Name: Induktion von vollständiger Transektion-Typ Rückenmarksverletzung bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Erfahren Sie eine präzise chirurgische Methode zur Induktion von Rückenmarkstransectionen bei Mäusen mit hoher Reproduzierbarkeit. Dieses Protokoll minimiert Kollateralschäden und ermöglicht zuverlässige Studien zu Behandlungsansätzen.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch ein Stipendium der Griffith University International Student (PhD) an RR, ein Perry Cross Foundation Grant an JE und JSJ, ein Clem Jones Foundation Grant an JSJ und JE und ein Stipendium der Motor Accident Insurance Commission of Queensland an JSJ und JE.

Alle Verfahren wurden mit Zustimmung der Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC und MSC/04/18 AEC) nach den Richtlinien des National Health and Medical Research Council of Australia durchgeführt.
1. Tieraufbauverfahren für die Operation
<ol><li>Anästhesisieren und stabilisieren Sie das Tier.<ol>
<li>Verwenden Sie 8–10 Wochen alte weibliche C57BL/6 Mäuse. Verwenden Sie 5% Isofluran in 1 L/min Sauerstoff zur Induktion der Anästhesie. Zur Aufrechterhaltung der Anästhesie 1,5–2% Isofluran in 1 L/min Sauerstoff verwenden. Bestätigen Sie die entsprechende Anästhesisierung, indem Sie einen Mangel an Schmerzreflex in Schwanz und Hinterpfoten etablieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verabreichen Sie Buprenorphin (0,03 mg/kg Körpergewicht) für Analgesie und Enrofloxacin (10 mg/kg Körpergewicht) zur Antibiotikaabdeckung, subkutan nach Körpergewicht. Meloxicam (2 mg/kg Körpergewicht) kann bei Bedarf bei Langfristiger Analgesie verabreicht werden.</li>
	<li>Halten Sie die Körpertemperatur des Tieres bei 37 °C mit einem Heizkissen stabil<ol>
<li>Rasieren Sie das Rückenfell, um den chirurgischen Bereich über der Rückenwirbelsäule freizulegen. Entfernen Sie das rasierte Fell aus dem Operationsbereich, bevor Sie die Einschnittstelle sterilisieren. Sterilisieren Sie den rasierten Bereich mit sterilen Wattestäbchen in Povidon Jod antiseptische Flüssigkeit und chirurgischen Geist getränkt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kleben Sie die Pfoten der Maus an den Operationsbereich, um das Tier zu stabilisieren (Abbildung 1A). Platzieren Sie ein ovales Fenster drapieren über der Maus (Abbildung 1B).</li>
</ol>2. Laminektomie
<ol><li>Machen Sie einen vertikalen Mittellinienschnitt auf der T10-Wirbelebene mit einem chirurgischen Skalpell.<ol>
<li>Suchen Sie den spinösen Prozess des T10-Wirbels, um die Stelle der Laminektomie zu bestimmen. Der Körper des Wirbels liegt leicht kranial bis zur Spitze des Spinnprozesses8 (siehe Abbildung 2). Die Spitze ruht ungefähr in der Mitte des T11-Wirbels8.</li>
		<li>Machen Sie den Schnitt 2,5 cm lang, so dass die Wirbelsäule des T10-Wirbels ungefähr in der Mitte der Länge des Einschnitts ist.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reflektieren Sie die Haut und ziehen Sie mit Retraktoren.<ol>
<li>Verwenden Sie die geradeZange, um die Haut von der darunter liegenden Faszie zu heben. Dadurch wird Platz für die Zusendemaschinen geschaffen; diese halten das Operationsfeld offen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Führen Sie eine stumpfe Zerlegung von Subkutangewebe und Faszien durch, um die spinösen Prozesse freizulegen.<ol>
<li>Verwenden Sie die stumpfe Kante des Skalpells, um einen kleinen Mittellinienschnitt im Unterhautgewebe und der darunter liegenden Faszien zu machen, um die Stacheln der T9-T11-Wirbel freizulegen. Verwenden Sie die feinen Spitzenzange (nicht scharf), um eine stumpfe Sezierung durchzuführen und die Faszien zu reflektieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Teilen und trennen Sie die para-spinösen Muskeln, um die Laminae freizulegen.<ol>
<li>Verwenden Sie die stumpfe Spitze des Skalpells, um die dorsalen Rumpfmuskeln und para-spinous Muskeln entlang der Stacheln der T9-T11 Wirbel zu teilen. Verwenden Sie die stumpfe feine Spitzenzange, um stumpfe Zerlegung der Muskeln in Schichten durchzuführen und die Laminae der Wirbel freizulegen. Dies sollte alle Blutungen minimieren. HINWEIS: Wenn es Blutungen gibt, verwenden Sie erwärmte Saline (37 °C) Bewässerung und Wattestäbchen, um es zu kontrollieren und Blut aus dem chirurgischen Feld zu löschen.</li>
		<li>Verwenden Sie die gleichen Zangen, um kleine Taschen um die Querprozesse des T10-Wirbels zu machen. Verwenden Sie die gekrümmten Zangen, um den Wirbelkörper T10 zu stabilisieren, indem Sie seine Zinken unter die Querprozesse in den erstellten Taschen einhaken (Abbildung 1C).</li>
		<li>Spülen Sie die T10-Laminae gründlich mit warmer Herzwäsche ab und wischen Sie sie vorsichtig mit Wattestäbchen sauber ab, um die knöcherne Oberfläche deutlich zu visualisieren. Stellen Sie sicher, dass keine Muskel-/Bänderanhaftungen bilateral an der Oberfläche verbleiben.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie einen Bohrer mit einer feinen Spitze (0,55 mm Durchmesser, 7 mm Länge), um die Laminae bilateral zu brechen.<ol>
<li>Verwenden Sie die Spitze des Bohrers, um einen vertikalen Pfad vom T9–T10-Intervertebral-Raum zum T10-T11-Bandwirbelraum entlang der T10-Laminae zu verfolgen, ohne den Bohrer einzuschalten. Dadurch soll sichergestellt werden, dass der Bohrer kein Gewebe fängt (Abbildung 1D).</li>
		<li>Nun den Bohrer anschalten, langsam und vorsichtig einen vertikalen Graben auf der rechten Lamina des T10-Wirbels graben. Dieser Teil der Laminektomie sollte einen präzisen chirurgischen Defekt über die Dicke des Knochens in einer geraden vertikalen Linie erzeugen. Halten Sie den Griff mit den gekrümmten Zangen, um den Wirbel stabil zu halten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass die Spitze des Bohrers nicht durch den Knochen eindringt und das Rückenmark verletzt. Wiederholen Sie den gleichen Prozess auf der linken Seite der Lamina, wobei der Wirbel mit den gekrümmten Zangen stabil bleibt. Mit warmer Saline bewässern, um alle verbleibenden Knochenfragmente wegzuwaschen.</li>
	<li>Heben und entfernen Sie den hinteren Teil des neuronalen Bogens (Abbildung 1F).<ol>
<li>Verwenden Sie die abgewinkelten Feinspitzenzangen, um den spinlösen Prozess zu greifen und das gesamte dorsale Segment der Laminae zu entfernen, das durch die bilaterale Bohrung getrennt ist. Bei Blutungen wieder bewässern und abwischen, um das unter dem Laminektomiefenster freiliegende Rückenmark klar zu visualisieren (Abbildung 1E).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Transektion
<ol><li>Induzieren Sie die Rückenmarksverletzung durch Transsektion der exponierten Schnur mit einer einzigen Scheibe der Klinge.<ol>
<li>Verwenden Sie die schmale, runde Schneideklinge, um die Schnur in der Mitte des Laminektomiefensters zu schneiden. Achten Sie darauf, die seitlichen Aussparungen der Wirbelsäule zu fegen, um eine vollständige Transektionsverletzung zu induzieren (Abbildung 1G).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bestätigen Sie die Vollständigkeit der Transektionsverletzung mit den stumpfen Feinspitzenzangen und entfernen Sie alle verbleibenden Verbindungen an der Transektionsstelle.</li>
	<li>Kontrollieren Sie die Blutung, falls vorhanden, bevor Sie die chirurgischen Schichten schließen.</li>
	<li>Verwenden Sie die warme Saline, um alle Blutungen, die von den transsektierten Schnurstümpfen auftreten, zu bewässern und zu löschen. Verwenden Sie einen Wattestäbchen, um sanften Druck auszuüben, um bei Bedarf eine Hämostase zu erreichen. Achten Sie darauf, das Rückenmark nicht zu komprimieren.</li>
</ol>4. Schließung und sofortige postoperative Betreuung
<ol><li>Bringen Sie die Muskeln zusammen und Naht in Schicht.<ol>
<li>Sobald die Hämostase an der Transektionsstelle erreicht ist, lassen Sie den gekrümmten Zangengriff an den T10-Wirbeln frei. Bringen Sie die Ränder der sezierten Muskeln entlang der Mittellinie zusammen, um eine gute Apposition zu erreichen.</li>
		<li>Bedecken Sie die Muskeln in einer Schicht mit 5-0 Polyglactin 910 resorbierbaren Nähten. Stellen Sie sicher, dass die natürliche Krümmung der Wirbelsäule keine Spannung an der Nahtlinie verursacht oder öffnen Sie die Nähte, wodurch die Laminektomie freisetzt wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schließen Sie subkutanes Gewebe und Haut.<ol>
<li>Verwenden Sie 5-0 nicht resorbierbare Seidennähte, um den Hautschnitt zu schließen. Stellen Sie sicher, dass vor dem Verschluss keine Blutungen, Gerinnsel oder Ablagerungen unter der Haut verbleiben. Eine abschließende Bewässerung mit warmer Saline kann bei diesem Schritt notwendig sein.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stoppen Sie die Anästhesie. Beobachten Sie das Tier 10–30 min bis zur Genesung. Das Tier sollte für diese Dauer auf dem Heizkissen bleiben. Geben Sie Wassergel und hydratisierte Nahrung im Käfig.</li>
	<li>Für die postoperative Pflege, enthalten Buprenorphin (zweimal täglich), Enrofloxacin (einmal täglich) für die ersten beiden Tage prophylaktisch. Zusätzlich entleeren Sie die Blase mindestens zweimal täglich manuell und halten sich an die Richtlinien der Tierethikkommission. HINWEIS: Die Tiere in diesem Experiment wurden zweimal täglich auf ihre allgemeine Gesundheit und ihr Wohlbefinden untersucht, wozu auch die Überprüfung auf anhaltende Schmerzen (um zusätzliche Dosen Buprenorphin zu geben) oder Infektionen (zusätzliches Enrofloxacin), ihre Ernährung und ihren Hydratationsstatus (injizierbare Flüssigkeiten geben, wenn sie dehydriert sind) und jegliche Anzeichen einer Autotomie (bei geringfügiger Autotomie eine Wundversorgung). Es wird dringend empfohlen, diese Aspekte der postoperativen Pflege, einschließlich der Euthanasieentscheidungen, unter Anleitung der institutionellen Tierethikkommission zu bestimmen.</li>
</ol>5. Bewertung des Verletzungsmodells
<ol><li>Ermittlung des Verlusts der Motorfunktion.<ol>
<li>Bewerten Sie das motorische Verhalten der verletzten Mäuse 2, 7, 14, 21 und 28 Tage nach der Verletzung in einem offenen Feld mit der Basso-Mausskala (BMS), um den Verlust der Funktion9 zu bestimmen (Abbildung 3C-E).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Histologische Verletzungsbestätigung<ol>
<li>Ernten Sie die verletzten Rückenmarkse mit den Wirbelsäulen nach der Euthanasie (mit Kohlendioxid in diesem Experiment durchgeführt, wie von der Tierethikkommission genehmigt).</li>
		<li>Fixieren Sie das Gewebe durch nächtliches Eintauchen in 4% Paraformaldehyd und entkalken Sie die Knochen durch Behandlung mit 20% Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) über 3 Wochen, ersetzt frische EDTA alle 48 h.</li>
		<li>Bereiten Sie die entkalkten Stacheln für die Kryosektion vor und schneiden Sie sie in 30 m dicke Abschnitte.</li>
		<li>Montieren Sie die Abschnitte auf gelatinebeschichteten Glasrutschen zur Immunfärbung mit Anti-GFAP-Antikörpern und Hoechst 33342.</li>
		<li>Stellen Sie die Dias auf einem Fluoreszenzmikroskop auf (Abbildung 3A) und führen Sie Messungen der Verletzungsgröße mit Bildanalysesoftware durch (z. B. Nikon-Analysesoftware - NIS-Elemente [Abbildung 3B]).</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Sharif-Alhoseini, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury: a systematic review.</a> Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).</li>
<li>Lee, D. H., Lee, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+axon+regeneration+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Animal models of axon regeneration after spinal cord injury.</a> Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).</li>
<li>Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharif-Alhoseini%2C+M+%22Topics+in+Paraplegia%22">Topics in Paraplegia</a>. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).</li>
<li>Talac, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+spinal+cord+injury+for+evaluation+of+tissue+engineering+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies.</a> Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).</li>
<li>Nakae, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+animal+model+of+spinal+cord+injury+as+an+experimental+pain+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+%26+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model.</a> Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023(2011).</li>
<li>Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+used+in+spinal+cord+regeneration+research%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Animal models used in spinal cord regeneration research.</a> Spine. 27, 1504-1510 (2002).</li>
<li>Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+injury%3A+current+mammalian+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spinal cord injury: current mammalian models.</a> American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).</li>
<li>Harrison, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertebral+landmarks+for+the+identification+of+spinal+cord+segments+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse.</a> Neuroimage. 68, 22-29 (2013).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+from+spinal+cord+injury%3A+a+new+transection+model+in+the+C57Bl%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse.</a> Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Diese Methode induziert eine vollständige Transsektionsverletzung auf T10-Wirbelebene bei Mäusen, was zu einer vollständigen Querschnittslähmung des Tieres unterhalb des Verletzungsniveaus führt. Insgesamt führt diese Methode zu minimalen Blutungen, vernachlässigbaren Kollateralschäden und einer stabilen, reproduzierbaren Verletzung. Im Vergleich zu zuvor veröffentlichten Methoden der Transektion ohne Laminektomie10bietet diese Methode die Vorteile in Bezug auf die direkte Visualisierung ohne Mani...

Rückenmarksverletzungen (SCI) sind ein komplexes medizinisches Problem, das zu drastischen Veränderungen in Gesundheit und Lebensstil führt. Es gibt keine Heilung für SCI, und die Pathophysiologie von SCI ist nicht gründlich verstanden. Tier-SCI-Modelle, insbesondere Nagetiermodelle, bieten ein unschätzbares Werkzeug für die Erprobung neuer Behandlungen und werden seit Jahrzehnten zur Erforschung von SCI eingesetzt. Bis heute haben über 72% der präklinischen SCI-Studien Rattenmodelle verwendet, verglichen mit nur 16%, dieMäuse1 verwendet haben. Obwohl Ratten aufgrund ihrer größeren Größe und der Tendenz, Hohlräume zu bilden, die menschlichen GGB ähneln, traditionell die bevorzugten Modelltiere für die Untersuchung neuartiger therapeutischer Ansätze sind, werden Mäuse (einschließlich vieler transgener Mausmodelle) jetzt häufiger verwendet, um zelluläre und molekulare Mechanismen des SCI2zu untersuchen. Das Mausmodell bietet zusätzliche Vorteile in Bezug auf eine einfachere Handhabung, schnellere Reproduktionsraten und niedrigere Kosten als Ratten; Mäuse weisen auch einen hohen Grad an genomischer Ähnlichkeit mit Menschenauf 1,2,3. Der Hauptnachteil des Mausmodells wurde als die deutlich kleinere Größe identifiziert, die Herausforderungen für chirurgische Eingriffe zur Bildung und Behandlung von Rückenmarksverletzungenschafft 4,5.
Es gibt eine Lücke in der vorhandenen Literatur, die die Notwendigkeit eines robusten und reproduzierbaren chirurgischen Protokolls unterstreicht, um stabile SCI im Mausmodell zu induzieren. Daher bieten wir einen neuartigen und präzisen chirurgischen Ansatz in diesem Protokoll, um diese Einschränkungen zu überwinden. Dieses Protokoll enthält detaillierte Richtlinien, um eine Transektionsverletzung bei Mäusen zu induzieren, da dieser Verletzungstyp als der am besten geeignete für die Untersuchung regenerativer und degenerativer Veränderungen nach einer Verletzung6, sowie Neuroplastizität, neuronale Schaltkreise und Gewebe-Engineering-Ansätze7anerkannt wurde. Wir haben uns entschieden, die Verletzung in der unteren Brustregion zu induzieren, da Thoraxniveau SCI am häufigsten in der Literatur verwendet wird1.

<table><tbody><tr><td>Baytril injizierbar 50 mg/ml, 50 mL</td><td>Provet</td><td>BAYT I</td><td>Postoperatives Pflegemedikament</td></tr><tr><td>Betadine 500 mL</td><td>Provet</td><td>BETA AS</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Castroviejo Nadelhalter, verriegelbar</td><td>ProSciTech</td><td>T149C</td><td>Wiederverwendbare</td></tr><tr><td>Keramik-Zirkonoxid-Klinge, rund mit scharfen Seiten, einzelne Kante, abgewinkelt</td><td>ProSciTech</td><td>TXD101A-X</td><td></td></tr><tr><td>Wiederverwendbare Wattestäbchen ( 5pcs)</td><td>Multigate</td><td>21-893</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Dremel Micro</td><td>DREMEL</td><td>8050-N/18</td><td>Akku-Rotationswerkzeug</td></tr><tr><td>Abrichtzange fein</td><td>Multigate</td><td>06-306</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Einwegbohrer</td><td>Kemmer Pr&auml; zision</td><td>SM 32 M 0550 070</td><td>Wiederverwendbare</td></tr><tr><td>Dumont #7b Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td><td>Wiederverwendbare</td></tr><tr><td>Dumont Pinzette, Style 5</td><td>ProSciTech</td><td>T05-822</td><td>Wiederverwendbare</td></tr><tr><td>Fellschneiderin</td><td>WAHL</td><td>WA9884-312</td><td>Zero Overlap Haarschneider</td></tr><tr><td>Iris Schere, Ti, scharfe Spitzen, gerade, 90mm</td><td>ProSciTech</td><td>TY-3032</td><td>Wiederverwendbar</td></tr><tr><td>Isofluran-Isothesie NXT 250</td><td>Provet</td><td>ISOF 00 HS</td><td>Anästhetikum</td></tr><tr><td>Colibri Retraktor - 4cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td>Wiederverwendbarer</td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>ProSciTech</td><td>T133</td><td>Wiederverwendbare</td></tr><tr><td>Signature Latex-OP-Handschuhe Größe 7,5</td><td>Medline</td><td>MSG5475</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Natriumchlorid 0,9%</td><td>STS</td><td>PHA19042005</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Steriles Verbandspaket</td><td>Multigate</td><td>08-709</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Einwegtuch mit steriler Flüssigkeit 60x60 cm</td><td>Multigate</td><td>29-220</td><td></td></tr><tr><td>Einweg-OP-Spirit 100 mL</td><td>Provet</td><td># SURG SP</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>- SILK BLK 45CM 5/0 FS-2</td><td>Johnson & Ltd Johnson Medical</td><td>682G</td><td>Seide</td></tr><tr><td>Nahtmaterial - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2</td><td>Johnson & Ltd Johnson Medical</td><td>VCP421H</td><td>Vicryl Naht</td></tr><tr><td>Temgesic 0,3 mg in 1 ml, x 5 Ampullen (Arzneimittel der Klasse S8)</td><td>Provet</td><td>TEMG I</td><td>Medikament zur postoperativen Pflege</td></tr></tbody></table>

induktion von vollständiger transektion-typ rückenmarksverletzung bei mäusen

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Rückenmarksverletzungen (SCI) führen weitgehend zu irreversiblen und dauerhaften Funktionsverlusten, am häufigsten als Folge eines Traumas. Mehrere Behandlungsmöglichkeiten, wie z. B. Zelltransplantationsmethoden, werden erforscht, um die schwächenden Behinderungen zu überwinden, die sich aus SCI ergeben. Die meisten präklinischen Tierversuche werden in Nagetiermodellen von SCI durchgeführt. Während Rattenmodelle von SCI weit verbreitet sind, haben Mausmodelle weniger Aufmerksamkeit erhalten, obwohl Mausmodelle erhebliche Vorteile gegenüber Rattenmodellen haben können. Die geringe Größe von Mäusen entspricht niedrigeren Tierwartungskosten als bei Ratten, und die Verfügbarkeit zahlreicher transgener Mausmodelle ist für viele Arten von Studien von Vorteil. Die Induzieren von wiederholbaren und präzisen Verletzungen bei den Tieren ist die haupte Herausforderung für die SCI-Forschung, die bei kleinen Nagetieren eine hochpräzise Chirurgie erfordert. Das Transsektions-Verletzungsmodell war in den letzten zehn Jahren ein häufig verwendetes Verletzungsmodell für die transplantationsbasierte therapeutische Forschung, aber eine standardisierte Methode zur Induktion einer vollständigen Transektionsverletzung bei Mäusen existiert nicht. Wir haben ein chirurgisches Protokoll entwickelt, um eine vollständige Transsektionsverletzung bei C57BL/6-Mäusen auf Brustwirbelstufe 10 (T10) zu induzieren. Das Verfahren verwendet einen kleinen Spitzenbohrer anstelle von Rongeurs, um die Lamina präzise zu entfernen, nach der eine dünne Klinge mit abgerundeter Schneidkante verwendet wird, um die Rückenmarkstransektion zu induzieren. Diese Methode führt zu reproduzierbaren Transektionsverletzungen bei kleinen Nagetieren mit minimalen Kollateralmuskel- und Knochenschäden und minimiert daher Störfaktoren, insbesondere dort, wo verhaltensfunktionelle Ergebnisse analysiert werden.

Die resultierende Methode, wie in Abbildung 1dargestellt, beinhaltet eine angemessene Stabilisierung der Maus (Abbildung 1A) und eine gute Visualisierung der Wirbelsäule und des paraspinösen Gewebes (Abbildung 1B). Spinöse Prozesse und Laminae können mit minimaler Muskelsektion und Blutverlust klar visualisiert werden(Abbildung 1C, hervorgehobene Zone). Das Feinspitzenbohren wird wie in <strong class="x...

Dieses Protokoll beschreibt, wie eine präzise Laminektomie für die Induktion von stabilen Querbandverletzungen im Mausmodell mit minimalen Kollateralschäden für die Rückenmarksverletzungsforschung erstellt wird.

Induktion von vollständiger Transektion-Typ Rückenmarksverletzung bei Mäusen

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Dieses Protokoll liefert eine präzise, chirurgisch kontrollierte Verletzung, um bei Mäusen mit hoher Reproduzierbarkeit und sehr hohen Überlebensraten eine vollständige Rückenmarkstranssektion zu induzieren. Die Verwendung eines Feinbohrers für die Knochenverletzung minimiert die Schäden am umgebenden Gewebe, so dass die Verletzungs- und Behandlungsreaktionen genauer modelliert werden können. Um eine Laminektomie durchzuführen, nach der Bestätigung eines Mangels an Reaktion auf Pedalreflex in einem anästhesierten acht bis 10 Wochen alten weiblichen C57 schwarze 6 Maus, rasieren Sie das Rückenfell, um den chirurgischen Bereich über der rückenden Wirbelsäule auszusetzen und sterilisieren den rasierten Bereich mit sterilen Wattestäbchen in Povidon Jod antiseptische Flüssigkeit und chirurgischen Geist getränkt.Mit einem Skalpell, machen Sie einen vertikalen Mittellinienschnitt auf der T10 Wirbelebene und verwenden Sie gerade Zangen, um die Haut von der zugrunde liegenden Faszie zu heben, um die Retraktorplatzierung zu erleichtern. Um die Stacheln des T9 durch T11 Wirbel zu belichten, verwenden Sie die stumpfe Kante des Skalpells, um einen kleinen Mittellinienschnitt im Subkutangewebe u

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Ein Längs-Untersuchung von Knochenschwund in der Oberschenkel-und Schienbein von erwachsenen Mäusen wurde nach Verletzungen des Rückenmarks mit sequentieller low-dose X-ray-Scans durchgeführt. Tibia Knochenverlust wurde während der Studie festgestellt, während Knochenverlust in den Oberschenkelknochen wurde erst 40 Tage nach der Verletzung festgestellt.

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Knochenverlust nach Rückenmarksverletzungen mit Novel, In vivo Methodology

Quelle: Elzat, E. Y. Y., et al., Etablierung eines Modells für Rückenmarksverletzungen bei Mäusen auf der Grundlage einer minimal-invasiven Technik. J. Vis. Exp. (2022). Dieses Video zeigt die Methode zur Induktion einer Prellungsverletzung im Rückenmark T9 in einem Mausmodell unter Verwendung einer koaxialen Plattform für Rückenmarksverletzungen. Auf das Rückenmark auf T9-Niveau wird ein Gewicht fallen gelassen, das eine Prellung verursacht, die sofort eine Verfärbung und Schwellung des...

Induktion einer Rückenmarksprellung in einem Mausmodell unter Verwendung einer koaxialen Plattform für Rückenmarksverletzungen

Quelle: Kumar, S., et. al. Mausmodell von Druckgeschwüren nach Rückenmarksverletzung. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt eine detaillierte Induktion von Rückenmarksverletzungen bei Mäusen. Die anästhesierte Maus wird präpariert, um T9-T10-Wirbel freizulegen, und ihre Dornfortsätze werden entfernt. Das freiliegende Rückenmark wird dann durchtrennt, um die Verletzung zuzufügen. Anschließend wird das Operationsgebiet geschlossen und die Maus kann sich erholen.

Generieren eines Mausmodells mit einer Rückenmarksverletzung

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Etablierung eines Maus-Kontusionsmodells für Rückenmarksverletzungen basierend auf einer minimal-invasiven Technik

Das vorliegende Protokoll, das das zentrale Rückenschnursyndrom (CCS) bei Mäusen simuliert, hat die Wiederholbarkeit verbessert und die Operationsschäden der Versuchstiere minimiert, wodurch eine übermäßige Störung der anatomischen Struktur vermieden wurde. Die Strategie in dieser Studie ist vorteilhaft, da sie die Erforschung von Verletzungsmechanismen ermöglicht, indem sie konsistente Ergebnisse liefert.

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