Name: Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: Lernen Sie eine verfeinerte, nicht-invasive orotracheale Intubationstechnik bei Mäusen für serielle Lungenfunktionsmessungen. Diese Methode reduziert die Versuchstierzahl und minimiert experimentelle Variabilität bei chronischen Atemwegserkrankungen.

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Die Autoren danken Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph und Lindsey Ferguson für ihre technische Unterstützung und den University Laboratory Animal Resources für ihre Tierpflegeunterstützung. Diese Arbeit wird von NIH T35OD010977 und R01-HL102469 finanziert.

Alle hier beschriebenen tierischen Aktivitäten wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Ohio State University genehmigt und in AAALAC-akkreditierten Einrichtungen durchgeführt.
1. Verfahrensvorbereitung
<ol><li>Konstruieren Sie die Intubationsplattform. Um die entsprechende Plattformneigung zu erreichen, verwenden Sie einen 3-Ring-Binder (7,6 cm). Falten Sie eine 15 x 20 cm Länge von 3-0 Seide oder anderen Fadenmaterial in der Hälfte und halten Sie die Enden des Gewindes an der Oberseite der geneigten Plattform mit Klebeband, um eine Suspensionsschleife zu erstellen (Abbildung 1).</li>
	<li>Wählen Sie eine Kanüle der entsprechenden Größe und Länge aus. HINWEIS: Für eine 20-30 g-Maus kann ein 2,5-zoll-3,8 cm langer Katheter bis 18 G verwendet werden. Für diese Studie wurden 18 Wochen alte weibliche BALB/c- und 10-wöchige C57BL/6-Mäuse (n = 3 von jedem Stamm) verwendet. Eine undurchsichtige weiße Katheterhülle bietet die beste transkutane Visualisierung.</li>
	<li>Schneiden Sie eine Abschrägung an der distalen Spitze des Katheters und glätten Sie die schnittoberfläche mit Schleifpapier, um eine abgerundete Abschrägungsspitze zu schaffen. Erstellen Sie vorsichtig eine leichte Biegung in der Kanüle ca. 1 cm von der Abschrägung (Abbildung 2). HINWEIS: Für jede Maus sollte ein neuer Katheter verwendet werden.</li>
	<li>Anästhetisieren Sie die Maus mit Ketamin (5,4 mg/g Körpergewicht) und Xylazin (16 g/g Körpergewicht) intraperitoneal verabreicht.  Tragen Sie sterile ophthalimische Salbe auf die Augen auf. HINWEIS: Die richtige Anästhesietiefe wird durch mangelnde Reaktion der Maus auf eine feste Zehenklemme erreicht.</li>
	<li>Halten Sie die Maus in einer Supine-Position auf der Intubationsplattform auf, indem Sie die oberen Schneidezähne um das Seidenfaden an der Oberseite der abgewinkelten Oberfläche hängen (Abbildung 3). Sobald die Maus quadratisch in dorsaler Rekonnkrüsung positioniert ist, greifen Sie vorsichtig die Basis des Schwanzes und ziehen Sie den Schwanz in Richtung des Tisches zurück. Legen Sie ein Stück Klebeband über die Basis des Schwanzes, um die Maus zu sichern.</li>
	<li>Tragen Sie enthaarte Creme (Tabelle der Materialien) auf die ventrale Zervixregion für 30-45 s dann entfernen Sie alle Enthaarungscreme aus dem Zervixbereich mit einer trockenen Gaze. Wiederholen Sie den Bewerbungsprozess bei Bedarf. Spülen Sie die Haut gründlich mit Salzoder destilliertem Wasser ab, um Rückstände zu entfernen und dann trocken zu wischen.</li>
</ol>2. Intubationsverfahren
<ol><li>Verwenden Sie gerade, flache Zangen in der nicht dominanten Hand, um die Zunge sanft in einer Weise zurückzuziehen, die den Mund für die Einführung der Kanüle ausreichend öffnet. HINWEIS: Rattenzahnzange sollte nicht verwendet werden, da dies die Zunge schädigt.</li>
	<li>Mit der dominanten Hand, die Kanüle in den Mund so vorrücken, dass das Ende, das distal zur leichten Biegung ist, gegen das Dach des Mundes des Subjekts ist.</li>
	<li>Lösen Sie die Zunge und schieben Sie die flache Kante der geschlossenen Zange kauend entlang des ventralen Halses, bis das Manubrium erreicht ist. Diese Bewegung verdrängt seitlich die Speicheldrüsen und flacht den Muskel, der die Luftröhre bedeckt. Die Luftröhre erscheint transkutan als weiße Linie (Abbildung 3A). Drehen Sie bei Bedarf die Zange in craniodorsal-Richtung, während Sie die Spannung auf der Haut in kaudaler Richtung aufrechterhalten, um die seitlich verschobenen Speicheldrüsen zum Höhepunkt zu bringen. Dieses Manöver erzeugt mehr Kontrast um die Luftröhre (Abbildung 3B). HINWEIS: Vermeiden Sie übermäßige Kraft auf den ventralen Hals, da es die Luftröhre kollabieren und die Atmung beeinträchtigen kann.</li>
	<li>Fördern Sie die Kanüle und angeln Sie gleichzeitig die distale Spitze der Kanüle durch Supination der dominanten Hand bei gleichzeitiger Beugung des Handgelenks.</li>
	<li>Die richtige Platzierung der Kanüle wird durch Visualisierung der opaken Kanüle in der Luftröhre angezeigt (Abbildung 4B,D). Wenn die Kanüle über das Niveau des Ursprungs des Masseermuskels hinaus fortgeschritten ist und die Visualisierung der Kanüle in der Luftröhre nicht bestätigt wurde, ziehen Sie die Kanüle zurück und versuchen Sie es erneut.</li>
	<li>Bestätigen Sie die richtige Kanülenplatzierung, indem Sie eine Lungeninflationslampe an die Kanüle anschließen und die Brustvergrößerung mit gleichzeitiger Depression des Geräts beobachten.</li>
	<li>Ohne die Kanüle zu verdrängen, die Schneidezähne der Maus vorsichtig von der Intubationsplattform zu lösen. Bewegen Sie die Maus auf eine horizontale Plattform (Materialtabelle) und legen Sie die Kanüle an den Adapter am Beatmungsgerät ein. Nach der tiefen Inflation, belüften Sie die Maus für 60 s dann Atemwiderstand messen.</li>
</ol>3. Wiederherstellung
<ol><li>Sobald der Vorgang abgeschlossen ist, bewegen Sie die Maus auf eine erwärmte Plattform. Bieten Sie eine konstante Stimulation durch leichte Zehen- oder Schwanzkneifen, um die spontane Atmung zu fördern.</li>
	<li>Extubation kann auftreten, wenn die Maus gerade beginnt zu kauen. Greifen Sie die Kanüle auf Höhe der Nabe und ziehen Sie die Röhre vorsichtig kranially und weg von der Maus, bis die Kanüle vollständig aus dem Mund des Subjekts entfernt ist. HINWEIS: Es ist vorzuziehen, die Atemwegsunterstützung mit der starren Kanüle so lange wie möglich während des Rückgewinnungsprozesses zu gewährleisten.</li>
	<li>Einmal extubiert, übertragen Sie die Maus in einen sauberen Rückgewinnungskäfig mit Wärmeunterstützung. Überwachen Sie die Maus kontinuierlich, bis sie vollständig ambulant ist und die Wiederherstellung abgeschlossen ist.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Intubation mit der transkutanen Trachealvisualisierungstechnik bietet einen raffinierten Ansatz zur Standardmethode des Hautschnitts. Mit besonderer Aufmerksamkeit auf mehrere wichtige Schritte kann die Intubation einfach und schnell erreicht werden. Das Tier muss direkt in dorsaler Regung auf der Intubationsplattform platziert werden, wobei die Maus in sanftem Rückzug gesichert ist. Dadurch wird das Tier in vertikale Ausrichtung und richtige Positionierung für die Intubation erweitert. Darüber hinaus sollte die Enth...

Die Labormaus ist ein gängiges Tiermodell für menschliche Atemwegserkrankungen. So gibt es mehrere veröffentlichte Methoden für die Mausintubation zum Zwecke der Instillation von Behandlungen und Messung der Atemmechanik. Die meisten der beschriebenen Verfahren erfordern die Visualisierung der Glottis durch die Mundhöhle mit speziellen Geräten wie einem Laryngoskop oder einer lichtoptischen Lichtquelle1,2,3,4,5,6,7., Dies kann jedoch schwierig sein, wenn eine relativ große Kanüle benötigt wird, da sie die Sicht des Forschers verschleiern kann. Limjunyawong et al.8 haben dieses Anliegen mit einer Intubationsmethode angesprochen, bei der ein kleiner hautförmiger Schnitt entlang der Mittellinie des ventralen Halses gemacht wird, der eine Visualisierung der Luftröhre ermöglicht. Nach dem Eingriff wird der Schnitt mit Gewebekleber geschlossen.
Für Studien, die häufige wiederholte Intubationen erfordern, erfordert das sukzessive Einschneiden und Schließen dieser Stelle eine Debridementierung der Hautränder und gewebetrauma am ventralen Hals. Der Zweck des transkutanen Trachealvisualisierungsansatzes zur oralen Intubation ist es, eine raffinierte, nichtinvasive Technik zu liefern, die speziell für wiederholte Intubationsstudien sowie einzelne Intubationsereignisse bei Mäusen geeignet ist.

<table><tbody><tr><td>18 G x 1 1/4" intravenöser Katheter, Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>Kanüle für die Intubation</td></tr><tr><td>70% Ethanol, 10 L</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>Reinigungskanüle</td></tr><tr><td>Schleifpapier (Schleifpapier)</td><td>Porter-Cable</td><td>74001201</td><td>Kanülenvorbereitung</td></tr><tr><td>AnaSed (sterile Xylazinlösung) Injektion (100 mg/ml)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td><td>Anästhesieblaues</td></tr><tr><td>Beschriftungsband (0,5 Zoll x 14 Meter)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>Fixierung auf der Intubationsplattform</td></tr><tr><td>Geflochtene Seidennaht ohne Nadel, unsteril, (3-0)</td><td>Henry Schein</td><td>Artikel #1007842</td><td>Intubationsplattform</td></tr><tr><td>Isothermes Deltaphasen-Pad</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>Thermoregulierung und -wiederherstellung der Maus</td></tr><tr><td>Deltaphase Betrieb Board</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>Wiederherstellung der Maus (vor der Extubation)</td></tr><tr><td>Destilliertes Wasser</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>Reinigung der Maus nach der Enthaarung</td></tr><tr><td>Augenschere, abgewinkelt, scharf/scharf</td><td>Harvard Gerät</td><td>72-8437</td><td>Kanülenvorbereitung</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX Modul 2)</td><td>Scireq</td><td>N/A</td><td>Aufzeichnung von Lungenfunktionsdaten (für die Durchführung des Eingriffs nicht erforderlich, in dieser Studie zur Validierung des Verfahrens verwendet)</td></tr><tr><td>Mullschwämme</td><td>Fisher scientific</td><td>13-761-52</td><td>Haarentfernung</td></tr><tr><td>Heavy-Duty 3" 3-Ring Ansicht Binder</td><td>Heftklammern</td><td>24690CT</td><td>Intubationsplattform</td></tr><tr><td>Instat Software</td><td>Graphpad</td><td>N/A</td><td>Statistische Analysesoftware</td></tr><tr><td>Insulinspritze (0,5 cc, U100)</td><td>Fisher Wissenschaftliche</td><td>329461</td><td>Anästhesieverabreichung</td></tr><tr><td>Ketamin HCl Injektion, USP (100 mg/ml)</td><td>Llyod Laoratories</td><td>List No. 4871</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Lunge Aufblasbirne</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-9083</td><td>Kanülenplatzierung bestätigen</td></tr><tr><td>Mikrozange, gebogen, glatt</td><td>Harvard Apparat</td><td>72-0445</td><td>Zunge zurückziehen und Spannung am Hals erzeugen, um die Kanüle sichtbar zu machen</td></tr><tr><td>Nair (Haarentfernungslotion), 9 oz Flasche</td><td>Kirche & Dwight</td><td>42010440</td><td>Haarentfernung</td></tr><tr><td>Sterile Kochsalzlösung (0,9%), 10 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9054335</td><td>Anästhesie, Reinigung der Haut nach der Haarentfernung</td></tr></tbody></table>

wiederholte orotracheale intubation bei mäusen

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

Die Literatur beschreibt mehrere Methoden zur Mausintubation, die entweder eine Visualisierung der Glottis durch die Mundhöhle oder einen Schnitt im Ventralhals zur direkten Bestätigung der Kanülenplatzierung in der Luftröhre erfordern. Die relative Schwierigkeit oder das Gewebetrauma, das durch solche Verfahren zum Thema induziert wird, kann ein Hindernis für die Fähigkeit eines Prüfers sein, Längsschnittstudien durchzuführen. Dieser Artikel veranschaulicht eine Technik, bei der die physische Manipulation der Maus nach der Verwendung eines Enthaarungsmittels, um Haare aus dem ventralen Hals zu entfernen, eine transkutane Visualisierung der Luftröhre für orotracheale Intubation unabhängig vom Grad der Haut ermöglicht Pigmentierung. Diese Methode ist harmlos für das Thema und leicht mit einem begrenzten Verständnis der murinen Anatomie erreicht. Dieser verfeinerte Ansatz erleichtert die wiederholte Intubation, die für die Überwachung des Fortschreitens der Krankheit oder die Instillation von Behandlungen erforderlich sein kann. Die Verwendung dieser Methode kann zu einer Verringerung der Anzahl der Tiere und der technischen Fähigkeiten führen, die erforderlich sind, um die Lungenfunktion in Mausmodellen von Atemwegserkrankungen zu messen.

Serielle Überwachung der Basispulmonalenfunktion Achtzehn Wochen alte weibliche BALB/c- und 10-wochen-alte C57BL/6-Mäuse (n = 3 von jedem Stamm) wurden mit der beschriebenen Methode am Tag 0, 3, 10 und 17 intubiert. Nach der Intubation an jedem Tag wurde das Motiv mit einem mechanischen Ventilator verbunden, der mit 100% Sauerstoff versorgt wurde (Materialtabelle). Der Atemwiderstand (Rrs) wurde mit der erzwungenen Schwingungstechnik für 60 s gemessen, nachdem eine tiefe Aufwinde auf ...

Das Ziel dieses Artikels ist es, eine verfeinerte Methode der Intubation der Labormaus zu beschreiben. Die Methode ist nichtinvasiv und daher ideal für Studien, die eine serielle Überwachung der Atemfunktion und/oder die Instillation von Behandlungen in die Lunge erfordern.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Dieses Protokoll ermöglicht es den Forschern, wiederholte Messungen der Lungenfunktion bei einzelnen Mäusen durchzuführen, die experimentelle Variabilität zu verringern und die Anzahl der Mäuse zu reduzieren, die für jedes Experiment benötigt werden. Der Hauptvorteil dieses Protokolls ist, dass es keine Visualisierung der Luftröhre durch die Mundhöhle oder traumatische Zerlegung des Halses für die Intubation erfordert. Diese Methode wird von besonderem Wert für Forscher sein, die chronische und fortschreitende Lungenerkrankungen wie Asthma, COPD, Emphysem und Lungenfibrose untersuchen.Die visuelle Demonstration dieses Protokolls ist von entscheidender Bedeutung, da das Verständnis, wie die Luftröhre durch die Haut des ventralen Halses zu identifizieren ist, von zentraler Bedeutung für die Methode ist. Die Technik mit Andrew Nelson demonstriert Kate Nolan, eine Tierärztin aus meinem Labor. Um eine Intubationsplattform zu erstellen, falten Sie eine 15 bis 20 Zentimeter lange 3-0 Seide in der Hälfte und kleben Sie die Enden des Fadens an die Oberseite eines Drei-Zoll-Drei-Ring-Bindemittels.Wählen Sie eine Kanüle der entsprechenden Größe und Länge und schneiden Sie eine Abschrägung an der distalen Spitze des Katheters. Glätten Sie die geschnittene Oberfläche mit Schleifpapier, um eine abgerundete Spitze zu erzeugen und biegen Sie vorsichtig eine leichte Biegung in der Kanüle etwa einen Zentimeter von der Abschrägung. Wenn die Materialien bereit sind, bestätigen Sie einen Mangel an Reaktion auf Zehenkneifen in einer anästhesierten Maus und haken Sie die oberen Schneidezähne um den Seidenfaden an der Spitze der abgewinkelten Oberfläche der Plattform, um die Maus in der Rückenposition zu hängen.Sobald die Maus quadratisch in dorsaler Rekonnkrüsung positioniert ist, greifen Sie vorsichtig die Basis des Schwanzes und ziehen Sie den Schwanz in Richtung des Tisches zurück. Legen Sie ein Stück Klebeband über die Basis des Schwanzes, um die Maus zu sichern und tragen Enthaarungscreme auf die ventral-zervikale Region auf. Nach 30 bis 45 Sekunden, verwenden Sie trockene Gaze, um die Creme zu entfernen und gründlich die Haut mit Salz- oder destilliertem Wasser abspülen.Mit Zangen in der nicht-dominanten Hand, ziehen Sie die Zunge vorsichtig in einer Weise, die den Mund für die Einführung der Kanüle ausreichend öffnet. Mit der dominanten Hand, die Kanüle in den Mund so vorrücken, dass das Ende, das distal zur leichten Biegung ist, gegen das Dach des Mundes des Tieres ist. Lassen Sie die Zunge los und schieben Sie die flache Kante der geschlossenen Zangen kausal entlang des ventralen Halses, bis das Manubrium erreicht ist, um die Speicheldrüsen seitlich zu verdrängen und den Muskel abzuflachen, der die Luftröhre bedeckt.Die Luftröhre erscheint transkutan als weiße Linie. Drehen Sie bei Bedarf die Zangen in craniodorsal-Richtung, während Sie die Spannung auf der Haut in kaudaler Richtung aufrechterhalten, um die seitlich verschobenen Speicheldrüsen zum Höhepunkt zu bringen und mehr Kontrast um die Luftröhre herum zu erzeugen. Die dominante Hand bei gleichzeitiger Beugung des Handgelenks zu supinieren, die Kanüle voranzuführen und gleichzeitig die distale Spitze der Kanüle ventral anzusteuern.Wenn die Kanüle richtig platziert wurde, wird sie innerhalb der Luftröhre beobachtet. Um eine korrekte Platzierung zu bestätigen, schließen Sie eine Lungeninflationslampe an die Kanüle an und beobachten Sie die Brustausdehnung mit gleichzeitiger Depression des Geräts. Ohne die Kanüle zu verdrängen, die Schneidezähne der Maus vorsichtig von der Intubationsplattform zu lösen und die Maus auf eine horizontale Plattform zu übertragen, befestigen Sie dann die Kanüle am Adapter am Beatmungsgerät und belüften Sie die Maus nach einer tiefen Steigung 60 Sekunden lang, bevor Sie den Atemwiderstand messen.Sobald der Eingriff abgeschlossen ist, übertragen Sie die Maus auf eine erwärmte Plattform und bieten konstante Stimulation durch leichte Zehen- oder Schwanzkneifen, um die spontane Atmung zu fördern. Sobald eine spontane Atmung beobachtet wird, setzen Sie die visuelle Überwachung des Tieres fort. Wenn sich die Atmungsrate wieder normalisiert, greifen Sie die Kanüle auf Höhe der Nabe und ziehen Sie das Rohr vorsichtig kranially und weg von der Maus, bis die Kanüle vollständig aus dem Mund des Tieres entfernt ist.Einmal extubiert, übertragen Sie die Maus in einen sauberen Rückgewinnungskäfig mit Wärmeunterstützung mit Überwachung bis vollständig ambulant. In diesem repräsentativen Experiment wurde der Atemwiderstand an den Tagen 0, 3, 10 und 17 gemessen, indem die erzwungene Schwingungstechnik nach einer tiefen Aufluft auf 25 Zentimeter Wasser für fünf und 60 Sekunden mechanische Belüftung verwendet wurde. Zwischen den Zeitpunkten innerhalb der einzelnen Stämme wurden keine signifikanten Unterschiede in der gemessenen Atemwiderstandsresistenz beobachtet, was darauf hindeutet, dass das Fehlen einer Zunahme der Atemresistenz im Laufe der Zeit auf einen Mangel an funktionell signifikanten intubationstraumaassoziierten Entzündungen in der Atemwege über vier aufeinanderfolgende Zeitpunkte hindeutet.Dieses Intubationsverfahren kann verwendet werden, um den Zugang zur Luftröhre für die Installation von Versuchssubstanzen und die serielle Überwachung der Atemfunktion zu ermöglichen. Diese Technik ermöglicht die Beurteilung der Lungenfunktion ohne invasive Tracheostomie und erleichtert die Überwachung an mehreren Zeitpunkten bei chronischen und fortschreitenden Erkrankungen innerhalb derselben Maus.

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

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