlinien des Tierschutz- und Nutzungsausschusses. Es ist in dieser Phase sehr wichtig, das Isofluran emitenzte auf ein bis 1,5% durch den Nasenkegel zu drehen. Zu viel Anästhesie während dieses weniger schmerzhaften Teils des Verfahrens wird zum Tod der Ratte führen.Es ist an der Zeit, die Knochen zusammenzut. Mit der Handdrehsäge, rasieren Sie alle Unregelmäßigkeiten von der Spender und Empfänger Oberschenkelknochen geschnitten enden. Schneiden Sie das Nabenende einer 18-Spur-Nadel ab, die zur Intramedullärstange des Oberschenkelknochens wird.Bevor Sie den Knochen manipulieren, wenden Sie eine kleine Menge eines Knochenwachses auf das empfängergeschnittene Ende des Oberschenkelknochens an, um die Knochenblutung während des Reaming-Prozesses zu reduzieren. Koapt den Spender und Empfänger Femoral Knochen mit der 18-Spur-Nadel als intramedulläre Rute. Eine gewisse Kraft ist notwendig, aber nicht ream entweder Knochen so weit, um den Kortex zu brechen.Entfernen Sie bei Bedarf die Nadel und trimmen Sie sie auf eine unangemessene Länge, so dass beide Knochen problemlos über die Nadel passen, ohne dass eine Nadel zwischen den Knochen zeigt. Legen Sie eine kleine Stütze wie ein Pad Gaze oder einen kleinen Felsen oder Modellierton unter die Spenderglied, um sie von Spannung fernzuhalten. Die ventralen Muskelgruppen mit acht bis zehn einfachen unterbrochenen 5-0 Polyglactin-Nähten neu annähern, damit sich das Transplantat nicht um die Oberschenkelnadel dreht.Dies gibt dem Glied Stabilität für die Anastomosen. Beginnen Sie nun mit den Anastomosen. Bewässern Sie regelmäßig das Transplantat und das Operationsfeld mit eiskalter Saline, um eine bessere Visualisierung zu ermöglichen und ischämische Reperfusionsverletzungen zu reduzieren.Richten Sie die Spender- und Empfängerfemoralarterien und Anastomose in End-to-End-Manier mit einfachen unterbrochenen 10-0 Nylon-Nähten aus, wodurch sowohl Spannung als auch Looping vermieden werden. Die Arterie benötigt durchschnittlich sechs Nähte. Ähnlich wie die Arterie, anastomose der Spender und Empfänger Femoral Venen in End-to-End-Manier.Die Vene erfordert sechs bis acht Nähte. Großzügige kaltherzig bewässernde, atraumatische Gefäßhandhabungstechnik und lange Schwänze als Staunähte für den Gefäßrückzug sind wichtige Werkzeuge für effektive mikrochirurgische Anastomosen. Legen Sie eine moderate Menge an hämostatischem Cellulosepulver auf beide Anastomosen, und entfernen Sie anschließend die proximalen mikrochirurgischen Bulldoggenklemmen an der Vene und der Arterie.Prüfen Sie beide Anastomosen auf gute Durchgängigkeit und Strömung. Verwenden Sie Wattestäbchen, um die Vene sanft zu prod und überprüfen Sie für gute Hämostase auf beiden Anastomosen. Wenn beide Anastomosen zufriedenstellend bestätigt werden, trimmen Sie alle verbleibenden langen Bleiben Nähte Schwänze, um die anderen zu entsprechen.Repositionieren sie die Ratte auf die linke seitliche Dekubitusposition, verwenden Sie die liberale Elektrokauterie, um eine akribische Hämostase jeder Reperfusionsmuskelblutung zu erreichen. Die Aufmerksamkeit richtet sich auf die Nervenanastomosen, sobald Muskelhämostase gewährleistet ist. Die dorsalen Muskelgruppen, die direkt unter dem Ischiasnerv liegen, mit einfachen unterbrochenen 5-0 Polyglactin-Nähten neu annähern.Schneiden Sie alle Nervenschnitten zurück, die zerrissen erscheinen. Den Ischiasnerv mit 10-0 Nylonnähten, die nach epineuralen Bissen streben, neu anzunähern. Acht bis zehn einfache unterbrochene Nähte reichen in der Regel aus.Die verbleibenden dorsalen Muskelgruppen mit 5-0 Polyglactin-Nähten neu annähern. Dann schließen Sie die dorsale Haut mit 4-0 Polyglactin kontinuierlich laufende Naht. Neupositionierung der Ratte zur Supine-Position, Neuannäherung des Oberschenkelnervs mit 10-0 Nylon-Nähte, wieder, streben nach epineuralen Bissen.Zwei bis drei einfache unterbrochene Nähte reichen in der Regel aus. Schließen Sie die verbleibende ventrale Haut auf die gleiche Weise wie die rückende Haut. Vermeiden Sie überschüssigen Nähteschwanz, der die Ratte nach dem Erwachen reizen kann.Sobald die Tiere aus dem unmittelbaren postoperativen Fenster sind, können sie auf neuromotorische Erholung getestet werden. Der Hargreaves-Test wird verwendet, um die thermische Empfindung zu testen. Legen Sie die Ratte in den Testbehälter und lassen Sie sie sich 20 Minuten lang akklimatisieren.Das Geräteglas ist sauber bestätigt, und die Wärmequelle wird bestätigt, mit dem Finger des Ermittlers zu arbeiten. Bestätigen Sie vor dem Testen, dass die Ratte wach ist und die getestete Pfote über dem Infrarot-Bewegungsmelder positioniert ist. Übertragen Sie wärmeenergetische Energie auf Intensitätsstufe 90.Zeitverzögerung enden, wenn das Tier seine Pfote von der Wärmequelle wegbewegt. Wenn innerhalb von 20 Sekunden keine Bewegung auftritt, wird der Test abgebrochen, um Verletzungen zu vermeiden. Erhalten Sie fünf Versuche pro getesteter Gliedmaße, ohne den höchsten und niedrigsten Wert, bevor Sie die durchschnittliche Wartezeit für die Entzugswartezeit für jedes Tier berechnen.Hier ist operatives Design im Cartoon-Format dargestellt. Die rechte Hinterseite sowohl der Spender- als auch der Empfängerratten wird im mittleren Oberschenkelals als ischiasischer Querschnitt amputiert. Femoralarterie, Vene und Nerven sowie der Ischiasnerv und der Oberschenkelknochen müssen dann in der Empfängerchirurgie wieder verbunden werden.Das Modell kann verwendet werden, um differentiale Überlebenseffekte der Immunsuppression und Transplantationsstrategie zu zeigen. Mit dieser Technik ist ein langfristiges Überleben erreichbar. Das Modell kann verwendet werden, um die sensorische Nervenregeneration zu untersuchen, die postoperativ um vier Wochen sichtbar sein kann.Motorfunktion kann auch mit einer Ganganalyseplattform abgefragt werden. Hier haben wir eine Rattenmodellplattform mit günstigen Überlebenseigenschaften vorgestellt, mit der wir die sensorische und motorische Rückgewinnung sonden, wie in den Verfahrenszahlen zu sehen ist. Limb Transplantation unter der breiteren Kategorie der VCA, vaskularisierte Komponente Allotransplantation hat weithin anwendbare therapeutische Versprechen ist noch unerfüllt.Die wichtigsten Straßensperren Linie aktuelle Immunsuppression und neuromotorische Erholungstechniken. Die Entwicklung neuer Techniken wird von einer flexiblen, robusten und reproduzierbaren Tiermodellierung abhängen. Mit dieser Plattform hoffen wir, dass die Ermittler in der Lage sein werden, mehrere Facetten der Gliedmaßentransplantation voranzutreiben.Vielen Dank für Das Zuschauen und viel Glück in Ihren nächsten Schritten.

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Hier beschreiben wir die orthotopen Ratten-Hinterteil des Körpers Transplantation Verfahren, das an den Goldstandard zu sein...

Orthotopen Hind-Limb Transplantation in Ratten

Dieses neuartige Modell für orthotoper hinteren Gliedmaßen Transplantation in der Maus, eine nicht-Naht Manschette Technik für supermikrovaskulären Anastomose Anwendung bietet ein leistungsstarkes Werkzeug für die in-vivo-mechanistisch zu vaskularisiert Verbund Allotransplantationen bezogene immunologische Forschung (VCA).

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Vaskularisierte Verbundlegierung bietet den Transplantationsempfängern lebensverändernde Vorteile, aber die biologischen Ursachen für die Abstoßung von Transplantationen und die Vaskulopathie bleiben schlecht verstanden. Das hier vorgestellte Nagetier bietet ein reproduzierbares, klinisch relevantes Transplantationsmodell, das es Forschern ermöglicht, Abstoßungsereignisse und mögliche therapeutische Strategien zu bewerten, um deren Auftreten zu verhindern.

Modifiziertes Heterotopisches Hindlimb Osteomyoskan Flap Model im Rat für translational Vasculariisierte Composite Allotransplantation Research

Die Bewertung der motorischen Erholung bleibt das Benchmark-Ergebnismaß in experimentellen peripheren Nervenstudien. Die isometrische tetanische Kraftmessung des Tibialis-Vordermuskels bei der Ratte ist ein unschätzbares Werkzeug, um funktionelle Ergebnisse nach der Rekonstruktion von Ischiasnervendefekten zu beurteilen. Die Methoden und Nuancen werden in diesem Artikel ausführlich beschrieben.

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Dieser Artikel stellt ein partielles heterotopes osteomyokutanes Lappentransplantationsprotokoll bei Ratten und seine möglichen Ergebnisse in der mittelfristigen Nachbeobachtung vor.

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Dieses Protokoll zeigt, wie man bei Ratten eine unterknienahe Amputation durchführen und gezielte Muskelrenervation (iTMR) sofort durchführen kann, um Strategien zur Behandlung und Vorbeugung von amputationsbedingten Schmerzen zu untersuchen und die mit der Amputation verbundenen Schmerzmechanismen besser zu verstehen.

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Dieses Verfahren demonstriert den transversalen Transport des Tibiakortex bei Ratten und ermöglicht so die Visualisierung und Analyse der Revaskularisation während einer Gliedmaßenischämie.

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Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Dieses Video zeigt die orthotopen Aorten-Transplantat-Modell als ein einfaches Modell für die Entwicklung der Transplantatvaskulopathie (TVP) in Ratten zu untersuchen.

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