Name: Beitrag der Na+/K+ Pumpe zum rhythmischen Bersten, erforscht mit Modellierung und dynamischen Klemmanalysen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 34 s
Description: Erfahren Sie die Rolle der Na+/K+-Pumpe beim rhythmischen Bersten von Leech-Herzinterneuronen mittels dynamischer Klemmanalyse. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Manipulation ionischer Ströme zur Untersuchung neuronaler Dynamik.

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Wir danken Christian Erxleben für vorläufige dynamische Klemmexperimente an HN(7)-Neuronen, die ihre Berstfähigkeiten demonstrierten. Angela Wenning unterstützte die Experimente mit fachkundiger Beratung. Wir danken dem NIH für die Finanzierung dieser Arbeit durch Grant 1 R21 NS111355 an GSC und RLC.

HINWEIS: Wirbellose Tierversuchspersonen werden nicht von den NIH oder Emory und Georgia State Universities reguliert. Dennoch wurden alle Maßnahmen ergriffen, um das Leiden der bei dieser Arbeit verwendeten Blutegel zu minimieren.
1. Bereiten Sie isoliertes Ganglion 7 aus dem Blutegelnervenstrang vor
<ol><li>Pflegen Sie Blutegel Hirudo verbana in künstlichem Teichwasser (mit 0,05% w/ v Meersalz), verdünnt in deionisiertem Wasser bei 16 °C in einem 12:12 Hell-Dunkel-Zyklus.</li>
	<li>Bereiten Sie die Blutegel für die Dissektion vor, indem Sie sie in einem Bett aus zerstoßentem Eis für &gt;10 Minuten kalt betäuben, bis sie unbeweglich sind.</li>
	<li>Füllen Sie eine schwarze, mit Harz ausgekleidete Sezierschale bis zu einer Tiefe von ~1 cm mit gekühlter Kochsalzlösung, die 115 mM NaCl, 4 mM KCl, 1,7 mM CaCl2,10 mM D-Glucose und 10 mM HEPES in entionisiertem Wasser enthält; pH-Wert auf 7,4 mit 1 M NaOH eingestellt. Stecken Sie die Blutegelrückenseite nach oben in die schwarze harzgekleidete Kammer (mindestens 20 cm x 10 cm mit einer Tiefe von mindestens 2 cm über dem Harz, das mindestens 2 cm dick ist).</li>
	<li>Unter einem Steromicroscope bei 20-facher Vergrößerung mit schräger Lichtleiterbeleuchtung einen mindestens 3 cm langen Längsschnitt mit 5 mm Federschere durch die Körperwand im rostralen 1/3. Körperteil machen. Verwenden Sie Stifte, um die Körperwand zur Seite zu ziehen und die inneren Organe freizulegen. HINWEIS: Jede gelagerte Blutmahlzeit kann durch Absaugen mit einer feuerpolierten Pasteur-Pipette entfernt werden.</li>
	<li>Isolieren Sie ein einzelnes Mittelkörperganglion 7 (siebtes freies segmentales Ganglion kaudal zum Gehirn).<ol>
<li>Öffnen Sie den Sinus, in dem sich das Nervenstrang befindet, mit der 5 mm Federschere. Achten Sie darauf, den Sinus dorsal und ventral zu spalten, wobei zwei Sinusstreifen übrig bleiben. Verwenden Sie eine scharfe Zette Nr. 5, um den Schnitt zu führen und den Sinus zu halten.</li>
		<li>Halten Sie den Sinus an jeder der beiden bilateralen Nervenwurzeln befestigt, die aus dem Ganglion hervorgehen (es haftet fest an jeder Wurzel), um diese Sinusstreifen zum Auspinnen des Ganglions zu verwenden.</li>
		<li>Entfernen Sie das Ganglion aus dem Körper, indem Sie die rostralen und kaudalen Bindenervenbündel schneiden, die die Ganglien (so weit wie möglich vom7. Ganglion entfernt) und die Sinusstreifen verbinden, und schneiden Sie dann die Wurzeln seitlich zu dem Punkt, an dem sie aus dem Sinus hervorgehen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stecken Sie das Ganglion (mit einer alten stumpfen #5-Pinzette) mit verkürzten Minuten-Insektenstiften, ventrale Seite nach oben, in klaren, mit Harz ausgekleideten Petrischalen. Setzen Sie Stifte in die Streifen von Sinus und losem Gewebe ein, die an den Wurzeln und den rostralen und kaudalen Verbindungen haften, so weit wie möglich vom Ganglion entfernt. HINWEIS: Das Harz darf nicht dicker als 3 mm sein, wenn während der Aufnahme eine gute Ausleuchtung von unten erreicht werden soll. Stellen Sie sicher, dass das Ganglion sowohl längs als auch seitlich straff ist</li>
	<li>Erhöhen Sie die Vergrößerung des Stereomikroskops auf das 40-fache oder mehr und stellen Sie die schräge Beleuchtung so ein, dass die neuronalen Zellkörper auf der ventralen Oberfläche des Ganglions direkt unter dem Perineurium leicht zu sehen sind.</li>
	<li>Entfernen Sie das Perineurium des Ganglions (Desheath) mit Mikroscheren.<ol>
<li>Beginnen Sie die Entmantelung, indem Sie die lose Scheide zwischen den Wurzeln auf einer Seite schneiden, und setzen Sie den Schnitt seitlich auf der anderen Seite fort, wobei Sie sicherstellen, dass die Scherenklingen oberflächlich bleiben und die neuronalen Zellkörper direkt unter der Hülle nicht schädigen.</li>
		<li>Machen Sie einen ähnlichen oberflächlichen Schnitt kaudal vom seitlichen Schnitt entlang der Mittellinie.</li>
		<li>Greifen Sie nun mit der feinen Ziffere #5 auf einer Seite die caudolaterale Hüllenklappe, ziehen Sie sie vom Ganglion weg und schneiden Sie sie mit der Mikroschere ab.</li>
		<li>Wiederholen Sie dies auf der anderen Seite; Dieses Verfahren setzt beide HN(7)-Neuronen für die Aufnahme mit Mikroelektroden frei.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie die Zubereitungsschale in das Aufnahmesetup und übertüben Sie es mit Kochsalzlösung bei einer Durchflussrate von 5 ml / min bei Raumtemperatur.</li>
</ol>2. Identifizieren und erfassen Sie Blutegelherzinteruronen mit scharfen Mikroelektroden
<ol><li>Für die Dauer der Aufzeichnung des HN(7)-Neurons (Aufzeichnungen dauern zwischen 30 und 60 min) erfassen und digitalisieren Sie die intrazellulären Strom- und Spannungsspuren von einem neurophysiologischen Elektrometerabtastung mit einer Rate von 5 kHz mit einem digitalen Datenerfassungssystem (Analog zu Digital, A zu D) und Stimulationssystem (Digital zu Analog, D zu A), und auf einem Computerbildschirm angezeigt. HINWEIS: Jede kommerzielle oder kundenspezifische Software und A bis D / D zu A-Karte können für die Datenerfassung (A bis D) verwendet werden. Für die dynamische Klemme sind D bis A und eine maßgeschneiderte Software erforderlich.</li>
	<li>Unter einem Steromikroskop bei 50-100x mit Dunkelfeldbeleuchtung von unten identifizieren Sie vorläufig ein HN(7)-Neuron des bilateralen Paares anhand seiner kanonischen Position an der posteriolateralen Position im Mittelkörperganglion sieben.</li>
	<li>Ziel ist es nun, das mutmaßliche HN(7)-Neuron mit einer scharfen Mikroelektrode, die mit 2 M Kaliumacetat und 20 mM KCl gefüllt ist, mit einem Mikromanipulator zu durchdringen.<ol>
<li>Platzieren Sie die Mikroelektrode ganz in der Nähe des Zielzellkörpers.</li>
		<li>Beobachten Sie kontinuierlich das aufgezeichnete Potential mit dem Elektrometer und stellen Sie dieses Potential auf null mV, bevor Sie in das Neuron eindringen.</li>
		<li>Durchdringen Sie das Neuron mit der Mikroelektrode, indem Sie die Elektrode langsam entlang ihrer langen Achse mit dem Manipulator antreiben. Mit der Elektrometer-Brummfunktion, die auf 100 ms Brummdauer eingestellt ist, bis eine negative Verschiebung des Membranpotentials und eine kräftige Spiking-Aktivität beobachtet werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stellen Sie das Elektrometer in den diskontinuierlichen Strom-Klemm-Modus (DCC) ≥ 3 kHz ein, um gleichzeitig das Membranpotential aufzuzeichnen und den Strom mit der einzelnen Mikroelektrode zu leiten (Kapazitätskompensation auf knapp unter dem Klingeln eingestellt und dann um 10% zurückgewählt).<ol>
<li>Überwachen Sie das Absetzen der Elektrode während des DCC auf einem Oszilloskop.</li>
		<li>Injizieren Sie einen konstanten Strom von -0,1 nA mit dem Elektrometer-Konstantstrominjektor für ein oder zwei Minuten, um die Aufnahme zu stabilisieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Identifizieren Sie das HN(7)-Neuron definitiv anhand seiner charakteristischen Spikeform und schwachen Berstaktivität (Abbildung 1Ci).</li>
	<li>Führen Sie nach Abschluss des Experiments eine Beliebige Datenanalyse offline durch, und speichern Sie alle Daten auf einem Datenträger.</li>
</ol>3. Erstellen Sie ein Echtzeit-HN oder ein anderes Modellneuron
<ol><li>Erstellen Sie benutzerdefinierte Software mit einer digitalen Signalverarbeitungsplatine (DSB; D bis A und A bis D) in einem Tischcomputer, um in Echtzeit die in2,4 oder verschiedenen Modellströmen beschriebenen Modellströme für andere Neuronen oder Experimente zu implementieren.<ol>
<li>Verwenden Sie Gleichungen im Hodgkin-Huxley-Stil, da sie die allgemein bevorzugte Methode zur Darstellung von Modellströmen sind.</li>
		<li>Siehe7 für eine detaillierte Beschreibung der Implementierung des Echtzeit-HN-Modells und der dynamischen Klemme vor der Zugabe des Pumpenstroms. Im Einleitungsabschnitt finden Sie eine Beschreibung der Ströme, der intrazellulären Na+ -Konzentration und der Leitfedancen des lebenden HN(7)-Neurons im HN-Modell.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Implementieren und variieren Sie dynamische Klemmleitfleitungen / -ströme
<ol><li>Verwenden Sie die speziell entwickelte dynamische Klemmsoftware für den DSB, um in Echtzeit eine der grafischen Benutzeroberflächen(Abbildung 3)(GUI) zugänglichen, programmierten Leitfänge und Ströme des HN-Echtzeitmodells des HN(7)-Neurons zu implementieren und zu ändern. HINWEIS: Zur Erinnerung, <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> und sind die maximale <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> Leitfähigkeit des persistenten Na+ Stroms (IP) bzw. des maximalen Pumpenstroms (IPumpe), jeweils.</li>
	<li>Verwenden Sie GUI-Eingabefelder in der Software, um Änderungen in der <img alt="Equation 7" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> (PumpMaxL-Box) und <img alt="Equation 8" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> (GpinHNLive-Box) vorzunehmen , während das Modell ausgeführt wird (Abbildung 3). HINWEIS: Die GUI-Eingabefelder akzeptieren typisierte Werte, und Schritte von 0,1 nA werden <img alt="Equation 9" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> empfohlen, und Schritte von 1 nS werden für <img alt="Equation 12" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> empfohlen.<ol>
<li>Fügen Sie kleine Mengen von <img alt="Equation 10" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> und <img alt="Equation 11" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> mit dynamischer Klemme hinzu, um das Platzen des HN(7)-Neurons zu stabilisieren, das durch ein mikroelektrodeninduziertes Leck geschwächt ist, wie in Abbildung 1Ciigezeigt. HINWEIS: Scharfes Eindringen von Mikroelektroden verursacht Membranschäden, die sich in erhöhter Leckleitfähigkeit oder vermindertem Eingangswiderstand ausdrücken.</li>
		<li>Beginnen Sie mit der Addition eines <img alt="Equation 13" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> Wertes von 0,1-0,2 nA, der das mikroelektrodeninduzierte Leck ausglich, aber die Erregbarkeit unterdrückt, und erhöht sich dann <img alt="Equation 14" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> allmählich, was die Erregbarkeit erhöht, bis ein regelmäßiges Bersten folgt, normalerweise bei <img alt="Equation 15" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> ~ 1-4 nS (Abbildung 4A).</li>
	</ol></li>
	<li>Diese Ströme (Inkremente von 0,1 nA für <img alt="Equation 16" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> und 1 nS für <img alt="Equation 17" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> ) systematisch mit dem aufgezeichneten HN(7)-Neuron mit dynamischer Klemme(Abbildung 3)zu variieren und ihre Auswirkungen auf die Burst-Eigenschaften zu bewerten: Spike-Frequenz (f: der Kehrwert des Durchschnitts des Interspike-Intervalls während eines Bursts), Interburst-Intervall (IBI: die Zeit zwischen der letzten Spitze in einem Burst und der ersten Spitze im nächsten Burst), Burst-Dauer (BD: die Zeit zwischen der ersten Spitze in einem Burst und der letzten Spitze in einem Burst) und Burst-Periode (T: die Zeit zwischen der ersten Spitze in einem Burst und der ersten Spitze in der nachfolgenden Burst).<ol>
<li>Ändern Sie die Werte von <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> <img alt="Equation 19" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> und, wie in der Videodemonstration, um sich mit der Technik vertraut zu machen und sich dann hinauszuwagen.<ol>
<li>Halten Sie <img alt="Equation 20" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> an einem bestimmten festen Wert und streichen Sie in 1 nS-Schritten über einen Bereich von <img alt="Equation 21" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> unterstützenden regelmäßigen Bursting-Aktivitäten.</li>
			<li>Erhöhen Sie nun den festen Wert <img alt="Equation 22" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> von um 0,1 nA und fegen Sie erneut über einen Bereich der <img alt="Equation 23" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> unterstützenden regelmäßigen Bursting-Aktivität.</li>
			<li>Sammeln Sie für jedes implementierte Parameterpaar Daten mit mindestens 8 Bursts, damit zuverlässige Durchschnittsmessungen von f, IBI, BD und T durchgeführt werden können.</li>
			<li>Fahren Sie mit Sweeps fort, solange das Neuron lebensfähig bleibt, wie durch starkes Spiking und ein stabiles Baseline-Schwingungspotenzial beurteilt.</li>
			<li>Sammeln Sie Daten von mehreren Neuronen (von verschiedenen Tieren), um einen zusammengesetzten Graphen zu erzeugen (Abbildung 5).</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Cymbalyuk, G. S., Gaudry, Q., Masino, M. A., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bursting+in+leech+heart+interneurons%3A+cell-autonomous+and+network-based+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Bursting in leech heart interneurons: cell-autonomous and network-based mechanisms.</a> Journal of Neuroscience. 22, 10580-10592 (2002).</li>
<li>Hill, A. A., Lu, J., Masino, M. A., Olsen, O. H., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+a+segmental+oscillator+in+the+leech+heartbeat+neuronal+network%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Computational+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A model of a segmental oscillator in the leech heartbeat neuronal network.</a> Journal of Computational Neuroscience. 10, 281-302 (2001).</li>
<li>Tobin, A. E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myomodulin+increases+Ih+and+inhibits+the+NA%2FK+pump+to+modulate+bursting+in+leech+heart+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Myomodulin increases Ih and inhibits the NA/K pump to modulate bursting in leech heart interneurons.</a> Journal of Neurophysiology. 94, 3938-3950 (2005).</li>
<li>Kueh, D., Barnett, W. H., Cymbalyuk, G. S., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Na%28%2B%29%2FK%28%2B%29+pump+interacts+with+the+h-current+to+control+bursting+activity+in+central+pattern+generator+neurons+of+leeches%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Na(+)/K(+) pump interacts with the h-current to control bursting activity in central pattern generator neurons of leeches.</a> eLife. 5, 19322(2016).</li>
<li>Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+clamp%3A+computer-generated+conductances+in+real+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Dynamic clamp: computer-generated conductances in real neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 69, 992-995 (1993).</li>
<li>Prinz, A. A., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamic+clamp+comes+of+age%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The dynamic clamp comes of age.</a> Trends in Neuroscience. 27, 218-224 (2004).</li>
<li>Barnett, W., Cymbalyuk, G. Hybrid systems analysis: real-time systems for design and prototyping of neural interfaces and prostheses. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+W+%22Biohybrid+systems%3A+nerves%2C+interfaces%2C+and+machines%22">Biohybrid systems: nerves, interfaces, and machines</a>. Jung, R. , Wiley VCH Verlag. Weinheim. 115-138 (2011).</li>
<li>Sorensen, M., DeWeerth, S., Cymbalyuk, G., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+a+hybrid+neural+system+to+reveal+regulation+of+neuronal+network+activity+by+an+intrinsic+current%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Using a hybrid neural system to reveal regulation of neuronal network activity by an intrinsic current.</a> Journal of Neuroscience. 24, 5427-5438 (2004).</li>
<li>Olypher, A., Cymbalyuk, G., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+systems+analysis+of+the+control+of+burst+duration+by+low-voltage-activated+calcium+current+in+leech+heart+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Hybrid systems analysis of the control of burst duration by low-voltage-activated calcium current in leech heart interneurons.</a> Journal of Neurophysiology. 96, 2857-2867 (2006).</li>
<li>Calabrese, R. L., Prinz, A. A. Realistic modeling of small neuronal networks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCalabrese%2C+RL+%22Computational+Modeling+Methods+for+Neuroscientists%22">Computational Modeling Methods for Neuroscientists</a>. DeSchutter, E. , MIT Press. MA, USA. 285-316 (2010).</li>
<li>Rybak, I. A., Molkov, Y. I., Jasinski, P. E., Shevtsova, N. A., Smith, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythmic+bursting+in+the+pre-B%C3%B6tzinger+complex%3A+mechanisms+and+models%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Rhythmic bursting in the pre-Bötzinger complex: mechanisms and models.</a> Progress in Brain Research. 209, 1-23 (2014).</li>
<li>Picton, L. D., Nascimento, F., Broadhead, M. J., Sillar, K. T., Miles, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sodium+pumps+mediate+activity-dependent+changes+in+mammalian+motor+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Sodium pumps mediate activity-dependent changes in mammalian motor networks.</a> Journal of Neuroscience. 37, 906-921 (2017).</li>
</ol>

Modellierung, dynamische Klemme und die daraus resultierenden Analysen sind nützliche Techniken, um zu untersuchen, wie einzelne und Gruppen von Ionenleitfähigkeit/-strömen zur elektrischen Aktivität von Neuronen beitragen (Abbildung 1, Abbildung 2,Abbildung 4und Abbildung 5). Die Verwendung dieser Techniken zeigt, wie der Na+/ K+ Pumpenstrom (I-Pumpe) mit spannungsgesteuerten Strömen interagiert, insbesondere dem persistenten Na+ Strom (IP), um ein robustes Platzen in den Kern-HNs des Blutegel-Herzschlagmustergenerators zu fördern. Durch die Kombination von dynamischen Klemmexperimenten und Modellierung ist es möglich, Modelle direkter zu testen, als es mit gewöhnlichen Spannungsaufzeichnungs- und Stromzangetechniken möglich ist. Die Ergebnisse der dynamischen Klemmexperimente (Abbildung 5) werden zur weiteren Verfeinerung des HN-Modells verwendet. Die hier demonstrierte grundlegende Methode der dynamischen Klemmung kann angepasst werden, um die Eigenschaften jedes untersuchten Neurons widerzuspiegeln, wenn ein mathematisches Modell neuronaler Ströme mit Spannungsklemmexperimenten bestimmt werden kann.
Der erfolgreiche Abschluss der Experimente der hier gezeigten Art erfordert eine sorgfältige Aufspießung eines HN oder eines anderen Neurons bei Verwendung einer scharfen Mikroelektrode, da starkes Platzen durch Elektrodenpenetration1eingedämmt wird. (Ganzzell-Patch-Aufzeichnungstechniken, die eingeführte Lecks minimieren, sind auch auf andere Neuronen anwendbar, funktionieren aber nicht gut auf Blutegelneuronen.) Es ist wichtig, dass die Aufspießung des HN-Neurons minimale Schäden am Neuron verursacht (zusätzliches Leck), und der Eingangswiderstand sollte überwacht werden und muss im Bereich von 60-100 MOhms für erfolgreiche Experimenteliegen 4.
Dynamische Klemme ist eine mächtige Technik, aber sie hat Einschränkungen durch neuronale Geometrie, da die künstlichen Leitfäden an der Stelle der Aufzeichnungselektrode - normalerweise dem Zellkörper - implementiert werden, nicht an der Stelle, an der rhythmuserzeugendeStrömenormalerweise lokalisiert sind 5,6,10. In Blutegel-HN-Neuronen befindet sich der Zellkörper elektrisch nahe an der Integrationszone (Hauptneurit) des Neurons, wo die meisten aktiven Ströme lokalisiert und Spikes initiiert werden.

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/61473">Contribution of the Na+/K+ Pump to Rhythmic Bursting, Explored with Modeling and Dynamic Clamp Analyses</a>. An author name was updated.
The&#160;name of the first author was updated from:
Ricardo Javier Erazo Toscano
to:
Ricardo Javier Erazo-Toscano

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/61473">Contribution of the Na+/K+ Pump to Rhythmic Bursting, Explored with Modeling and Dynamic Clamp Analyses</a>. An author name was updated.

Erratum: Contribution of the Na+/K+ Pump to Rhythmic Bursting, Explored with Modeling and Dynamic Clamp Analyses

Der Herzschlag in Blutegeln wird durch ein CPG angetrieben, das aus 9 bilateralen Paaren von Herzinterneurinen (HNs) besteht, die über möglichst viele Segmentganglien im mittleren Körper verteilt sind. Im Kern des CPG befinden sich gegenseitig hemmende Paare von Interneuronen, die sich in den3. und4. Segmentganglien befinden und halbzentrische Oszillatoren (HCOs) bilden (Abbildung 1A). Diese Neuronen platzen weiterhin, wenn sie synaptisch pharmakologisch mit Bikukullin 1 isoliertwerden. Andere, wie das Paar in den 7. Segmentganglien (der Fokus dieses Protokolls), sindebenfalls Burster, die in der Lage sind, bursting Aktivität zu erzeugen, wenn sie synaptisch isoliert sind. Sie sind nicht miteinander verbunden und erhalten nur absteigenden Input und können daher leicht isoliert werden, indem das Ganglion vom Rest des Nervenstrangs getrennt wird. Diese unabhängige Berstaktivität ist empfindlich gegenüber eingebrachtem Ableitstrom, der durch das Eindringen mit scharfen Mikroelektroden zur Aufzeichnung verursacht wird, aber bei Der Aufzeichnung mit losen Patch-Methoden stark geplatztist 1.
Sowohl einzelne HN-Neuronen als auch HN-HCOs wurden modelliert (Hodgkin-Huxley-basierte Einzelisopotentialkompartimentmodelle von HN-Neuronen, die alle experimentell identifizierten spannungsgesteuerten und synaptischen Ströme enthalten), und alle Burst-Eigenschaften des lebenden Systems wurden erfolgreich erfasst2. Myomodulin, ein endogenes Neuropeptid in Blutegeln, verringert deutlich die Periode (T) des Burst-Rhythmus isolierter HN-Neuronen und HN-HCOs. Dieser Modulator wirkt, um den h-Strom (hyperpolarisationsaktivierter Innenstrom, Ih)zu erhöhen und die I-Pumpe3zu verringern. Diese Beobachtung führte zur Untersuchung, wie ich mit Ih interagiere und wie ihre Co-Modulation zur rhythmischen Aktivität von HN-Neuronen beiträgt. Die Aktivierung der Pumpe durch Erhöhung von [Na+]i (unter Verwendung des Ionophormonensins) beschleunigt den HN-Burst-Rhythmus sowohl in HN-HCOs als auch in isolierten HN-Neuronen4. Diese Beschleunigung war abhängig von Ih. Als Ih blockiert wurde (2 mM Cs+), wurde die Burst-Periode durch diese Methode der Pumpenaktivierung nicht verändert; Die Burstdauer (BD) wurde jedoch verkürzt und das Interburst-Intervall (IBI) nahm sowohl bei HN-HCOs als auch bei isolierten HN-Neuronenzu 4.
Für dieses Protokoll werden alle Ströme eines lebenden HN(7)-Neurons, einschließlich des Pumpenstroms, I-Pumpe,wie folgt in das HN-Modell integriert:
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61473/61473eq01v2.jpg"> (1)
wobei C die Membrankapazität (in nF), V das Membranpotential (in V), t die Zeit (in s) ist. Detaillierte ionische Strombeschreibungen und Gleichungen wurden an anderer Stelle beschrieben2,4. Das komplette HN-Modellneuron läuft in Echtzeit (Abbildung 2). Die Software wird nach der Veröffentlichung auf GitHub zur Verfügung gestellt und ist für die Ausführung auf der in der Materialtabelle beschriebenendigitalen Signalverarbeitungsplatine geeignet. Hier liegt der Schwerpunkt der Untersuchung auf dem Na+/ K+ Pumpenstrom (IPumpe) und den spannungsgesteuerten Strömen, die signifikante Na+ Fluss beitragen: ein schneller Na+ Strom (INa) und ein anhaltender Na+ Strom (IP). Die maximalen Leitfanzen dieser Ströme sind <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eq1a.jpg"> <img alt="Equation 1b" src="/files/ftp_upload/61473/61473eq1b.jpg"> jeweils. Die Na+/ K+ Pumpe tauscht drei intrazelluläre Na+ Ionen gegen zwei extrazelluläre K+ Ionen aus und erzeugt so einen Nettoauswärtsstrom. Wichtig ist, dass es 3-mal so viel Na+ aus dem Neuron pumpt, wie dieser Strom anzeigt, was für die Berechnung der intrazellulären Na+ -Konzentration wichtig ist.
Der Na+/K+ Pumpenstrom hängt von intrazellulären Na+ Konzentrationen ab und wird durch die folgende Sigmoidalfunktion ausgedrückt:
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61473/61473eq02.jpg"> (2)
wobei [Na]i die intrazelluläre Na+ -Konzentration <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> ist, der maximale Na+/ K+ Pumpenstrom ist, [Na]ih die intrazelluläre Na+ -Konzentration für die Halbaktivierung der Na+/ K+ -Pumpe und [Na] die Empfindlichkeit der Na+/ K+ -Pumpe gegenüber [Na]i ist. [Na]i baut sich als Ergebnis der Na+ -Zuflüsse auf, die von IP und INa getragen werden, und wird durch den Na+ Ausfluss der Na+ /K+ Pumpe verringert. Der Beitrag von Ih und ILeak zum gesamten Na+ Fluss ist gering und wird im Echtzeitmodell nicht berücksichtigt.
<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61473/61473eq03.jpg"> (3)
dabei ist v das Volumen (~6,7 pL) des intrazellulären Na +-Reservoirs, F ist die Faradays konstante und die extrazelluläre Na+ -Konzentration wird konstant gehalten.
Spannungsgesteuerte und Leckleitstände wurden unterschieden - diese reagieren auf Membranpotential - vom Pumpenstrom, der durch die berechnete intrazelluläre Na+ -Konzentration ([Na+]i) reguliert wird. [Na+] i wird durch Na+ Eintritt über den schnellen Na+ Strom (INa) aufgebaut, der Aktionspotentiale (Spikes) und den persistenten Na+ Strom (IP) erzeugt, der die Depolarisation zur Unterstützung von Spiking bereitstellt. [Na+] i wird wiederum durch die Wirkung der Pumpe durch die Extrusion von Na+reduziert. Es wurden lebende HN-Werte von <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> (5nS) und <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgna.jpg"> (150 nS) angenommen, und wir berücksichtigen jede zusätzliche dynamische <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> Klemme.
Das Ziel des hier beschriebenen Protokolls ist es, IPump präzise und reversibel in Echtzeit zu manipulieren, um herauszufinden, wie es mit spannungsgesteuerten Strömen (persistenter Na+ Strom im Stromprotokoll) interagiert, um rhythmisches Bursting in einzelnen HNs zu steuern. Um dieses Ziel zu erreichen, wurde eine dynamische Klemme verwendet, die auf Befehl künstlich eine genaue Menge eines strombasierten Stroms einführt, der während des Modelllaufs berechnet werden kann. Diese Methode hat Vorteile gegenüber der pharmakologischen Manipulation der Pumpe, die das gesamte Gewebe betrifft, Off-Target-Effekte haben kann, die oft schwer rückgängig zu machen sind und nicht genau manipuliert werden können. DynamischeKlemme 5,6 liest die Spannung eines aufgezeichneten Neurons in Echtzeit ( Abbildung1B) und berechnet und injiziert in Echtzeit die Menge eines beliebigen Stroms basierend auf Modellgleichungen und den Sollwerten eines beliebigen <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgx.jpg"> oder <img alt="Equation 1a" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimx.jpg"> . Ähnliche Methoden können leicht auf jedes Neuron angewendet werden, das intrazellulär aufgezeichnet werden kann. Die Parameter müssen jedoch auf das gewählte Neuron neu skaliert werden, und das Neuron sollte aus synaptischen Inputs isoliert werden, z. B. pharmakologisch.

<table><tbody><tr><td>ANIMALS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hirudo verbana</td><td>Leech.com, https://www.leech.com/collections/live-leeches</td><td></td><td>lebende Blutegel 2-3 Gramm</td></tr><tr><td>CHEMICALS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>KÜNSTLICHES TEICHWASSER</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5670-100G</td><td>1,8 mM zuletzt nach Einstellung des pH-Werts</td></tr><tr><td>hinzufügen Glukose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7021-100G</td><td>10 mM</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034-100G</td><td>10 mM</td></tr><tr><td>Instant Ocean (Meersalz )</td><td>Spectrum Brands Inc., Madison, WI</td><td></td><td>0,05 % (w/v) verdünnt in deionisiertem Wasser</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td>4 mM</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653-250G</td><td>115 mM</td></tr><tr><td>NaOH 0,1 N Lösung</td><td>Sigma Aldrich</td><td>2105-50ML</td><td>Mit NaOH</td></tr><tr><td>MICROELECTRODES</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>K Acetat</td> auf pH 7,4 einstellen <td>Sigma Aldrich</td><td>P1190-100G</td><td>2 M</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td>20 mM</td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EQUIPMENT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>#5 Pinzetten</td><td>Fine Science Tools Dumont</td><td>11251-30 OR 11251-20</td><td>Für die allgemeine Blutegeldissektion</td></tr><tr><td>AxoClamp 2A/2B DCC Elektrometer Axon Instruments</td><td>Molecular Devices</td><td>2A/2B</td><td>Zur Aufzeichnung des neuronalen Membranpotentials und der diskontinuierlichen Stromzange</td></tr><tr><td>Schwarzes Harz</td><td>Dow Sylguard</td><td>170</td><td>Lines allgemein Präparierschale</td></tr><tr><td>Kapilarglas 1 mm Außendurchmesser, 0,75 mm Innendurchmesser</td><td>A-M Systems</td><td>615000</td><td>Zur Herstellung von scharfen Mikroelektroden</td></tr><tr><td>Klares Harz</td><td>Dow Sylguard</td><td>184</td><td>Lines Petrischale zur Montage von Ganglien für die Elektrophysilogie</td></tr><tr><td>Dunkelfeld-Kondensor</td><td>Nikon</td><td>Dry 0,95-0,80 MBL 1210</td><td>Zur Beleuchtung der Ganglienvorbereitung während der Zellaufspießung</td></tr><tr><td>Digidata 1440A</td><td>Axon CNS Molecular Devices</td><td>1440A</td><td>Führt A bis D und D bis A für die Datenerfassung und Stimulation während der Elektrophysiologie aus</td></tr><tr><td>Digitale Signalverarbeitungskarte</td><td>dSpace</td><td>CLP1104</td><td>Unsere Software implementiert alle Leitfähigkeiten/Ströme in unserem Modell-HN-Neuron auf einer DS1103 dSPACE PPC Controller Board in Echtzeit mit einer Rate von 20 kHz mit einer ControlDesk-GUI (dSPACE, Paderborn, Deutschland)9.&nbsp;</td></tr><tr><td>Falming/Brauner Mikroelektrodenabzieher</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td>Zur Herstellung von scharfen Mikroelektroden</td></tr><tr><td>Fiber-Lite High Intensity Illuminator</td><td>Dolan Jenner Industries</td><td>170D</td><td>Zur Beleuchtung der allgemeinen Dissektion und zur Beleuchtung der Ganglienvorbereitung während der Zellaufspießung</td></tr><tr><td>Kopftischverstärker für AxoClamp 2A</td><td>Axon Instruments</td><td>HS-2A Verstärkung:0,1LU</td><td>Jetzt Teil von Molecular Devices zur Aufzeichnung des neuronalen Membranpotentials und der diskontinuierlichen Stromzange</td></tr><tr><td>Lichtleiter</td><td>Dolan Jenner Industries</td><td>Rev R 38 08 3729107</td><td>Zur Beleuchtung der allgemeinen Dissektion und zur Beleuchtung der Ganglienpräparation während der Zellimpalierung</td></tr><tr><td>Mikromanipulator Sutter</td><td>Instruments</td><td>MPC-385</td><td>Mikromanipulator zur Zellaufspießung mit Mikroelektroden</td></tr><tr><td>Mikromanipulator Controller</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-200</td><td>Steuert Mikromanipulatoren für die Zellaufspießung mit Mikroelektroden</td></tr><tr><td>Minuten Pins</td><td>BioQuip</td><td>0,15 mm Durchmesser 1208SA</td><td>Sollte durch Knicken auf ~5 mm gekürzt werden</td></tr><tr><td>Optisches Steckbrett 3' x 5' x 8"</td> <td>Newport</td><td>Veraltet</td><td>Mit den 4 pneumatischen Isolatoren unten verwendet, um einen vibrationsfreien Arbeitsbereich für die Elektrophysiologie</td></tr> <tr><td>zu konstruierenOszilloskop</td><td>HAMEG Instruments</td><td>HM303-6</td><td>Zur Überwachung der Elektrodenabsetzung während der DCC</td></tr><tr><td>Pascheff-Wolff Federschere</td><td>Moria</td><td></td><td>Lieferant von Fine Science Tools (Foster City, CA) Katalog # 15371-92</td></tr><tr><td>pClamp 9 Software</td><td>Axon Instruments</td><td>9</td><td>Jetzt Teil von Moleculear Devices verwendet das Digidata 1440 zur Datenerfassung und Stimulation während der Elektrophysiologie</td></tr><tr><td>Pneumatische Isolatoren 28"</td><td>Newport</td><td>Obsolete</td><td>Mit optischem Steckbrett zur Konstruktion eines vibrationsfreien Arbeitsbereichs für die Elektrophysiologie</td></tr><tr><td>Simulink / MATLAB-Software</td><td>MathWorks</td><td>2006 (veraltet)</td><td>Implementiert eine dynamische Klemme auf der digitalen Signalverarbeitungsplatine</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Wild</td><td>M5A</td><td>10x Okulare zum Präparieren des Blutegels und zum Entfernen und Enthüllen von Ganglien</td></tr><tr><td>Steromikroskop</td><td>Wild</td><td>M5</td><td>20x Okulare in der elektrophysiologischen Station zur Visualisierung des Neurons für die Mikroelektrodenpenetration</td></tr><tr><td>Student Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td>Für die allgemeine Blutegeldissektion</td></tr></tbody></table>

beitrag der na+/k+ pumpe zum rhythmischen bersten, erforscht mit modellierung und dynamischen klemmanalysen

Contribution of the Na+/K+ Pump to Rhythmic Bursting, Explored with Modeling and Dynamic Clamp Analyses

Die Na+/ K+ Pumpe, oft als Hintergrundfunktion in der neuronalen Aktivität betrachtet, trägt einen äußeren Strom (I-Pumpe) bei, der auf die innere Konzentration von Na+ ([Na+]i) reagiert. Bei platzenden Neuronen, wie sie in neuronalen Netzwerken des zentralen Mustergenerators (CPG) zu finden sind, die rhythmische Bewegungen erzeugen, kann erwartet werden, dass das [Na+]i und damit die I-Pumpe während des Burst-Zyklus variieren. Diese Reaktionsfähigkeit auf elektrische Aktivität, kombiniert mit der Unabhängigkeit vom Membranpotential, verleiht I-Pumpen dynamische Eigenschaften, die bei kanalbasierten Strömen (z. B. spannungs- oder transmittergesteuerte oder Leckkanäle) nicht üblich sind. Darüber hinaus wird in vielen Neuronen die Aktivität der Pumpe durch eine Vielzahl von Modulatoren moduliert, was die potenzielle Rolle der I-Pumpe bei der rhythmischen Bursting-Aktivität weiter erweitert. Dieser Artikel zeigt, wie man eine Kombination aus Modellierungs- und dynamischen Klemmmethoden verwendet, um zu bestimmen, wie ichpumpe und seine Wechselwirkung mit persistentem Na+ Strom die rhythmische Aktivität in einem CPG beeinflusst. Insbesondere wird sich diese Arbeit auf ein dynamisches Klemmprotokoll und computergestützte Modellierungsmethoden in Herzinterneuren von medizinischen Blutegeln konzentrieren.

Die Modellierung mit dem Zusatz IPump4 rückte die im Einleitungsteil vorgestellten experimentellen Ergebnisse in den Fokus und begann, den pumpengestützten Mechanismus des Berstens zu erklären. Das hier gezeigte Echtzeitmodell wurde so abgestimmt <img alt="Equation 30" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgx.jpg"> (und <img alt="Equation 31" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimx.jpg"> Parameter gewählt), dass es eine regelmäßige rhythmische Aktivität erzeugt, die innerhalb der Grenzen der normalen Aktivität liegt, wie sie in Experimenten beobachtet wurde - f, IBI, BD, T - und weiterhin eine solche Aktivität erzeugt, wenn die myomodulinmodulierten Parameter <img alt="Equation 32" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> (der maximale Pumpenstrom) und <img alt="Equation 33" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgh.jpg"> (maximale Leitfähigkeit des h-Stroms) im Modell variiert oder co-variiert werden. Die ermittelten Parameterwerte können als Benchmark oder kanonischer Satz für Modellierungsexperimente verwendet werden. In diesen Modellinstanzen schwingt I während des gesamten Burst-Zyklus als [Na+]i um ein Basisniveau. IPump trägt zur Burst-Terminierung während der Burst-Phase bei, und die Hyperpolarisation, die sie erzeugt, aktiviert Ih während der IBI; Beachten Sie den maximalen Grad von Ih in der Nähe der Burst-Initiation (Abbildung 2).
Obwohl das Echtzeit-HN-Modell alle implementiertenStröme 2,4 für das dynamische Spannen zur Verfügung hat, lag der Fokus hier auf <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> und , die für <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> Änderungen zur Verfügung stehen, während das Modell in der dynamischen Klemm-GUI läuft (Abbildung 3). Die dynamische Klemme ermöglicht es dem Experimentator, einen Leitfähigkeit oder Strom künstlich in ein Neuron zu addieren (oder mit einem negativen oder ) zu subtrahieren, <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgx.jpg"> das die Spannung und <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimx.jpg"> ionenabhängigkeit eines realen Leitfähigkeits oder Stroms nachahmt. So ist es möglich, vollständig zu untersuchen, wie ein bestimmter Leitwert / Strom mit den endogenen Leitfäden / Strömen in Zellen interagiert (Abbildung 1). Das Echtzeit-HN-Modell zeigt, dass der persistente Na+ Strom (IP) in HN-Neuronen einen Großteil des Na+ -Eintrags beiträgt, der [Na+]i stark beeinflusst (Abbildung 2) und somit pumpeich. Da IP bei relativ negativen Membranpotentialen aktiv ist, steht es dem Pumpenauch während des IBI entgegen.
Diese Beobachtungen deuten darauf hin, dass es aufschlussreich ist, Wechselwirkungen zwischen <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimx.jpg"> und <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> in isolierten HN-Neuronen mit dynamischer Klemme zuuntersuchen,wie zuvor diskutiert8,9,10. Diese (laufenden) Experimente werden mit scharfen Mikroelektrodenaufnahmen in einzelnen, synaptisch isolierten HN(7)-Neuronen (siebtes Ganglion, das vom Nervenstrang getrennt ist) durchgeführt. Bis heute zeigen diese Experimente, dass robustes Bursting in tonisch aktiven HN-Neuronen (aufgrund von Mikroelektrodendurchdringung eingeführtes Leck) durch Co-Addition von IP und I-Pumpe mit dynamischer Klemme wiederhergestellt wird (Abbildung 4). Dies ist eine wichtige Beobachtung, die darauf hinweist, dass in diesen Neuronen ein Bursting-Mechanismus verfügbar ist (auch wenn das Leck kompromittiert ist), der sich aus der Wechselwirkung von I-Pumpe und I Pergibt. Vorläufige Ergebnisse deuten auf ihre starke komplizierte Wechselwirkung hin, die im Modell und in den Experimenten untersucht werden kann (Abbildung 5).
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass ich als Reaktion auf periodische Erhöhungen von [Na+]i während der Burstaktivität zum Burst-Rhythmus durch Burst-Terminierung (abnehmende BD) beitrage. Die Wechselwirkung von IP und I-Pumpe stellt einen Mechanismus dar, der ausreicht, um die endogene Berstaktivität zu unterstützen; Dieser Mechanismus kann ein robustes Bursting in HN-Interneuronen wiederherstellen, die intrazellulär in Ganglion 7 aufgezeichnet wurden. Die Wechselwirkung zwischen IP und Ipumpt durch [Na+]i die HN-Burst-Periode nicht monoton und gewährleistet die Robustheit des autonomen Burstens. Diese Schlussfolgerungen stehen im Einklang mit Experimenten und Modellierungen in Wirbeltiersystemen11,12.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61473/61473fig01.jpg"> Abbildung 1: Blutegelherz interneuron elektrische Aktivität und Implementierung von I-Pumpe und IP mit dynamischer Klemme. (A) Normale Berstaktivität gleichzeitig aufgezeichnet, extrazellulär (oben) und intrazellulär (unten), in einem Blutegel-Herzschlag HCO von einem dritten Ganglion, ein Schema der aufgezeichneten Neuronen und ihrer gegenseitig hemmenden synaptischen Verbindungen rechts. (B) Dynamisches Klemmschema bei der Aufzeichnung eines HN(7)-Interneurons in einem isolierten Ganglion 7; Beachten Sie, dass es keine synaptische Wechselwirkung zwischen den beiden HN(7)-Interneuronen gibt. (Ci) Platzen in einem leckgefromittierten HN(7)-Interneuron. (Cii) Ein robusteres Bersten kann durch Hinzufügen einer dynamischen Klemme I-Pumpe <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> (= 0,1 nA) erzeugt werden, die das mikroelektrodeninduzierte Leck ausgleichen, aber die Erregbarkeit beeinträchtigt, und <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> (1 nS), was die Erregbarkeit erhöht. Schwarze gestrichelte Linien zeigen Basiswerte an. Abkürzungen: HN = Heart Interneuron; HCO = Halbmitteloszillator; IPumpe = Außenstrom; IP = persistent na+ strom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg">= maximal Na+/K+ Pumpenstrom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> = maximale Leitfähigkeit des persistenten Na +-Stroms; Vm = Membranpotential; [Na+] i = interne Konzentration von Na+. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61473/61473fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61473/61473fig02.jpg"> Abbildung 2: Einzel-HN-Interneuronmodell mit Spuren für Membranpotential (Vm), Ih, IPumpe, [Na+]iund IP. Nach außen hyperpolarisierende Ströme sind negativ und nach innen depolarisierende Ströme positiv. Schwarze gestrichelte Linien zeigen Basiswerte an. Abkürzungen: HN = Heart Interneuron; IPumpe = Außenstrom; IP = persistent na+ strom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg">= maximal Na+/K+ Pumpenstrom; Ih = hyperpolarisationsaktivierter Innenstrom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg">= maximale Leitfähigkeit des persistenten Na +-Stroms; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgh.jpg"> = maximale Leitfähigkeit des hyperpolarisationsaktivierten Innenstroms; Vm = Membranpotential; [Na+] i = interne Konzentration von Na+. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61473/61473fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61473/61473fig03.jpg"> Abbildung 3: Grafische Benutzeroberfläche des Echtzeit-Heart-Interneuron-Modells (HN) und der dynamischen Klemme, die auf einer digitalen Signalverarbeitungsplatine implementiert ist. Oben links: Rote Mathe-Boxen sind benutzerdestimmte Parameterboxen für das Echtzeitmodell, während Blue Live-Boxen benutzerbestimmte Parameterboxen sind, die in der dynamischen Klemme verwendet werden. El = das Umkehrpotential des Ableitstroms; Gl = Leckleitfähigkeit; Gh = maximale h-Strom-Leitfähigkeit; Gp = P Strom maximaler Leitfähigkeit; GCaS = langsamer Kalziumstrom maximaler Leitfähigkeit; PumpMax = maximaler Pumpenstrom; [GSyn2 maximale synaptische Leitfähigkeit zum jeweiligen Neuron; ThreshSyn2 Spike Crossing Threshold für die Vermittlung eines synaptischen Potentials - diese wurden verwendet, um einen hybriden (lebenden / Modell) Halbmitteloszillator herzustellen, der hier nicht dargestellt ist.]. Unten links für Dynamic Clamp. Ganz links sind 5 berechnete Werte dynamischer Klemmgrößen: Ipump = pump injected; Ih = h-Strom eingespritzt (hier nicht verwendet); IP = P-Strom eingespeist; NaI = berechnetes internes Na+ Konzentration; ENa = berechnetes Natriumumkehrpotential. Unten links für Dynamic Clamp. Rechts von den berechneten Variablen befinden sich 6 vom Benutzer festgelegte Parameterfelder: GNa = angenommene endogene schnelle Natriummaximierung zur Berechnung von Na+ Fluss im Zusammenhang mit Aktionspotentialen; PumpMaxL = maximaler Pumpenstrom, der durch dynamische Klemme eingespeist wird; Naih siehe Gleichung (2); Gh = maximale Leitfähigkeit zur Bestimmung des h-Stroms, der durch dynamische Klemme eingespritzt werden soll; Gp = angenommener endogener P-Strom maximale Leitfähigkeit zur Berechnung von Na+ Fluss assoziiert mit endogenem P-Strom; GpinHNLive = maximale Leitfähigkeit zur Bestimmung des P-Stroms, der durch dynamische Klemme eingespritzt werden soll. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61473/61473fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61473/61473fig04.jpg"> Abbildung 4: Dynamische Klemmanalyse des unabhängigen HN(7)-Berstens. Eine Hochregulierung <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> von (A) 4,0 nS auf (B) 9,0 nS verlangsamt den unabhängigen HN-Burst-Rhythmus. Experimentelle Spuren zeigen rhythmisches Bursting in isolierten HN(7)-Neuronen mit dynamischer Klemme. Die Oszillationsbereiche von [Na+]i und Vm nehmen mit hochregulierter <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> Zunahme zu. Spuren von oben nach unten: aufgezeichnete Vm, injizierte I-Pumpe,berechnete [Na+]iund injizierte IP. Schwarze gestrichelte Linien zeigen Basiswerte an. Abkürzungen: HN = Heart Interneuron; IPumpe = Außenstrom; IP = persistent na+ strom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg">= maximal Na+/K+ Pumpenstrom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> = maximale Leitfähigkeit des persistenten Na +-Stroms; Vm = Membranpotential; [Na+] i = interne Konzentration von Na+. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61473/61473fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61473/61473fig05.jpg"> Abbildung 5: Dynamische Klemmanalyse des unabhängigen HN(7)-Berstens. Die Hochregulierung von <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> neigt dazu, abzunehmen, gefolgt von einer erhöhten HN-Burst-Periode. In einzelnen Experimenten (Punkte, die durch Linien verbunden sind) mit dynamischer Klemme <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> wurden die Werte gekehrt, während <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> sie konstant gehalten wurden. Farben repräsentieren verschiedene konstante Ebenen der zugesetzten <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> Zusätze, die in verschiedenen Experimenten verwendet werden. Abkürzungen: HN = Heart Interneuron; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqimp.jpg"> = maximal Na+/K+ Pumpenstrom; <img alt="Equation 18" src="/files/ftp_upload/61473/61473eqgp.jpg"> = maximale Leitfähigkeit des persistenten Na+ Stroms. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61473/61473fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Hier wird eine Methode zur Untersuchung der Rollen der Na + /K +Pumpe und des persistenten Na+ Stroms in Blutegelherzinteruronen mittels dynamischer Klemme vorgestellt.

Beitrag der Na+/K+ Pumpe zum rhythmischen Bersten, erforscht mit Modellierung und dynamischen Klemmanalysen

The Na+/K+ pump, often thought of as a background function in neuronal activity, contributes an outward current (Ipump) that responds to the internal ...

Dynamisches Spannen kann jeden Membranstrom modifizieren oder in ein Neuron einführen. Wir führen die Natriumkaliumpumpe und den anhaltenden Natriumstrom in ein lebendes Herzinteruron eines Blutegels ein und modifizieren es. Die Verwendung einer dynamischen Lampe ermöglicht die vollständige Steuerung mit einem Tastendruck der Dynamik und Amplitude eines in ein Neuron in Echtzeit eingeleiteten Stroms.Die Entwicklung interaktiver Echtzeitsysteme wie der dynamischen Klemme untermauert die gesamte BMI-Forschung. Alle Aspekte der zellulären Studien über die elektrische Aktivität von Neuronen und Netzwerken können potenziell von der Verwendung dynamischer Klemmen profitieren. Die Hauptherausforderungen dieser Technik sind die Entwicklung der Echtzeitmodelle in Neuronen und die Kalibrierung der dynamischen Krampfanpassungen an das für die Studie ausgewählte Neuron.Zur Isolierung des Ganglions 7 aus einem Blutegelnervenstrang füllen Sie eine schwarze Harzlinie, die eine Sezierschale mit etwa einem Zentimeter gekühlter Kochsalzlösung mit Natriumchlorid, Kaliumchlorid, Calciumchlorid, D-Glucose und HEPES in entionisiertem Wasser ergänzt, und stecken Sie eine kalte betäubte Blutegel dorsale Seite nach oben in die Kammer. Verwenden Sie ein Stereomikroskop mit einer 20-fachen Vergrößerung mit schräger Lichtleiterbeleuchtung und einer Fünf-Millimeter-Federschere, um einen mindestens drei Zentimeter langen Längsschnitt durch die Körperwand im rostralen dritten Teil des Körpers zu machen. Verwenden Sie Stifte, um das Körperwandgewebe auseinanderzuziehen, um die inneren Organe freizulegen, und saugen Sie das Blut ab, um eine bessere Sicht zu erhalten.Isolieren Sie ein einzelnes Ganglion 7 im Mittelkörper. Verwenden Sie eine scharfe Nummer fünf, um den Schnitt zu führen und den Sinus zu halten, verwenden Sie die Schere, um den Sinus zu öffnen, in dem sich das Nervenstrang befindet, und achten Sie darauf, den Sinus dorsal und ventral zu spalten. Halten Sie den Sinus an jeder der beiden bilateralen Nervenwurzeln befestigt, die aus dem Ganglion hervorgehen, schneiden Sie die rostralen und kaudalen Bindenervenbündel, um das Ganglion aus dem Körper zu entfernen, und schneiden Sie die Wurzeln seitlich zu der Stelle, an der sie aus dem Sinus hervorgehen.Verwenden Sie eine alte abgestumpfte Pinzette Nummer fünf, um die Sinusstreifen und das lose Gewebe mit verkürzten Minutien-Insektenstiften ventraler Seite nach oben in klaren, mit Harz ausgekleideten Petrischalen zu sichern. Stecken Sie die rostralen und kaudalen Verbindungen so weit wie möglich vom Ganglion entfernt und die Wurzeln sicher fest. Erhöhen Sie die Vergrößerung des Stereomikroskops auf das 40-fache oder mehr und stellen Sie die schräge Beleuchtung so ein, dass die neuronalen Zellkörper auf der ventralen Seite des Ganglions direkt unterhalb des Perineuriums leicht beobachtet werden können.Beginnen Sie mit einer Mikroschere, schneiden Sie die lose Peronealscheide zwischen den Wurzeln auf einer Seite des Ganglions, setzen Sie den Schnitt seitlich auf die andere Seite fort und stellen Sie sicher, dass die Scherenklinge oberflächlich bleibt, ohne die neuronalen Zellkörper direkt unter der Scheide zu schädigen. Machen Sie einen ähnlichen oberflächlichen Schnitt kaudal vom seitlichen Schnitt entlang der Mittellinie und verwenden Sie eine feine Nummer fünf-Zette, um jeweils eine kaudale seitliche Hüllenklappe vom Ganglion wegzuziehen, damit jeder herausgeschnitten werden kann. Wenn beide Klappen entfernt wurden, sollten beide Herzinternuronen freigelegt werden.Stellen Sie die Schüssel in das Aufnahmesetup und übertünchten Sie die Probe mit Kochsalzlösung bei einer Durchflussrate von fünf Millilitern pro Minute bei Raumtemperatur. Um die Interneuronen auf dem Aufnahmeaufbau zu identifizieren, wählen Sie eine 50- bis 100-fache Vergrößerung mit Dunkelfeldbeleuchtung unten und lokalisieren Sie ein HN 7-Neuron des bilateralen Paares anhand seiner kanonischen Position an der posteriolateralen Position im Mittelkörperganglion 7. Als nächstes verwenden Sie einen Mikromanipulator, um eine scharfe Mikroelektrode, die mit zwei molaren Kaliumacetat und 20 Millimolaren Kaliumchlorid-Mikroelektroden gefüllt ist, ganz in der Nähe des Zielzellkörpers zu positionieren, und verwenden Sie ein neurophysiologisches Elektrometer, um das aufgezeichnete Potential kontinuierlich zu beobachten.Stellen Sie dieses Potential auf null Millivolt ein und dringen Sie mit der Mikroelektrode mit dem Manipulator in das Neuron ein, um die Elektrode langsam entlang ihrer langen Achse zu treiben. Verwenden Sie eine 100-Millisekunden-Elektrometer-Brummfunktion, bis eine negative Verschiebung des Membranpotentials und eine starke Spiking-Aktivität beobachtet werden. Stellen Sie das Elektrometer im diskontinuierlichen Stromklemmenmodus auf mindestens drei Kilohertz ein, um gleichzeitig das Membranpotential aufzuzeichnen und gleichzeitig den Strom an das Neuron weiterzugeben.Verwenden Sie ein Oszilloskop, um die Einstellung der Elektrode zu überwachen, und verwenden Sie einen Konstantstrominjektor, um einen konstanten Strom von minus 0,1 Nanoampere für ein bis zwei Minuten zu injizieren, um die Aufnahme zu stabilisieren. Das HN 7-Neuron kann durch seine charakteristische Spikeform und schwache Berstaktivität identifiziert werden. Für die dynamische Klemmleitfähigkeit und aktuelle Implementierung öffnen Sie ein dynamisches Klemmsoftwareprogramm, das speziell für die digitale Signalverarbeitungsplatine entwickelt wurde.Und während das Modell läuft, stellen Sie den maximalen Pumpenstrom auf 0,1 bis 0,2 Nanoampere ein und erhöhen Sie allmählich den maximalen Leitfähigkeit des persistenten Natriumstroms, bis ein regelmäßiges Platzen folgt. Variieren Sie diese Ströme systematisch in 0,1-Nanoampere-Schritten für die maximale Leistung des Pumpenstroms und einem Nanosiemens-Schritt für die maximale Leitfähigkeit des persistenten Natriumstroms und bewerten Sie die Auswirkungen dieser Erhöhungen auf die Spike-Frequenz, das Inter-Burst-Intervall, die Burst-Dauer und die Burst-Periode. Halten Sie den maximalen Leitwert des Natriumstroms an einem bestimmten festen Wert und streichen Sie in einem Nanoampereschritt über einen Bereich maximaler Pumpenströme, um die regelmäßige Berstaktivität zu unterstützen, bevor Sie den festen Wert der Natriumleitfähigkeit um ein Nanosiemens erhöhen und über einen zweiten Bereich maximaler Pumpenströme fegen.Sammeln Sie für jedes implementierte Parameterpaar Daten mit mindestens acht Bursts, damit zuverlässige durchschnittliche Messungen der Spike-Frequenz, des Inter-Burst-Intervalls, der Burst-Dauer und der Burst-Periode durchgeführt werden können. Sammeln Sie dann Daten von mehreren zusätzlichen Neuronen, wie gerade gezeigt, um einen zusammengesetzten Graphen zu generieren. Bei Diesem Modell oszilliert der nach außen gerichtete Pumpenstrom während des gesamten Burst-Zyklus als interne Natriumkonzentration um ein Ausgangsniveau.Dieser Pumpenstrom trägt zum Burst-Abschluss während der Burst-Phase bei. Die durch den Pumpenstrom erzeugte Hyperpolarisation aktiviert den hyperpolarisierend inwarden Strom während des Inter-Burst-Intervalls. Das Echtzeit-Herz-Interneuron-Modell zeigt, dass der persistente Natriumstrom in Herzinterneuren dazu beiträgt, dass ein Großteil des Natriumeintrags die interne Konzentration des Natriums und damit den Pumpenstrom stark beeinflusst.Da der persistente Natriumstrom bei relativ negativen Membranpotentialen aktiv ist, steht er dem Pumpenstrom sowohl während des Burst- als auch des Inter-Burst-Intervalls entgegen. Wie dargestellt, wird das robuste Bersten in tonisch aktiven Herzinterneurinen durch die gleichzeitige Zugabe von persistenten Natrium- und Natriumkaliumpumpenströmen mit einer dynamischen Klemme wiederhergestellt. Vorläufige Ergebnisse deuten auf eine starke komplizierte Wechselwirkung zwischen den beiden Strömungen hin, die mit dem Modell weiter untersucht werden kann.Ein erfolgreiches Experiment hängt von der guten Entmantelung des Ganglions und dem sorgfältig gesteuerten Fahren, Eindringen und Summen der Mikroelektrode ab. Wir erweitern die dynamische Klemme, indem wir einen natriumabhängigen Pumpenstrom implementieren, der durch Abschätzung der intrazellulären Konzentration eines Ions berechnet wird. Solche Schätzungen können verwendet werden, um jeden ionenabhängigen Strom in ein Neuron zu injizieren.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Video zeigt die Artikel-Set-up, die Verfahren zum Zellkörper patchen und wie man dynamische Clamp Messungen von Ganglienzellen in whole-mount Maus retinae umzusetzen. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung der genauen Anteil von erregenden und hemmenden synaptischen Eingänge und ihre relative Größe und den Zeitpunkt zu neuronalen Spiking.

Implementieren Dynamische Clamp mit Synaptic und künstliche Leitfähigkeiten in Maus retinalen Ganglienzellen

Präzise, ​​Kausalität basierte Quantifizierung der globalen diastolischen Funktion durch kinematische Modellierung basierende Analyse des transmitralen Fluss über die Parametrisierte diastolische Füllung (PDF) Formalismus erreicht. PDF erzeugt einzigartige Steifigkeit, Entspannung und Belastungsparameter und erläutert "neuen" Physiologie und gleichzeitig sensitive und spezifische Indizes der Dysfunktion.

Quantifizierung der globalen diastolischen Funktion durch kinematische Modellierung basierende Analyse der transmitralen Fluss über die diastolische Füllung Parametrisierte Formalismus

Hier ein neuer Bereich von Interesse Analyseprotokoll auf Basis von Sortier Best-Fit-Ellipsen zu Regionen positives Signal innerhalb von zwei-dimensionalen Zeitbild Zeitraffer-Sequenzen zugeordnet wird demonstriert. Dieser Algorithmus kann Forschern ermöglichen, umfassend zu analysieren physiologischen Ca 2 +-Signale mit minimalen Benutzereingaben und Bias.

Automatisierte Analyse von dynamischen Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Signale in Bildsequenzen

Fast-Scan zyklische Voltammetrie kann in vivo Dopamin Neurotransmission im Zusammenhang mit Drogen, Krankheit und anderen experimentellen Manipulationen zu überwachen. Diese Arbeit beschreibt die Implementierung von QNsim1.0, einer Software zur Modellierung von elektrisch stimulierten Dopaminreaktionen gemäß dem quantitativen neurobiologischen Modell zur Quantifizierung von Schätzungen der Dopaminfreisetzung und Wiederaufnahmedynamik.

Modellierung Fast-Scan Zyklische Voltammetrie Daten aus elektrisch stimulierten Dopamin Neurotransmission Daten mit QNsim1.0

Recycling von intrazellulären Calcium spielt eine entscheidende Rolle bei Regulierung der systolischen und diastolischen Funktion in Herzmuskelzellen. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur sarkoplasmatischen Retikulum Ca2 + Reserve und diastolische Kalzium-Removal-Funktion in Herzmuskelzellen durch ein Calcium imaging-System zu bewerten.

Bewertung der sarkoplasmatischen Retikulum Calcium Reserve und intrazellulären diastolische Calcium Entfernung in isolierten ventrikulären Kardiomyozyten

Es wird eine schnelle und zuverlässige Technik vorgeschlagen, um die Formschwingungen einer einzelnen, gefangenen akustischen Blase zu kontrollieren, die auf der Koaleszenztechnik zwischen zwei Blasen basiert. Die stationären, symmetriegesteuerten Blasenformoszillationen ermöglichen die Analyse der Fluidströmung, die in der Nähe der Blasengrenzfläche erzeugt wird.

Induktion von Mikroströmungen durch nichtsphärische Blasenschwingungen in einem akustischen Levitationssystem

Eine schnelle myokardiale und kardiale Entspannung ist für die normale Physiologie unerlässlich. Mechanische Relaxationsmechanismen sind heute bekannt, dass sie von der Dehnrate abhängig sind. Dieses Protokoll bietet einen Überblick über die Erfassung und Analyse von Experimenten, um die mechanische Kontrolle der Relaxation weiter zu untersuchen.

Mechanische Kontrolle der Entspannung mit intakten Herztrabekeln

Das nicht-nutritive Sauggerät (NNS) kann NNS-Merkmale einfach erfassen und quantifizieren, indem es einen Schnuller verwendet, der an einen Druckwandler angeschlossen und über ein Datenerfassungssystem und einen Laptop aufgezeichnet wird. Die Quantifizierung von NNS-Parametern kann wertvolle Einblicke in die aktuelle und zukünftige neurologische Entwicklung eines Kindes geben.

Messung von nicht-nutritiven Saugparametern mit einem kundenspezifischen Druckmessumformersystem

Dieses Protokoll stellt eine Mikrocontroller-basierte Verhaltensbox dar, um die Prepuls-Inhibition (PPI) zu bewerten, indem Beschleunigungsdaten von einem Sensor unter der Box gesammelt werden. Diese Daten bewerten sensorische Gating-Defizite bei sozial isolierten Ratten, mit einer zusätzlichen Methode zur Synchronisierung von Daten mit neuronaler Aktivität, um neurophysiologische Studien zu Verhaltensstörungen voranzutreiben.

Entwicklung einer Verhaltensbox zur Bewertung der Präpulshemmung und der neuronalen Aktivität in psychiatrischen Tiermodellen

Die dynamische Klemmelektrophysiologie kann kausale Zusammenhänge zwischen neuronalen Feuerungsdefiziten und Ionenkanaldysfunktionen herstellen. Wir beschreiben dynamische Clamp-Methoden und -Protokolle in zerebellären Purkinje-Neuronen der Maus und erwähnen nützliche Ressourcen und technische Überlegungen. In einer repräsentativen Studie fügen wir modellierte Natriumleitfähigkeit zu Tsc1-/- Purkinje-Neuronen hinzu, um wiederholtes Feuern zu verhindern.

Dynamische Clamp-Methoden zur Untersuchung der gestörten neuronalen Erregbarkeit im Zusammenhang mit Autismus

Ein experimentelles Protokoll wird vorgestellt, um Gramicidin-A-dotierte Tröpfchen-Interface-Doppelschichten zusammenzusetzen, elektrisch zu stimulieren und zu analysieren. Lipid-Protein-Struktur-Funktion-Beziehungen werden quantifiziert, indem Veränderungen der Membranfläche, des Ionenflusses und der Einkanal-Leitfähigkeit gemessen und diese Reaktionen auf plastizitätsähnliche Veränderungen der ionischen Leitung in einem von elektrischen Synapsen inspirierten Membranmodell in Beziehung gesetzt...

Lipid-Protein-Membranstruktur-Funktions-Charakterisierung mittels Tropfen-Interface-Doppelschichten

Erfahren Sie die Rolle der Na+/K+-Pumpe beim rhythmischen Bersten von Leech-Herzinterneuronen mittels dynamischer Klemmanalyse. Diese Methode ermöglicht die Echtzeit-Manipulation ionischer Ströme zur Untersuchung neuronaler Dynamik.

Beitrag der Na⁺/K⁺ Pumpe zum rhythmischen Bersten, erforscht mit Modellierung und dynamischen Klemmanalysen

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