Name: Nichtinvasive Elektrokardiographie in der Perinatonmaus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-12T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 36 s
Description: Lernen Sie die nichtinvasive Elektrokardiographie bei neugeborenen Mäusen für die kardiovaskuläre Physiologie. Diese Methode ermöglicht die Herzfrequenzmessung ohne Anästhetika und erleichtert die Korrelation mit klinischen Daten.

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Die Autoren würdigen die großzügige Unterstützung durch die Saving tiny Hearts Society (KLT), das UNE COBRE-Programm (NIGMS-Zuschussnummer P20GM103643; LAF) und das SURE Fellowship Program an der University of New England (VLB) sowie die technische Unterstützung von Ashish More (iWorx, Dover, NH). Abbildung 3, Abbildung 4 und Abbildung S1 wurden mit Der Biorender-Software erstellt.

Das folgende Protokoll folgt den Standards des Institutional Animal Care and Use Committee der University of New England. Die genaue Einhaltung des Protokolls sollte in allen untersuchten Neonaten (n > 70) zufriedenstellende EKG-Lesungen liefern.
1. Gerätezubereitungen
<ol><li>Schließen Sie das Gerät an den USB-Anschluss eines Computers an, auf den die EKG-Software heruntergeladen ist. Das Messgerät beginnt automatisch mit dem Aufheizen auf (37 °C/98,6 °F). Die Innenheizung ist in der Messeinheit enthalten und erhitzt nur die Kunststoffoberfläche. Die Silberdrahtelektroden werden nicht beheizt.</li>
	<li>Lassen Sie ca. 15 min für die Oberfläche die Temperatur zu erreichen. Nutzen Sie diese Zeit, um Tiere zu sammeln und einzurichten. HINWEIS: Das Protokoll kann an dieser Stelle angehalten werden und die Plattform kann für einen längeren Zeitraum angeschlossen bleiben und heizung. In Ermangelung einer selbsterwärmenden Elektrodenplattform kann auch ein tiersicheres Heizkissen verwendet werden, um Mutter und Welpen davon abzuhalten, unterkühlt zu werden.</li>
</ol>2. Tierpräparate
<ol><li>Sammeln Sie die Mutter und Welpen und halten Sie innerhalb des Gehäusekäfigs, bis sie bereit sind zu sammeln.</li>
	<li>Sobald die Messeinheit auf die Temperatur erhitzt ist, entfernen Sie den Mauswelpen aus dem Käfig und wischen Sie den Thorax mit 70% Ethanol ab, das auf ein Tuch gesprüht wird. Legen Sie den Welpen auf die beheizte Oberfläche des Kunststoffs.</li>
	<li>Lassen Sie die Maus an die Oberfläche im Dunkeln für ca. 2-5 Minuten zu akklimatisieren.</li>
</ol>3. Einrichtung der Maus- und Elektrodenplattform (Elektrodenanwendung)
<ol><li>Verwenden Sie einen Metallspachtel, Eine Sonde oder einen Holzdübel, um ein kleines Tröpfchen mit klebendem, elektrisch leitendem Gel zu sammeln (ein schnell trocknendes Elektrodengel mit hoher Leitfähigkeit, das häufig für die Platzierung von Nagetierelektroden verwendet wird). HINWEIS: Jedes nichtfaserige, feste Objekt kann verwendet werden, um das leitende Gel anzuwenden, solange das Objekt keine synthetischen Fasern oder ähnliches Material auf den Elektroden zurücklässt, die die Qualität des elektrischen Signals beeinträchtigen könnten.</li>
	<li>Berühren Sie mit dem Spachtel/Dübel vorsichtig die Oberseite jeder der vier abgeflachten Elektrodenoberflächen, indem Sie sanft nach unten drücken und das leitende Gel in einem schrägen Winkel von der Mitte des Elektrodenkonstrukts wegziehen. Stellen Sie sicher, dass jede einzelne Elektrode vollständig mit dem Gel bedeckt ist. VORSICHT: Dieser Schritt ist äußerst wichtig, um sicherzustellen, dass das leitfähige Elektrodengel nicht mehr als eine einzige Elektrode haftet. Klebestränge, die sich zwischen Elektroden bilden, können Ladung betreiben und möglicherweise das gewünschte elektrische Signal stören oder ausdemieren. Das Protokoll sollte zu diesem Zeitpunkt nicht angehalten werden, da das Gel zu erstarren beginnt und anhänger wird. Stellen Sie sicher, dass Sie die Maus innerhalb von 5-10 Minuten nach anwendung von leitendem Gel (oder gleichwertiger leitender Elektrodengelsubstitution) auf die Plattform stellen.</li>
	<li>Legen Sie den Metallspachtel oder Holzdübel mit dem Rest des Gels zur Seite.</li>
	<li>Legen Sie die neonatale Maus Welpen Sternum nach unten und anfällig mit dem Kopf des Welpen mit Blick auf die ausgehende USB-Kante der Plattform. Stellen Sie sicher, dass ein Teil der Brust des Welpen jede der vier Elektroden bedeckt. Halten Sie die Unterarme des Welpen vorsichtig an ihrer Seite zurück, während Sie gleichzeitig ca. 1 min gedrückt halten, damit sich das leitende Gel einstellen kann.</li>
	<li>Legen Sie Gummisilikon Stoßfänger auf der rechten und linken Seite des Welpen. Stoßfänger sollten den Welpen auf jeder Seite sichern und Stabilität bieten, um übermäßige Bewegungen der Maus zu verhindern, aber nicht alle Bewegungen der Maus verhindern. Nach der Installation beobachten Sie die Maus für einen Moment und passen Sie die Stoßstange Platzierung nach Bedarf. VORSICHT: Komprimieren Sie die Maus nicht zu fest, da dies die Atemmechanik und die Atemfrequenz beeinträchtigen kann.</li>
	<li>Verwenden Sie den Dübel, der beiseite gelegt wurde, um das verbleibende leitende Gel auf die erdungsende Schwanzelektrode aufzutragen und auf den Rumpf des Welpen zu legen. Tragen Sie sanften Druck auf, damit sich das Gel vor dem Loslassen des Welpen einstellen kann.</li>
	<li>Platzieren Sie den letzten Siliziumstoßfänger auf den Rumpf der Maus, um die Erdungselektrode an Ort und Stelle zu halten. VORSICHT: Wenden Sie beim Platzieren der letzten Stoßstange keine übermäßige Kraft an, da dies zu Beschwerden beim Welpen führen und/oder die Erdungselektrode verdrängen könnte.</li>
	<li>Schnappen Sie sich die gesamte Plattform und legen Sie sanft in den Faraday Käfig. VORSICHT: Seien Sie vorsichtig und stellen Sie sicher, dass der obere Silikonstoßfänger nicht verdrängt wird, sobald der Faraday-Käfig an Ort und Stelle ist.</li>
	<li>Stellen Sie vor der Aufnahme sicher, dass sich der Maus-Welpen nicht übermäßig bewegt, und stellen Sie sicher, dass körper- und mauskopf sicher erscheint. VORSICHT: Stellen Sie sicher, dass sich der Kopf des Mauswelpen etwas frei innerhalb der Stoßfänger bewegen kann und nicht vollständig in die Plattform hineinschnist. Die erhöhte Plattform wurde entwickelt, um den Mausbrustleicht zu erhöhen und Erstickung zu verhindern, aber dies sollte genau überwacht werden.</li>
</ol>

<ol><li>Pappano, A. J., Wier, W. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPappano%2C+AJ+%22Cardiovascular+Physiology%22">Cardiovascular Physiology</a>. 11, Elsevier. 40-41 (2019).</li>
<li>Kaese, S., Verheule, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+electrophysiology+in+mice%3A+A+matter+of+size%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size.</a> Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).</li>
<li>Sisakian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiomyopathies%3A+Evolution+of+pathogenesis+concepts+and+potential+for+new+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies.</a> World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).</li>
<li>London, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Arrhythmias%3A+From+%28Transgenic%29+Mice+to+Men%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men.</a> Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).</li>
<li>Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+and+Novel+Method+to+Monitor+Breathing+and+Heart+Rate+in+Awake+and+Urethane+Anesthetized+Newborn+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents.</a> PLoS ONE. 5, 62628(2013).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry-contact+microelectrode+membranes+for+wireless+detection+of+electrical+phenotypes+in+neonatal+mouse+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts.</a> Biomedical Microdevices. 17 (2), 40(2015).</li>
<li>Cao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wearable+multi-channel+microelectrode+membranes+for+elucidating+electrophysiological+phenotypes+of+injured+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+Biology%22%5BJournal%5D)">Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium.</a> Integrative Biology. 6 (8), 789(2014).</li>
<li>Ho, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+and+electrocardiography+monitoring+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Heart rate and electrocardiography monitoring in mice.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).</li>
<li>Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+electrocardiogram+intervals+during+growth+of+FVB%2FN+neonate+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice.</a> BMC Physiology. 10, 16(2010).</li>
<li>Heier, C. R., DiDonato, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECG+in+neonate+mice+with+spinal+muscular+atrophy+allows+assessment+of+drug+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+Biosciences+%28Elite+Ed%29%22%5BJournal%5D)">ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy.</a> Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).</li>
<li>Chu, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+noninvasively+recording+electrocardiograms+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice.</a> BMC Physiology. 1, 6(2001).</li>
<li>Patel, S. I., Souter, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equipment-related+electrocardiographic+artifacts%3A+causes%2C+characteristics%2C+consequences%2C+and+correction%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction.</a> Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).</li>
<li>Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiogram-gated+kilohertz+visualisation+%28EKV%29+ultrasound+allows+assessment+of+neonatal+cardiac+structural+and+functional+maturation+and+longitudinal+evaluation+of+regeneration+after+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).</li>
</ol>

Die Autoren berichten von keinen Interessenkonflikten.

Die Datenpunkte, die in perinatalem Tag 1 Mauswelpen gesammelt wurden, liegen leicht unter den erwarteten Durchschnittswerten für erwachsene Mäuse (500-700 Schläge pro Minute). 8 Die Herzfrequenz steigt mit zunehmendem Alter der Maus, die eher in der Linie der erwarteten Werte liegt (Tabelle 1). Es ist jedoch wichtig zu betonen, dass neonatale Werte am unteren Ende dieses Bereichs lagen, was die Idee unterstützt, dass normative Werte altersspezifisch dokumentiert werden sollten. D...

Die Herzfunktion kann auf unterschiedliche Weise gemessen werden, von denen die häufigste die Verwendung der Elektrokardiographie (EKG) umfasst, um die Leitung des elektrischen Stroms durch das Herz sowie seinen gesamten Herzzyklus und seine Funktion1zu analysieren. Die Elektrokardiographie ist nach wie vor ein nützliches diagnostisches Werkzeug zur Identifizierung und Charakterisierung von Herzanomalien in menschlichen und tierischen Modellen der Krankheit1,2. Unregelmäßigkeiten in einem Elektrokardiogramm-Lesen können bei einer abnormalen Herzentwicklung (d. h. angeborenen Herzerkrankungen (CHD) gefunden werden und können Arrhythmien umfassen, die sich als Veränderungen der Herzfrequenz (z. B. Bradykardie) und des Rhythmus (z. B. "Herzblöcke") manifestieren, die auf Defekte in der Integrität und/oder Funktion des zugrunde liegenden Myokards hindeuten. Veränderungen wie diese können Patienten zu lebensbedrohlicher Herzfunktionsstörung (z. B. Herzinsuffizienz und/oder Herzstillstand) und erhöhter Sterblichkeit prädisponieren3,4. Angesichts der hohen Sterblichkeitsraten mit schwerer und unbehandelter CHD ist die Entwicklung einer standardisierten und wiederholbaren Methode zur Erfassung von EKG während dieser frühen postnatalen Periode von entscheidender Bedeutung.
Obwohl wir nicht die ersten sind, die dieses Problem angehen, haben frühere Methoden der Sammlung von EKG auf einer Maus Welpen traditionell invasive Verfahren (subkutane Nadel- oder Drahtelektroden) und/oder die Verwendung von Anästhetika5,6,7enthalten. Zu den Vorteilen der nichtinvasiven EKG-Analyse gehören die Minimierung von Schmerzen und die Unbeanspruchung des Tieres. Während der Experimentator immer noch vorsichtig sein muss, um die Welpenbelastung zu verursachen, ist das Gerät so konzipiert, dass es häufige Stressoren vermeidet, um genaue Daten zu erzeugen. Im Zusammenhang mit der Beurteilung der Herzfunktion könnte die Einführung einer Anästhesie bei Tieren, die herzkaritatorische Anomalien haben können, möglicherweise die zugrunde liegenden Erkrankungen verschleiern oder sogar verschlimmern. Anästhetika können die elektrische Leitung beeinflussen, indem sie die Depolarisation und/oder Repolarisation der Zellen verändert. Schließlich kann die Verwendung von Anästhesie den neugeborenen Welpen einem erhöhten Risiko für Unterkühlung aussetzen, was jede inhärente Pathologie weiter verwirren könnte. Das folgende Protokoll führt keine Anästhetika, invasive Verfahren oder ausgeprägte Beschwerden an den Welpen ein. Sobald die Ausrüstungseinrichtung abgeschlossen ist, können geräteaufbau und Datenerfassung mit dem Tier effizient abgeschlossen werden, danach können die Welpen an ihre Mutter zurückgegeben werden. Darüber hinaus ermöglicht dieses System die Durchführen von Wiederholungs- und/oder seriellen Analysen, was ideal für Experimente ist, die im Laufe der Zeit analysiert werden müssen, die Einführung pharmakologischer Therapien usw.

<table><tbody><tr><td>LabScribe4</td><td>iWorx</td><td>LabScribe4</td><td>Software zur Aufzeichnung von EKG</td></tr>, <tr><td>Neugeborenen-Maus, EKG & Beatmungssystem</td><td>iWorx</td><td>RS-NMECG : EKG-Gerät für Neugeborene Maus</td><td>EKG-Gerät</td></tr><tr><td>Tensive Conductive Adhesive Gel</td><td>Parker Laboratories, Inc</td><td>22-60</td><td>Tac-Gel als leitfähiges Gel für das EKG</td></tr></tbody></table>

nichtinvasive elektrokardiographie in der perinatonmaus

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Die Elektrokardiographie (EKG) wird seit langem als effektive und zuverlässige Methode zur Beurteilung der kardiovaskulären (und kardiopulmonalen) Funktion sowohl in menschlichen als auch in tierischen Krankheitsmodellen verwendet. Individuelle Herzfrequenz, Rhythmus und Regelmäßigkeit, kombiniert mit quantitativen Parametern aus dem EKG, dienen dazu, die Integrität des Herzleitsystems sowie die integrierte Physiologie des Herzzyklus zubeurteilen. Dieser Artikel enthält eine umfassende Beschreibung der Methoden und Techniken, die verwendet werden, um ein nichtinvasives EKG an perinatalen und neonatalen Mauswelpen bereits am ersten postnatalen Tag durchzuführen, ohne dass die Verwendung von Anästhetika erforderlich ist. Dieses Protokoll wurde entwickelt, um den Bedarf an einer standardisierten und wiederholbaren Methode zur Gewinnung von EKG bei neugeborenen Mäusen direkt zu erfüllen. Aus translationaler Sicht erweist sich dieses Protokoll als durchaus wirksam für die Charakterisierung angeborener herzkaritomärer Defekte, die mit transgenen Mauslinien erzeugt werden, und insbesondere für die Analyse von Defekten, die in oder während der ersten postnatalen Tage tödliche Störungen verursachen. Dieses Protokoll zielt auch darauf ab, eine Lücke in der wissenschaftlichen Literatur direkt zu schließen, um normative Daten im Zusammenhang mit der Reifung des frühen postnatalen Herzleitsystems zu charakterisieren und bereitzustellen. Diese Methode ist nicht auf einen bestimmten postnatalen Zeitpunkt beschränkt, sondern ermöglicht die Erfassung von EKG-Daten bei neonatalen Mauswelpen von der Geburt bis zum postnatalen Tag 10 (P10), einem Fenster, das für die Modellierung menschlicher Krankheiten in vivo von entscheidender Bedeutung ist, mit besonderem Schwerpunkt auf angeborenen Herzkrankheiten (CHD).

Ein ideales EKG hätte ein klares, markantes Signal, das es ermöglicht, alle Wellen in mehreren verschiedenen Zeitrahmen zu analysieren (Abbildung 1). Das Labor verwendete zunächst eine kundenspezifische Anwendung eines Elektromyographie-Geräts, um EKGs von unbefriedigender Qualität zu produzieren, die es uns nur erlaubten, grundlegende Parameter wie Herzfrequenz zu analysieren (Abbildung S1). Dies inspirierte die Zusammenarbeit mit einem Unternehmen, um einen neuartigen Prot...

Hier stellen wir ein nichtinvasives Elektrokardiographieprotokoll (EKG) vor, das für frühpostnatale Mäuse optimiert ist und keine Anästhetika erfordert.

Nichtinvasive Elektrokardiographie in der Perinatonmaus

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Dieses einzigartige Protokoll ermöglicht die Beurteilung der kardiovaskulären Funktion der neonatalen Maus mit Elektrokardiographie-Technologie unmittelbar nach der Geburt in nichtinvasiver Weise ohne Densthetikum. Die Beurteilung der murinen kardiovaskulären Funktion in der frühen postnatalen Periode wird unser Verständnis des neonatalen Herzens in einer Weise erweitern, die direkt mit menschlichen klinischen Daten korrelieren könnte. Um das Messgerät für die Analyse vorzubereiten, schließen Sie das Gerät an den USB-Anschluss eines Computers an.Das Messgerät beginnt automatisch mit dem Aufheizen von bis zu 37 Grad Celsius. Nach ca. 15 Minuten einen Mauswelpen aus seinem Hauskäfig entfernen und den Thorax mit 70% Ethanol abwischen. Legen Sie den Welpen auf die beheizte Oberfläche des Kunststoffs und lassen Sie das Tier an die Oberfläche für etwa zwei bis fünf Minuten im Dunkeln akklimatisieren.Während die Maus sich ankortiert, sammeln Sie ein kleines Tröpfchen elektrischleitendes Gel und drücken Sie das Tröpfchen vorsichtig auf die Oberseite jeder der vier abgeflachten Elektrodenoberflächen, wobei Sie das leitende Gel vorsichtig in einem schrägen Winkel von der Mitte des Elektrodenkonstrukts nach kontaktweise wegziehen. Wenn jede Elektrode vollständig mit Gel bedeckt ist, legen Sie den neonatalen Mauswelpen auf die Plattform in der anfälligen Position mit dem Kopf des Welpen, der auf die ausgehende USB-Kante der Plattform gerichtet ist, wobei jede Elektrode einen Teil des oberen Thorax des Welpen bedeckt. Halten Sie die Unterarme vorsichtig zurück und drücken Sie gleichzeitig für etwa eine Minute sanften Druck auf die Elektroden.Wenn das leitfähige Gel eingestellt ist, sichern Sie den Welpen auf der rechten und linken Seite mit Gummisilikonstoßstangen. Überwachen Sie die Maus für einen Moment, indem Sie die Stoßstange Platzierung nach Bedarf anpassen. Wenn der Welpen sicher ist, wenden Sie alle verbleibenden leitenden Gel auf die erdungsende Schwanzelektrode auf und verwenden Sie sanften Druck, um die Elektrode auf den Rumpf des Welpen zu legen, damit das Gel vor dem Loslassen des Welpen eingestellt werden kann.Legen Sie vorsichtig den letzten Silikonstoßfänger auf den Rumpf, um die erdungsbeuge Elektrode an Ort und Stelle zu halten und legen Sie die gesamte Plattform vorsichtig in den Faraday-Käfig, und überprüfen Sie dann, ob sich der Welpen nicht übermäßig bewegt und dass Körper und Kopf der Maus sicher erscheinen. Ein ideales EKG wird ein klares prominentes Signal haben, das es ermöglicht, alle Wellen in mehreren verschiedenen Zeitrahmen zu analysieren. Eine schlechte Lesequalität hat keine erkennbaren Beats, zeigt klare Interferenzen und zeigt Wellen oder Ungereimtheiten in der gesamten Lektüre.Das Programm bietet eine Analyse der wichtigsten Aspekte des EKG-Messwerts, einschließlich herzfrequenz, RR-Intervalle, QRS-Komplexintervall, QT-Intervall und PR-Intervall. Anhand dieser Daten, um einen Satz normativer Werte zu ermitteln, wurde in dieser repräsentativen Analyse festgestellt, dass die am ersten postnatalen Tag analysierten Welpen eine durchschnittliche Herzfrequenz von 357,2 Schlägen pro Minute hatten. Für einen Welpen am ersten postnatalen Tag betrugen die durchschnittlichen RR-, PR-, QRS- und QT-Intervalle 169,1, 36,3, 16,9 bzw. 45,4 Millisekunden.Wichtig ist, dass das Setup verwendet werden kann, um EKG-Muster von neonatalen Mäusen mit angeborenen Herzfehlern zu analysieren. Das Gerät ist effektiv und zuverlässig, aber auch sehr empfindlich gegenüber elektrischen Störungen in der Umgebung. Achten Sie darauf, immer alle unnötigen Geräte, einschließlich Laptop-Ladegeräte und intelligente Geräte vor der Aufnahme zu entfernen.Weitere mögliche Messungen sind Atmung und Blei III, das aus Leitungen I bis II berechnet wird. Zusätzliche Variablen könnten eine weitere Überlappung mit anderen physiologischen Symptomen und/oder spezifischen Herzrhythmusstörungen ermöglichen.

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Telemetric EKG wurde als ein wesentliches Instrument bei der Beurteilung von Tiermodellen für Herzrhythmusstörungen und den plötzlichen Herztod entwickelt. Hier präsentieren wir eine schrittweise Anleitung zur telemetrischen EKG-Aufzeichnungen für den Einsatz in langfristige ambulante EKG-Überwachung in Mäusen.

Ambulante EKG-Aufzeichnung in Mäuse

Fetalen und perinatalen Tod ist ein gemeinsames Merkmal bei der Untersuchung genetischer Veränderungen beeinflussen kardiale Entwicklung. Hochfrequenz-Ultraschall-Bildgebung hat 2-D-Auflösung verbessert und kann ausgezeichnete Informationen über frühe Herz-Entwicklung bieten und ist eine ideale Methode, um die Auswirkungen auf die kardiale Struktur und Funktion vor dem Tod zu erkennen.

Murine fetale Echokardiographie

Ultrahochfrequenz-Ultraschall ist ein leistungsstarkes Live-Imaging-Tool, um Herzrhythmusstörungen bei Kleintieren zu untersuchen. Seine Nichtinvasivität ermöglicht die Aufrechterhaltung der physiologischen Zustand der Embryonen. Hier zeigen wir die Verwendung von M-Mode-Ultraschall, um die Herzfrequenz von Embryonen bei E18.5 in utero zu messen.

In utero Messung der Herzfrequenz in Mouse von Nichtinvasive M-Mode-Echokardiographie

Während der murinen myokardialen Ischämie/Reperfusionsoperation wird die korrekte Platzierung der okkludierenden Ligatur typischerweise durch sichtbare Beobachtung der Myokardblässe bestätigt. Hierin wird ein Verfahren zur elektrokardiographischen Bestätigung von Ischämie und Reperfusion zur Ergänzung der beobachteten Myokardblässe an männlichen C57Bl/6-Mäusen demonstriert.

Die Bestätigung der myokardialen Ischämie und Reperfusion Injury in Mäusen Oberflächen Pad Elektrokardiographie

Hochfrequenz-Ultraschall-Bildgebung der fetalen Maus bildgebenden Auflösung verbessert und bieten präzise nicht-invasive Charakterisierung der kardialen Entwicklung und strukturelle Mängel. Die hier beschriebenen Protokoll soll in Echtzeit fetalen Mäuse Echokardiographie in Vivodurchführen.

Fetale kardiovaskuläre Bildgebung mit einem Hochfrequenz-Ultraschall (30 / 45MHZ) Maus

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Erfassung von Gehirn und Herz Bio-Signale bei Mäusen mit gleichzeitiger Video Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG). Wir beschreiben auch Methoden, um die daraus resultierende EEG-EKG-Aufnahmen für Anfälle, spektrale EEG, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität zu analysieren.

Gleichzeitige Video-EEG-EKG Monitoring Neurocardiac Dysfunktion in Mausmodellen der Epilepsie zu identifizieren

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Aufzeichnung mit mehreren Tiefenelektroden bei neugeborenen Mäusen, die eine Hypoxie-Ischämie erleiden.

Kontinuierliches Video-Elektroenzephalogramm während Hypoxie-Ischämie bei neonatalen Mäusen

Wir präsentieren ein EKG-Protokoll, das technisch einfach, kostengünstig, schnell und erschwinglich bei kleinen Mäusen ist und mit erhöhter Empfindlichkeit durchgeführt werden kann. Wir schlagen diese Methode als Screening-Ansatz für die Untersuchung von pharmakologischen Wirkstoffen, genetischen Modifikationen und Krankheitsmodellen bei Mäusen vor.

Elektrokardiogrammaufnahmen bei anästhesierten Mäusen mit Blei II

Das vorliegende Protokoll beschreibt die echokardiographische Beurteilung der linksventrikulären Morphologie, Funktion und des koronaren Blutflusses bei 7 Tage alten neugeborenen Mäusen.

Echokardiographische Charakterisierung der linksventrikulären Struktur, Funktion und Koronarfluss bei neugeborenen Mäusen

Eine gleichzeitige Aufzeichnung der autonomen Aktivität und des detaillierten mütterlichen Verhaltens von Muttermäusen von der Trächtigkeit bis zur Laktation wurde mit Hilfe eines Telemetriesystems erreicht. Diese Methode hilft, die Dynamik der physiologischen und verhaltensbezogenen Merkmale bei Müttern von der Schwangerschaft bis zur Entwöhnung zu verstehen.

Analyse von Elektrokardiogrammen und Verhalten bei Mäusen von der Schwangerschaft bis zur Stillzeit

Lernen Sie die nichtinvasive Elektrokardiographie bei neugeborenen Mäusen für die kardiovaskuläre Physiologie. Diese Methode ermöglicht die Herzfrequenzmessung ohne Anästhetika und erleichtert die Korrelation mit klinischen Daten.

Nichtinvasive Elektrokardiographie in der Perinatonmaus

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