Name: Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus einem Kraftwerk mit halbautomatischen offenen Laufsteichen für die Mikroalgenzucht (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-14T16:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 17 s
Description: Erfahren Sie die halbautomatische Mikroalgenzucht mit Kohlenstoffabscheidung aus Kraftwerksabgasen mittels pH-gesteuerter Flue-Gas-Injektion und Echtzeit-Überwachung. Diese Methode ermöglicht nachhaltige Biomasseproduktion.

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Diese Arbeit wurde durch das Regional Algal Feedstock Testbed Projekt, U.S. Department of Energy DE-EE0006269 unterstützt. Wir danken auch Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, UA Power Plant Staff und TEP Power Plant Staff für all ihre Hilfe.

1. Wachstumssystem: Einstellungen für offene Laufstege im Freien
<ol><li>Richten Sie die offenen Laufsteiche in der Nähe der Rauchgasquelle (mit 8–10% CO2) ein. Stellen Sie sicher, dass Wasser und Strom am Standort des Teichreaktors verfügbar sind und dass der Reaktor nicht den größten Teil des Tages im Schatten liegt (Abbildung 1).</li>
	<li>Fangen Sie das Rauchgas während des Nachverbrennungsprozesses mit einem 0,95 cm langen Kraftstoffschlauch auf, einige Meter bevor das Rauchgas in den Schornstein gelangt, um in die Atmosphäre abgegeben zu werden (Abbildung 2).</li>
	<li>Entfernen Sie Wasser aus dem Rauchgas mit einem 20-Liter-Wasserabscheider und einem Kondensator (Spulenlänge ~ 12 m) zwischen dem Schornstein und dem Kompressor (Abbildung 2). HINWEIS: Rauchgas enthält typischerweise ca. 9\u201213,8% Wasser28. Zusätzlich kühlen Kondensator und Rohrleitung das Rauchgas16.</li>
	<li>Schließen Sie die folgenden Sensoren an einen Datenlogger an, um das Algenwachstum zu überwachen: (1) ein optischer Echtzeit-Dichtesensor29, der die Absorption bei zwei Wellenlängen - 650 und 750 nm - misst und eine maximale Algenzellkonzentration von 1,05 g / l erkennen kann; (2) ein DO-Sensor; (3) Luft- und Teichthermoelemente; (4) einen pH-Sensor; und (5) einen EC-Sensor. HINWEIS: Zusätzlich sind die pH- und EC-Sensoren an einen Messumformer angeschlossen. Die Konfiguration der Datenloggereinheit ist in Abbildung 3 dargestellt.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass alle Komponenten des Algenwachstumssystems vor der Impfung kalibriert sind und ordnungsgemäß funktionieren.</li>
</ol>2. pH-Kontrollsystem
<ol><li>Verwalten Sie die Rauchgaseinspeisung mithilfe eines Kompressors, eines Regelventilsystems und des Datenloggerprogramms, wie in Abbildung 2 und Abbildung 3 (Zusatzmaterial A) dargestellt.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Rohr, um das Rauchgas vom Regelventil durch einen Steindiffusor zum Boden des Laufsteichs zu leiten.</li>
	<li>Injizieren Sie das Rauchgas basierend auf dem pH-Wert in das Wachstumssystem. Wenn der pH-Wert größer als 8,05 ist, injiziert das System Rauchgas, während das System bei einem pH-Wert von weniger als 8,00 die Rauchgasinjektion in Zeiten ohne Wachstum stoppt. Der Durchfluss wird in Standardlitern pro Minute (SLPM) gemessen. HINWEIS: Im Regelventil ist der Rauchgaseinlassdruck auf maximal 50 psi begrenzt.</li>
</ol>3. Algenauswahl und Stammpflege (Licht und Temperatur)
HINWEIS: Die Grünalge Chlorella sorokiniana DOE 1412 wurde von Jürgen Polle (Brooklyn College)30,31 isoliert und von der National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB) ausgewählt; seine Auswahl basierte auf den vorherigen Dehnungscharakterisierungsstudien, die von Huesemann et al.32,33 durchgeführt wurden. Ihre Forschungen zum Algenscreening, zur Biomasseproduktivität und zur klimasimulierten Kultivierung (z. B. Temperatur und Licht) in der Südwestregion bei der Verwendung von offenen Laufsteichen im Freien flossen in die in diesem Projekt verwendete Methode ein.
<ol><li>Halten Sie Kulturen bei Raumtemperatur (25 °C) mit einem Hell/Dunkel-Zyklus von 12 h/12 h aufrecht.</li>
	<li>Halten Sie die Lichtintensität bei 200 μM/m2/s für die Kulturerhaltung, die auf Platten und in kleinen flüssigen Kulturen (50 ml bis 500 ml) angebaut wird.</li>
	<li>Halten Sie die Lichtintensität für die Vergrößerung in Flüssigkulturen von 50 ml bis 500 ml bei 400 μM/m 2/s und Flüssigkulturen von 5 l bis 20 l bei 600 \u2012800 μM/m2/s aufrecht.</li>
</ol>4. Scale-up und Qualitätskontrolle
<ol><li>Das BG11-Kulturmedium wird mit deionisiertem Wasser und den folgenden Salzen für Makronährstoffe in g/L hergestellt: 1,5 NaNO3, 0,04 K 2 HPO 4, 0,075 MgSO 4*H 2 O, 0,036 CaCl 2*H 2 O, 0,006 (NH 4)5Fe(C6H 4 O7)2, 0,006Na2 EDTA*2H2O, 0,02Na2 CO3; fügen Sie 1 ml/L Spurenelementlösung hinzu, die folgende Mikronährstoffe in g/L enthält: 2,86 H 3 BO 3, 1,81 MnCl 2*4H 2 O, 0,22 ZnSO 4*7H 2 O, 0,39 Na 2 MoO 4*2H 2 O, 0,079 CuSO 4*5H 2 O, 0,0494 Co(NO 3)2*6H 2 O. HINWEIS: Für die Plattenimpfung und / oder Langzeitlagerung fügen Sie 7,5 g / L Bacto-Agar hinzu; Für die Kulturimpfung ist keine Zugabe von Agar erforderlich. Nährmedium im Autoklaven 21 min bei 121 °C sterilisieren.</li>
	<li>Gießen Sie das BG11-Medium mit Agar in Petrischalen in einer sterilen Laminar-Flow-Haube oder Biosicherheitswerkbank. Sobald die Platten fest und kühl sind, pipettieren Sie 500 μL aus einer resuspendierten gefrorenen Algenbrühkultur und fügen Sie Ampicillin (100 μg / ml) hinzu; Inkubieren Sie die Algenplatten in einem Shaker-Tisch (120 U / min) für 1 bis 2 Wochen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine sterile Schleife, um eine einzelne Algenkolonie aus einer Kulturplatte auszuwählen und sie in einem 50-ml-Röhrchen mit sterilem Wachstumsmedium in einer sauberen Biosicherheitskabine zu impfen. Züchten Sie die kleine flüssige Kultur auf einem Shakertisch (120 U / min) für eine Woche.</li>
	<li>Überführen Sie 50 ml Algenkultur (lineare Wachstumsphase, OD750nm ≥ 1) in einen 1 L Kolben mit 500 mL flüssigem Medium. Passen Sie jeden Kolben mit einem Gummistopfen und Edelstahlrohren an, um die Belüftung zu gewährleisten. Filtern Sie die Luft mit 0,2 μm Luftsterilisationsfiltern. Lassen Sie die Kultur für ein bis zwei Wochen wachsen. Überwachen Sie die Zelldichte mit einem Spektralphotometer (OD750nm).</li>
	<li>Legen Sie die 500 ml Flüssigkultur in einen 10 l Ballon, der 8 l unsteriles Kulturmedium enthält, und injizieren Sie eine Mischung aus 5% CO2 und 95% Luft. Dann kultivieren Sie Algen unter den gleichen Bedingungen wie in Schritt 4.4.</li>
	<li>Überwachen Sie die Stammplatte und flüssige Kulturen (in den Schritten 4.2\u20124.5) einmal pro Woche. Nehmen Sie ein Aliquot und beobachten Sie es unter dem Mikroskop bei 10-facher und 40-facher Vergrößerung, um das Wachstum der gewünschten Sorte sicherzustellen. Kulturen behalten, bis sie kompromittiert oder für Experimente verwendet wurden. Entsorgen Sie kontaminierte Kulturen.</li>
</ol>5. Konzentrierte Medienaufbereitung für den offenen Teichanbau
<ol><li>Zur Herstellung von Spurenelementen Lösung einen 1 L Messkolben teilweise mit destilliertem Wasser (DW) füllen. Setzen Sie einen magnetischen Rührstab ein und fügen Sie die in Tabelle 1 aufgeführten Chemikalien nacheinander hinzu. Stellen Sie sicher, dass sich jede Zutat vor der Zugabe des nächsten Bestandteils auflöst. Entfernen Sie den Magneten und füllen Sie den Kolben bis zur 1-L-Volumenmarke.</li>
	<li>Füllen Sie eine 1 L Glasflasche teilweise mit DW und setzen Sie die magnetische Rührstange ein. Stellen Sie den Behälter auf die Oberseite einer magnetischen Rührplatte und fügen Sie die Chemikalien für das endgültige Volumen des Reaktors hinzu, indem Sie sie nacheinander hinzufügen, um sicherzustellen, dass sich jeder vollständig auflöst. Tabelle 2 listet die Chemikalien auf, mit denen 1 l Medium hergestellt werden sollen, also multiplizieren Sie alle Werte mit dem Endvolumen des Reaktors. Füllen Sie die Glasflasche auf 1 L.</li>
</ol>6. Impfung des offenen Laufstegs im Freien
<ol><li>Reinigen Sie den Reaktor gründlich mit 30% Bleichmittel vor jeder Impfung und nach der Ernte. Es wird empfohlen, das Bleichmittel über Nacht stehen zu lassen. Spülen Sie den Reaktor gut aus, um das gesamte Bleichmittel zu entfernen.</li>
	<li>Kalibrieren Sie alle Sensoren vor der Algenimpfung nach dem entsprechenden Kalibrierverfahren.</li>
	<li>Verdünnen Sie die konzentrierten Medien (in Schritt 5) mit der Wasserquelle, indem Sie den Laufsteich bis zu 80% füllen.</li>
	<li>Beimpfen Sie den Reaktor mit einem mit Algen gefüllten 10-Liter-Ballon (lineare Wachstumsphase OD750nm > 2) und bringen Sie ihn auf sein endgültiges Volumen.</li>
	<li>Akklimatisieren Sie Mikroalgen, indem Sie den Laufsteich mit Holzpaletten für ~ 3 Tage teilweise beschatten (Abbildung 4), sobald die exponentielle Phase vorüber ist, als Anpassungsstrategie zur Vermeidung von Photoinhibition. HINWEIS: Dieser Zeitraum gibt den Mikroalgen auch Zeit, sich an den Stress anzupassen, der durch die direkte Einspritzung von Rauchgas verursacht wird.</li>
</ol>7. Batch-Wachstumsexperiment am Kraftwerk
<ol><li>Untersuchen und zeichnen Sie alle täglichen Schwankungen auf, einschließlich Wasserverdunstung, Schaufelradmotor, Sensorfunktionalität und allem, was ungewöhnlich ist.</li>
	<li>Lassen Sie den Kompressor und den Wasserabscheider jeden Tag abtropfen und inspizieren Sie ihn, um überschüssiges Wasser zu entfernen, um die Korrosion zu minimieren, da das Rauchgas stark korrosivist 34.</li>
	<li>Konfigurieren Sie den Datenlogger so, dass er jede Sensormessung alle 10 s scannt und die durchschnittlichen Daten alle 10 Minuten speichert. Dazu gehören DO, pH, EC, optische Dichte in Echtzeit sowie Luft- und Reaktortemperatur.</li>
</ol>8. Diskrete Probenahme und Überwachung
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass der Wasserstand im Endvolumen des Reaktors konstant bleibt, da sonst die optische Dichtemessung beeinträchtigt wird.</li>
	<li>Nachdem Sie Wasser im Reaktor aufgefüllt haben, nehmen Sie eine 5-ml-Probe für Zellmassenmessungen durch optische Dichte (540, 680 und 750 nm) mit einem ultraviolett sichtbaren Spektralphotometer. Wiederholen Sie den Vorgang täglich.</li>
	<li>Nehmen Sie dreimal pro Woche eine 500-ml-Probe für Mikroskopbeobachtungen und Biomassekonzentration basierend auf dem aschefreien Trockengewicht (AFDW).<ol>
<li>Führen Sie mikroskopische Beobachtungen mit 10x- und 40x-Objektiven durch. Zusätzlich werden diese Mikroskopvergrößerungen im Rahmen der in Schritt 4.6 beschriebenen Algenqualitätskontrolle eingesetzt.</li>
		<li>Verwenden Sie 400 ml der Probe in Schritt 8.3 für AFDW<ol>
<li>Stellen Sie jeden 0,7 μm porengroßen Glasmikrofaserfilter in eine Aluminiumfolienschale und behandeln Sie jede Aluminiumfolienschale/jeden Aluminiumfolienfilter mit einem Ofen für 4 h bei 540 °C.</li>
			<li>Beschriften Sie jedes Aluminiumfolienfach mit einem Bleistift #2, notieren Sie sein Gewicht (A) und legen Sie es in die Vakuumfiltervorrichtung.</li>
			<li>Rühren Sie die Algenprobe kräftig um, bevor Sie ein zu filterndes Volumen abmessen. Filtern Sie genügend Algenproben, um einen Gewichtsunterschied zwischen 8 und 16 mg vor / nach der Asche zu erhalten. Wählen Sie einen Gewichtsunterschied aus, der im Laufe des Experiments verwendet werden soll, und halten Sie diesen Wert konstant.</li>
			<li>Legen Sie jeden Filter, der die Algenprobe enthält, in seine Folienschale bei 105 °C für mindestens 12 h in den Ofen.</li>
			<li>Entfernen Sie die Folienschale/den Folienfilter aus dem Trockenschrank und legen Sie sie in einen Glasausgleichskörper, um die Wasseraufnahme zu verhindern. Notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (B).</li>
			<li>Legen Sie die Folienschale/den Folienfilter für 4 h in den 540 °C Muffelofen.</li>
			<li>Schalten Sie den Muffelofen aus, kühlen Sie Folienschalen/Filter ab, legen Sie sie in den Exsikkator und notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (C).</li>
			<li>Berechnen Sie AFDW mit gravimetrischer Analyse: % AFDW= C – A x 100 / B</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Halten Sie 2 l Algen vor der Ernte für die mikrowellengestützte Extraktion (MAE) Lipidextraktionsanalyse mit Lösungsmitteln auf.<ol>
<li>Die Algenprobe wird mit einer relativen Zentrifugalkraft (RFC) von 4.400 x g für 15 min zentrifugiert. Nehmen Sie das Algenpellet und trocknen Sie es im Ofen bei 80 °C für mindestens 24 h.</li>
		<li>Mahlen Sie die Algenprobe und wiegen Sie das Algenpulver (die empfohlene Biomasse reicht von 0,3 g bis 0,5 g).</li>
		<li>Das Algenpulver (trockene Algenbiomasse) in die Xpress-Gefäße des Mikrowellen-beschleunigten Reaktionssystems (MARS) geben, 10 ml Chloroform:Methanol (2:1, v/v) Lösungsmittellösung unter die Haube geben, die Gefäße schließen und über Nacht stehen lassen.</li>
		<li>Legen Sie die Behälter mit dem Lösungsmittelsensor für 60 Minuten bei 70 °C und 800 W Leistung in die MARS-Maschine.</li>
		<li>Nehmen Sie Schiffe aus dem MARS und lassen Sie sie unter der Haube abkühlen.</li>
		<li>Verwenden Sie einen Trichter und Glaswolle, um den flüssigen Teil, der Chloroform, Methanol und Lipide enthält, zu trennen, indem Sie jede flüssige Probe in ein vorgewogenes Glasreagenzglas überführen und die Feststoffe (Biomasse frei von Lipiden) für andere Analysen halten.</li>
		<li>Nehmen Sie die Reagenzgläser mit den Lipiden zum Stickstoffverdampfer, entfernen Sie sie, sobald die Flüssigkeit verdampft ist, und lassen Sie die Röhrchen dann über Nacht unter der Haube, um eine vollständige Trockenheit zu gewährleisten.</li>
		<li>Berechnung des Lipidgehalts (Gew.-%) mittels gravimetrischer Analyse: Lipidgehalt (Gew.-%) = Trockene Biomasse von Lipiden x 100/ Trockenalgenmasse</li>
	</ol>
</li>
</ol>9. Algenernte und Fruchtfolge
<ol><li>Ernte 75% des gesamten Algenkulturvolumens, wenn die Kultur kurz vor der stationären Phase steht. Nehmen Sie 2 \u20125 l Kultur, um Biomasse-Produktivitätsanalysen im Labor durchzuführen. Verarbeiten und wandeln Sie den Rest der Alge in die gewünschten Algenprodukte um.</li>
	<li>Wachsen Sie den offenen Laufsteich nach, indem Sie die 25% der verbleibenden Algen als Impfmittel verwenden. Wasser bis zu 80 % des Gesamtvolumens des Reaktors hinzufügen, die konzentrierten Medien hinzufügen und dann bei Bedarf bis zum endgültigen Volumen des Reaktors befüllen.</li>
	<li>Kultivieren Sie den geeigneten Algenstamm je nach Jahreszeit, basierend auf Temperatur- und Lichtintensitätsbedingungen.</li>
</ol>10. Datenverwaltung
<ol><li>Daten im Datenlogger aufzeichnen und zur Analyse wie in Schritt 7.3 sammeln.</li>
	<li>Erwägen Sie, rohe und analysierte Daten im Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT) Share Drive zu speichern. RAFT-Projektmitarbeiter tragen ihre Daten bei, um die Algenproduktivität zu simulieren und zu modellieren und die Freilandkultivierung zu validieren.</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

In dieser Studie zeigen wir, dass eine synergistische Kopplung von Rauchgas-Kohlenstoffabscheidung und Mikroalgenkultivierung in einem heißen, semi-ariden Klima möglich ist. Das experimentelle Protokoll für das halbautomatische Laufbahn-Teichsystem integriert modernste Technologie, um relevante Parameter in Echtzeit zu überwachen, die mit dem Algenwachstum korrelieren, wenn Rauchgas als Kohlenstoffquelle verwendet wird. Das vorgeschlagene Protokoll soll die Unsicherheit in der Algenzucht verringern, was einer der Hauptna...

Die globale Erwärmung ist eines der wichtigsten Umweltprobleme, mit denen die Welt heute konfrontiert ist1. Studien deuten darauf hin, dass die Hauptursache der Anstieg der Treibhausgasemissionen (THG), hauptsächlich CO 2, in der Atmosphäre aufgrund menschlicher Aktivitätenist 2,3,4,5,6,7. In den USA stammt die größte Dichte an CO2 -Emissionen hauptsächlich aus der Verbrennung fossiler Brennstoffe im Energiesektor, insbesondere aus Stromerzeugungsanlagen 3,7,8,9. So haben sich Technologien zur Kohlenstoffabscheidung und -nutzung (CCU) zu einer der wichtigsten Strategien zur Reduzierung der Treibhausgasemissionenentwickelt 2,7,10. Dazu gehören biologische Systeme, die Sonnenlicht nutzen, um CO2 und Wasser durch Photosynthese in Gegenwart von Nährstoffen in Biomasse umzuwandeln. Die Verwendung von Mikroalgen wurde aufgrund der schnellen Wachstumsrate, der hohen CO 2-Fixierungsfähigkeit und der hohen Produktionskapazität vorgeschlagen. Darüber hinaus haben Mikroalgen ein breites Bioenergiepotenzial, da die Biomasse in interessante Produkte umgewandelt werden kann, z. B. Biokraftstoffe, die fossile Brennstoffe ersetzen können 7,9,10,11,12.
Mikroalgen können in einer Vielzahl von Kultivierungssystemen oder Reaktoren, einschließlich offener Laufstege und geschlossener Photobioreaktoren 13,14,15,16,17,18,19, wachsen und eine biologische Umwandlung erreichen. Forscher haben die Vorteile und Einschränkungen untersucht, die den Erfolg des Bioprozesses in beiden Anbausystemen bestimmen, entweder unter Innen- oder Außenbedingungen 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Offene Laufsteiche sind die gebräuchlichsten Anbausysteme für die Kohlenstoffabscheidung und -nutzung in Situationen, in denen Rauchgas direkt aus dem Schornstein verteilt werden kann. Diese Art von Anbausystem ist relativ kostengünstig, leicht zu skalieren, hat niedrige Energiekosten und einen geringen Energiebedarf für das Mischen. Darüber hinaus können diese Systeme leicht mit dem Kraftwerk zusammengelegt werden, um den CCU-Prozess effizienter zu gestalten. Es gibt jedoch einige Nachteile, die berücksichtigt werden müssen, wie z.B. die Begrenzung des CO2 Gas/Flüssig-Stofftransfers. Obwohl es Einschränkungen gibt, wurden offene Laufsteiche als das am besten geeignete System für die Produktion von Mikroalgen-Biokraftstoffen im Freienvorgeschlagen 5,9,11,16,20.
In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Mikroalgenkultivierung in offenen Laufsteichen, die die Kohlenstoffabscheidung aus dem Rauchgas eines Erdgaskraftwerks kombiniert. Die Methode besteht aus einem halbautomatischen System, das die Rauchgasinjektion basierend auf dem pH-Wert der Kultur steuert; Das System überwacht und erfasst den Kulturstatus von Chlorella sorokiniana in Echtzeit mit optischen Dichte-, gelöstem Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperatursensoren. Algenbiomasse- und Rauchgasinjektionsdaten werden alle 10 Minuten von einem Datenlogger in der Tucson Electric Power Facility gesammelt. Algenstammerhaltung, Scale-up, Qualitätskontrollmessungen und Biomassecharakterisierung (z. B. Korrelation zwischen optischer Dichte, g / L und Lipidgehalt) werden in einem Labor an der University of Arizona durchgeführt. Ein früheres Protokoll skizzierte eine Methode zur Optimierung der Rauchgaseinstellungen zur Förderung des Mikroalgenwachstums in Photobioreaktoren durch Computersimulation26. Das hier vorgestellte Protokoll ist insofern einzigartig, als es offene Laufsteiche nutzt und so konzipiert ist, dass es vor Ort in einem Erdgaskraftwerk implementiert werden kann, um das erzeugte Rauchgas direkt zu nutzen. Darüber hinaus sind optische Dichtemessungen in Echtzeit Teil des Protokolls. Das beschriebene System ist für ein heißes semiarides Klima (Köppen BSh) optimiert, das geringe Niederschläge, signifikante Variabilität der Niederschläge von Jahr zu Jahr, niedrige relative Luftfeuchtigkeit, hohe Verdunstungsraten, klaren Himmel und intensive Sonneneinstrahlungaufweist 27.

<table><tbody><tr><td>Motor mit einstellbarer Drehzahl (Schaufelradsystem)</td><td>Leeson</td><td>174307</td><td>Lesson 174307.00, Typ: SCR-Spannung; Ampere:10</td></tr><tr><td>Aluminium-Hantelboote</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-732-102</td><td>Fisherbrand Aluminium-Wiegeschalen</td></tr><tr><td>Ammonium-Eisen (III) (NH?)? [Fe(C?H? O?)?]</td><td>Fisher Scientific</td><td>1185 - 57 - 5</td><td>Mittlere Zubereitung. Ammoniumeisen(III)-citrat</td></tr><tr><td>Ammoniumphosphat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7722-76-1</td><td>Diese Chemikalie wird für das optimierte Medium</td></tr><tr><td>Ampicillin-Natriumsalz</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9518-5G</td> verwendet <td>Diese Chemikalie wird zur Vermeidung von Algenkontamination</td></tr><tr><td>verwendet Autoklav</td><td>Amerex Instrument Inc</td><td></td><td>Hirayama HA300MII</td></tr><tr><td>Bacto-Agar</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1423500</td><td>Fisher BioReagents Granuliertes Agarbleiche</td></tr><tr><td></td><td>Clorox</td><td></td><td>Keimtötendes Bleichmittel, konzentriertes Clorox</td></tr><tr><td>Borsäure (H3BO3)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10043-35-3</td><td>Spurenelemente: Borsäure</td></tr><tr><td>Calciumchloriddihydrat (CaCl2*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td>Präparation des Mediums. Calciumchlorid-Dihydrat</td></tr><tr><td>Ballonflaschen (20 L)</td><td>Nalgene - Thermo Fisher Scientific</td><td>2250-0050PK</td><td>Polypropylen-Ballonflasche mit Griffen</td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Beckman Coulter, Inc</td><td></td><td>J2-21</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-66-3</td><td>Diese Chemikalie wird zur Lipidextraktion</td></tr><tr><td>verwendet Citraplex 20% Eisen</td><td>Loveland Produkte</td><td>SDS Nr. 1000595582 -17-LPI</td><td>https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info</td></tr><tr><td>Kobalt(II)-nitrathexahydrat (Co(NO3)2*6H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10026-22-9</td><td>Spurenelemente: Kobalt(II)-nitrathexahydrat</td></tr><tr><td>Kompressor</td><td>Makita</td><td>MAC700</td><td>Dieses Gerät wird für das Einspritzsystem CO2-Steuerventil</td></tr><tr><td></td><td>Sierra Instruments</td><td>SmartTrak 100</td> <td>verwendetDieser Artikel muss für Ihre Anwendung angepasst werden. In unserem Fall wurde ein Gemisch aus 5% CO2 und 95% Luft verwendet.</td></tr><tr><td>Kupfer (II)-sulfat-Pentahydrat (CuSO4*5H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758-99-8</td><td>Spurenelemente: Kupfer (II)-sulfat-Pentahydrat-Datenlogger</td></tr><tr><td>: Campbell-Einheit CR3000</td><td>Scientific Campbell</td><td>CR3000</td><td>Dieses Gerät wird zur Steuerung des gesamten Systems, zum Antrieb und zur Aufzeichnung von Daten verwendet</td></tr> Lösung <tr><td>für gelösten Sauerstoff</td><td>Campbell Scientific</td><td>14055</td><td>Elektrolytlösung für gelösten Sauerstoff DO6002 - Los-Nr. 211085</td></tr><tr><td>Sonde für gelösten Sauerstoff</td><td>Sensorex</td><td>?</td><td>DO6400/T Sensor für gelösten Sauerstoff mit digitaler Kommunikation</td></tr><tr><td>Kalibrierlösung für die elektrische Leitfähigkeit</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>2245 - 32 ( R2245000-1A )</td><td>Leitfähigkeitsstandard, 5000 uS/cm bei 25C (2620 ppm TDS als NaCl)</td></tr><tr><td>Sensor für elektrische Leitfähigkeitssonde</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI3003/D</td><td>Durchfluss-Leitfähigkeitssonde - NTC-Sensor, DIN-Stecker, 3m Kabel</td></tr><tr><td>Ethylendiamintetraessigsäure Dinatriumsalzdihydrat (Na2EDTA*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>6381-92-6</td><td>Mediumvorbereitung: Ethylendiamintetraessigsäure Dinatriumsalzdihydrat</td></tr><tr><td>Filter</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-874-48</td><td>Whatman Bindemittelfreie Glas-Mikrofaserfilter</td></tr><tr><td></td><td>Kolben Fisher Scientific</td><td>09-552-40</td><td>Pyrex Fernbach Kolben</td></tr><tr><td>Ofen</td><td>Hogentogler</td><td>Modell: F6020C-80</td><td>Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffelofen</td></tr><tr><td>Glas-Exsikkator</td><td>VWR International LLC</td><td>75871-430</td><td>Typ 150 Glastrichter mit einem Durchmesser von 140 mm</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>FB6005865</td><td>Fisherbrand Wiederverwendbare Glastrichter mit langem Stiel</td></tr><tr><td>Laminar-Flow-Haube</td><td>Fisher Hamilton Safeair</td><td></td><td>Fisher Hamilton Stainless Safeair Hume-Haube</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat-Heptahydrat (MgSO4*7H2O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10034 - 99 - 8</td><td>Medium Vorbereitung: Magnesium Sulfat-Heptahydrat</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-56-1</td><td>Lipidextraktionslösungsmittel</td></tr><tr><td>Mikroblasen-Diffusor</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>1PMBD075</td><td>Dieses Gerät wird für das Injektions-CO2-System</td></tr><tr><td>verwendet Mikroalgen: Chlorella Sorokiniana</td><td>NAABB</td><td>DOE 1412</td><td></td></tr><tr><td>Mikrooskop</td><td></td><td></td><td>Carl Zeiss 4291097</td></tr><tr><td>Mikrowellenassistent Extraktion</td><td>MARS, CEM Corportation</td><td></td><td>CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Mikrowellen-Beschleunigtes Reaktionssystem. Modell: 907601</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13446-34-9</td><td>Mangan(II)-chlorid-Tetrahydrat-Mörser</td></tr><tr><td>Fisher</td><td>Scientific</td><td>FB961B</td><td>Fisherbrand Porcelein-Mörser</td></tr><tr><td>Stickstoffverdampfer</td><td>Organomation</td><td></td><td>N-EVAP 112 Stickstoffverdampfung (OA-SYS Heizsystem)</td></tr><tr><td>Ofen</td><td>VWR International LLC</td><td>89511-410</td><td>Umluftofen</td></tr><tr><td>Schaufelrad</td><td></td><td></td><td>8-Blatt Propeller mit horizontaler Achse. Dies ist in der Regel Teil des Schaufelradreaktors.</td></tr><tr><td>Schaufelradmotor</td><td>Leeson</td><td>M1135042.00</td><td>Leeson, Modell: CM34025Nz10C; 1/4 PS; Volt 90; FR 34; 62 U/min.</td></tr><tr><td>Stößel</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961M</td><td>Fisherbrand Porzellanstößel</td></tr><tr><td>pH- und EC-Transmitter</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI98143</td><td>Hanna Instruments HI98143-04 pH- und EC-Transmitter mit galvanisch getrennter 0-4V.</td></tr><tr><td>pH-Kalibrierlösungen</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-643-003</td><td>Thermo Scientific Orion pH-Pufferflaschen</td></tr><tr><td>pH-Sondensensor</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI1006-2005</td><td>Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon-pH-Elektrode mit passendem Stift 5m.</td></tr><tr><td>Pippetenspitzen</td><td>Fisher Scientific</td><td>1111-2821</td><td>1000 ul TipOne graduierte blaue Spitze in Racks</td></tr><tr><td>Pippetter</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-690-032</td><td>Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipetten: Einkanal-Kunststoffküvetten</td></tr><tr><td></td><td>Fisher scientific</td><td>14377017</td><td>BrandTech BRAND Kunststoffküvetten</td></tr><tr><td>Platten</td><td>Fisher scientific</td><td>08-757-100D</td><td>Corning Falcon Bakteriologische Petrischalen mit Deckel</td></tr><tr><td>Kali</td><td></td><td></td><td>Diese Chemikalie wird für die optimale Aufbereitung des Mediums verwendet. Es wurde in einer Düngemittelfirma vor Ort gekauft</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat zweibasisch (K2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758 -11 - 4</td><td>Medium Vorbereitung: Kaliumphosphat zweibasig</td></tr><tr><td>Pyrex wiederverwendbare Medien Vorratsflaschen</td><td>Fisher scientific</td><td>06-414-2A</td><td>1 L und 2 L Flaschen - PYREX GL45 Schraubverschlüsse mit Steckdichtungen</td></tr><tr><td>Laufbahn Teich</td><td></td><td></td><td>Ähnliche Geräte können gekauft werden bei https://microbioengineering.com/products</td></tr><tr><td>Echtzeit-Sensor für optische Dichte</td><td>Universität von Arizona</td><td></td><td>Dieses Gerät wurde von einem Mitglied der Gruppe entworfen und gebaut</td></tr><tr><td>RS232-Kabel</td><td>Sabrent Sabrent</td><td></td><td>USB 2.0 auf serielles (9-poliges) DB-9 RS-232-Konverterkabel, produktiver Chipsatz, Sechskantmuttern, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 und höher] 2,5 Fuß (CB-DB9P)</td></tr><tr><td>Shaker-Tisch</td><td></td><td></td><td>Algenbewegung 150 U/min</td></tr><tr><td>Natriumcarbonat (Na2CO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>497-19-8</td><td>Natriumcarbonat</td></tr><tr><td>Natriummolybdatdihydrat (Na2MoO4*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10102-40-6</td><td>Medium Zubereitung: Natriummolybdatdihydrat</td></tr><tr><td>Natriumnitrat (NaNO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7631-99-4</td><td>Medium Zubereitung: Natriumnitrat</td></tr><tr><td>Spektrophotometer</td><td>Fisher Scientific Unternehmen</td><td>14-385-400</td><td>Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spektralphotometer zylindrischer Langweg-Küvettenhalter; interner Referenzdectektor, Xenon-Blitzlampe; Dual-Silizium-Fotodiode; 240 V, 50 bis 60 Hz automatisch ausgewählt.</td></tr><tr><td>Reagenzgläser</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-961-27</td><td>Fisherbrand Einweg-Röhrchen aus Borosilikatglas mit glattem Ende (10 ml)</td></tr><tr><td>Thermoelemente Typ K</td><td>Omega</td><td>KMQXL-125G-6</td><td></td></tr><tr><td>Harnstoff</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2067-80-3</td><td>Harnstoff</td></tr><tr><td>Vakuumfiltersystem</td><td>Fisher Scientific</td><td>XX1514700</td><td>MilliporeSigma Vakuumfilterhalter aus Glas, 47 mm. Das System umfasst: Mattglaskolbenaufsatz, Filterhalterung für grobfrittiges Glas und</td></tr><tr><td>Kolben Vakuumpumpe</td><td>Grainger</td><td></td><td>Marathon Elektrischer Wechselstrommotor Thermisch geschützt G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425</td></tr><tr><td>Zinksulfat-Heptahydrat (ZnSO4*7H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7446-20-0</td><td>Zinksulfat-Heptahydrat</td></tr></tbody></table>

kopplung der kohlenstoffabscheidung aus einem kraftwerk mit halbautomatischen offenen laufsteichen für die mikroalgenzucht

Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation

In den Vereinigten Staaten stammen 35% der gesamten Kohlendioxidemissionen (CO2) aus der Elektrizitätswirtschaft, von denen 30% die Stromerzeugung aus Erdgas ausmachen. Mikroalgen können CO2 10 bis 15 Mal schneller biofixieren als Pflanzen und Algenbiomasse in interessante Produkte wie Biokraftstoffe umwandeln. Daher stellt diese Studie ein Protokoll vor, das die potenziellen Synergien der Mikroalgenkultivierung mit einem Erdgaskraftwerk im Südwesten der Vereinigten Staaten in einem heißen, semi-ariden Klima aufzeigt. Modernste Technologien werden eingesetzt, um die Kohlenstoffabscheidung und -verwertung über die Grünalgenart Chlorella sorokiniana zu verbessern, die zu Biokraftstoff weiterverarbeitet werden kann. Wir beschreiben ein Protokoll mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich und diskutieren die Ergebnisse seiner Leistung, als es im Tucson Electric Power Plant in Tucson, Arizona, getestet wurde. Rauchgas wurde als Hauptkohlenstoffquelle zur Kontrolle des pH-Wertes verwendet, und Chlorella sorokiniana wurde kultiviert. Ein optimiertes Medium wurde verwendet, um die Algen zu züchten. Die Menge an CO2, die dem System als Funktion der Zeit hinzugefügt wurde, wurde genau überwacht. Darüber hinaus wurden andere physikalisch-chemische Faktoren überwacht, die die Algenwachstumsrate, die Biomasseproduktivität und die Kohlenstofffixierung beeinflussen, einschließlich optischer Dichte, gelöster Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperaturen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass eine Mikroalgenausbeute von bis zu 0,385 g/L aschefreiem Trockengewicht mit einem Lipidgehalt von 24% erreichbar ist. Durch die Nutzung synergetischer Möglichkeiten zwischen CO2 -Emittenten und Algenzüchtern können die Ressourcen bereitgestellt werden, die erforderlich sind, um die Kohlenstoffabscheidung zu erhöhen und gleichzeitig die nachhaltige Produktion von Algenbiokraftstoffen und Bioprodukten zu unterstützen.

Frühere experimentelle Ergebnisse aus unserem Labor deuten darauf hin, dass die Kultivierung von Mikroalgen mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich mit Kohlenstoffabscheidungsprozessen gekoppelt werden kann. Um die Synergie zwischen diesen beiden Prozessen besser zu verstehen (Abbildung 2), haben wir ein Protokoll entwickelt und es auf die Kultivierung der Grünalgenart Chlorella sorokiniana unter Außenbedingungen in einem heißen semiariden Klima zugeschnitten. Erdgas-Rauchgas...

Es wird ein Protokoll beschrieben, um das Kohlendioxid im Rauchgas von Erdgaskraftwerken zu nutzen, um Mikroalgen in offenen Laufsteichen zu kultivieren. Die Rauchgasinjektion wird mit einem pH-Sensor gesteuert, und das Wachstum von Mikroalgen wird mit Echtzeitmessungen der optischen Dichte überwacht.

Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus einem Kraftwerk mit halbautomatischen offenen Laufsteichen für die Mikroalgenzucht

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas ...

Dieses halbautomatische Laufbahn-Kultivierungssystem, das von einem pH-Sensor gesteuert wird, kann Rauchgas direkt aus Energiesparplänen für die Mikroalgenkultivierung auffangen und das Wachstum von Mikroalgen mit Echtzeitmessungen überwachen. Das Reaktorsystem ermöglicht die direkte Abscheidung und Nutzung von Kohlenstoff aus industriellem Rauchgas zur Züchtung von Mikroalgen in halbautomatischen Teiche vor Ort. Das System kann zur Kultivierung alternativer Algenarten und zur Abscheidung von Kohlenstoff aus jedem Kraftwerk eingesetzt werden.Um einen offenen Treibgangteich einzurichten, schließen Sie einen 0,95 Zentimeter langen Kraftstoffschlauch an, um das Rauchgas während des Nachverbrennungsprozesses aufzufangen, einige Meter bevor das Rauchgas in den Schornstein gelangt, um in die Atmosphäre abgeleitet zu werden. Platzieren Sie einen 20-Liter-Wasserfall und einen ca. 12 Meter langen Kondensator zwischen dem Schornstein und dem Kompressor, um Wasser aus dem Rauchgas zu entfernen. Um das Algenwachstum zu überwachen, schließen Sie einen optischen Echtzeit-Dichtesensor, der die Extinktion bei 650 und 750 Nanometern misst, einen Sensor für gelösten Sauerstoff, Luft- und Teichthermoelemente, einen pH-Sensor und einen elektrischen Leitfähigkeitssensor an einen Datenlogger an.Um ein pH-Regelsystem einzurichten, schließen Sie ein Kompressor- und Regelventilsystem an das Datenloggerprogramm an, um die Rauchgasinjektion zu verwalten, und leiten Sie das Rauchgas mit einem Schlauch vom Regelventil durch einen Steindiffusor auf den Boden des Trasseichs, dann stellen Sie das System so ein, dass Rauchgas eingespritzt wird, wenn der pH-Wert größer als 8,05 ist, und dass die Rauchgasinjektion gestoppt wird, wenn der pH-Wert weniger als acht beträgt. Um ein Algenkultursystem einzurichten, stellen Sie den Kulturraum in einem 12-stündigen Licht- und 12-Stunden-Dunkelzyklus auf 25 Grad Celsius ein und verwenden Sie deionisierte Wassersalze sowie Makro- und Mikronährstoffe, um das BG-11-Kulturmedium herzustellen. Verwenden Sie eine sterile Schlaufe, um eine einzelne Algenkolonie aus der Kulturplatte auszuwählen und die Algen in ein 50-Milliliter-Röhrchen mit sterilem Wachstumsmedium in einer sauberen Biosicherheitswerkbank zu impfen.Züchten Sie die kleine Flüssigkultur auf einem Schütteltisch bei 120 Umdrehungen pro Minute für eine Woche. Am Ende der Inkubation wird das gesamte Volumen der Algenkultur in 500 Milliliter Flüssigkultur in einen Ein-Liter-Kolben überführt und der Kolben mit einem Gummistopfen verschlossen, der mit einem Edelstahlschlauch versehen ist, um die Belüftung zu gewährleisten. Filtern Sie die Luft mit 0,20-Mikron-Luftsterilisationsfiltern und lassen Sie die Kultur weitere ein bis zwei Wochen wachsen, indem Sie ein Spektralphotometer verwenden, um die Zelldichte täglich zu überwachen.Am Ende der Kulturperiode werden 500 Milliliter der Flüssigalgenkultur zu acht Litern unsterilem Nährmedium in einer 10-Liter-Ballonflasche gegeben und ein Gemisch aus 5 % Kohlendioxid und 95 % Luft in die Ballonflasche injiziert. Überwachen Sie die Stammplatte und die Flüssigkulturen einmal pro Woche unter einem Lichtmikroskop bei 10- und 40-facher Vergrößerung, um das Wachstum des interessierenden Stammes sicherzustellen. Um einen offenen Teiche im Freien mit Algen zu impfen, reinigen Sie den Reaktor zunächst über Nacht gründlich mit 30 % Bleichmittel.Spülen Sie den Reaktor am nächsten Morgen aus, bis das gesamte Bleiche entfernt wurde, und kalibrieren Sie alle Sensoren gemäß den entsprechenden Kalibrierverfahren. Füllen Sie den Teiche zu 80 % mit Wasser, um das konzentrierte Medium zu verdünnen, und impfen Sie den Teich mit der 10-Liter-Ballonflasche Algenkultur. Bringen Sie den Teich auf sein endgültiges Volumen und beschatten Sie den Teiche dann etwa drei Tage lang teilweise mit Holzpaletten als Anpassungsstrategie, um eine Photohemmung zu vermeiden und den Mikroalgen zu ermöglichen, sich an das Kultursystem zu gewöhnen.Um ein Chargenwachstumsexperiment durchzuführen, inspizieren und protokollieren Sie alle täglichen Schwankungen, einschließlich Wasserverdunstung, Schaufelradmotor und Sensorfunktionalität oder alles andere, was ungewöhnlich ist. Entleeren und inspizieren Sie den Kompressor und den Wasserfall täglich, um überschüssiges Wasser zu entfernen und die Rauchgaskorrosion zu minimieren. Konfigurieren Sie den Datenlogger so, dass er jede Sensormessung alle 10 Sekunden scannt und alle 10 Minuten die durchschnittlichen Sensor-, Luft- und Reaktortemperaturdaten speichert.Stellen Sie sicher, dass der Wasserstand auf dem endgültigen Volumen des Reaktors konstant bleibt, um eine Beeinträchtigung der optischen Dichtemessung zu vermeiden. Nachdem Sie das Wasser im Reaktor aufgefüllt haben, entnehmen Sie eine Algenbiomasseprobe mit einer 250-Milliliter-Flasche. Messen Sie die optische Dichte im Spektralphotometer.Kontrollieren Sie dreimal pro Woche die Qualität der Algenkultur durch Lichtmikroskopie. Wenn eine Kultur kurz vor dem Erreichen der stationären Phase steht, ernten Sie 75 % des gesamten Algenkulturvolumens und verwenden Sie zwei bis fünf Liter der Kultursuspension, um eine Analyse der Biomasseproduktivität im Labor durchzuführen, und verarbeiten Sie dann den Rest der Algen und wandeln Sie ihn in die gewünschten Algenprodukte um. Hier kann ein Vergleich zwischen dem Sensor und Labormessungen beobachtet werden.Beide Zuchten zeigen ähnliche Trends, wobei die Daten in Abhängigkeit von der Zeit zunehmen. Die optischen Dichtewerte nehmen tagsüber zu, nehmen aber nachts während der Atmung ab, was auf eine Änderung der Biomasseproduktivität hinweist, so dass die Integration eines optischen Echtzeit-Dichtesensors es ermöglicht, effektive Managemententscheidungen über das gesamte Algenproduktionssystem zu treffen. Bei dieser Analyse wurde Rauchgas ab ca. 8:00 Uhr morgens injiziert.bis 18:00 Uhr, wurde aber zwischen 18:00 und 8:00 Uhr nicht injiziert.Dieser Tag-Nacht-Zyklus spiegelt die Sonneneinstrahlung bei Tageslicht und den Lichtmangel während der Nacht und damit die Aktivierung der Photosynthese bzw. der Photorespiration wider. Wie in dieser Abbildung dargestellt, wird mit zunehmender Algenwachstumsrate mehr Rauchgas benötigt, was bestätigt, dass das Ein/Aus-Rauchgasimpulsinjektionssystem die Kohlenstoffabscheidung und -nutzung durch die Kultivierung von Mikroalgen wirksam erleichtert. Auch andere physikalisch-chemische Parameter können herangezogen werden, um eine Korrelation zwischen den Parametern und dem Algenwachstum und der Algenproduktivität herzustellen.Es ist wichtig, sicherzustellen, dass das pH-System richtig eingerichtet ist und dass alle Sensoren kalibriert sind, bevor die Teiche mit Mikroalgen beimpft werden. Andere Methoden, die mit dem Trasseteich bei der Produktion von Mikroalgenbiomasse durchgeführt werden können, sind die Extraktion von Lipiden, Kohlenhydraten oder Pigmenten, aschefreie Trockengewichtsmessungen und die Überwachung der PCR-Qualität.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Rauchgas von Kraftwerken ist eine billige CO 2-Quelle für das Algenwachstum. Wir haben Prototyp "Rauchgas auf Algenanbau" gebaut Systeme und beschrieben, wie Scale-up der Algenkultivierungsprozess. Wir haben die Verwendung einer Massentransfer Bio-Reaktionsmodell, um das Wachstum von Chlorella sp simulieren und Design der optimalen Betrieb des Rauchgases gezeigt. in Algenphotobioreaktoren.

Optimieren Rauchgas Einstellungen, um Mikroalgen in Photobioreaktoren Wachstum über Computer-Simulationen fördern

Die Integration der Mikroalgenkultivierung mit industriellem Rauchgas wird letztendlich Schwermetalle und andere anorganische Verbindungen in das Wachstumsmedium einbringen. In dieser Studie wird ein Verfahren vorgestellt, mit dem das Endschicksal und die Auswirkungen von Schwermetallen und anorganischen Kontaminanten auf das Wachstum von Nannochloropsis salina bestimmt werden können, die in Photobioreaktoren gezüchtet werden.

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Eine experimentelle Methodik vorgestellt, die Leistung von kleinen (100 L) und große (1.000 L) -Skala Reaktoren zur Algen Sanierung von Deponieabwasser entwickelt zu vergleichen. System Merkmale, einschließlich der Oberfläche zu Volumen Verhältnis, Retentionszeit, Biomassendichte und Abwasserzulaufkonzentrationen können je nach Anwendung angepasst werden.

Vergleich von Scale in einer Photosynthetic Reaktorsystem für Algal Sanierung von Abwasser

Dieses Papier beschreibt den Montageprozess und den Betrieb eines fotosynthetischen Bioreaktors auf der Bank, der in Verbindung mit anderen Methoden verwendet werden kann, um relevante kinetische Wachstumsparameter zu schätzen. Dieses System überwacht kontinuierlich den pH-Wert, das Licht und die Temperatur mit Sensoren, einer Datenerfassungs- und Steuereinheit und einer Open-Source-Datenerfassungssoftware.

Aufbau und Aufbau eines handelsüblichen Algen-Photosynthese-Bioreaktors mit Temperatur-, Licht- und pH-Monitoring für kinetische Wachstumstests

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Labormaßstab Blase Spalte Photobioreaktoren zu konstruieren und zu Kultur Mikroalgen zu verwenden. Es bietet auch eine Methode zur Bestimmung der Wachstumsrate Kultur und neutrale Lipidgehalt.

Anbau von grünen Mikroalgen in Bubble Spalte Photobioreaktoren und ein Test für neutrale Lipide

Die axtische Kultivierung auf Der Bench-Skala erleichtert die Mikroalgencharakterisierung und Produktivitätsoptimierung vor dem anschließenden Prozessskalieren. Photobioreaktoren bieten die notwendige Kontrolle für zuverlässige und reproduzierbare Mikroalgenexperimente und können angepasst werden, um Mikroalgen mit den korrosiven Gasen(CO2, SO2, NO2) aus kommunalen oder industriellen Verbrennungsemissionen sicher zu kultivieren.

Mikroalgen-Anbau und Biomasse-Quantifizierung in einem Bench-Scale Photobioreaktor mit ätzenden Rauchgasen

Diese Veröffentlichung beschreibt das Design von Labor-Photobioreaktoren (PBRs) mit anpassbaren Lichtregimen. Das Wachstum von Cyanobakterien oder Mikroalgen, die Bicarbonat als Kohlenstoffquelle verwenden, wird kontinuierlich überwacht, indem die volumetrische Sauerstoffproduktion gemessen wird. Diese PBRs ermöglichen schnelle, replizierte Laborwachstumsvergleiche mit wenig Benutzereingriffen während der Experimente.

Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen

Luftverschmutzung wirkt sich auf die Lebensqualität aller Organismen aus. Hier beschreiben wir den Einsatz der Mikroalgen-Biotechnologie zur Aufbereitung von Biogas (gleichzeitige Entfernung von Kohlendioxid und Schwefelwasserstoff) und die Produktion von Biomethan durch semi-industrielle offene Hochraten-Algenteiche und die anschließende Analyse der Aufbereitungseffizienz, des pH-Werts, des gelösten Sauerstoffs und des Mikroalgenwachstums.

Biogasreinigung durch den Einsatz eines Mikroalgen-Bakterien-Systems in semi-industriellen Hochstrom-Algenteichen

Wir haben eine Methodik für die Durchführung Kreuze in Setaria viridis (S. viridis) entwickelt. Das Verfahren beinhaltet das Beschneiden der Rispe vor einer Heißwasserbehandlung, um lebensfähige Pollen zu töten. Kreuze werden nach einem gut kontrollierten Wachstum Regime durchgeführt und in der Regel bei der Gewinnung von 1 bis 7 Quer bestäubt-Saatgut / s pro Rispe führen.

Verfahren für Kreuze in<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Ein New Model System für die Gräser

Ein Verfahren zur Bestimmung der Fettsäuregehalt und der Zusammensetzung in Mikroalgen anhand von mechanischen Zellaufschluss, Lösungsmittelbasis Lipidextraktion, Umesterung und die Quantifizierung und Identifizierung der Fettsäuren mittels Gaschromatographie beschrieben. Ein tripentadecanoin interner Standard verwendet wird, um für die möglichen Verluste bei der Extraktion und unvollständiger Umesterung kompensieren.

Die Analyse der Fettsäuregehalt und Zusammensetzung in Mikroalgen

Erfahren Sie die halbautomatische Mikroalgenzucht mit Kohlenstoffabscheidung aus Kraftwerksabgasen mittels pH-gesteuerter Flue-Gas-Injektion und Echtzeit-Überwachung. Diese Methode ermöglicht nachhaltige Biomasseproduktion.

Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus einem Kraftwerk mit halbautomatischen offenen Laufsteichen für die Mikroalgenzucht

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