Name: Hirntodinduktion bei Mäusen mit intraarterieller Blutdrucküberwachung und -beatmung mittels Tracheostomie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 3 s
Description: Erfahren Sie die Hirntodinduktion bei Mäusen mit intraarterieller Blutdrucküberwachung und Tracheostomie zur Untersuchung systemischer Entzündungsreaktionen und Organtransplantationspotenzials.

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Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Prinzipien der Labortierpflege durchgeführt, die von der National Society for Medical Research und dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren von der National Academy of Science erstellt und von den National Institutes of Health veröffentlicht wurden (NIH-Publikation Nr. 86-23, überarbeitet 1985). Alle Experimente wurden vom österreichischen Ministerium für Bildung, Wissenschaft und Kultur genehmigt (BMWF-66.011/0071-II/3b/2012).
1. Arterielle Katheterisierung
<ol><li>Anästhetisieren Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin und Xylazin10 und einem Schmerzmittel nach lokaler Praxis (z.B. Buprenorphin).  Kneifen Sie die Hinterbeine mit Zangen, um die richtige Tiefe der Anästhesie zu bestätigen. HINWEIS: Für diese Studie wurden männliche C57BL/6N-Mäuse im Alter von 8 bis 12 Wochen verwendet (Gewicht 20 bis 25 g). Die Autoren haben männliche BALB/c des gleichen Alters erfolglos getestet, aber keine anderen Stämme ausprobiert (siehe Diskussion).</li>
	<li>Entfernen Sie das Haar in den Bereichen von Interesse (Kopf, Hals) mit einem elektrischen Rasiermesser. Stellen Sie sicher, dass kein loses Haar übrig bleibt, um eine Wundkontamination zu verhindern. Anschließend desinfizieren Sie das Operationsfeld mit 70% Ethanol/Chlorhexidin/Betadin und legen Sie die Maussupine mit dem Kopf zum Chirurgen.</li>
	<li>Machen Sie einen zervikalen Mittellinienschnitt mit einer Sezierenderschere.</li>
	<li>Sezieren Sie die submandibulären Drüsen und Halsmuskelgewebe und trennen Sie sie, um die gemeinsame Halsschlagader freizulegen. Verwenden Sie meist stumpfe Sezierung über Zangen.</li>
	<li>Platz drei 8-0 Seidenligaturen unter der rechten gemeinsamen Halsschlagader.</li>
	<li>Legen Sie eine Klemme auf die proximale Ligatur und bringen Sie Spannung in die Arterie, so dass der Fluss aufgehängt wird.</li>
	<li>Schließen Sie die distale Ligatur.</li>
	<li>Setzen Sie den arteriellen Katheter durch ein kleines, vorgeformtes Hautloch auf den Schädelaspekt des Einschnitts. Drücken und verformen Sie das Lumen des Katheters, wenn es zu groß erscheint, um den Blutrückfluss zu reduzieren. Fixieren Sie mit allen drei Ligaturen.</li>
	<li>Fixieren Sie den Katheter auf die Haut, um Verwerfungen zu vermeiden. Dazu eine Naht (z.B. 5-0 Monofilament, nicht resorbierbar), die den Katheter im Bereich des vorgeformten Hautlochs mit der Haut verbindet.</li>
</ol>2. Tracheostomie
<ol><li>Sezieren Sie die vortracheale Muskulatur unverblümt mit Zangen.</li>
	<li>Platz zwei 8-0 Seidenligaturen unter der Luftröhre.</li>
	<li>Tracheotomisieren Sie mit Mikroschere so proximal wie möglich, um einseitige Belüftung zu vermeiden. Verwenden Sie eine horizontale Schnittlinie zwischen zwei Trachealknorpeln.</li>
	<li>Legen Sie das Lüftungsrohr ein und fixieren Sie es mit beiden vorbereiteten Ligaturen. HINWEIS: Das proximale Ende der Luftröhre muss nicht geligiert werden.</li>
	<li>Schließen Sie die Haut mit einer laufenden Naht (z.B. 6-0 Monofilament, nicht resorbierbar).</li>
	<li>Belüften Sie die Maus mit einer Frequenz von 150/min und einem Gezeitenvolumen von 200 l.</li>
</ol>3. Hirntodinduktion
<ol><li>Ordnen Sie die Maus an die anfällige Position an.</li>
	<li>Entfernen Sie die Haut aus dem Schädel mit chirurgischer Schere und Zange, um die Haut zu halten.</li>
	<li>Bohren Sie ein 1 mm Kaliber Bohrung paramedial über dem linken parietalen Kortex. Beenden Sie das Bohren, bevor Sie den inneren kompakten Knochen und den Dura mater durchbrechen.</li>
	<li>Durchdringen Sie die letzte Gewebebrücke des Schädels mit stumpfer Zange und entfernen Sie scharfe Kanten.</li>
	<li>Setzen Sie den Ballonkatheter ein, so dass er vollständig in der Schädelhöhle liegt. Stellen Sie sicher, dass der Ballon mit Einer Linie vorgefüllt ist und die gesamte Luft evakuiert wird.</li>
	<li>Beginnen Sie die Inflation mit hilfe einer Spritzenpumpe bei 0,1 ml/min über einen Zeitraum von 10 bis 15 min (Gesamtvolumen von 0,8 bis 1,2 ml). HINWEIS: Die Maus wird Myoklonus, Mydriasis, weitere Anfallsaktivität und agonale Gase zeigen.</li>
	<li>Aussprechen Sie das Maushirn tot, sobald der Schwanz der Maus steif geworden ist und errichtet. HINWEIS: BD wird durch eine charakteristische anfängliche Blutdruckspitze (Cushing Reflex), das Fehlen von Hirnstammreflexen und spontane Atmung bestätigt. Regelmäßige Apnoetests sollten während der Experimente vermieden werden, da Mäuse aufgrund eines Sauerstoffmangels kreislaufinstabil werden können.</li>
	<li>Stoppen Sie die Inflation des Ballonkatheters.</li>
	<li>Legen Sie eine Heizdecke über die Maus, um Unterkühlung zu vermeiden.</li>
</ol>4. Während der BD-Periode
<ol><li>Überwachen und dokumentieren Sie den Blutdruck regelmäßig. Auszuschließen Mäuse mit einer längeren hypotensiven Phase (mittlerer arterieller Druck [MAP] < 50 mmHg für >30 min).</li>
	<li>Infuse 0,1 ml Kochchen alle 30 min, um den Blutdruck der Maus zu stabilisieren. HINWEIS: In dieser Studie wurden jeder Maus insgesamt 0,8 ml Saline verabreicht.</li>
	<li>Nach 4 h BD-Dauer Mausorgane/-gewebe ernten. Schließen Sie die Maus aus dem Experiment aus, wenn das Herz der Maus am Ende des Experiments nicht schlägt.</li>
</ol>5. Scheinverfahren
<ol><li>Führen Sie die Schritte 1.1-3.3 aus. HINWEIS: Öffnen Sie den inneren kompakten Knochen nicht. Fügen Sie keinen Ballonkatheter ein oder aufblasen.</li>
	<li>Bleiben Sie in der Nähe der Maus und beobachten Sie kontinuierlich das Tier. Immer wieder die Hinterbeine mit Zangen kneifen, um die richtige Tiefe der Anästhesie zu bestätigen. Tragen Sie zusätzliche Anästhesie subkutan auf (ca. 1/2 der Anfangsdosis), wenn die Maus Anzeichen des Erwachens zeigt, was unserer Erfahrung nach etwa nach 2 x 3 h nach der Anästhesie geschieht.</li>
	<li>Tragen Sie die gleiche Menge an intravenöser Saline wie bei den BD-Mäusen auf. HINWEIS: Die Scheinmaus wird nach Beendigung der Beatmung wieder spontane Atmung. Die BD-Maus wird dies nicht tun. Apnoe-Tests sollten während der Erstellung des Modells durchgeführt werden, aber während der Experimente sollte es aufgrund unnötiger physiologischer Belastung vermieden werden.</li>
</ol>

<ol><li>Hart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+2017+Annual+Data+Report%3A+Kidney%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR 2017 Annual Data Report: Kidney.</a> American Journal of Transplantation. 19 (Suppl 2), 19(2019).</li>
<li>The Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Practice+parameters+for+determining+brain+death+in+adults+%28summary+statement%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Practice parameters for determining brain death in adults (summary statement).</a> Neurology. 45 (5), 1012-1014 (1995).</li>
<li>Terasaki, P. I., Cecka, J. M., Gjertson, D. W., Takemoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+survival+rates+of+kidney+transplants+from+spousal+and+living+unrelated+donors%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+Medicine%22%5BJournal%5D)">High survival rates of kidney transplants from spousal and living unrelated donors.</a> New England Journal Medicine. 333 (6), 333-336 (1995).</li>
<li>Pratschke, J., Neuhaus, P., Tullius, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+can+be+learned+from+brain-death+models%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">What can be learned from brain-death models?</a> Transplant International. 18 (1), 15-21 (2005).</li>
<li>Wilhelm, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+heart+by+donor+brain+death+accelerates+acute+rejection+after+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Activation of the heart by donor brain death accelerates acute rejection after transplantation.</a> Circulation. 102 (19), 2426-2433 (2000).</li>
<li>Pomper, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introducing+a+mouse+model+of+brain+death%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Introducing a mouse model of brain death.</a> Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 70-74 (2010).</li>
<li>Ritschl, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+leads+to+differential+immune+activation+in+solid+organs+but+does+not+accelerate+ischaemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Donor brain death leads to differential immune activation in solid organs but does not accelerate ischaemia-reperfusion injury.</a> Journal of Pathology. 239 (1), 84-96 (2016).</li>
<li>Atkinson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+exacerbates+complement-dependent+ischemia%2Freperfusion+injury+in+transplanted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Donor brain death exacerbates complement-dependent ischemia/reperfusion injury in transplanted hearts.</a> Circulation. 127 (12), 1290-1299 (2013).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+with+tetrahydrobiopterin+overcomes+brain+death-associated+injury+in+a+murine+model+of+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Treatment with tetrahydrobiopterin overcomes brain death-associated injury in a murine model of pancreas transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 15 (11), 2865-2876 (2015).</li>
<li>Floerchinger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+immune+responses+in+a+reproducible+mouse+brain+death+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Immunology%22%5BJournal%5D)">Inflammatory immune responses in a reproducible mouse brain death model.</a> Transplant Immunology. 27 (1), 25-29 (2012).</li>
<li>Steen, P. A., Milde, J. H., Michenfelder, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((No+barbiturate+protection+in+a+dog+model+of+complete+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">No barbiturate protection in a dog model of complete cerebral ischemia.</a> Annals of Neurology. 5 (4), 343-349 (1979).</li>
<li>Cooper, D. K., Novitzky, D., Wicomb, W. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+effects+of+brain+death+on+potential+donor+organs%2C+with+particular+reference+to+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+Royal+College+of+Surgeons+of+England%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological effects of brain death on potential donor organs, with particular reference to the heart.</a> Annals of the Royal College of Surgeons of England. 71 (4), 261-266 (1989).</li>
<li>Herijgers, P., Leunens, V., Tjandra-Maga, T. B., Mubagwa, K., Flameng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+organ+perfusion+after+brain+death+in+the+rat+and+its+relation+to+circulating+catecholamines%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Changes in organ perfusion after brain death in the rat and its relation to circulating catecholamines.</a> Transplantation. 62 (3), 330-335 (1996).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

BD, ein Risikofaktor für Allograft-Qualität bei Multiorganspendern, bringt eine Fülle pathophysiologischer Veränderungen mit sich, die nur mit In-vivo-Modellen ausreichend bewertet werden können. Hämodynamische Veränderungen, Zytokinsturm, hormonelle Veränderungen und ihre letztendliche Auswirkung auf die Qualität und das Überleben von Organtransplantaten können nicht in vitro analysiert werden4. Der Großteil der Basistransplantationen sowie der immunologischen Forschung ist von ausgeklügelten dia...

Die Transplantation ist derzeit die einzige heilende Behandlung für Organversagen im Endstadium. Bisher waren Patienten mit Hirntod (BD) die Hauptquelle für Organspenden, obwohl lebende Spende und Spende nach Kreislauftod wertvolle Alternativen sind1. BD wird durch ein irreversibles Koma (mit einer bekannten Ursache), das Fehlen von Hirnstammreflexen und Apnoe2definiert. Leider zeigen BD-Organe minderwertige Ergebnisse im langfristigen Transplantatüberleben unabhängig von humanem Leukozyten-Antigen (HLA)-Missverhältnis und kalter ischämischer Zeit3. In der Zwischenzeit wurde intensive Forschung an diesem antigenunabhängigen Risikofaktor durchgeführt, was zu drei Hauptaspekten pathophysiologischer Veränderungen führte, die als Folge von BD vermittelt wurden: hämodynamisch, hormonell und entzündlich4.
Bis heute wurden experimentelle BD-Modelle bei Nagetieren hauptsächlich mit Ratten durchgeführt. Um einen besseren Einblick in die immunologischen Folgen fester Organe nach BD zu gewinnen, wollten wir ein murines BD-Modell etablieren, da derzeit nur Mausmodelle umfassende Untersuchungen genetischer oder immunologischer Faktoren ermöglichen. In diesem Zusammenhang bietet das Maussystem eine größere Auswahl an Analysewerkzeugen.
Das hier beschriebene Prinzip der BD-Induktion basiert auf einer Erhöhung des intrakraniellen Drucks, der durch die Inflation eines ballonkatheter unter dem Schädel eingesetzten Ballonkatheters induziert wird. Erhöhter intrakranieller Druck imitiert den physiologischen Mechanismus von BD, indem er die Perfusion des Großhirns, Kleinhirns und des Hirnstamms5,6blockiert. Um eine ausreichende Durchblutung der peripheren Organe zu gewährleisten, ist die Blutdruckmessung während des Eingriffs obligatorisch. Der zu diesem Zweck verwendete Katheter dient gleichzeitig der Kochlinie, um den Blutdruck durch Flüssigkeitssubstitution zu stabilisieren. Da BD mit der Einstellung der spontanen Atmung einhergeht, muss eine ausreichende Beatmung gewährleistet sein. Eine elektrische Decke hält die physiologische Körperkörpertemperatur aufrecht.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Modell eingehende Studien über den Einfluss von BD-induzierten Verletzungen, auf Leukozytenmigration7, Komplimentaktivierung8, ischämische Reperfusionsverletzung9und andere Faktoren ermöglichen wird.

<table><tbody><tr><td>Arterienkatheter (BD Neoflon 26G)</td><td>BD</td><td>391349</td><td></td></tr><tr><td>Blutdruckmessumformer (APT300)</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-3862</td><td></td></tr><tr><td>Fogarty Arterial Embolectomy Katheter N&deg; 3</td><td>Edwards Lifesciences Corporation</td><td>120403F</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>FST</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Homöotherme Deckensysteme mit flexibler Sonde</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>55-7020</td><td></td></tr><tr><td>Ketansol</td><td>Graeub</td><td>6680110</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>FST</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>FST</td><td>12060-02</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 5-0</td><td>Ethicon</td><td>8698H</td><td></td></tr><tr><td>Pump 11 Elite Infusion Only Single</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>70-4500</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>FST</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktisches Mikroskop</td><td>Olympus</td><td>SZX7</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Unterlage</td><td>Molinea.A</td><td>274301</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät für Mäuse (MiniVent Modell 845)</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-0043</td><td></td></tr><tr><td>Xylasol</td><td>Graeub</td><td>7630109</td><td></td></tr></tbody></table>

hirntodinduktion bei mäusen mit intraarterieller blutdrucküberwachung und -beatmung mittels tracheostomie

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

Während sowohl die lebende Spende als auch die Spende nach dem Kreislauftod alternative Möglichkeiten für eine Organtransplantation bieten, stellt die Spende nach dem Hirntod (BD) nach wie vor die Hauptquelle für feste Transplantationen dar. Leider ist der irreversible Verlust der Gehirnfunktion bekannt, mehrere pathophysiologische Veränderungen zu induzieren, einschließlich hämodynamischer sowie hormoneller Veränderungen, die schließlich zu einer systemischen Entzündungsreaktion führen. Modelle, die eine systematische Untersuchung dieser Effekte in vivo ermöglichen, sind rar. Wir präsentieren ein murines Modell der BD-Induktion, das Untersuchungen über die verheerenden Auswirkungen von BD auf die Allograft-Qualität unterstützen könnte. Nach der Durchführung der intraarteriellen Blutdruckmessung über die gemeinsame Karotisarterie und der zuverlässigen Beatmung über eine Tracheostomie wird BD durch stetig steigenden intrakraniellen Druck mit einem Ballonkatheter induziert. Vier Stunden nach der BD-Induktion können Organe zur Analyse oder für weitere Transplantationsverfahren geerntet werden. Unsere Strategie ermöglicht die umfassende Analyse von Spender-BD in einem murinen Modell, wodurch ein vertieftes Verständnis der BD-bezogenen Effekte bei der Festorgantransplantation ermöglicht und potenziell der Weg zu einer optimierten Organvorkonditionierung geebnet wird.

Das murine BD-Modell wurde mehr als 100 Mal mit einer Erfolgsrate von über 90% erfolgreich durchgeführt. Zusätzlich wurde eine postinterventionelle Organtransplantation von Herz und Niere sicher durchgeführt7.
BD induziert eine Vielzahl pathophysiologischer Veränderungen, die mit diesem Modell weiter untersucht werden können. Wie in Abbildung 1dargestellt, zeigt der Blutdruck...

Wir präsentieren ein murines Modell der Hirntodinduktion, um den Einfluss seiner pathophysiologischen Wirkungen auf Organe sowie auf konsekutive Transplantate im Kontext einer soliden Organtransplantation zu bewerten.

Hirntodinduktion bei Mäusen mit intraarterieller Blutdrucküberwachung und -beatmung mittels Tracheostomie

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Obwohl die Spende nach dem Tod des Spenders die Hauptquelle für eine Festorgantransplantation ist, führt der irreversible Verlust der Gehirnfunktion zu pathophysiologischen Veränderungen, die zu einer systemischen Entzündungsreaktion führen. Dieses murine Modell der Hirntod-Induktion ermöglicht die Verwendung einer Vielzahl von Analysewerkzeugen und Knockout-Modellen, um die Wege der Hirn-Tod-Regulierung zu untersuchen. Zur arteriellen Katheterisierung nach Bestätigung einer mangelnden Reaktion auf Pedalreflex und Entfernung der oberen Bauchhaare, desinfizieren Sie die exponierte Haut mit 70% Ethanol und verwenden Sie eine Sezierendereine, um einen Mittellinienschnitt in der Haut zu machen.Mit Zangen, stumpf sezieren die submandibulären Drüsen und Hals Muskelgewebe und trennen Sie das Gewebe, um die gemeinsame Halsschlagader zu belichten. Platz drei 8-0 Seidenligaturen unter der rechten gemeinsamen Halsschlagader und legen Sie eine Klemme auf die proximale Ligatur. Bringen Sie Spannung in die Arterie, so dass der Fluss ausgesetzt wird und schließen Sie die distale Ligatur.Legen Sie einen 26-Spur-Arterienkatheter durch ein kleines vorgeformtes Hautloch auf dem Schädelaspekt des Schnitts ein. Drücken Sie den Katheter mit der Zange, wenn das Lumen zu groß ist, um den Rückfluss zu reduzieren und den Katheter mit allen drei Nähten zu sichern, und verwenden Sie dann ein einzelnes 5-0 Monofilament, das nicht resorbierbar ist, um den Katheter in der Nähe des vorgeformten Hautlochs an der Haut zu befestigen. Um eine Tracheostomie durchzuführen, verwenden Sie Zangen, um die prätracheale Muskulatur stumpf zu sezieren und zwei 8-0 Seidenligaturen unter der Luftröhre.Legen Sie das Lüftungsrohr zwischen zwei Trachealknorpeln ein, um eine einseitige Belüftung zu vermeiden, und sichern Sie das Rohr mit beiden vorbereiteten Ligaturen, schließen Sie dann die Haut mit einer 6-0 Monofilament-nicht-resorbierbaren Laufnaht und belüften Sie die Maus mit einer Frequenz von 150 pro Minute und einem Gezeitenvolumen von 200 Mikrolitern. Um den Hirntod im Versuchstier zu induzieren, ordnen Sie die Maus in die anfällige Position und verwenden Sie die Chirurgische Schere, um die Haut aus dem Schädel zu entfernen. Bohren Sie eine Ein-Millimeter-Sättelbohrung perimedial über dem linken parietalen Kortex und verwenden Sie stumpfe Zangen, um die letzte Gewebebrücke des Schädels zu durchdringen.Nach dem Entfernen von scharfen Kanten, legen Sie einen Ballonkatheter mit Saline vorgefüllt mit der gesamten Luft evakuiert. Wenn sich der Katheter vollständig innerhalb der Schädelhöhle befindet, verwenden Sie eine Spritzenpumpe, um den Katheter über einen Zeitraum von 10 bis 15 Minuten mit dem Aufblasen des Katheters mit etwa 0,1 Millimetern pro Minute zu beginnen. Wenn der Hirntod eintritt, stoppen Sie die Inflation des Ballonkatheters und legen Sie eine Heizdecke über die Maus, um Unterkühlung zu vermeiden.Nach der Bestätigung des Hirntodes, überwachen und dokumentieren Sie den Blutdruck regelmäßig, indem Sie alle 30 Minuten 100 Mikroliter Kochchen Kochchen einstecken, um den Blutdruck des Tieres zu stabilisieren. Schließen Sie nach vier Stunden Hirntod alle Tiere aus, ohne Herzen zu schlagen, und ernten Sie die Mausorgane und Gewebe von Interesse nach Standardprotokollen. Nach der Hirntod-Induktion weist der Blutdruck einen anfänglichen hypertensiven Höhepunkt auf, gefolgt von einer längeren blutdrucksenkenden Phase.Eine weitere etablierte Beobachtung ist, dass die Induktion des Gehirns zur Aktivierung des Immunsystems führt. Tatsächlich wird nach vier Stunden Hirntod in diesem Modell eine organspezifische Upregulation von Immunmarkern auf mRNA-Ebene beobachtet. Nach einer vordefinierten Zeit des Hirntods können die Organe für ihre direkte Analyse oder für die anschließende Organtransplantation geerntet werden.Dieses Modell wird eingehende Studien über den Einfluss von Hirntod-induzierten Verletzungen ermöglichen und hat bereits neue Erkenntnisse zur Komplementaktivierung und Leukozytenmigration ergeben.

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Dieses Papier beschreibt die kardiopulmonalen Bypass bei Mäusen durchführen. Dieses neue Modell erleichtert die Untersuchung der molekularen Mechanismen Organschäden.

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Hier wird ein Protokoll zur Beurteilung der biventrikulären Herzfunktion bei Mäusen vorgestellt, indem Druck-Volumen-Schleifen (PV) aus dem rechten und linken Ventrikel im selben Tier unter Verwendung einer geschlossenen Thoraxkatheterisierung erzeugt werden. Der Fokus liegt dabei auf dem technischen Aspekt der Chirurgie und der Datenerfassung.

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Die vorliegende Studie zeigt die Etablierung von drei verschiedenen Lungenspendemodellen (Post-Hirntod-Spende, Post-Kreislauftod-Spende und Post-Hämorrhagische Schockspende). Sie vergleicht die mit diesen Ereignissen verbundenen entzündlichen Prozesse und pathologischen Störungen.

Untersuchung experimenteller Organspendemodelle für die Lungentransplantation

Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausmodell für Asphyxie-Herzstillstand, bei dem keine Herzdruckmassage zur Wiederbelebung erforderlich ist. Dieses Modell ist nützlich für die Überwachung und Bildgebung der Dynamik der Gehirnphysiologie während eines Herzstillstands und einer Wiederbelebung.

Herzstillstandsmodell der Maus für die Bildgebung des Gehirns und die Überwachung der Gehirnphysiologie während Ischämie und Wiederbelebung

Der vorgeschlagene Aufbau ermöglicht eine kontrollierte mechanische Beatmung und Magnetresonanztomographie der 3D-Thoraxbewegung bei Mäusen und Ratten. Wir haben diesen Aufbau verwendet, um die Pathophysiologie zu untersuchen, die der durch mechanische Beatmung induzierten Atemmuskeldysfunktion zugrunde liegt.

3D-Cine-Magnetresonanztomographie der Atembewegung bei mechanisch beatmeten Mäusen und Ratten

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