Name: Wirkung künstlicher Tränenformulierungen auf die Metabolische Aktivität menschlicher Hornhautepithelzellen nach Exposition gegenüber Dericcation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Erfahren Sie, wie künstliche Tränenformulierungen menschliche Hornhautepithelzellen vor Austrocknung schützen. Diese Methode nutzt metabolische Aktivitätsmessungen zur Bewertung von Zellviabilität und Hilfe bei der Entwicklung wirksamer Trockenauge-Behandlungen.

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Die Autoren danken Alcon für die finanzielle Unterstützung dieser Studien.

1. Menschliche Hornhautepithelzellkultur
<ol><li>Wachsen Sie verewigt HCEC19 in kollagenbeschichteten 75 cm2 Kolben mit 20 ml Dulbeccos modifiziertem Eagle Medium/Nährstoff-Gemisch F-12 (DMEM/F12) mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin/Streptomycin bei 37 °C mit 5%CO2. HINWEIS: Schütteln ist nicht erforderlich.</li>
	<li>Wechseln Sie die Medien alle 2 bis 3 Tage.</li>
</ol>2. Vorbereitung von Zellen für Tests
<ol><li>Nachdem die Zellen sind fast konfluent entfernen Kulturmedien.</li>
	<li>Fügen Sie je 75 cm2 Kolben 4 x 6 ml Zelldisassoziationslösung hinzu. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C, bis sich die Zellen lösen (ca. 20 bis 30 min), und überprüfen Sie regelmäßig unter dem Mikroskop.</li>
	<li>Fügen Sie 2 x 6 ml DMEM/F12 mit 10% FBS zu je 75 cm2 Kolben hinzu.</li>
	<li>Den Inhalt des Kolbens in ein 50 ml Zentrifugenrohr übertragen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Zellen bei 450 x 500 x g für 5 min. Pipet den Überstand heraus und suspendieren Sie die Zellen in vorgewärmten Medien.</li>
	<li>Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Berechnen Sie das Medienvolumen, das insgesamt 1 x 105 Zellen enthält.</li>
	<li>Fügen Sie 1 x 105 Zellen zu jedem Brunnen einer 48 gut kollagen-1 beschichteten Kulturplatte hinzu. Fügen Sie genügend Medien zum Brunnen hinzu, so dass das endgültige Medienvolumen im Brunnen 0,5 ml Kultur DMEM/F12 mit 10% FBS beträgt. HINWEIS: Eine künstliche Tränenformulierung kann zytotoxizität verursachen, die durch eine Abnahme der Metabolischen Aktivität von HCEC gemessen werden kann. Die Konsistenz der Daten hängt davon ab, dass jedem Bohrloch beim Seeding die gleiche Anzahl von HCEC hinzugefügt wird. Die Kulturkonzentration, die für 48 Wellplatten empfohlen wird, beträgt 1 x 105. Da sich Säugetierzellen nach dem Resuspendieren im Zentrifugenrohr absetzen können, wird empfohlen, die Zellen durch Rühren häufig wieder auszusetzen, während die Platten mit Zellen gesät werden, so dass die Zellsuspension die HCEC gleichmäßig verteilt hat.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5%CO2 für 24 h.</li>
</ol>3. Kein Austrocknungsprotokoll
<ol><li>Kontrollverfahren<ol>
<li>Nach der 24 h Inkubation entfernen Sie die Kulturmedien von der Platte.</li>
		<li>Sofortige Behandlung mit 150 l einer Testformulierungs- und Mediensteuerungslösung.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5%CO2 für 30 min.</li>
		<li>Entfernen Sie die Testlösungen aus den Zellen.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5 ml von 10% metabolische Farbstofflösung hinzu, um auf metabolische Aktivität zu testen. Inkubieren Sie die Zellen für weitere 4 h bei 37 °C und 5%CO2.</li>
		<li>Nach der 4 h Inkubationszeit 100 l metabolische Farbstofflösung aus jedem Brunnen entfernen und jeweils 100 l in einen Brunnen einer 96-Well-Platte geben.</li>
		<li>Messen Sie die Fluoreszenz jedes Brunnens mit einem Fluoreszenzplattenleser (Tabelle der Materialien). Stellen Sie die Anregungswellenlänge auf 540 nm und die Emissionswellenlänge auf 590 nm ein.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kein Austrocknungsprotokoll (Wiederherstellungsverfahren)<ol>
<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.1.1 bis 3.1.4.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5 ml DMEM/F12-Medien zu jedem Brunnen hinzu.</li>
		<li>Inkubieren Sie einen Satz von Kulturen für 18 h bei 37 °C und 5%CO2.</li>
		<li>Entfernen Sie das Medium und fügen Sie 0,5 ml von 10% metabolische Farbstofflösung. Wiederholen Sie die Schritte 3.1.6 und 3.1.7.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Desiccation-Protokoll
<ol><li>Kontrollverfahren<ol>
<li>Entfernen Sie nach der 24-stunden-Inkubation (Schritt 2.8) die Kulturmedien von der Platte.</li>
		<li>Sofortige Behandlung mit 150 l einer Testformulierungs- und Mediensteuerungslösung.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5%CO2 für 30 min.</li>
		<li>Entfernen Sie die Testlösungen aus den Zellen.</li>
		<li>Legen Sie die Zellen in eine 37 °C und 45% RH-Kammer für 5 min, um die Zellen zu entachten.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5 ml von 10% metabolischen Farbstofflösung hinzufügen, um die metabolische Aktivität zu testen. Inkubieren Sie die Zellen für weitere 4 h bei 37 °C und 5%CO2.</li>
		<li>Nach der 4 h Inkubationszeit 100 l metabolische Farbstofflösung aus jedem Brunnen entfernen und jeweils 100 l in einen Brunnen einer 96-Well-Platte geben.</li>
		<li>Messen Sie die Fluoreszenz jedes Brunnens mit einem fluoreszierenden Plattenleser. Stellen Sie die Anregungswellenlänge auf 540 nm und die Emissionswellenlänge auf 590 nm ein.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wiederherstellungsverfahren<ol>
<li>Wiederholen Sie die Schritte 4.1.1-4.1.5.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5 ml DMEM/F12-Medien zu jedem Brunnen hinzu.</li>
		<li>Inkubieren Sie einen Satz von Kulturen für 18 h bei 37 °C und 5%CO2.</li>
		<li>Entfernen Sie das Medium und fügen Sie 0,5 ml von 10% metabolische Farbstofflösung. Wiederholen Sie die Schritte 4.1.7 und 4.1.8.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Datenanalyse
<ol><li>Berechnen Sie die durchschnittliche Fluoreszenz der Mediensteuerung. Berechnen Sie die prozentuale Lebensfähigkeit der Stichprobe mit der folgenden Formel: Prozentuale Lebensfähigkeit der Probe = Probenfluoreszenz/Medienkontrollfluoreszenz x 100 HINWEIS: Der Medienkontrolldurchschnitt liegt bei 100 % Lebensfähigkeit. Der Stoffwechselfarbstoff selbst hat eine kleine Menge an Fluoreszenz damit verbunden. Die Fluoreszenz des metabolischen Farbstoffreagenz kann von der Kontroll- und Testprobenfluoreszenz abgezogen werden, bevor die % Lebensfähigkeit der Testproben zur Medienkontrolle berechnet wird.</li>
	<li>Führen Sie einen Normalitätstest und einen Test auf gleiche Abweichungen an den Kontroll- und Testproben durch.</li>
	<li>Wenn der Normalitätstest erfolgreich ist und die Varianzen gleich sind, führen Sie eine einseitige ANOVA aus. Um signifikante Unterschiede zwischen bestimmten Gruppen zu identifizieren, führen Sie einen paarweiseVergleich nach dem hoc-Test durch (d. h. die mehrfachen Vergleichstests von Tukey oder Dunnett).</li>
	<li>Wenn der Normalitätstest erfolgreich ist und die Varianzen unterschiedlich sind, führen Sie die Welch-ANOVA aus. Um signifikante Unterschiede zwischen bestimmten Gruppen zu identifizieren, führen Sie einen paarweiseVergleich nach dem hoc-Test durch (d. h. Dunnetts oder Games-Howell-Tests für mehrere Vergleiche).</li>
	<li>Wenn der Normalitätstest fehlschlägt, verwenden Sie einen nichtparametrischen Test (d. h. Kruskal-Wallis-Test). Um signifikante Unterschiede zwischen bestimmten Gruppen zu identifizieren, führen Sie einen paarweiseVergleich nach dem hoc-Test (d. h. Dunns Test) durch.</li>
</ol>

<ol><li>Xu, M., Sivak, J. G., McCanna, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+effects+of+ophthalmic+solutions+on+human+corneal+epithelial+cells+using+fluorescent+dyes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ocular+Pharmacology+and+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Comparison of the effects of ophthalmic solutions on human corneal epithelial cells using fluorescent dyes.</a> Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 29 (9), 794-802 (2013).</li>
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<li>Xu, M. L., McCanna, D. J., Sivak, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+the+viability+reagent+PrestoBlue+in+comparison+with+alamarBlue+and+MTT+to+assess+the+viability+of+human+corneal+epithelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of the viability reagent PrestoBlue in comparison with alamarBlue and MTT to assess the viability of human corneal epithelial cells.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 71, 1-7 (2015).</li>
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<li>Zheng, X., Goto, T., Shiraishi, A., Ohashi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+efficacy+of+ocular+surface+lubricants+against+dehydration%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">In vitro efficacy of ocular surface lubricants against dehydration.</a> Cornea. 32 (9), 1260-1264 (2013).</li>
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<li>Zheng, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+activated+NLRP3+inflammasomes+initiate+inflammation+in+hyperosmolarity+stressed+human+corneal+epithelial+cells+and+environment-induced+dry+eye+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species activated NLRP3 inflammasomes initiate inflammation in hyperosmolarity stressed human corneal epithelial cells and environment-induced dry eye patients.</a> Experimental Eye Research. 134, 133-140 (2015).</li>
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<li>Giaconia, C., Orioli, A., Di Gangi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Air+quality+and+relative+humidity+in+commercial+aircrafts%3A+An+experimental+investigation+on+short-haul+domestic+flights%5BTitle%5D)+AND+%22Building+and+Environment%22%5BJournal%5D)">Air quality and relative humidity in commercial aircrafts: An experimental investigation on short-haul domestic flights.</a> Building and Environment. 67, 69-81 (2013).</li>
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<li>Lievens, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+an+enhanced+viscosity+artificial+tear+for+moderate+to+severe+dry+eye+disease%3A+A+multicenter%2C+double-masked%2C+randomized+30-day+study%5BTitle%5D)+AND+%22Contact+Lens+%26+Anterior+Eye%22%5BJournal%5D)">Evaluation of an enhanced viscosity artificial tear for moderate to severe dry eye disease: A multicenter, double-masked, randomized 30-day study.</a> Contact Lens & Anterior Eye. 42 (4), 443-449 (2019).</li>
</ol>

Drei Autoren (Rekha Rangarajan, Howard A. Ketelson, Lakshman Subbaraman) sind Angestellte von Alcon. Alcon ist die einzige Finanzierungsquelle und Sponsor dieses Projekts. Lyndon W. Jones, in den letzten 3 Jahren, hat Forschungsunterstützung oder Vorlesung honoraria von folgenden Unternehmen erhalten: Alcon, Allergan, Contamac, CooperVision, GL Chemtec, Inflamax Research, J&J Vision, Menicon, Nature es Way, Novartis, PS Therapy, Santen, Shire, SightGlass und Visioneering. Lyndon Jones ist außerdem Berater und/oder Mitglied im Beirat von Alcon, CooperVision, J&J Vision, Novartis und Ophtecs. Die folgende Liste der Autoren hat nichts zu verraten: Richard Do, David J. McCanna, Adeline Suko, Daryl Enstone, Jaya Dantam.

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die schützende Wirkung von künstlichen Tränenlösungen gegen zellelige Austrocknung zu bestimmen. Zunächst werden die Zellen den trockenen Augentropfen ausgesetzt, um die Zellen zu beschichten. Als nächstes werden die Zellen getrocknet, und die metabolische Aktivität wird überwacht, um zu beurteilen, ob die Formulierungen die schädlichen Auswirkungen von Austrocknungsstress mildern können. Diese Schritte sind entscheidend für das Verständnis der Gesamtauswirkungen, die die Trockenaugenformulierungen auf die Gesamtlebensfähigkeit von Hornhautepithelzellen haben könnten.
Nachdem die meisten Formulierungen des trockenen Auges aus den Kulturbrunnen entfernt wurden, wirkt sich die Chemie der verbleibenden Moleküle, die mit den Zellen in Kontakt sind, auf die Zellaustrocknung aus. Einige Produkte enthalten Mikroemulsionen von Ölen, die die Zellverdunstung minimieren20. Eine Studie, die Reibungsanalyse nach dem Spülen bewertet zeigte Die Aufrechterhaltung der niedrigen Reibung für einige trockene Augen Formulierungen, die ein Indikator für die verbesserte Verweilzeit der trockenen Auge Formulierungen21sein kann. Eine der Einschränkungen dieses Assays besteht darin, dass der Austrocknungsschutz zwar im Vergleich zu anderen Augentropfenformulierungen bewertet werden kann, die Dauer dieses Schutzes aufgrund der kurzen untersuchten Trocknungszeit jedoch nicht bestimmt werden kann. Längere Trocknungszeiten in diesem In-vitro-Test können die Verwendung von Mehrschichtkulturen erfordern, die insgesamt mehr Feuchtigkeitsgehalt haben als eine Zellmonoschicht.
Die spezifischen Inkubationszeiten für die Formulierungen an den Zellen und die Dauer der Trocknungszeit müssen möglicherweise angepasst werden, wenn Temperatur- und Feuchtigkeitswerte geändert werden. Die Auswahl einer Temperatur, eines RH und eines Luftstroms zur Simulation von Umgebungsstressbedingungen, die zu trockenem Auge beitragen können, kann schwierig sein, da die saisonalen und lokalen Umweltbedingungen recht variabel sind21. Moderne Umweltkammern für Humanstudien können die Temperatur zwischen 5 °C und 35 °C und RH zwischen 5% und 95%22variieren. Mit Hilfe eines Verdampfers und einer eng montierten Brille wurde festgestellt, dass bei RH von 40 bis 45 % die Verdunstungsrate aus der Hornhaut 0,037 l/cm2/min betrug und bei RH von 20 bis 25 % die Verdampfungsrate 0,065 l/cm2/min23 betrug. Wenn das In-vitro-Modell die schützende Wirkung von Formulierungen unter extrem niedrigen RH-Bedingungen wie in Flugzeugen15,Wüsten oder trockenen Innenräumen16betrachtet, müssen die Inkubationszeiten möglicherweise reduziert werden, um die verbesserten Verdunstungsraten aus den Zellen zu berücksichtigen. In der menschlichen Tränenflüssigkeit sind eine Vielzahl von Lipiden aus Meibomian und anderen Drüsen vorhanden, die die Tränen vor Verdunstung schützen. Diese Lipide haben unterschiedliche Schmelzpunkte24. Temperaturänderungen könnten sich auf die Fließfähigkeit der Tränenflüssigkeit auswirken, sodass Tests, die bei Umgebungstemperatur durchgeführt werden, deutlich andere Verdampfungsraten aufweisen können als Tests, die bei 37 °C durchgeführt wurden. Da der durchschnittliche Temperaturbereich der Augenoberfläche zwischen 32,9 und 36 °C25liegt, wird empfohlen, den Test in der Nähe dieses Temperaturbereichs durchzuführen.
Zusätzlich zu dem metabolischen Farbstoff (alamarBlue), der in diesem Protokoll verwendet wird, gibt es andere chemische Reagenzien, die verwendet werden können, um die Auswirkungen von Produktformulierungen auf die stoffwechselaktivität der Zelle zu bewerten. Die Tetrazoliumsalze (MTT, XTT, MTS, WST) sind alternative Chemikalien, die verwendet werden können. Der Unterschied in den Tetrazoliumsalzen ist, dass MTT ein positiv geladenes Molekül ist, so dass es in das Zytoplasma lebender Zellen eindringen kann26. MTT wird nach seiner Reduktion durch NAD(P)H27unlöslich. Es muss vor dem Lesen der Absorption auf einem Plattenleser slubilisiert werden. Die anderen Tetrazoliumsalze sind negativ geladen28. Sie müssen durch sekundäre Moleküle außerhalb der lebenden Zelle reduziert werden, da sie nicht in die Zelle eindringen und direkt mit intrazellulären Molekülen interagieren29. Für die XTT-, MTS- und WST-1-Assays kann die Zugabe eines Elektronenkopplungsmittels 1-Methoxyphenazin-Methosulfat (PMS) die Leistung der Assays30verbessern. Im Gegensatz zu den metabolischen Assays, die Tetrazoliumsalze verwenden, benötigt alamarBlue keine zusätzlichen Löslichkeits- oder Elektronenkopplungsmittel. Auch im Gegensatz zu XTT, MTS oder WST-1 dringt alamarBlue in Zellmembranen ein und kann direkt durch Zellenzyme27,29reduziert werden. Der direkte Vergleich von alamarBlue mit Tetrazoliumsalzen hat gezeigt, dass alamarBlue empfindlicher für die Bewertung der Stoffwechselaktivität verschiedener Zelllinien, einschließlich HCEC3,27,31,32ist.
Andere biochemische Endpunkte können auch für die Bewertung des Schutzes menschlicher Hornhautepithelzellen durch Austrocknung in Betracht gezogen werden. Fluoreszierende Farbstoffe können verwendet werden, um Zellmembrandurchlässigkeit und Zellesteraseaktivität zu erkennen1. Auch kann Apoptose durch Färbung für apoptotische Marker auf der Zelloberfläche oder durch Messung für Caspase-Aktivität1,33erkannt werden. Andere Assays haben die Auswirkungen von ophthalmologischen Produkten auf HCEC-Engstellen bestimmt34. Diese Assays könnten in zukünftige Bewertungen unter Verwendung der in diesem Artikel beschriebenen Austrocknungsverfahren einbezogen werden.
Es gibt viele Ursachen für trockenes Auge. Trockenes Auge kann durch verminderte Sekretion von Rissen, erhöhte Augenoberflächenentzündung oder erhöhte Dehydrierung an der Augenoberfläche verursacht werden. Für die Personen, die verdunstende trockene Augen Verwendung eines trockenen Augentropfens, der verhindert, dass ihre Zellen während der Austrocknung Bedingungen zu trocknen kann die Symptome des trockenen Auges zu lindern. Eines der Probleme bei einigen trockenen Augen Formulierungen ist das Vorhandensein von Konservierungsstoffen, die die Augenoberfläche schädigen können. Die Verletzung von Zellen ist nicht hilfreich, um Augenpatienten zu trocknen, da es dazu führen kann, dass mehr Zellen sterben, da verletzte Zellen anfälliger für Austrocknungsstress sind35.
Ein aktueller Review-Artikel von Garrigue et al.36 gibt eine Einschätzung der aktuellen Erkenntnisse darüber, wie lipidbasierte Produkte wirken, um verdunstende trockene Augen zu lindern. Das Hinzufügen von Lipiden zu lipidarmen Tränen kann verdunsten verhindern und so die Zellen vor Austrocknung schützen. Darüber hinaus sind Feuchthaltemittel Moleküle, die Wasser an der Augenoberfläche anziehen und zurückhalten37. Sowohl Glycerin in Lösung #1 als auch Propylenglykol in Lösung #3 sind Feuchthaltemittel. Lösung#3 zeigten eine größere Schutzwirkung des HCEC, die möglicherweise auf die Lipid- und Feuchthaltemitteleigenschaften der Formulierungsbestandteile zurückzuführen ist.
Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die metabolische Aktivität von HCEC nach Exposition gegenüber den trockenen Augenformulierungen und der Austrocknungsbelastung zu bewerten. Durch die Verwendung der in diesem Artikel beschriebenen Methoden können neue nicht irritierende und schützende Augentropfen für Menschen entwickelt werden, die unter verdunstendem trockenem Auge leiden.

Viele verschiedene Inhaltsstoffe in mehrdosierten ophthalmologischen Lösungen werden benötigt, um Stabilität, pH-Wert, Osmolarität und Wirksamkeit zu erhalten. Einige Chemikalien wie Konservierungsstoffe oder Tenside in Augenlösungen können jedoch Schäden am Hornhautepithel1,2verursachen. Zelllebensfähigkeitstests mit humanen Hornhautepithelzellen (HCEC) können durchgeführt werden, um die potenziellen Schäden zu bewerten, die durch diese verschiedenen Inhaltsstoffe in ophthalmologischen Formulierungen verursacht werden. Einer der In-vitro-Assays, die besonders nützlich für die Beurteilung von Zellschäden sind, ist der alamarBlue-Assay3. In diesem Test enthält der Stoffwechselfarbstoff (d.h. alamarBlue) Resazurin, das als Zelllebensfähigkeitsindikator fungiert. Während der zellulären Atmung wird Resazurin durch die Aufnahme von Elektronen4auf Resorufin reduziert. Die Reduktion von Resorufin bewirkt einen Wechsel von einem nicht fluoreszierenden Molekül zu einem fluoreszierenden Molekül, das mit einem Spektrofluorometer5detektiert werden kann.
Diese Untersuchung verwendet zwei verschiedene Behandlungen der Hornhautepithelzellen, um zu bestimmen, wie trockene Augenprodukte in einem In-vitro-Modell funktionieren können. Bei der ersten Auswertung werden die Zellen 30 min lang mit diesen Produkten behandelt. Nach der Behandlung werden die Zellen unmittelbar nach der Exposition gegenüber den trockenen Augenprodukten und nach einem Erholungszeitintervall auf metabolische Aktivität untersucht. Diese Bewertung bestimmt die Wirkung dieser Produkte auf die Zellen vor der Austrocknung in einer Feuchtekammer. Lösungskonservierungsmittel, Tenside oder Puffer in diesen Lösungen können einige zytotoxische Wirkungen auf die Zellen haben, die mit dem metabolischen Farbstoff nachgewiesen werden können.
Die zweite Auswertung bestimmt die metabolische Aktivität der Zellen nach Exposition gegenüber den trockenen Augenprodukten und der Austrocknung. Wenn die Produktbehandlung den Zellen Schutz vor Austrocknungsschäden bietet, wird bei dieser Beurteilung die Stoffwechselaktivität der Zellen aufrechterhalten. Ein Zellschutz vor den schädlichen Auswirkungen der Austrocknung kann auftreten, wenn das trockene Augenprodukt die Zellen mit Lipiden beschichten kann oder das Produkt Flüssigkeit aus der Umgebung aufnehmen kann, die den Zellen Feuchtigkeit hinzufügt.
Dieses Protokoll wurde entwickelt, um schwere Bedingungen der Umweltbelastung von Zellen zu simulieren. Andere Studien haben verschiedene Modelle verwendet, um diese äußere Belastung zu erzeugen. Einige Studien haben die Zellen in laminaren Strömungshauben6,7,8, während andere Raumtemperatur und verschiedene relative Luftfeuchtigkeit (RH) Werte9,10,11verwendet haben. Eine Methode zur Simulation trockener Augenbedingungen ist es, die Osmolarität der Inkubationslösung12,13zu erhöhen. Eine weitere In-vitro-Methode zur Simulation unerwünschter Umweltbedingungen ist die Hinzusagung von Zytokinen in den Zellmedien, um die Tränenflüssigkeit von Patienten mit trockenem Auge zu simulieren14. Obwohl diese Tests interessante Modelle sind, die bewerten können, wie Chemikalien osmotischen Stress reduzieren oder das Immunsystem stimulieren können, zeigen diese Modelle nicht direkt, wie chemische Formulierungen Zellen vor Austrocknungsstress schützen können.
Das Trocknungsmodell verwendet eine Temperatur-/Feuchtigkeitskammer 37 °C und 45% RH. Es simuliert Umgebungsbedingungen, die verdunsten von der Augenoberfläche verursachen können. Mit dieser Methode können auch Simulationen anderer extremer Umgebungsbedingungen wie die niedrige Luftfeuchtigkeit in Flugzeugkabinen15 oder in Innenräumen in den Wintermonaten16 durchgeführt werden.
Die Zellkulturmodellierung wird verwendet, um die Wirkung von Austrocknungsstress auf die menschliche Hornhaut zu simulieren. Um Zellstress zu erkennen, werden Zelllebensfähigkeitstests durchgeführt, um die Auswirkungen auf die Zellgesundheit zu bestimmen. Mehrere verschiedene physiologische Tests können an Zellen durchgeführt werden, um festzustellen, ob sie gestresst sind17. Die in diesem Testverfahren durchgeführte Analyse verwendet den handelsüblichen Stoffwechselfarbstoff (Materialtabelle). Es hat den Vorteil gegenüber vielen anderen Zellstresstests, dass es ungiftig, in Wachstumsmedien löslich ist und Zellen ohne Zellfixierung bewerten kann18. In diesem Verfahren werden die Zellen unmittelbar nach jeder Behandlung auf metabolische Aktivität getestet und ein zweiter Satz von Zellen wieder in Wachstumsmedien platziert und nach 18 h Erholung ausgewertet. Der Grund für die Tests sofort und dann nach einer Erholungsphase ist zellschädigend zu identifizieren, die unmittelbare Auswirkungen auf die stoffwechselmetabolische Aktivität und Zellschäden verursacht, die verzögerte Effekte verursacht. Außerdem bietet es die Möglichkeit, die Auswirkungen dieser Formulierungen auf kurzfristige oder langfristige Schäden und die Fähigkeit der Formulierungen zu bewerten, sich von der anfänglichen Beleidigung zu erholen/ nicht zu erholen.
Diese Untersuchung wird verwendet, um verschiedene lipidhaltige Trockenaugenprodukte auf ihre Wirkung auf die HCEC-Stoffwechselaktivität mit und ohne Austrocknung zu vergleichen. Die Inhaltsstoffe in den getesteten Trockenaugenprodukten sind in der Tabelle der Materialienbeschrieben. Die Bestandteile in Lösung #1 sind Carboxymethylcellulose-Natrium (0,5%), Glycerin (1%) und Polysorbat 80 (0,5%), in Lösung #2 sie leichtes Mineralöl (1,0%) sind. und Mineralöl (4,5%), und in Lösung #3 das Lipid ist Mineralöl und Propylenglykol ist der demulcent. Diese Lipide sind die Formulierungskomponenten, von denen erwartet wird, dass sie den HCEC vor der Austrocknung schützen.

<table><tbody><tr><td>75 cm2 belüftete Flasche</td><td>Corning</td><td>354485</td><td>Dies ist die BioCoat Marke Kollagen beschichtet</td></tr><tr><td>96 Well Platte</td><td>Costar</td><td>3370</td><td></td></tr><tr><td>AlamarBlue</td><td>Fisher Scientific</td><td>dal 1025</td><td></td></tr><tr><td>Corning 48 Well Platten</td><td>Corning</td><td>354505</td><td>Dies ist die BioCoat Marke Kollagen beschichtet</td></tr><tr><td>Cytation 5</td><td>BioTek</td><td>CYT5MPV</td><td>Kann Fluoreszenz von 280 - 700 nm (für Assay 540/590)</td></tr> <tr><td>messenDMEM/F12 mit L-Glutamin und 15 mM HEPES</td><td>Gibco</td><td>11039-021</td><td>Dieses Medium enthält kein Phenolrot</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Hycone</td><td>SH30396.03</td><td></td></tr><tr><td>Menschliche Hornhautepithelzellen</td><td>Universität Ottawa</td><td>N/A</td><td>SV40-immortalisierte humane Hornhautepithelzellen von Dr. M. Griffith (Ottawa Eye Research Institute, Ottawa, Kanada) und wurden charakterisiert Griffith M, Osborne R, Munger R, Xiong X, Doillon CJ, Laycock NL, Hakim M, Song Y, Watsky MA. Funktionelle menschliche Hornhautäquivalente, die aus Zelllinien konstruiert werden. Wissenschaft. 1999; 286:2169&ndash;72.</td></tr><tr><td>Feuchte-/Temperaturkammer</td><td>Zugehörige Umweltsysteme</td><td>LH-1.5</td><td>Economy Line Feuchtigkeitskammer</td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>100-fache Konzentration, also fügen Sie 1 ml zu jedem 99 ml Medium hinzu</td></tr><tr><td>Aktualisieren Optive Advanced (Lösung #1)</td><td>Allergan, Inc</td><td></td><td>Carboxymethylcellulose Natrium (0,5 %), Glycerin (1 %), Polysorbat 80 (0,5 %), -Schmiermittel - Inaktive Bestandteile - Borsäure; Carbomer-Copolymer Typ A; Rizinusöl; erythrit; Levocarnitin; gereinigtes Wasser; Purit (stabilisierter Oxychlor-Komplex) und kann Natriumhydroxid enthalten, um den pH-Wert einzustellen.</td></tr><tr><td>Soothe XP (Lösung #2)</td><td>Bausch & Lomb</td><td></td><td>Light Mineralöl (1,0%), Mineralöl (4,5%) - Emolientien - Inaktive Bestandteile - Borsäure, Edetat Dinatrium, Octoxynol-40, Polyquaternium-1 (Konservierungsmittel), Polysorbat 80, gereinigtes Wasser, Natriumborat-Decahydrat. Kann Salzsäure und/oder Natriumhydroxid enthalten (zur Einstellung des pH-Werts).</td></tr><tr><td>Systane Complete (Lösung #3)</td><td>Alcon Inc.</td><td></td><td>Propylenglykol 0,6% Gleitmittel Inaktive Bestandteile - Borsäure, Dimyristoylphosphatidylglycerin, Edatat Dinatrium, Hydroxypropylguar, Mineralöl, Polyoxl 40 Stearat, POLYQUAD&reg; (Polyquaternium-1) 0,001% Konservierungsmittel, Sorbitantristearat, Sorbit und gereinigtes Wasser. Kann Salzsäure und/oder Natriumhydroxid enthalten, um den pH-Wert einzustellen.</td></tr><tr><td>TrypLE Express (Lösung zur Zelldissoziation)</td><td>Fisher Scientific<</td><td>a href="https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/12605036" target="_blank">12605036</a></td><td></td></tr></tbody></table>

wirkung künstlicher tränenformulierungen auf die metabolische aktivität menschlicher hornhautepithelzellen nach exposition gegenüber dericcation

Effect of Artificial Tear Formulations on the Metabolic Activity of Human Corneal Epithelial Cells after Exposure to Desiccation

Künstliche lipidhaltige Tränenformulierungen werden entwickelt, um die Tränenverdunstung durch die Wiederherstellung einer mangelhaften Tränenfettschicht zu reduzieren. Künstliche Tränenformulierungen, die die Zellaustrocknung verhindern, führen zu einem Schutz der Okulären Oberfläche und zur Aufrechterhaltung der zellmetabolischen Aktivität. Während der Dehydrierung durchlaufen die Zellen den Prozess des Verlusts der metabolischen Aktivität und anschließend des Zelltodes. Diese Arbeit beschreibt eine Methode zur Beurteilung der Wirksamkeit künstlicher Tränenformulierungen. Der stoffwechselmetarebolische Farbstoff (d.h. alamarBlue) wandelt sich von einem niedrig fluoreszierenden Molekül Resazurin zu einem fluoreszierenden Molekül resorufin in lebensfähigen Zellen. Die biologische Leistungsfähigkeit einer künstlichen Tränenformulierung wird gemessen, da die Formulierung (a) die Zelllebensfähigkeit aufrechterhält und (b) den Zellschutz vor Austrocknung bietet. Wachstumsmedien und Salzsäure werden als Steuerelemente für die Zelllebensfähigkeits-/Austrocknungstests verwendet. Die Zellen werden mit Testlösungen für 30 min inkubiert und dann für 0 oder 5 min bei 37 °C und 45% relativer Luftfeuchtigkeit ausgetrocknet. Die zellmetabolische Aktivität nach der Erstexposition und nach der Zellaustrocknung wird dann bestimmt. Die Ergebnisse zeigen die vergleichenden Auswirkungen von Augentropfenformulierungen auf die zellmetabolische Aktivität und den Austrocknungsschutz. Diese Methode kann verwendet werden, um trockene Augenformulierungen zu testen, die entwickelt wurden, um Personen mit verdunstendem trockenem Auge zu behandeln.

Die Ergebnisse einer Studie zum Vergleich von drei Trockenaugenformulierungen sind in Abbildung 1dargestellt. Diese Abbildung zeigt, dass es Unterschiede in der Wirkung der drei Produkte, Lösung #1, Lösung #2 und Lösung #3 (Tabelle der Materialien) auf die Lebensfähigkeit von HCEC haben. Lösung #1 und Lösung #2 hatten einen signifikanten Einfluss auf die metabolische Aktivität von HCEC vor der Austrocknung. Dies bedeutet, dass es Formulierungskomponenten in diesen Produkten gibt, die die Stoffwechselaktivität des HCEC stören können. Der zusätzliche Rückgang der zellmetabolischen Aktivität, der nach 18 h Wiederherstellung von Zellen auftrat, die Lösung #1 ausgesetzt waren, zeigt, dass HCEC zunächst verletzt wurde und nach 18 h die Verletzung nicht repariert wurde. Im Vergleich dazu hatte die Lösung #3 nur eine leichte Wirkung auf die Stoffwechselaktivität des HCEC.
Abbildung 2 zeigt die Wirkung dieser lipidhaltigen Trockenaugenformulierungen auf den Zellschutz. Bei einer fast 0% HCEC-Stoffwechselaktivität im 18-stunden-Erholungsintervall schützten Lösungs- #1 und Lösungs-#2 die Zellen nicht vor Austrocknungsstress. Lösung#3 bot jedoch einen gewissen Schutz vor Austrocknungsstress.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60812/60812fig1.jpg"> Abbildung 1: Wirkung von trockenen Augen lipid verstärkten Produkten auf die Zelllebensfähigkeit. Relative Lebensfähigkeit gemessen durch HCEC-Stoffwechselaktivität nach Behandlung mit lipidhaltigen Trockenaugenprodukten. * = statistische Signifikanz (p &lt; 0,05) bezogen auf Lösung #3, n = statistische Signifikanz (p &lt; 0,05) relativ zur Mediensteuerung für den entsprechenden Erholungszeitraum. Die Höhe des Balkens stellt den Mittelwert dar, und die Fehlerbalken sind die SD. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60812/60812fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60812/60812fig2.jpg"> Abbildung 2: Wirkung von trockenen Augen lipid verstärkte Produkte auf den Austrocknungsschutz. Wirkung von lipidhaltigen Trockenaugenformulierungen auf den Zellschutz. Lösung#1 und Lösung #2 zellennicht vor Austrocknungsstress schützten, und sie erholten sich im Laufe der Zeit nicht von Austrocknungseffekten. Im Gegensatz dazu bot die Lösung #3 einen gewissen Schutz vor Austrocknungsstress. * = p &lt; 0,05 relativ zur Lösung #3 und s = p &lt; 0,05 relativ zu unbehandelten (Kontroll-)Medien für die entsprechende Wiederherstellungszeit. Die Höhe des Balkens stellt den Mittelwert dar, und die Fehlerbalken sind die SD. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60812/60812fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Ziel dieses Protokolls ist es zu bewerten, ob verschiedene künstliche Tränenformulierungen menschliche Hornhautepithelzellen mit einem In-vitro-Modell vor der Austrocknung schützen können. Nach der Exposition gegenüber künstlichen Tränenformulierungen und Dericcation werden menschliche Hornhautepithelzellen auf metabolische Aktivität untersucht.

Wirkung künstlicher Tränenformulierungen auf die Metabolische Aktivität menschlicher Hornhautepithelzellen nach Exposition gegenüber Dericcation

Artificial lipid-containing tear formulations are developed to reduce tear evaporation by the restoration of a deficient tear lipid layer. Artificial tear ...

Der Zweck dieses Protokolls besteht darin, in einem In-vitro-Modell zu bewerten, ob künstliche Tränenformulierungen menschliche Hornhautepithelzellen vor Austrocknung schützen können. Diese Methode kann verwendet werden, um Formulierungen für trockene Augen zu identifizieren, die den Augenschutz für Personen mit Symptomen des trockenen Auges unterstützen können. Dieser Assay verwendet ein sehr empfindliches Maß zum Nachweis der metabolischen Aktivität von Hornhautepithelzellen.Dadurch können kleine Veränderungen der Gesundheit der Hornhautzellen durch Austrocknung festgestellt werden. Parisa Mirzapour, Nijani Nagaarudkumaran und Adeline Suko werden das Verfahren heute vorführen. Beginnen Sie mit der Züchtung immortalisierter menschlicher Hornhautepithelzellen in kollagenbeschichteten Kolben mit 20 Millilitern DMEM/F12, die 10 % fötales Rinderserum und 1 % Penicillin/Streptomycin bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid enthalten, und wechseln Sie das Medium alle zwei bis drei Tage.Sobald die Zellen fast zusammenfließend sind, entfernen Sie das Zellkulturmedium und geben Sie vier bis sechs Milliliter Zelldissoziationsmedium in jeden Kolben. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius, bis sie sich lösen, und überprüfen Sie sie regelmäßig unter dem Mikroskop. Geben Sie zwei bis sechs Milliliter DMEM/F12 mit 10 % FBS in jeden Kolben und geben Sie den Inhalt in ein 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen.Zentrifugieren Sie die Zellen fünf Minuten lang bei 450 bis 500 g g. Aspirieren Sie dann den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in vorgewärmten Medien. Bestimmen Sie die Zellkonzentration mit einem Hämozytometer und berechnen Sie das Volumen, das 100.000 Zellen enthält.Geben Sie in jede Vertiefung einer 48-Well-Kulturplatte, die mit Kollagen I beschichtet ist, zusammen mit dem berechneten Zellvolumen Medien und stellen Sie sicher, dass das endgültige Volumen in jeder Vertiefung 0,5 Milliliter beträgt. Inkubieren Sie die Zellen dann 24 Stunden lang. Für das Kontrollverfahren nehmen Sie das Nährmedium aus den Vertiefungen und behandeln Sie die Zellen sofort mit 150 Mikrolitern einer Testformulierung oder einer Medienkontrolllösung.Inkubieren Sie die Zellen dann 30 Minuten lang. Entfernen Sie die Testlösung aus den Zellen und fügen Sie 0,5 Milliliter 10%ige metabolische Farbstofflösung hinzu. Inkubieren Sie die Zellen für weitere vier Stunden.Entfernen Sie nach der Inkubation 100 Mikroliter Farbstofflösung aus jeder Vertiefung und geben Sie sie auf eine 96-Well-Platte. Verwenden Sie ein Plattenlesegerät, um die Fluoreszenz jedes Wells zu messen, indem Sie die Anregung auf 540 Nanometer und die Emission auf 590 Nanometer einstellen. Um das Wiederherstellungsverfahren durchzuführen, inkubieren Sie die Zellen mit den Testlösungen oder Kontrollen, wie zuvor beschrieben.Geben Sie dann 0,5 Milliliter DMEM/F12-Medien in jede Vertiefung. Inkubieren Sie die Zellen 18 Stunden lang. Entfernen Sie dann das Medium und testen Sie die Stoffwechselaktivität.Um das Kontrollverfahren durchzuführen, entfernen Sie das Nährmedium von den Zellen in der 48-Well-Platte und behandeln Sie sie sofort mit der Testformulierung oder der Kontrolllösung. Inkubieren Sie die Platte 30 Minuten lang bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid. Entfernen Sie nach der Inkubation die Testlösungen aus den Zellen und legen Sie sie fünf Minuten lang zum Austrocknen in eine Kammer mit 37 Grad Celsius und 45 % Luftfeuchtigkeit.Fügen Sie dann 0,5 Milliliter 10%ige metabolische Farbstofflösung hinzu und inkubieren Sie die Zellen vier Stunden lang bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid. Übertragen Sie nach der Inkubation 100 Mikroliter der metabolischen Farbstofflösung aus jeder Vertiefung auf eine 96-Well-Platte und messen Sie die Fluoreszenz. Um das Wiederherstellungsverfahren durchzuführen, wiederholen Sie das zuvor beschriebene Protokoll und schließen Sie nach dem Austrocknungsschritt eine 18-stündige Inkubation mit DMEM/F12-Medium ein.Führen Sie dann eine statistische Analyse der Daten durch, wie im Textmanuskript beschrieben. Drei Formulierungen des trockenen Auges wurden hinsichtlich ihrer Wirkung auf die Lebensfähigkeit menschlicher Hornhautepithelzellen verglichen. Die Lösungen eins und zwei hatten einen signifikanten Einfluss auf die Stoffwechselaktivität der Zellen vor der Austrocknung.Zellen, die Lösung eins ausgesetzt waren, zeigten nach einer 18-stündigen Erholung einen zusätzlichen Abfall der Zellstoffwechselaktivität, was bedeutet, dass sie zunächst verletzt waren und die Verletzung nicht repariert wurde. Im Vergleich dazu hatte Lösung drei nur einen milden Effekt auf die Stoffwechselaktivität der Epithelzellen. Beim Vergleich der Fähigkeit dieser lipidhaltigen Formulierungen für das trockene Auge, die Zellen zu schützen, wurde festgestellt, dass die Lösungen eins und zwei die Zellen nicht vor Austrocknungsstress schützten.Lösung drei bot jedoch einen gewissen Schutz. Achten Sie beim Aussäen der Zellen in kollagenbeschichtete Platten darauf, dass die Zellsuspension Zellen enthält, die gleichmäßig gemischt sind, so dass jede Vertiefung mit der gleichen Zellzahl besiedelt wird. Lösung drei zeigte eine statistisch signifikante Verbesserung der Zellviabilität und des Schutzes vor Austrocknungsstress im Vergleich zu den beiden anderen lipidhaltigen Produkten.Es ist möglich, dass Mineralöl mit Phospholipiden zusammen mit HP-Guar und Propylenglykol Lösung drei ermöglicht, um die Hydratation der Hornhautzellen zu schützen und die Verdunstung unter Austrocknung zu reduzieren.

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Dieses Video beschreibt einen fluorometrischen In-vitro-Assay zur Bewertung der Auswirkungen von künstlichen Tränenformulierungen auf die zelluläre Stoffwechselaktivität von Hornhautepithelzellen unter Verwendung von Resazurin-basierter Alamarblau-Lösung. Eine ungiftige Formulierung hält die Zellen in einem gesunden, metabolisch aktiven Zustand und erleichtert die Reduktion von Resazurin in ein stark fluoreszierendes Resorufin.

alamarBlue Assay: Eine empfindliche fluorometrische Methode zum Screening der zytotoxischen Wirkungen künstlicher Tränenformulierungen auf die Stoffwechselaktivität menschlicher Hornhautepithelzellen

Dieses Video zeigt eine Methode zur Beurteilung der Hornhautglätte und der Stabilität des Tränenfilms in einem Autoimmun-Rattenmodell. Es hebt die Auswirkungen von Drüsenfunktionsstörungen auf die Stabilität des Tränenfilms hervor, die für das Verständnis der Krankheit des trockenen Auges entscheidend sind.

Beurteilung der Hornhaut- und Tränenglätte in einem Autoimmunmodell für Ratten mit trockenem Auge

Dieser Artikel beschreibt die Entwicklung einer Methode, um akute oder chronische trockene Augenerkrankungen bei Kaninchen zu induzieren, indem Concanavalin A in alle Teile des Orbital-Tränendrüsensystems injiziert wird. Diese Methode, die den bereits gemeldeten überlegen ist, erzeugt ein reproduzierbares, stabiles Modell des trockenen Auges, das für die Untersuchung pharmakologischer Wirkstoffe geeignet ist.

A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Dlands: Application to Drug Efficacy Studies

Ein neuartiger Ansatz wird vorgestellt, um chronische trockene Augenerkrankungen bei Kaninchen zu induzieren, indem alle orbitalen Tränendrüsen operativ entfernt werden. Diese Methode, die sich von den zuvor berichteten unterscheidet, produziert ein stabiles, reproduzierbares Modell eines wässrigen mangelhaften trockenen Auges, das gut geeignet ist, Tränenphysiologie und Pathophysiologie und Augentherapeutika zu studieren.

Etablierung eines schweren Trockenauges modell mit vollständiger Dakryoadenektomie bei Kaninchen

Dieser Artikel beschreibt die Verfahren zur Bewertung der Toxizität von UV-Strahlung und chemischen Toxinen auf einer primären und immortalisierten Zelllinie.

Bestimmung der Toxizität von UV-Strahlung und Chemikalien auf primären und immortalisierten humanen Hornhautepithelzellen

Hier werden Tiermodelle auf der Basis von Maus und Kaninchen für mechanische und chemische Verletzungen des Hornhautepithels entwickelt, um neue Therapeutika und den zugrunde liegenden Mechanismus zu untersuchen.

Ex vivo und in vivo Tiermodelle für mechanische und chemische Verletzungen des Hornhautepithels

Wir haben ein Rattenmodell für schwere Hornhautentzündungen durch Hornhautepithelkürettage in Kombination mit Hornhautnähten entwickelt. Die Studie untersuchte Entzündungsmuster der Hornhaut, die epitheliale Proliferation und Veränderungen der limbalen Stammzellen unter entzündlichen Bedingungen.

Etablierung eines Modells für schwere Hornhautentzündungen bei Ratten auf der Grundlage einer Hornhautepithelkürettage in Kombination mit Hornhautnähten

Hier präsentieren wir eine Methode zur Etablierung eines Mausmodells des wässrig-defizienten trockenen Auges durch Exzidierung der extraorbitalen und infraorbitalen Tränendrüsen und bewerten die Veränderungen der Augenoberfläche beim wässrigen Mangel-Trockenauge.

Etablierung eines Mausmodells für den Kammerwassermangel Trockenes Auge

Die ex vivo-Organkultur der Schweinehornhaut und die epitheliale Wundheilung bieten ein wirtschaftliches, ethisches, reproduzierbares und quantitatives Mittel zur Prüfung der Augentoxizität von Chemikalien. Sie helfen auch bei der Aufklärung von Mechanismen, die der Regulation der Epithelisierung und Gewebereparatur zugrunde liegen, sowie bei der Bewertung von Therapeutika zur Behandlung von diabetischer Keratopathie und verzögerter Wundheilung.

Bewertung der therapeutischen und chemischen Toxizität anhand von organgezüchteten Schweinehornhäuten und der Heilung von Epithelwunden

OSTSS führt zu gebündelten Entzündungsmediatoren im Tränenfilm, die Symptome wie Epiphora und Beschwerden verursachen. Hier stellen wir einen Fall vor, in dem eine therapeutische Nasolakrimalspülung alle 2 Monate Epiphora und Juckreiz beseitigte, was auf ihre Wirksamkeit als therapeutische Intervention bei OSTSS hindeutet. Darüber hinaus berichten wir über subjektive Verbesserungen der Symptome bei 3 weiteren Patienten.

Nasolacrimale Lavage zur Behandlung des Syndroms der toxischen Suppe der Augenoberfläche

Erfahren Sie, wie künstliche Tränenformulierungen menschliche Hornhautepithelzellen vor Austrocknung schützen. Diese Methode nutzt metabolische Aktivitätsmessungen zur Bewertung von Zellviabilität und Hilfe bei der Entwicklung wirksamer Trockenauge-Behandlungen.

Wirkung künstlicher Tränenformulierungen auf die Metabolische Aktivität menschlicher Hornhautepithelzellen nach Exposition gegenüber Dericcation (Video) | JoVE Journal

Wirkung künstlicher Tränenformulierungen auf die Metabolische Aktivität menschlicher Hornhautepithelzellen nach Exposition gegenüber Dericcation

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