Name: Kontinuierliches Video-Elektroenzephalogramm während Hypoxie-Ischämie bei neonatalen Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Erfahren Sie die Methode des kontinuierlichen Video-EEG bei neonatalen Mäusen während Hypoxie-Ischämie. Diese Technik ermöglicht die Korrelation elektrographischer Befunde mit Verhaltensereignissen und unterstützt die Erforschung neonataler Anfälle.

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Wir erkennen die folgenden Finanzierungsquellen an: NIH NINDS - K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Virginia genehmigt.
1. Elektrodenbau/Kabelaufbau
<ol><li>Verwenden Sie einen unipolar isolierten Edelstahldraht (0,005 "nackter Durchmesser, 0,008" beschichtet), um eine Elektrode herzustellen, die mit einem buchsenförmigen Steckverbinder (Buchsenanschluss 0,079) verbunden ist.</li>
	<li>Verwenden Sie ein spezielles, maßgefertigtes Kabel, um Tiere an den Verstärker anzuschließen.<ol>
<li>Schließen Sie einen 4-poligen Stecker (Stecker 0,079") an den 4-Kanal-Einheitsverstärkungsimpedanzanpassungs-Operationsverstärker (Operationsverstärker) an. Schließen Sie einen 10K-Widerstand an die Drähte an, die mit der 9-V-Batterie verbunden sind. Ein Massekabel, das nicht mit dem Operationsverstärker verbunden ist, fungiert als Mittelpunkt der Batterie.</li>
		<li>Verbinden Sie ein Ende des Kabels (AWG, 0,012" OD) mit dem Operationsverstärker und verbinden Sie das andere Ende des Kabels mit dem Verstärker.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Elektrodenimplantationschirurgie
<ol><li>Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 9) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube. Vor Beginn des Eingriffs wird den Welpen Bupivacain injiziert (0,02-0,05 ml, 0,25% subkutane lokale Infiltration).</li>
	<li>Sobald das Tier unbeweglich ist, in ein stereotaktisches Stadium mit einem Nasenkegel überführen. Verwenden Sie die Rückseite der Ohrstange, da sie weich ist, um den Kopf ruhig zu halten. In diesem Alter haben Welpen kein voll entwickeltes Ohr, um das spitze Ende der Ohrstange zu benutzen.</li>
	<li>Drehen Sie den Isofluranfluss herunter und halten Sie ihn bei 2,5-3%. Behalten Sie die stetige Atmung des Welpen während des gesamten chirurgischen Eingriffs im Auge. Kneifen Sie den Schwanz, um die Schmerzreaktion zu überprüfen, und fahren Sie dann mit dem Einschnitt fort.</li>
	<li>Sterilisieren Sie den Einschnittbereich am Schädel mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierendes Jod und 70% Ethanol). Drapieren Sie den umgebenden Körperteil so, dass die Inzisionsregion sichtbar ist.</li>
	<li>Öffnen Sie die Kopfhaut anterior-posterior von leicht über den Augen und ziehen Sie etwa 0,5 cm Haut zurück. Positionieren Sie den Mauskopf auf der stereotaktischen Stufe, so dass die Haut nach außen zieht und den Schädel freilegt.</li>
	<li>Tragen Sie Wasserstoffperoxid mit einem Wattestäbchen auf den Schädel auf und kratzen Sie den Schädel mit einer Skalpellklinge sauber. Der Schädel ist sehr weich; Seien Sie beim Schaben vorsichtig.</li>
	<li>Tragen Sie einen Tropfen (ca. 50 μL) Klebstoff auf und verteilen Sie ihn mit seinem Applikator im freiliegenden Schädelbereich. 40 s lang UV-Licht aussetzen, um den Klebstoff einzustellen.</li>
	<li>Messen Sie die Koordinaten mit dem freiliegenden Bregma als Referenz. Implantatelektroden bilateral in der CA1-Region des Hippocampus [-3,5 mm dorsal-ventral (DV), ±2 mm medial-lateral (ML), -1,75 mm tief (D)] und bilateral im parietalen Kortex [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] und einer Referenzelektrode im Kleinhirn17. Verwenden Sie eine 32 G Nadel, um ein Loch an der markierten Stelle zu erzeugen.</li>
	<li>Reinigen Sie das Blut von der Oberfläche des Schädels. Untere Elektroden, die an der Buchse befestigt sind, verbinden sich mit Hilfe des stereotaktischen Arms mit dem Gehirn und fixieren sie mit dentalem Acryl. Implantieren Sie die Elektrode in das Gehirn. Das Headset mit Buchsenanschluss sitzt auf dem Schädel, der mit dentalem Acryl zusammengeklebt ist.</li>
	<li>Injizieren Sie Ketoprofen (5 mg/kg) subkutan in den interskapulären Bereich, sobald die Elektrode fixiert ist. Legen Sie die Welpen zurück zur Mutter. HINWEIS: Bringen Sie die Hälfte des Wurfes mit dem Headset sofort der Mutter vor, anstatt sie einzeln vorzustellen. Dies verhindert, dass die Mutter das Headset des Welpen beschädigt.</li>
</ol>3. EEG-Einrichtung und -Aufzeichnung (Baseline/Pre-Injury)
<ol><li>Nach 24 Stunden Erholung nach der Elektrodenimplantation legen Sie jedes Tier in eine beheizte (37 °C) maßgefertigte Plexiglaskammer für die EEG-Aufzeichnung. Diese Kammer wird auch als Hypoxiekammer dienen.</li>
	<li>Schließen Sie die Welpen in der Kammer über ein flexibles Kabel (maßgefertigtes Operationsverstärkerkabel) an ein Video-EEG-Überwachungssystem an. HINWEIS: Mit dem Headset sind die Mäuse frei beweglich und zeigen keine Unterschiede im Verhalten. Einmal an den Elektrodendrähten befestigt, müssen die Drähte innerhalb des Kammerstrangs eingestellt werden, um die richtige Menge an Durchhang zu gewährleisten, damit sich der Welpe frei in der Kammer bewegen kann.</li>
	<li>Digitalisieren Sie die EEG-Daten bei 1000 Hz mit 1K-Verstärkung mit einem Grasverstärker. Überprüfen Sie das EEG-Signal (Bandpassfilter zwischen 3-70 Hz) später mit der Software (z. B. LabChart Pro).</li>
	<li>Zeichnen Sie ein Basis-EEG vor der Verletzung für 30 Minuten auf, bevor Sie die Tiere für das Ligaturverfahren der Halsschlagader trennen.</li>
</ol>4. Ligatur der linken Halsschlagader
<ol><li>Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 10) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube und legen Sie ihn auf ein speziell angeordnetes Setup auf einem Wasserbadpolster. Positionieren Sie die Tierlage und sichern Sie die Vorderbeine mit Papierklebeband.<ol>
<li>Senken Sie den Isofluranfluss auf 2-3%. Kneifen Sie den Schwanz für die Schmerzreaktion und überwachen Sie die Atmung während des gesamten Eingriffs.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sterilisieren Sie den Inzisionsbereich (zwischen Unterkiefer und Schlüsselbein) auf der linken Halsseite mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierend Jod und 70% Ethanol).</li>
	<li>Machen Sie einen ca. 1 cm langen Schnitt auf der linken Seite des Halses mit Mikroscheren. Ziehen Sie mit einem Seziermikroskop das Unterhautgewebe und die Haut vorsichtig zurück, um die Halsschlagader freizulegen. Achten Sie darauf, den Vagusnerv (der seitlich zur Arterie verläuft) zu identifizieren und ihn vorsichtig von der Arterie zu trennen und zurückzuziehen.</li>
	<li>Fädeln Sie eine 5 cm lange sterile Seidennaht unter der Arterie mit Mikroforcepen ein. Binden Sie eine doppelt verknotete Naht um die Arterie, um den Fluss zu verschließen.</li>
	<li>Schneiden Sie die überschüssige Naht ab und schließen Sie die freiliegende Arterie, indem Sie das Unterhautgewebe und die Haut zurückziehen. Verwenden Sie Tierarztbindung, um den Schnitt zu versiegeln.</li>
	<li>Setzen Sie das Tier wieder auf eine kontinuierliche EEG-Überwachung in einer Kammer bei Raumtemperatur, die auf eine wärmende Matratze gelegt wird. Führen Sie stichprobenartige Infrarot-Temperaturüberprüfungen der Kerntemperatur des Welpen durch, um ein Öffnen der Kammer zu vermeiden. Lassen Sie das Tier sich 1 h vor der Hypoxie erholen.</li>
</ol>5. EEG und Hypoxie
<ol><li>Überwachen Sie kontinuierlich FiO2 (Anteil des inspirierten Sauerstoffs) in der Kammer über einen Sauerstoffmonitor.</li>
	<li>Spülen Sie die Kammer mit 60 L/min 100% N2 und 0,415 L/min für 100% O2. Sobald die Sauerstoffsättigung in der Kammer 12% erreicht, verringern Sie den N2-Durchfluss auf 10 l / min, während der O2-Fluss unverändert bleibt. Mit kleinen Anpassungen halten Sie den FiO2 45 Minuten lang bei 8%.</li>
	<li>Nach 45 Minuten Hypoxie-Exposition kehren Sie FiO2 auf 21% zurück.</li>
	<li>Lassen Sie die Welpen sich in der Kammer erholen und überwachen Sie das EEG für 2 h nach Hypoxie.</li>
	<li>Trennen Sie nach Abschluss der Aufzeichnungszeit die Mäuse von der EEG-Aufzeichnung und kehren Sie zur Mutter zurück.</li>
</ol>6. EEG-Analyse
<ol><li>Analysieren Sie die EEG-Datei mit Video in LabChart Pro. Lassen Sie einen verblindeten Forscher das EEG für Anfälle und Hintergrundmuster markieren17. Anfälle sind definiert als ein elektrographisches Ereignis, das länger als 10 Sekunden dauert, mit hochfrequenten rhythmischen Scharfwellenentladungen (≥3x Baseline) mit klarer Evolution17.</li>
	<li>Lassen Sie einen zweiten verblindeten Forscher markierte Ereignisse nach dem Zufallsprinzip überprüfen, um eine Einigung zu erzielen.</li>
	<li>Überprüfen Sie das zugehörige Video für jedes markierte elektrographische Ereignis und analysieren Sie es gemäß dem Neonaten-Verhaltensanfalls-Score16. Kurz gesagt, diese Punktzahl reicht von 0-6 (Unbeweglichkeit bis schweres tonisch-klonisches Verhalten). Um die Anfallssemilologie weiter zu charakterisieren, analysieren Sie das Verhalten auf Lateralität (multifokale / bilaterale Bewegungen vs. fokale / unilaterale vs. gemischte).</li>
	<li>Erstellen Sie ein Leistungsspektrogramm. Verwenden Sie eine Fast-Fourier-Transformation mit einem Cosine-Bell-Datenfenster mit einer Größe von 1024 Datenpunkten. Erstellen Sie eine glatte x-Achse im Spektrogramm mit Hilfe einer Fensterüberlappung von 87,5%. Drücken Sie die Leistung als μV218 aus.</li>
</ol>

<ol><li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+%26+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).</li>
<li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+Seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Volpe%27s+Neurology+of+the+Newborn%22%5BJournal%5D)">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , Elsevier. 275-321 (2018).</li>
<li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li>
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<li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Paediatric+Neurology%22%5BJournal%5D)">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li>
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<li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li>
<li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li>
</ol>

Wir haben ein Modell für die kontinuierliche Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mäusen während hypoxisch-ischämischer Anfälle vorgestellt. Die Videoanalyse in Verbindung mit dem EEG ermöglicht die Charakterisierung der Anfallssemilologie. Die Analyse des EEG ermöglicht die Extraktion von Leistungsspektrogrammen und die Hintergrundamplitudenanalyse.
Die korrekte und sorgfältige Platzierung der Elektroden ist in diesem Protokoll von entscheidender Bedeutung, da Verletzungen während der Elektro...

Hypoxische ischämische Enzephalopathie (HIE) ist eine Erkrankung, die jährlich 1,5 von 1000 Neugeborenen betrifft und die häufigste Ursache für neonatale Anfälle ist1,2. Säuglinge, die überleben, haben ein Risiko für verschiedene neurologische Behinderungen wie Zerebralparese, geistige Behinderung und Epilepsie3,4,5.
Tiermodelle spielen eine entscheidende Rolle beim Verständnis und der Untersuchung der Pathophysiologie von Hypoxie-Ischämie und neonatalen Anfällen6,7. Ein modifiziertes Vannucci-Modell wird verwendet, um eine Hypoxie-Ischämie (HI) am postnatalen Tag 10 (p10)7,8 zu induzieren. Mauswelpen dieses Alters übersetzen neurologisch grob auf den vollen Begriff menschliches Neugeborenes9.
Die kontinuierliche Überwachung der Videoelektroenzephalographie (EEG), die in Verbindung mit diesem Verletzungsmodell verwendet wird, ermöglicht ein weiteres Verständnis und eine Charakterisierung neonataler hypoxischer ischämischer Anfälle. Frühere Studien haben verschiedene Methoden zur Analyse neonataler Anfälle bei Nagetieren verwendet, einschließlich Videoaufnahmen, begrenzter EEG-Aufzeichnungen und Telemetrie-EEG-Aufzeichnungen10,11,12,13,14,15,16. Im folgenden Manuskript diskutieren wir ausführlich den Prozess der Aufzeichnung des kontinuierlichen Video-EEG bei Mauswelpen während einer Hypoxie-Ischämie. Diese Technik zur kontinuierlichen Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mauswelpen könnte auf eine Vielzahl von Krankheits- und Anfallsmodellen angewendet werden.

<table><tbody><tr><td>SURGERY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kugelschreiber</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>i-Bond-Applikator</td></tr><tr><td>Cranioplast (Pulver/Harz)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>i-Bond</td><td>Kulzer GmbH, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Silk Suture</td><td>Surgical Specialities Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 Schwarz Geflochtene Seide Nicht resorbierbares chirurgisches Nahtmaterial</td></tr><tr><td>RS-5168 Botvin Pinzette</td><td>Roboz Chirurgisches Instrument</td><td>RS5168</td><td>Pinzette für Chirurgie/Ligatur</td></tr><tr><td>RS-5138 Graefe Pinzette</td><td>Roboz Chirurgisches Instrument</td><td>RS5138</td><td>Pinzette für Chirurgie/Ligatur</td></tr><tr><td>UV-Licht für I-Bond</td><td>Blast Lite By First Media</td><td>BL778</td><td>UV-Licht für I-bond</td></tr><tr><td>Vannas Mikrodissektionsschere</td><td>Roboz Chirurgisches Instrument</td><td>RS5618</td><td>Schere für Ligatur</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HYPOXIA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoffsensor</td><td>Medizinische Produkte</td><td></td><td>MiniOxI- Sauerstoffanalysator/Sensor für Hypoxie-Rig</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EEG-AUFZEICHNUNG</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buchsenstecker 0,079"</td> <td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Bestellt bei Digikey</td></tr><tr><td>Grass Amplifier</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Grass Product</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADI Instruments</td><td></td><td>Software zum Betrieb des Systems</td></tr><tr><td>Steckdosenstecker 0,079"</td> <td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Bestellt von Digikey</td></tr><tr><td>Operationsverstärker</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD</td><td>TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to-Rail Operationsverstärker</td></tr><tr><td></td><td>Operationsverstärker Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2272ACDR TLC2274</td><td>Quad Low-Noise Rail-to-Rail Operationsverstärker</td></tr><tr><td>Edelstahldraht</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td>0,005" blank/0,008" beschichtet 100 ft</td></tr><tr><td>ultraflexibler Draht</td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Gazedraht in verschiedenen Farben</td></tr></tbody></table>

kontinuierliches video-elektroenzephalogramm während hypoxie-ischämie bei neonatalen mäusen

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Hypoxie-Ischämie ist die häufigste Ursache für neonatale Anfälle. Tiermodelle sind entscheidend für das Verständnis der Mechanismen und der Physiologie, die neonatale Anfälle und Hypoxie-Ischämie zugrunde liegen. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Überwachung des Videoelektroenzephalogramms (EEG) bei neugeborenen Mäusen, um Anfälle zu erkennen und den EEG-Hintergrund während einer Hypoxie-Ischämie zu analysieren. Die Verwendung von Video und EEG in Verbindung ermöglicht die Beschreibung der Anfallssemilologie und die Bestätigung von Anfällen. Diese Methode ermöglicht auch die Analyse von Leistungsspektrogrammen und EEG-Hintergrundmustertrends über den experimentellen Zeitraum. In diesem Hypoxie-Ischämie-Modell ermöglicht die Methode die EEG-Aufzeichnung vor der Verletzung, um eine normative Baseline und während der Verletzung und Genesung zu erhalten. Die Gesamtüberwachungszeit ist durch die Unfähigkeit begrenzt, Die Welpen länger als vier Stunden von der Mutter zu trennen. Obwohl wir in diesem Manuskript ein Modell hypoxisch-ischämischer Anfälle verwendet haben, könnte diese Methode zur neonatalen Video-EEG-Überwachung auf verschiedene Krankheits- und Anfallsmodelle bei Nagetieren angewendet werden.

Anfallssemilologie
Die Neonatale Hypoxie-Ischämie-Exposition führt bei Mäusen sowohl zu generalisierten als auch zu fokalen Anfällen (Abbildung 1A-C). Video-EEG-Aufzeichnungen ermöglichen es, elektrographische Befunde mit dem Verhalten auf Video zu korrelieren. Diese Verhaltensweisen wurden mit einem zuvor veröffentlichten neonatalen Nagetier-Verhaltenskrampf-Score (BSS) bewertet16. Zusätzlich zu BSS kategorisierte...

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Aufzeichnung mit mehreren Tiefenelektroden bei neugeborenen Mäusen, die eine Hypoxie-Ischämie erleiden.

Kontinuierliches Video-Elektroenzephalogramm während Hypoxie-Ischämie bei neonatalen Mäusen

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

Die hypoxische ischämische Enzephalopathie ist die häufigste Ursache für neonatale Anfälle. Dieses Mausmodell für hypoxische ischämische Anfälle und die kontinuierliche Video-Elektroenzephalographie (EEG) können dazu beitragen, unser Verständnis und unsere Charakterisierung von neonatalen Anfällen zu verbessern. Diese Technik erleichtert die Aufnahme von qualitativ hochwertigen Video-Elektroenzephalographie-Aufzeichnungen in einem neonatalen Verletzungsmodell und kann bei zukünftigen Studien der Mechanismen von neonatalen Anfällen, Ergebnissen und therapeutischen Tests hilfreich sein.Das Verfahren wird von Pravin Wagley vorgeführt. Ein Laborspezialist aus meinem Labor. Für die Elektrodenimplantationschirurgie.Nachdem Sie bestätigt haben, dass bei einer anästhesierten Maus nach der Geburt am neunten Tag kein Ansprechen auf den Schmerzreflex vorliegt, platzieren Sie die Maus in einem stereotaktischen Stadium mit einem Nasenkonus und verwenden Sie die Rückseite des Ohrbügels, um den Kopf ruhig zu halten. Sterilisieren Sie den Inzisionsbereich am Schädel mit drei abwechselnden Betain- und 70%Ethanol-Peelings und verwenden Sie ein gefenstertes Tuch, um die Maus abzudecken, während der Inzisionsbereich sichtbar bleibt. Öffnen Sie die Kopfhaut vorder-posterior leicht über den Augen und ziehen Sie etwa einen halben Zentimeter der Haut zurück.Positionieren Sie den Kopf wieder auf der stereotaktischen Bühne, so dass die Haut nach außen zieht, um den Schädel freizulegen, und tragen Sie mit einem Wattestäbchen Wasserstoffperoxid auf. Kratzen Sie den Schädel mit einer Skalpellklinge vorsichtig sauber. Und tragen Sie einen ca. 50 Mikroliter großen Tropfen Kleber auf den Knochen auf.Verteilen Sie den Kleber mit dem Applikator auf dem Schädel und halten Sie ihn 40 Sekunden lang unter ultraviolettes Licht. Wenn der Kleber ausgehärtet ist, messen Sie die Koordinaten anhand des freiliegenden Bregmas als Referenz. Und verwenden Sie eine 32-Gauge-Nadel, um Elektrodenlöcher bilateral in der CA1-Region des Hippocampus, bilateral in der parietalen Hirnrinde und im Kleinhirn zu erzeugen.Reinigen Sie das Blut von der Oberfläche des Schädels und verwenden Sie den stereotaktischen Arm, um die Elektroden, die an der Steckdose befestigt sind, in das Gehirn abzusenken. Implantieren Sie jede Elektrode in das Gehirn und fixieren Sie die Elektroden mit Zahnacryl. Kleben Sie den Steuersatz mit zusätzlichem Dentalacryl auf den Schädel.Injizieren Sie subkutan fünf Milligramm pro Kilogramm Ketoprofen in jeden Welpen. Wenn alle Elektroden in mindestens der Hälfte des Wurfes befestigt sind, geben Sie die Welpen der Mutter zurück. 24 Stunden nach der Elektrodenimplantation legen Sie jedes Tier für die EEG-Aufzeichnung in eine 37 Grad Celsius heiße Plexiglaskammer und verwenden Sie ein flexibles, speziell angefertigtes Operationsverstärkerkabel, um die Welpen an ein Video-EEG-Überwachungssystem anzuschließen.Verwenden Sie einen mehrkanaligen Differenzverstärker, um die EEG-Daten bei 1000 Hertz mit einer Verstärkung von einem Kilo zu digitalisieren und das EEG-Signal in einer entsprechenden Analysesoftware zu überprüfen. Nehmen Sie dann 30 Minuten lang ein EEG vor der Verletzung auf, bevor Sie die Tiere für das Rechtsverfahren wegen der Halsschlagader vom Netz trennen. Nach der Aufzeichnung der EEG-Ausgangsdaten wird die Haut zwischen dem Unterkiefer und dem Schlüsselbein auf der linken Seite des Halses wie gezeigt mit Betain und Ethanol sterilisiert.Und machen Sie einen etwa einen Zentimeter großen Schnitt auf der linken Seite des Halses. Legen Sie den Welpen unter ein Präpariermikroskop und ziehen Sie das Unterhautgewebe und die Haut vorsichtig zurück, um die Halsschlagader freizulegen. Legen Sie ein fünf Zentimeter langes Stück sterile Seidennaht unter die Arterie.Identifizieren Sie den Vagusnerv und trennen Sie den Nerv vorsichtig von der Arterie und ziehen Sie ihn zurück. Manövrieren Sie die Naht so, dass sie sich nur unter der Arterie befindet. Nachdem Sie den Vagusnerv identifiziert haben, trennen und ziehen Sie den Nerv vorsichtig von der Arterie zurück und fädeln Sie mit einer Mikrozange ein fünf Zentimeter langes Stück sterile Seidennaht unter die Arterie.Binden Sie eine doppelt verknotete Naht um die Arterie, um den Fluss zu verschließen und die überschüssige Naht zu durchtrennen. Ersetzen Sie das Unterhautgewebe und die Haut über der freiliegenden Arterie und verwenden Sie Vetbond, um den Schnitt zu versiegeln. Setzen Sie dann das Tier wieder auf eine kontinuierliche EEG-Überwachung in eine Kammer bei Raumtemperatur, die auf eine wärmende Matratze gestellt wird, und führen Sie stichprobenartige Infrarot-Temperaturkontrollen der Kerntemperatur des Welpen durch, um ein Öffnen der Kammer zu vermeiden.Nachdem Sie die Welpen eine Stunde lang mit kontinuierlicher Überwachung des eingeatmeten Sauerstoffs erholt haben, spülen Sie die Kammer mit 60 Litern 100 % Stickstoff pro Minute und 0,415 Litern 100 % Sauerstoff pro Minute. Sobald die Sauerstoffsättigung in der Kammer 12% erreicht, verringern Sie den Stickstofffluss auf 10 Liter pro Minute, während der Sauerstofffluss unverändert bleibt. Nehmen Sie bei Bedarf kleine Anpassungen vor und halten Sie den Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs 45 Minuten lang bei 8 %.Nach 45 Minuten Hypoxie-Exposition wird der Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs wieder auf 21 % gebracht und die Welpen können sich in der Kammer mit EEG-Überwachung zwei Stunden lang erholen. Trennen Sie die Mäuse am Ende des Aufzeichnungszeitraums vom EEG-System und geben Sie die Jungen an die Mutter zurück. Video-EEG-Aufzeichnungen ermöglichen es, elektrografische Befunde mit dem Verhalten auf Video zu korrelieren.Die Mehrzahl der in diesem Modell beobachteten Ereignisse beinhaltet fokale einseitige oder gemischte Verhaltensweisen. Während der hypoxischen Periode zeigt eine Untergruppe von Mäusen typischerweise eine nicht zwanghafte Anfallsaktivität, während der die Jungtiere unbeweglich sind und eine anhaltende Anfallsaktivität im EEG aufweisen. In dieser Analyse war die Ausgangsaktivität ähnlich wie der zuvor beschriebene Hintergrund bei P 10 Maus-Welpen.Nach einem Rechtsstreit und vor Beginn der Hypoxie zeigte eine Untergruppe von Mäusen krampfhafte Anfälle. Nach der Hypoxie-Induktion war die Hintergrundamplitude im EEG reduziert. Und es wurden intermittierende Ausbrüche von Spike-Wellen-Entladungen gezeigt, gefolgt von einer Unterdrückung.Die Mäuse zeigten elektrographische Anfälle, die aus einem unterdrückten Hintergrund als rhythmische Spike-Wellen-Entladungen hervortraten, die mit Polys-Spike-Wellen komplexer und häufiger wurden. Während der Hypoxie zeichnet sich die Leistungsspektrogrammanalyse durch Asymmetrien zwischen der ischämischen und der kontralateralen Hemisphäre aus. Die ischämische Hemisphäre weist ein Burst-Suppressionsmuster auf, und die kontralaterale Hemisphäre weist einen unterdrückten Hintergrund auf.Während der Reoxygenierung und Genesung hat eine Untergruppe von Mäusen für den Rest des Aufzeichnungszeitraums weiterhin Anfälle. Der EEG-Hintergrund ist im Vergleich zum Ausgangswert nach einer Hypoxie unterdrückt, wobei eine allmähliche Erholung während der Aufzeichnung nach der Hypoxie beobachtet wird. Bei der Arbeit mit neugeborenen Welpen ist Präzision der Schlüssel.Darüber hinaus sollte besonders darauf geachtet werden, die Welpen nach den chirurgischen Eingriffen in Gruppen wieder bei der Mutter unterzubringen. Die Video-Elektroenzephalographie kann bei Neugeborenen in Verbindung mit Histopathologie, Bildgebung und Verhalten eingesetzt werden, um die Auswirkungen von neonatalen Anfällen auf Verletzungsoperationen und Verhaltensergebnisse zu untersuchen.

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Die postnatale Rattenmodell für hypoxisch-ischämischen Hirn-Trauma ist ein gut etabliertes Modell der menschlichen Neugeborenen hypoxisch ischämischen Enzephalopathie (HIE). In diesem Artikel beschreiben wir das Modell der HIE in postnatalen Rattenjungen.

Die hypoxische ischämischen Enzephalopathie Model of Perinatal Ischämie

Großtiermodelle haben gute translationale Werte in der Untersuchung der Physiologie und Pharmakologie von neonataler Asphyxie. Mit neugeborenen Ferkeln, entwickeln wir ein experimentelles Protokoll neonatale Asphyxie die Vorteile eines Studiums der systemischen und regionalen Hämodynamik, Sauerstoff-Transport mit biochemischen und pathologischen Wege und Zusammenhänge hat zu simulieren.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Das Video zeigt das Verfahren zur Erstellung eines Mausmodells zur Untersuchung von hypoxisch-ischämischen Hirnverletzungen bei Neugeborenen. Es beschreibt die Schritte zur chirurgischen Induktion einer Ischämie und zur Unterwerfung des Tieres unter Hypoxie, um die Hirnschädigung zu verschlimmern. Schließlich wird gezeigt, wie die resultierenden Hirnläsionen beurteilt werden können, um sicherzustellen, dass das Mausmodell für weitere wissenschaftliche Untersuchungen vorbereitet wird.

Etablierung eines Mausmodells für hypoxisch-ischämische Hirnverletzungen bei Neugeborenen

Quelle: Ouyang, Y., et al. Simultane PET/MRT-Bildgebung bei zerebraler Hypoxie-Ischämie bei Maus. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt eine Technik zur Beurteilung von zerebralen Hypoxie-Verletzungen mittels gleichzeitiger Positronen-Emissions-Tomographie (PET) und Magnetresonanztomographie (MRT). Eine anästhesierte Maus wird einer Ligatur der Arteria carotis communis (CCA) unterzogen, die den Blutfluss zu einer Gehirnhälfte reduziert und sie für Hypoxie-induzierte Verletzungen prädisponiert.

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Hypoxisch-ischämische Enzephalopathie nach perinataler Asphyxie kann mit Tiermodellen untersucht werden. Wir demonstrieren die Verfahren, die zur Etablierung eines Ferkelmodells der neonatalen hypoxisch-ischämischen Enzephalopathie erforderlich sind.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Hier demonstrieren wir die Verwendung einer drahtlosen Basistechnologie für das Elektroenzephalogramm (EEG) in neonatalen Nagetiermodellen menschlicher Krankheiten. Bei der Telemetrie gibt es keine belastenden Verbindungen, was natürliche Verhaltensweisen ermöglicht.

Langfristige kontinuierliche EEG-Monitoring in Kleintier Models of Human Disease Mit dem Epoch Wireless Transmitter-System

Führten wir einseitige Halsschlagader Okklusion auf postnatale Tag 7-10 CD-1 Maus Welpen eine neonatale hypoxisch-ischämische (HI) Modell erstellt und untersucht die Auswirkungen der HI-Hirn-Trauma. Wir untersuchten neurologischen Funktionen in diesen Mäusen im Vergleich zu normalen Mäusen nicht betrieben.

Neurobehavioral Bewertungen in einem Mausmodell der Neugeborenen hypoxisch-ischämische Hirnschädigung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Erfassung von Gehirn und Herz Bio-Signale bei Mäusen mit gleichzeitiger Video Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG). Wir beschreiben auch Methoden, um die daraus resultierende EEG-EKG-Aufnahmen für Anfälle, spektrale EEG, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität zu analysieren.

Gleichzeitige Video-EEG-EKG Monitoring Neurocardiac Dysfunktion in Mausmodellen der Epilepsie zu identifizieren

Hier stellen wir ein nichtinvasives Elektrokardiographieprotokoll (EKG) vor, das für frühpostnatale Mäuse optimiert ist und keine Anästhetika erfordert.

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Das vorliegende Protokoll beschreibt die echokardiographische Beurteilung der linksventrikulären Morphologie, Funktion und des koronaren Blutflusses bei 7 Tage alten neugeborenen Mäusen.

Echokardiographische Charakterisierung der linksventrikulären Struktur, Funktion und Koronarfluss bei neugeborenen Mäusen

Erfahren Sie die Methode des kontinuierlichen Video-EEG bei neonatalen Mäusen während Hypoxie-Ischämie. Diese Technik ermöglicht die Korrelation elektrographischer Befunde mit Verhaltensereignissen und unterstützt die Erforschung neonataler Anfälle.

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