Name: Ein vom Patienten abgeleitetes Xenograft-Modell für Venöse Fehlbildungen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie ein murines Xenograft-Modell für venöse Fehlbildungen mit patientenabgeleiteten Endothelzellen erstellen. Diese Methode ermöglicht präklinische Therapietests und tägliches Monitoring.

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Die Autoren danken Nora Lakes für das Korrekturlesen. Die in diesem Manuskript berichteten Forschungsergebnisse wurden vom National Heart, Lung, and Blood Institute unter der Award-Nummer R01 HL117952 (E.B.), einem Teil der National Institutes of Health, unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health dar.

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</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Hier beschreiben wir eine Methode zum Generieren eines vom Patienten abgeleiteten Xenograft-Modells von VM. Dieses murine Modell stellt ein ausgezeichnetes System dar, das es Forschern ermöglicht, ein tieferes Verständnis der pathologischen Lumenvergrößerung zu gewinnen, und wird bei der Entwicklung wirksamerer und zielgerichteterer Therapien für die Behandlung von VM eine wichtige Rolle spielen. Dies kann leicht angepasst werden, um andere Arten von vaskulären Anomalien wie kapillare lymphatische venöse Fehlbildung<sup ...

Defekte in der Entwicklung der Vaskulatur sind die zugrunde liegende Ursache für viele Krankheiten, einschließlich venöser Fehlbildung (VM). VM ist eine angeborene Krankheit, die durch abnormale Morphogenese und Ausdehnung derVenen1 gekennzeichnet ist. Wichtige Studien an VM-Gewebe und Endothelzellen (EC) haben Funktionsverstärkungsmutationen in zwei Genen identifiziert: TEK, das den Tyrosinkinase-Rezeptor TIE2 kodiert, und PIK3CA, das die isoform p110(katalytische Subunit) der PI3-Kinase (PI3K)2,3,4,5kodiert. Diese somatischen Mutationen führen zu einer ligaandunabhängigen Hyperaktivierung wichtiger angiogener/wachstumssignaler Wege, einschließlich PI3K/AKT, was zu erweiterten ektatischen Venenführt 3. Trotz dieser wichtigen genetischen Entdeckungen sind die nachfolgenden zellulären und molekularen Mechanismen, die eine abnormale Angiogenese auslösen, und die Bildung vergrößerter Gefäßkanäle noch immer nicht vollständig verstanden.
Während der normalen und pathologischen Angiogenese sprießen neue Gefäße aus einem bereits bestehenden Gefäßnetz und EC durchlaufen eine Abfolge wichtiger zellulärer Prozesse, einschließlich Proliferation, Migration, extrazelluläre Matrix (ECM) Remodellierung und Lumenbildung6. Zwei- und dreidimensionale (2D/3D) In-vitro-Kulturen der EG sind wichtige Werkzeuge, um jede dieser zellulären Eigenschaften einzeln zu untersuchen. Dennoch besteht die klare Forderung nach einem Mausmodell, das die pathologische Gefäßvergrößerung innerhalb der Wirtsmikroumgebung rekapituliert und gleichzeitig eine effiziente Plattform für die präklinische Bewertung gezielter Medikamente für die translationale Forschung bietet.
Bis heute wurde kein transgenes murines VM-Modell im Zusammenhang mit TIE2-Funktionsverstärkungsmutationen berichtet. Aktuelle transgene VM-Mausmodelle basieren auf der allgegenwärtigen oder gewebebeschränkten Expression der aktivierenden Mutation PIK3CA p.H1047R3,5. Diese transgenen Tiere geben signifikante Einblicke in die ganzkörper- oder gewebespezifischen Wirkungen dieser Hotspot-PIK3CA-Mutation. Die Einschränkung dieser Modelle ist die Bildung eines hochpathologischen Gefäßnetzes, das zu einer frühen Letalität führt. Daher spiegeln diese Mausmodelle das sporadische Auftreten von Mutationsereignissen und die lokalisierte Natur der VM-Pathologie nicht vollständig wider.
Im Gegenteil, patientenabgeleitete Xenograft-Modelle basieren auf der Transplantation oder Injektion von pathologischem Gewebe oder Zellen, die von Patienten in immundefizienten Mäusen abgeleitet wurden7. Xenograft-Modelle sind ein leistungsfähiges Werkzeug, um das Wissen über die Krankheitsentwicklung und die Entdeckung neuer therapeutischer Wirkstoffe zu erweitern8. Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung von Patienten-abgeleiteten Zellen Wissenschaftlern, die Heterogenität der Mutation zu rekapitulieren, um das Spektrum der Phänotypen von Patienten zu untersuchen.
Hier beschreiben wir ein Protokoll, in dem patientenabgeleitete VM EC, die eine mutierte konstitutiv-aktive Form von TIE2 und/oder PIK3CA ausdrücken, subkutan in den Rücken athymischer Nacktmäuse injiziert werden. Injizierte Gefäßzellen werden in einem ECM-Rahmen suspendiert, um die Angiogenese zu fördern, wie in früheren vaskulären Xenograft-Modellen9,10,11beschrieben. Diese VM EC durchlaufen eine signifikante Morphogenese und erzeugen vergrößerte, durchfundierte pathologische Gefäße, wenn keine unterstützenden Zellen zur Unterstützung von Zellen zur Welt kommen. Das beschriebene Xenograft-Modell von VM bietet eine effiziente Plattform für die präklinische Bewertung gezielter Medikamente für ihre Fähigkeit, die unkontrollierte Lumenexpansion zu hemmen.

<table><tbody><tr><td>Athyme Nacktmäuse, (Foxn1-nu); 5-6 Wochen, Männchen</td><td>Envigo</td><td>069(nu)/070(nu/+)</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>Biotinyliertes Ulex europeaus Agglutinin-I (UEA-I)</td><td>Vector Laboratories</td><td>B-1065</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>Flaschenaufsatzfilter (500 ml; 0,2 & Mikro; M)</td><td>Thermo Fisher</td><td>974106</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin (BSA)</td><td>BSA</td><td>A7906-50MG</td><td>Zellkultur; Histologische Analyse</td></tr><tr><td>Calciumclorid-Dihydrat (CaCl2.2H2O)</td><td>Sigma</td><td>C7902-500G</td><td></td></tr><tr><td>Messschieber Messschieber</td><td>Elektronenmikroskopie Wissenschaften</td><td>50996491</td><td>Messung des Läsionspfropfens</td></tr><tr><td>CD31-konjugierte magnetische Kügelchen (Dynabeads)</td><td>Life Technologies</td><td>11155D</td><td>EC-Trennung</td></tr><tr><td>Zellsieb (100 &mu; M)</td><td>Greiner</td><td>542000</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Kollagenase A</td><td>Roche</td><td>10103578001</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Konisches Röhrchen; Polypropylen (15 mL)</td><td>Greiner</td><td>07 000 241</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Konisches Röhrchen; Polypropylen (50 mL)</td><td>Greiner</td><td>07 000 239</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Coplin Färbeglas</td><td>Ted Pella</td><td>21029</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Deckglas (50 X 22 mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>12545E</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>DAB: 3,3'Diaminobenzidin Reagenz (ImmPACT DAB)</td><td>Vector Laboratories</td><td>SK-4105</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>Dulbecco's Modification of Eagle's Medium (DMEM)</td><td>Corning</td><td>10-027-CV</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>DynaMag-2</td><td>Life Technologies</td><td>12321D</td><td>EC-Trennung</td></tr><tr><td>Ohrlocher</td><td>VWR</td><td>10806-286</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>EDTA (0,5 M, pH 8,0)</td><td>Life Technologies</td><td>15575-020</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>Endothelial Cell Growth Medium-2 (EGM2) Bulletkit (Basalmedium und Nahrungsergänzungsmittel)</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Eosin Y (auf Alkoholbasis)</td><td>Thermo Scientific</td><td>71211</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Labs</td><td>2716</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Fetales Kälberserum (FBS) , HyClone</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30910.03</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Filterspitze 1.250 &mu; L</td><td>MidSci</td><td>AV1250-H</td><td>Mehrere Stufen</td></tr><tr><td>Filterspitze 20 &mu; L</td><td>VWR</td><td>10017-064</td><td>Mehrere Stufen</td></tr><tr><td>Filterspitze 200 &mu; L</td><td>VWR</td><td>10017-068</td><td>Mehrstufige</td></tr><tr><td>Formalin-gepufferte Lösung (10%)</td><td>Sigma</td><td>F04586</td> Hämazytometer <td>zur Dissektion von Läsionspfropfen</td></tr><tr><td>(INCYTO; </td><td>SKC FILMS</td><td>DHCN015</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Hämatoxylin-Vektor</td><td>Hämatoxylin</td><td>H-3401</td><td>Histologische Analysen</td></tr><tr><td>Fibronektin-gereinigtes Protein im menschlichen Plasma (1 mg/ml)</td><td>Sigma</td><td>FC010-10MG</td><td></td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxidlösung in der Zellkultur (30 % w/w)</td><td>Sigma</td><td>H1009</td><td>Histologische Analyse</td></tr><tr><td>ImageJ Software</td><td></td><td></td><td>Analyse</td></tr><tr><td>Isofluran, USP</td><td>Akorn Animal Health</td><td>59399-106-01</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat-Heptahydrat (MgSO4.7H2O)</td><td>Sigma</td><td>M1880-500G</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Basalmembran-Matrix (Phenolrot-frei; </td><td>Corning</td><td>356237</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen (1,5 mL)</td><td>VWR</td><td>87003-294</td><td>EC Trennung</td></tr><tr><td>Objektträger Superfrost (75 mm x 25 mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>1255015-CS</td><td>Nadeln für histologische Analysen</td></tr><tr><td>, 26 G x 5/8 Zoll Sub-Q sterile Nadeln</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>BD305115</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>Normal Pferdeserum</td><td>Vector Laboratories</td><td>S-2000</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin-L-Glutamin (100X)</td><td>Corning</td><td>30-009-CI</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Permanentes Einbettmedium (VectaMount)</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-5000</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Stößel Größe C, Plain</td><td>Thomas Scientific</td><td>3431F55</td><td>EC Isolierung</td></tr><tr><td>Phosphat gepuffert Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP3994</td><td>Zellkulturwaage</td></tr><tr><td></td><td>VWR</td><td>65500-202</td> Serologische <td>Pipetten zur subkutanen Injektion</td></tr><tr><td>(10 ml)</td><td>VWR</td><td>89130-898</td><td></td></tr><tr><td>Serologische Pipetten für Zellkulturen (5 ml)</td><td>VWR</td><td>89130-896</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Natriumcarbonat (Na2CO3)</td><td>Sigma</td><td>223530</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Streptavidin, Meerrettichperoxidase, Konzentrat, für IHC</td><td>Vector Laboratories</td><td>SA-5004</td><td>Zellkulturspritze</td></tr><tr><td>(60ml)</td><td>BD Biosciences</td><td>309653</td><td>Celkultur</td></tr><tr><td>SPRITZENFILTER (0,2 &Mikro; M)</td><td>Corning</td><td>431219</td><td>Zellkulturspritzen</td></tr><tr><td>(1 mL mit Luer-Lock)</td><td>Becton Dickinson (BD)</td><td>BD-309628</td><td>Subkutane Injektion</td></tr><tr><td>Mit Gewebekulturen behandelte Platte (100 X 20 mm)</td><td>Greiner</td><td>664160</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Mit Gewebekulturen behandelte Platte (145X20 mm)</td><td>Greiner</td><td>639160</td><td>Zellkultur</td></tr> Mit <tr><td>Gewebekulturen behandelte Platten (60 X 15) mm</td><td>Eppendorf</td><td>30701119</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Tris-Base (Trizma-Base)</td><td>Sigma</td><td>T6066</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Trypan Blue Lösung (0,4 %)</td><td>Life Technologies</td><td>15250061</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Trypsin EDTA, 1X (0,05% Trypsin/0,53mM EDTA)</td><td>Corning</td><td>25-052-Cl</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Biorad</td><td>170-6531</td><td>Histologische Anlaysis</td></tr><tr><td>Wheaton Flasche</td><td>VWR</td><td>16159-798</td><td>Zellkultur</td></tr><tr><td>Xylole</td><td>Fisher Scientific</td><td>X3P-1GAL</td><td>Histologische Analyse</td></tr></tbody></table>

ein vom patienten abgeleitetes xenograft-modell für venöse fehlbildungen

A Patient-Derived Xenograft Model for Venous Malformation

Venöse Fehlbildung (VM) ist eine vaskuläre Anomalie, die durch eine beeinträchtigte Entwicklung des venösen Netzwerks entsteht, was zu erweiterten und oft dysfunktionalen Venen führt. Der Zweck dieses Artikels ist es, sorgfältig die Etablierung eines murinen Xenograft-Modells zu beschreiben, das menschliche VM imitiert und in der Lage ist, die Heterogenität der Patienten widerzuspiegeln. Hyperaktivierende nicht vererbte (somatische) TEK (TIE2) und PIK3CA-Mutationen in Endothelzellen (EC) wurden als Haupttreiber der pathologischen Gefäßvergrößerung in DER VM identifiziert. Das folgende Protokoll beschreibt die Isolierung, Reinigung und Erweiterung von patientenabgeleiteten EC-Exzessen mutierten TIE2 und/oder PIK3CA. Diese EC werden subkutan in den Rücken immundefizien athymischer Mäuse injiziert, um ektetische Gefäßkanäle zu erzeugen. Mit TIE2 oder PIK3CA-mutiertem EC erzeugte Läsionen werden innerhalb von 7-u20129 Tagen nach der Injektion sichtbar vaskularisiert und rekapitulieren histopathologische Merkmale des VM-Patientengewebes. Dieses VM-Xenograft-Modell bietet eine zuverlässige Plattform, um die zellulären und molekularen Mechanismen zu untersuchen, die die VM-Bildung und -Erweiterung vorantreiben. Darüber hinaus wird dieses Modell für translationale Studien, die die Wirksamkeit neuartiger Wirkstoffkandidaten testen, bei der Verhinderung der abnormalen Gefäßvergrößerung bei menschlichen VMs von entscheidender Bedeutung sein.

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Erzeugung eines murinen Xenograft-Modells von VM basierend auf der subkutanen Injektion von Patienten-abgeleiteten EC in den Rücken von immundefizienten Nacktmäusen. Endothelzellkolonien können innerhalb von 4 Wochen nach anfänglicher Zellisolierung aus VM-Gewebe oder Lesionalblut geerntet werden (Abbildung 1A,B). Am Tag nach der Injektion bedeckt der Xenograft-Läsionsstopfen eine Fläche von ca. 80-u2012100 mm2. In unseren Händen werden Läsionsstecke...

Wir präsentieren ein detailliertes Protokoll, um ein murines Xenograft-Modell der venösen Fehlbildung zu erzeugen. Dieses Modell basiert auf der subkutanen Injektion von vom Patienten abgeleiteten Endothelzellen, die hyperaktivierende TIE2- und/oder PIK3CA-Genmutationen enthalten. Xenograft-Läsionen rekapitulieren die histopathologischen Merkmale des VM-Patientengewebes.

Ein vom Patienten abgeleitetes Xenograft-Modell für Venöse Fehlbildungen

Venous malformation (VM) is a vascular anomaly that arises from impaired development of the venous network resulting in dilated and often dysfunctional ...

Dieses Protokoll kann verwendet werden, um patientenabgeleitete Xenografts zu erstellen, die die Histopathologie venöser Fehlbildungen rekapitulieren. Dies wurde weiterhin erlaubt, unsere präklinischen therapeutischen Tests durchzuführen. Diese Technik bietet ein schnelles und zuverlässiges NVivo-System, das eine tägliche Überwachung des Wachstums der direkten Endothelzellen des Patienten und die Reaktion auf die experimentelle Therapie ermöglicht.Diese Methode könnte leicht angepasst werden, um andere Arten von vaskulären oder lymphatischen Anomalien zu untersuchen. Beginnen Sie mit der Vorbereitung der Zellsuspension für die Injektion. Trypsinisieren Sie die Endothelzellen mit fünf Millilitern vorgewärmt0000 bei 37 Grad Celsius für zwei Minuten.Neutralisieren Sie die Tripsin und durch Zugabe von fünf Milliliter EGM und sammeln Sie die Zellen in 150 Milliliter konische Röhre. Zentrifugieren Sie es auf 400 mal G für fünf Minuten, dann aspirieren Sie den Überstand und suspendieren Sie die Zellen in drei Milliliter EGM. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.Wagen Sie das Volumen mit der gewünschten Zellzahl in ein neues 50 Milliliter konisches Rohr und pellet die Zellen durch Zentrifugation wieder. Aspirieren Sie den Überstand und lassen Sie ein kleines Volumen zurück, um das Zellpellet zu lösen. Setzen Sie das Zellpellet mit 220 Mikroliter BMEM pro Injektion wieder auf.Mischen Sie die Zellsuspension gründlich auf Eis und stellen Sie sicher, dass Blasen vermieden werden. Die BMEM-Zellkultur in eine ein Milliliter Spritze mischen, indem Sie den Kolben ziehen. Sie verriegeln eine 26 Gauge sterile Nadel an der Spritze und halten die vorbereiteten Spritzen vor der Injektion flach auf Eis.Nachdem Sie sichergestellt haben, dass die Maus richtig anästhesisiert hat, legen Sie sie auf ihren Magen und desinfizieren Sie den Injektionsbereich mit 70% Ethanol. Rollen Sie die vorbereitete Spritze vorsichtig, um alle abgesetzten Zellen wieder auszusetzen. Flake Blasen bis zum Ende der Spritze und vertreiben ein kleines Volumen der Zellsuspension.Kneifen Sie die Haut an der Injektionsstelle, um eine Zelt-ähnliche Struktur zu schaffen. Dann setzen Sie die Nadel direkt unter die Haut und stellen Sie sicher, dass die Nadel nur Haut tief ist, indem Sie Pinch Haut, um Injektion in Muskelgewebe zu verhindern. Halten Sie die Nadel kontinuierlich sorgfältig injizieren 200 Mikroliter der Zellsuspension, um eine kleine kugelförmige Masse zu schaffen.Achten Sie darauf, die Zellsuspension nicht in den Muskel zu injizieren. Messen Sie die Länge und Breite jedes Steckers mit einem Bremssattel. Richten Sie die sezierten Xenograft-Stecker auf einem Schneidebrett neben einem Lineal aus und zeichnen Sie ein Bild aus, um die grobe Vaskularität der Läsionen aufzuzeichnen.Dann befestigen Sie die Stecker, indem Sie sie in 10%formalin über Nacht bei Raumtemperatur. Nach der Zerlegung werden die Läsionsstopfen für die histologische Analyse verarbeitet und für UEA-1 gebeizt, um menschliche abgeleitete Endothelzellen innerhalb des Steckers zu erkennen. Nehmen Sie fünf HPF-Bilder pro Läsionsabschnitt mit einem hellen Feldmikroskop bei einer Vergrößerung von 20 X in einem X-Ebenenmuster innerhalb des Läsionsabschnitts auf, um Überlappungen zu vermeiden.Stellen Sie sicher, dass Sie eine Maßstabsleiste auf den aufgenommenen Bildern enthalten. Öffnen Sie die HPF-Bilder im Bild J.To die Pixel der Maßstabsleiste kalibrieren, verwenden Sie das gerade Linienwerkzeug und gehen Sie über die Maßstabsleiste. Konvertieren Sie dann die gemessenen Pixel in Millimeter, indem Sie auf Analysieren und Skalieren festlegen klicken.Klicken Sie dann auf Messen Sie Messungen analysieren und wählen Sie den Bereich aus und fügen Sie sie zur Überlagerung hinzu. Messen Sie die gesamte Feldfläche des HPF mithilfe von Analyse und Messung, indem Sie diese Messung für die Quantifizierung speichern. Mit dem Werkzeug zur Freien Handauswahl skizzieren Sie den UEA-1-positiven Gefäßkanal manuell.Klicken Sie auf Analysieren und Messen, um den umrissenen Bereich zu quantifizieren. Messen Sie alle Gefäßkanäle innerhalb des HPF. Wiederholen Sie den Vorgang für die fünf HPF, die in jedem Abschnitt aufgenommen wurden, und übertragen Sie die Werte zur weiteren Analyse nach Excel.Berechnen Sie dann den Prozentsatz der Gefäßfläche und Gefäßdichte nach Manuskriptrichtungen. Mit diesem Protokoll werden die Läsionsstopfen mit TIE2 oder PIK3CA hyperaktiven mutierten Endothelzellen sichtbar vaskularisiert und innerhalb von sieben bis neun Tagen nach der Injektion durchsetzt. Die Läsionsstecker ähneln den histopathologischen Merkmalen des menschlichen VM-Gewebes und große Gefäßkanäle, die durch eine dünne Schicht von Endothelzellen ausgerichtet sind, sind sichtbar.Diese Gefäßstrukturen enthalten typischerweise Erythrozyten, die eine funktionelle Anastomose mit der Wirtsmausvaskulatur bestätigen. Immunhistochemische Färbung mit dem menschlichen spezifischen Lektin UEA-1 bestätigt, dass die Zellen, die Gefäßregionen austragen, von menschlichen implantierten Zellen und nicht von Mausvaskulatur abgeleitet werden. Nach diesem Verfahren können zusätzliche Färbung von Läsionsabschnitten für Marker der Proliferation oder Apoptose durchgeführt werden, um spezifische Auswirkungen von experimentellen Behandlungen zu analysieren.Dieses szenografische Modell wurde für präklinische Studien neuer Therapien zur venösen Fehlbildung verwendet, wie z. B. dem mTOR-Hemmer Rapamycin, der in mehreren klinischen Studien für VM-Patienten Wirksamkeit gezeigt hat.

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Research

Forschung

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Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

Vaskularisierung ist der Schlüssel zur erfolgreichen Ansätze in der Gewebezüchtung. Daher werden sichere Technologien erforderlich, um die Entwicklung von Gefäßnetze im Gewebekonstrukte bewerten. Hier präsentieren wir Ihnen eine einfache und kostengünstige Methode zur Visualisierung und Quantifizierung Vaskularisierung in vivo.

Ein Vollhautdefekt Modell zur Vaskularisierung von Biomaterialien Bewerten<em&gt; In Vivo</em

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

Dieses Video zeigt ein Modell zur Untersuchung der Entwicklung von myointimaler Hyperplasie nach venösen Interpositionsoperationen bei Ratten.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Patienten-abgeleitete Xenograft -Modelle (PDX) rekapitulieren die molekularen und biologischen Merkmale des Melanoms robuster und sind prädiktiver für die Therapiereaktion im Vergleich zu herkömmlichen auf Kunststoffgewebekulturen basierenden Assays. Hier beschreiben wir unser Standard-Betriebsprotokoll für die Etablierung neuer PDX-Modelle und die Charakterisierung/Experimentierung bestehender PDX-Modelle.

Ein melanompatientenabgeleitetes Xenograft-Modell

Eine aortocavale Fistel wurde durch Daspunktieren der murinen Infra-Nieren-Aorta durch beide Wände in die untere Vena cava geschaffen und es folgte die Schaffung einer Stenose in ihrem Abfluss durch partielle Ligation der unteren Vena cava. Dieses reproduzierbare Modell kann verwendet werden, um zentrale venöse Stenose zu studieren.

Murine Modell der zentralen venösen Stenose mit Aortocaval Fistel mit einem Abfluss Stenose

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, experimentell venöse Intimhyperplasie zu erzeugen, indem Venen arteriellen Blutdruck für die Entwicklung von Strategien zur Abschwächung venöser Intimhyperplasie nach Revaskularisationsoperationen mit Venentransplantaten ausgesetzt werden.

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

Wir beschreiben ein Xenotransplantat-Mausmodell für Brustkrebs-Hirnmetastasen, die durch Schwanzveneninjektion einer endogen HER2-amplifizierten entzündlichen Brustkrebszelllinie erzeugt werden.

Modellierung der Hirnmetastasierung durch Injektion von entzündlichen Brustkrebszellen in die Schwanzvene

In diesem Protokoll wurde eine neuartige Schweinevenen-Bypass-Transplantation durch einen kleinen Schnitt in der linken Brustwand ohne kardiopulmonalen Bypass durchgeführt. Es wurde eine postoperative pathologische Studie durchgeführt, die eine Verdickung der Intima zeigte.

Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Erfahren Sie, wie Sie ein murines Xenograft-Modell für venöse Fehlbildungen mit patientenabgeleiteten Endothelzellen erstellen. Diese Methode ermöglicht präklinische Therapietests und tägliches Monitoring.

Ein vom Patienten abgeleitetes Xenograft-Modell für Venöse Fehlbildungen

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