Name: Fütterung und Quantifizierung von Tierblut und künstlichen Mahlzeiten in Aedes aegypti Mosquitoes (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-10-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Lernen Sie eine Methode zur Fütterung und Quantifizierung von Blutmahlzeiten bei Aedes aegypti Mücken. Dieses Protokoll ermöglicht präzise Messungen des aufgenommenen Volumens für Vektorbiologie-Forschung.

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Wir danken Nipun Basrur, Adriana K. Rosas Villegas, Nadav Shai und Trevor Sorrells für die Kommentare zu den Manuskripten und Zhongyan Gong und Kyrollos Barsoum für die technische Unterstützung. Wir danken Alex Wild für die Fotos, die in Abbildung 1verwendet werden. Unterstützt wurde K.V. vom Boehringer Ingelheim Fonds PhD Fellowship. V.J. wurde teilweise von NIH T32-MH095246 unterstützt. Diese Arbeit wurde teilweise durch ein Stipendium der Rockefeller University vom Howard Hughes Medical Institute durch das James H. Gilliam Fellowships for Advanced Study Program an V.J. unterstützt. Dieses Material basiert auf Arbeiten, die vom National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program unter Grant No. NSF DGE-1325261 zu V.J. Alle Meinungen, Erkenntnisse und Schlussfolgerungen oder Empfehlungen, die in diesem Material zum Ausdruck kommen, sind die des/der Autoren und spiegeln nicht unbedingt die Ansichten der National Science Foundation wider.

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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Für viele Laboranwendungen bieten künstliche Membran-Feeder deutliche Vorteile im Vergleich zu Live-Hosts, da forschern die Möglichkeit bietet, den Inhalt der Mahlzeit direkt zu manipulieren. Obwohl mehrere Methoden für die künstliche Membranzuführung zur Verfügung stehen, bietet das hier beschriebene Verfahren Vorteile in Den usa, kosten, kostenund durchsatz. Im Vergleich zu anderen kommerziellen Membran-Feedern benötigt der Glytube-Assay ein kleines Mehlvolumen, was ihn zu einem effizienten Abgabemechanismus für kostspielige Reagenzien, einschließlich Medikamente oder Krankheitserreger, macht, indem er das erforderliche Gesamtvolumenvon 7,35minimiert. Da sowohl die proteinfreie, aber auch die künstliche Blutszufuhr die Engorgement fördern, können entweder Verbindungen oder Krankheitserreger als hochdurchsatz- und nicht-invasive Alternative zu Injektionen zu einer Mahlzeit hinzugefügt werden. Darüber hinaus kann jede Komponente des Glytube leicht gewaschen, ersetzt oder skaliert werden, um mehrere Mehlarten ohne Kreuzkontamination des Fütterungsgeräts zu liefern und zu quantifizieren.
Um die von Mücken verbrauchten Mehlmengen zu quantifizieren, ermöglicht die fluoreszenzbasierte Methode eine genauere Quantifizierung der Mehlgröße als das Wiegen der Mücken vor und nach der Fütterung. Es sollte beachtet werden, dass diese Methode ein Endpunkt-Assay ist. Im Gegensatz dazu ermöglicht das Wiegen, die Mücken für weitere Experimente am Leben zu erhalten. Durch die Verwendung eines Plattenlesers kann die fluoreszenzbasierte Methode leicht für die Quantifizierung von Mahlzeiten mit hohem Durchsatz skaliert werden, die von Hunderten von einzelnen Frauen konsumiert werden.
Um hohe Fütterungsraten zu erreichen, muss eine Kombination von ausreichenden Wirtshinweisen vorhanden sein, um das verhalten der weiblichen Wirtssuche zu aktivieren und Weibchen zum Feeder zu locken. Wenn mückenbehaftet unter der Glytube nicht vergedoren, wird die Mahlzeit möglicherweise nicht richtig erwärmt, oder dieCO2-Zustellung reicht möglicherweise nicht aus. Die Zugabe von menschlichem Geruch zur Membranoberfläche erhöht zuverlässig die Attraktivität der künstlichen Membran. Wenn Mücken unter dem Glytube beobachtet werden, aber nicht füttern, kann die Zusammensetzung des Essens schuld sein. Weibchen dürfen sich nicht ernähren, wenn die Mahlzeit selbst nicht warm ist, das Blut zu alt ist oder wenn die Zusatzstoffe zur Mahlzeit an sich aversiv sind oder eine unerwünschte chemische Reaktion verursachen36. Zusätzliche ATP erhöht auch zuverlässig die Fütterungsraten und kann in jeder der bereitgestellten Rezepturen auf eine Endkonzentration von 2 mM skaliert werden. Weibchen dürfen nicht füttern, wenn der Parafilm nicht straff über die Glytube-Kappe gezogen wird; Der Parafilm sollte gleichmäßig transparent sein und nicht einknicken, da dies verhindert, dass das Weibchen den Parafilm mit ihrem Stylet effektiv durchbohren kann. Wenn die Mahlzeit durch das Glytube auf das Netz austritt, kann der Parafilm während des Dehnprozesses gerissen sein und sollte ersetzt werden.
Eine Änderung der Essenszusammensetzung kann es den Forschern auch ermöglichen, die Zeit, die benötigt wird, um die Mahlzeit vom Mittelgut zu befreien, sowie das anschließende Wirtssuchverhalten zu manipulieren. Die hier vorgestellten Mahlzeiten benötigen 24–36 h für die Verdauung7 ähnlich wie tierisches Blut. Nach der Fütterung von einer dieser Mahlzeiten, Weibchen werden Host-Suche während der Verdauung Zeitfenster unterdrücken. Da es der Salinemahlzeit an Protein fehlt, kehren die Weibchen nach dem Essen zur Wirtssuche zurück. Wenn eine schnellere Rückkehr wünschenswert ist, können die Forscher alternative "Schnellclearing" Saline-Mahlzeiten wählen, die in etwa 6 h27ausgeschieden werden. Während die Zusammensetzung der hier vorgestellten Kochsalzlösung auf einen direkten Vergleich der Ergebnisse mit der künstlichen Blutmahlzeit abgestimmt ist, entspricht die "Schnelllicht"-Mahlzeit den physiologischen Salzwerten im Wirbeltierblut.
Die hier beschriebenen Methoden haben Einschränkungen, die vor der Auswahl des Assays berücksichtigt werden sollten, der am besten zu den experimentellen Zielen des Forschers geeignet ist. Die beschriebenen Fluoresceinmessungen erlauben es nicht, Mücken erneut für zusätzliche Experimente zu verwenden. Gewichtsmessungen können jedoch vor der Quantifizierung der Größe der Mahlzeit mit dem Fluorescein-Test durchgeführt werden. Wenn Gewicht und Größe der Mahlzeit in mehreren Versuchen für eine bestimmte Mahlzeit konsistent sind, kann das Gewicht als Proxy in zukünftigen Experimenten verwendet werden. Darüber hinaus unterscheidet dieses Protokoll nicht zwischen Defiziten bei der Wirtssuche und dem Blutfütterungsverhalten; Mücken, die Bei der Suche nach dem Membranzubringer Beeinträchtigungen aufweisen, haben eine Verringerung der Fütterungsraten und/oder der Essensgröße. Durch hinzufügen einer Kamera, um das Verhalten während des gesamten Assays aufzuzeichnen, können die Forscher feststellen, ob die Weibchen die Glytube nicht finden können, oder ob sie die Glytube finden, aber nicht füttern.
Der hier beschriebene Test kann angepasst werden, um viele offene Fragen im Zusammenhang mit dem Fütterungsverhalten bei Mücken zu untersuchen. Beispielsweise kann der Beitrag bestimmter Blutproteine untersucht werden, indem das Verhältnis von konstituierenden Proteinen oder die Gesamtproteinkonzentration in der künstlichen Blutmahlzeit verändert wird. Um die Größe der Mahlzeiten aus mehreren Fütterungsereignissen zu bewerten, können Farbstoffe mit ausgeprägten Fluoreszenzspektren hinzugefügt werden, um Mahlzeiten von einzigartigen Quellen zu unterscheiden37. Dieses Protokoll kann auch modifiziert werden, um die inneren Mundpartien, die Blut erkennen und die für die Einnahme verwendet werden (d. h. Stylet), und die chemosensorischen Anhängsel, die Haut (d. h. Labium, Beine) als Mückenland, um mit der Blutfütterung zu beginnen, getrennt zu stimulieren36. Wenn z. B. Liganden direkt zur Mahlzeit hinzugefügt werden, treten sie nicht mit dem Labium und den Beinen in Kontakt, da die Membran nur durch den Stylet durchbohrt wird. Wenn stattdessen Liganden zur Außenfläche des Parafilms hinzugefügt werden, bleiben sie von der Mahlzeit getrennt und können durch das Labium und die Beine36kontaktiert werden. Schließlich ist die detaillierte Kinetik des Blutfütterungsverhaltens nicht gut verstanden und die hier vorgestellte Methode könnte modifiziert werden, um hochauflösendes Tracking mit maschinellen Lernwerkzeugen zu kombinieren, um Verhaltensauslesungen von Fortbewegung, Haltung und Fütterungsdynamik zu extrahieren38.
Dieses Protokoll zielt darauf ab, benutzerfreundlich und kostengünstig zu sein, mit der Fähigkeit, Forschern zu dienen, die pharmakologische und genetische Manipulationen anwenden, um Mückenblutfütterung und Verhalten nach dem Blut zu untersuchen.

Wir präsentieren ein Protokoll zur Fütterung modifizierter Blutmahlzeiten an Aedes aegypti-Mücken mit einem künstlichen Membran-Feeder und genau zur Messung der Von jeder einzelnen Mücke verbrauchten Mehlmenge. Dieses Protokoll kann flexibel angepasst werden, um den Inhalt der Mahlzeit zu ändern oder die Essensmenge zu vergleichen, die von verschiedenen experimentellen Mückengruppen verbraucht wird.
Die Ae. aegypti Mücke bedroht die globale Gesundheit durch die Verbreitung von Krankheitserregern, die Krankheiten wie Gelbfieber, Dengue-Fieber, Chikungunya und Zika1,2,3,4,5verursachen. Ae. aegypti Weibchen sind verpflichtete Blutfütterer; Sie müssen Wirbeltierblut konsumieren, um das notwendige Protein für die Eientwicklung zu erhalten, und jede Gemengelage von Eiern erfordert eine vollblutende Mahlzeit von mindestens einem Wirt6,7,8. Die weibliche Mücke beißt zuerst ihren Wirt, indem sie die Haut mit ihrem Stylet durchbohrt und Speichel injiziert, der Verbindungen enthält, die die Immunantwort des Wirts auslösen9. Sie ernährt sich dann, indem sie Blut durch ihren Stylet in ihr Mittelgut pumpt. Während sie eine Blutmahlzeit von einem infizierten Wirt konsumiert, kann sie blutübertragene Krankheitserreger6,8, die dann vom Mittelgut der Mücke zu ihren Speicheldrüsen wandern10. Weibliche Mücken, die auf diese Weise infiziert sind, können Krankheiten verbreiten, indem sie Krankheitserreger zusammen mit Speichel injizieren, wenn sie nachfolgende Wirte beißen11,12. Das Verständnis und die Quantifizierung der Mechanismen des Blutfütterungsverhaltens sind entscheidende Schritte bei der Kontrolle der Übertragung von durch Mücken übertragenen Krankheiten.
Viele Laborprotokolle für Diekundung und Experimente verwenden lebende Tiere wie Mäuse, Meerschweinchen oder Menschen als Blutquelle13,14,15,16. Die Verwendung lebender Tiere stellt ethische Bedenken sowie komplexe Anforderungen an die Ausbildung von Personal, die Unterbringung und Pflege von Tieren sowie die Einhaltung der Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Es begrenzt auch die Arten von Verbindungen, die an Mücken geliefert werden können, was die Studien einschränkt, die durchgeführt werden können17.
Künstliche Blutfütterungsgeräte, die in der Regel ein Membransystem verwenden, um die Wirtshaut zu simulieren, sind nützliche Werkzeuge zur Untersuchung von Blutfütterungsverhalten, die die Notwendigkeit der Aufrechterhaltung von lebenden Wirten umgehen. Vollblut kann von einer Reihe von Anbietern gekauft und mit beheizten, wasserummantelten künstlichen Membran-Feedern oder ähnlichen Geräten18,19an Mücken verfüttert werden. In diesem Protokoll zeigen wir die Verwendung von kleinen, Einweg-Membran-Feedern, die als "Glytubes" bezeichnet werden. Dieser Membran-Feeder, der zuvor von Costa-da-Silva et al. (2013)20veröffentlicht wurde, kann einfach aus Standard-Laborgeräten zusammengesetzt werden, was ihn ideal für die Lieferung von Blutmahlzeiten an eine moderate Anzahl von Mücken macht und einfach für die Prüfung größerer Gruppen oder mehrerer Mahlzeitenformulierungen skaliert werden kann. Die Glytube ist eine kostengünstige und effiziente Alternative zu anderen kommerziellen künstlichen Feedern, die größere Mehlmengen erfordern können und besser geeignet sind, große Mückengruppen auf einer einzigen Mahlzeit formulierung zu füttern21.
Dieses Protokoll umfasst zwei Abschnitte: Zubereitung/Lieferung künstlicher Mahlzeiten und Quantifizierung des Verbrauchs. Im ersten Abschnitt werden Glytubes als effizientes Mittel zur Bereitstellung manipulierter Diäten eingesetzt. Vollblut kann durch eine vollständig künstliche Mahlzeit ersetzt werden, um die Wirkung von Blutersatzstoffen anstelle einer Blutmahlzeit zu vergleichen. Ein Rezept von Kogan (1990)22 wird hier vorgestellt, obwohl mehrere künstliche Mahlzeit Formulierungen entwickelt wurden23,24. Darüber hinaus ist die Fütterung eine weniger invasive und weniger mühsame Methode, um pharmakologische Verbindungen einzuführen als Injektion. Aufgrund des geringen Gesamtvolumens für jede Mahlzeit (1–2 ml) bietet dieses Protokoll eine attraktive Liefermethode, um die Mengen an teuren Reagenzien zu reduzieren. Ae. aegypti Weibchen konsumieren leicht proteinfreie Mahlzeiten von Salinlösung mit Adenosin 5-Triphosphat (ATP)25,26, die eine Grundlage für die Messung der Auswirkungen von einzelnen Mahlzeiten Komponenten bietet. Zum Beispiel, Neuropeptid Y-like-Rezeptor 7 (NPYLR7) in Ae. aegypti ist dafür bekannt, Wirtssuche Unterdrückung nach einer proteinreichen Blutmahlzeit zu vermitteln, und wenn NPYLR7-Agonisten zu einer proteinfreien Herz-Darm-Mahlzeit hinzugefügt werden, zeigen weibliche Mücken Host-Seeking-Unterdrückung ähnlich denen, die Vollblut konsumiert haben7.
Im zweiten Abschnitt werden Schritte zur Quantifizierung des Volumens jeder Mahlzeit vorgestellt, die von einer einzelnen weiblichen Mücke verzehrt wird. Dieser Test ist fluoreszenzbasiert und erfasst den Fütterungsstatus in einer höheren Auflösung als Methoden, bei denen Frauen als "gefüttert" oder "ungefüttert" eingestuft werden, basierend auf einer visuellen Beurteilung der Abdominaldistension allein. Durch Zugabe von Fluorescein in die Mahlzeit vor der Fütterung können die von Einzelpersonen aufgenommenen Mehlmengen quantifiziert werden, indem jede Mücke in einer 96-Well-Platte homogenisiert und die Fluoreszenzintensität als Auslese gemessen wird. Dieser Test kann Unterschiede in der Fütterungskraft als Reaktion auf Variablen wie die Zusammensetzung des Mehls oder den genetischen Hintergrund der Mücken messen. Eine genaue Quantifizierung ist entscheidend für die mittleren Mahlzeitengrößen, z. B. wenn Frauen suboptimale Mahlzeiten angeboten werden, die Fütterungsabschreckung enthalten, oder wenn sie Saccharosemahlzeiten in variablen Größen27konsumieren. Wenn gefütterte Mücken für nachfolgende Verhaltenstests nach der Quantifizierung der Mahlzeitgröße benötigt werden, kann die Essensgröße stattdessen berechnet werden, indem anästhesierte Weibchen in Gruppen gewogen und die durchschnittliche erhöhte Masse pro Individuum geschätzt wird. Obwohl weniger präzise als die Fluorescein-Kennzeichnung, liefert das Wiegen immer noch eine aggregierte Schätzung des Mehlvolumens und ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen der Mahlzeit auf nachgelagerte Prozesse, wie Z. B. Fruchtbarkeit oder nachfolgende Wirtsattraktion. Während die Größe der Blutmahlzeit variabel ist und durch eine Vielzahl von Faktoren11,28,29beeinflusst werden kann, stimmen die hier beschriebenen Methoden mit den hier beschriebenen Methoden überein.

<table><tbody><tr><td>15 mL konische Röhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-70C</td><td></td></tr><tr><td>Borosilikat-Festglasperle mit 3 mm Durchmesser</td><td>MilliporeSigma</td><td>Z143928</td><td>Zur Verwendung als Pelletmühlen-Homogenisator; nicht erforderlich bei Verwendung eines Pellet-Stößelmahlwerks</td></tr><tr><td>32 oz. Kunststoffbecher aus Polyethylen hoher Dichte (HDPE)</td><td>VWR</td><td>89009-668</td><td>Beispiel für einen Mückenbehälter für die Fütterung von Assays; alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Konische 50-ml-Röhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platte aus schwarzem Polystyrol</td><td>ThermoFisher</td><td>12-566-09</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-PCR-Platten-Siegelfolie</td><td>Bio-Rad</td><td>MSB1001</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>96-Well-PCR-Platten</td><td>Bio-Rad</td><td>HSP9621</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Adenosin 5&prime;-triphosphat (ATP)-Dinatriumsalz Hydrat</td><td>MilliporeSigma</td><td>A6419</td><td></td></tr><tr><td>Albumin (Humanserum)</td><td>MilliporeSigma</td><td>A9511</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiumfolie</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-213</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden, um Licht zu blockieren, das in den Fluoreszeinbehälter eindringt</td></tr><tr><td>Balance</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-911</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Kugelmühlen-Homogenisator</td><td>Qiagen</td><td>85300</td><td>Nicht erforderlich, wenn die Pellet-Stößelmühle</td></tr><tr><td>verwendet wird Cotton</td><td>ball Fisher Scientific</td><td>22456880</td><td>Für die Nektarfütterung; alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Defibriertes Schafsblut</td><td>Hemostat Laboratories</td><td>DSB100</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Drosophila CO2 Fliegenpad</td><td>Tritech Research</td><td>MINJ-DROS-FP</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Fluorescein</td><td>MilliporeSigma</td><td>F6377</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszenzplatten-Reader</td><td>ThermoFisher</td><td>VL0000D0</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Gamma-Globulin (menschliches Blut)</td><td>MilliporeSigma</td><td>H7379</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>MilliporeSigma</td><td>G7893</td><td></td></tr><tr><td>Hämoglobin (human)</td><td>MilliporeSigma</td><td>G4386</td><td></td></tr><tr><td>Labor-Verpackungsfolie - Parafilm</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-374</td><td></td></tr><tr><td>Magnetrührer</td><td>Fisher Scientific</td><td>90-691</td><td>Alternative Magnetrührer können verwendet werden</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge für 96-Well-Platte</td><td>VWR</td><td>80094-180</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen</td><td>MilliporeSigma</td><td>2236412</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Pellet-Stößelmühle</td><td>VWR</td><td>KT749521-1500</td><td>Nicht erforderlich, wenn ein Kugelmühlen-Homogenisator verwendet</td></tr><tr><td>wird Phosphatgepufferte Lösung (PBS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BW17-516F</td><td>Optional</td></tr><tr><td>Rasierklingen</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-640</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden, z. B. eine Drehmaschine für eine bessere Konsistenz des Schneidens</td></tr><tr><td>Gummibänder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silikonschlauch</td><td>McMaster Carr</td><td></td><td>Erforderlich, wenn ein Fliegenpad für die CO2 Verabreichung</td></tr> von <tr><td>Natriumbicarbonat (NaHCO3)</td><td>Fisher</td><td>Scientific S233</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid (NaCl)</td><td>MilliporeSigma</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Rührstäbchen</td><td>verwendet werden Fisher Scientific</td><td>14-512</td><td>Alternative magnetische Rührstäbchen können verwendet werden</td></tr><tr><td>Durchscheinende Aufbewahrungsbox aus Polypropylen mit abnehmbarem Deckel</td><td></td><td></td><td>Beispielbox für die Fütterung von Assays gezeigt</td></tr><tr><td>Vortex-Mischer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td></td><td></td><td>Alternatives Heizgerät kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Weißes 0,8 mm Polyester-Moskitonetz American</td><td>Home & Habit Inc.</td><td>F03A-PONO-MOSQ-M008-WT</td><td>Alternative Optionen können verwendet werden</td></tr></tbody></table>

fütterung und quantifizierung von tierblut und künstlichen mahlzeiten in aedes aegypti mosquitoes

Feeding and Quantifying Animal-Derived Blood and Artificial Meals in Aedes aegypti Mosquitoes

Weibchen bestimmter Mückenarten können Krankheiten verbreiten, während sie Wirbeltierwirte beißen, um proteinreiche Blutmahlzeiten zu erhalten, die für die Eientwicklung erforderlich sind. Im Labor können Forscher über Membranfeeder tierisch abgeleitete und künstliche Blutmahlzeiten an Mücken liefern, die eine Manipulation der Mehlzusammensetzung ermöglichen. Hier stellen wir Methoden zur Fütterung von Blut- und künstlichen Blutmahlzeiten an Aedes aegypti-Mücken vor und quantifizieren das Volumen, das von einzelnen Weibchen konsumiert wird.
Gezielte Fütterung und Quantifizierung von künstlichen/blutenden Mahlzeiten haben breite Verwendungsmöglichkeiten, einschließlich der Prüfung der Auswirkungen von Mehlbestandteilen auf das Verhalten und die Physiologie von Mücken, die Lieferung pharmakologischer Verbindungen ohne Injektion und die Infektion von Mücken mit spezifischen Krankheitserregern. Die Zugabe von Fluoresceinfarbstoff zur Mahlzeit vor der Fütterung ermöglicht eine anschließende Quantifizierung der Mehlgröße. Die von Mücken verbrauchte Mehlmenge kann entweder nach Gewicht gemessen werden, wenn die Weibchen später für Verhaltensexperimente verwendet werden sollen, oder durch Homogenisierung einzelner Weibchen in 96-Well-Platten und Messung von Fluoreszenzspiegeln mit einem Plattenleser als Endpunkttest. Die Quantifizierung der Mehlgröße kann verwendet werden, um festzustellen, ob die Änderung der Mahlzeitenbestandteile das aufgenommene Essensvolumen verändert oder ob sich der Verzehr von Mehl zwischen Mückenstämmen unterscheidet. Eine genaue Quantifizierung der Größe von Mahlzeiten ist auch für nachgelagerte Assays von entscheidender Bedeutung, z. B. bei der Messung von Auswirkungen auf die Wirtsattraktion oder Fruchtbarkeit. Die hier vorgestellten Methoden können weiter angepasst werden, um die Mahlzeitenverdauung im Laufe der Tage zu verfolgen oder mehrere unterscheidbare Marker, die verschiedenen Mahlzeiten (wie Nektar und Blut) hinzugefügt werden, um den Verzehr jeder Mahlzeit durch eine einzelne Mücke zu quantifizieren.
Diese Methoden ermöglichen es Forschern, im Alleingang Messungen mit hohem Durchsatz durchzuführen, um das von Hunderten von einzelnen Mücken verbrauchte Mehlvolumen zu vergleichen. Diese Instrumente werden daher für die Gemeinschaft der Mückenforscher im Großen und Ganzen nützlich sein, um verschiedene biologische Fragen zu beantworten.

Abbildung 1 zeigt einen Schaltplan für die Montage der Glytube, während Abbildung 2 einen Überblick über das experimentelle Design zur Messung der Mehlgröße anhand des hier beschriebenen fluoreszenzbasierten Assays zeigt. Abbildung 3 enthält repräsentative Fluorescein-Messung der Größe von Fluorescein-Mahlzeiten aus einem Blutfütterungsexperiment. Abbildung 4, Abbildung 5und Abbildung 6 veranschaulichen eine Stichprobe biologischer Fragen, die mit diesem Protokoll behandelt werden können. Die Anwendung des Protokolls ist breit gefächert und umfasst die Veränderung der Zusammensetzung der Blutmahlzeiten, die Fütterung pharmakologischer Verbindungen, die präzise Quantifizierung suboptimaler Blutmahlzeiten oder kleinerer Nektarmahlzeiten und den Vergleich des Fütterungsverhaltens zwischen Mückengenotypen.
Um eine Standardkurve für Berechnung des Mahlvolumens zu erzeugen, werden Fluoreszenzwerte aus den ausgewiesenen Referenzbrunnen dargestellt, die jeweils eine ungeertete Mücke und ein bekanntes Volumen der Mahlzeit mit 0,002 % Fluorescein enthalten (Abbildung 3A). Fluoreszenzwerte aus den verbleibenden Brunnen, die Mücken entweder aus der negativ kontrollierten Gruppe der ungeernährten Mücken oder der experimentellen Gruppe von Mücken enthalten, die eine Mahlzeit angeboten haben, werden mit dieser Standardkurve verglichen, um das von jeder Mücke verbrauchte Mehlvolumen (L) zu quantifizieren(Abbildung 3B). Um die Ausgangswerte in diesem Test zu validieren, sollte bestätigt werden, dass Mücken aus der nicht gefütterten negativen Kontrollgruppe kein positiver Wert von -L verbraucht wird (Abbildung 3B, links). Obwohl allen Weibchen in der Versuchsgruppe die Blutmahlzeit angeboten wurde, fütterten einige Mücken (Abbildung 3B, Mitte) und einige nicht (Abbildung 3B, rechts). Dieses Ergebnis zeigt, dass aus diesem Protokoll zwei Arten von Daten gewonnen werden können: 1) der Prozentsatz der Weiblichen, die sich von einer bestimmten Mahlzeit ernähren, und 2) das Volumen, das von den Weibchen aufgenommen wird, die sich von einer bestimmten Mahlzeit ernähren.
Dieses Protokoll kann verwendet werden, um Mahlzeiten mit verschiedenen Proteinzusammensetzungen zu liefern und zu quantifizieren. Abbildung 4A,B zeigt Daten, die mit Mahlzeiten mit zugesetztem Fluorescein erhoben wurden. Der Anteil der gefütterten Mücken und das von ihnen aufgenommene Essensvolumen wurden aus den Fluoreszenzwerten berechnet. Diese Messwerte sind hochsensibel und ermöglichen eine präzise Quantifizierung von L, haben aber die Einschränkung, dass Mücken nicht für zukünftige Live-Experimente verwendet werden können. Abbildung 4C,D zeigt Daten aus einem unabhängigen Experiment mit Mücken, die nach dem Angebot von Mahlzeiten ohne Fluorescein als gefüttert oder nicht vom Auge gefüttert wurden. Die Essensgröße wurde als Durchschnittsgewicht/Weiblich aus Gruppen von 5 Mücken berechnet. Obwohl diese Gewichtsmessungen weniger empfindlich sind als Fluoreszenzmessungen, ermöglichen sie es, die Weibchen zu bergen und für weitere Live-Experimente zu verwenden. Der Anteil der Mücken, die sich ernähren, kann je nach Versuchstag variieren, wie abbildung 4A und Abbildung 4Cwiderspiegeln.
Abbildung 5 zeigt das Volumen der Mahlzeiten, die Medikamente enthalten, die das Verhalten des Mückenwirts regulieren. In diesen Experimenten wurden Den Weibchen Blut-, Saline- + ATP- oder Saline- + ATP-Mahlzeiten mit 100 M des menschlichen NPY Y2-Rezeptor-Agonisten TM30338 angeboten. Dieses Medikament verändert das wirtsuchende Verhalten durch Aktivierung von Ae. aegypti NPY-ähnliche Rezeptor 7. Die Messung der Essensgrößen ist entscheidend für die Interpretation von Experimenten, um die Wirkung dieses Medikaments auf das Verhalten nach dem Blutzuführen zu bewerten, da es dem Forscher ermöglicht, die von jedem Weibchen verbrauchte Dosis zu berechnen.
In den vorherigen Beispielen wurden Frauen entweder mit Blut oder Ersatzblutmahlzeiten gefüttert, die alle zu 3–5 L-Mahlzeiten führten(Abbildung 3, Abbildung 4, Abbildung 5). Dieser fluoreszenzbasierte Assay kann auch verwendet werden, um kleinere und/oder variablere Mehlgrößen zu messen, die nicht genau von den durchschnittlichen Gruppengewichtsmessungen zu unterscheiden sind. In Abbildung 6wurde das gleiche Fluoreszenzquantifizierungsprotokoll verwendet, um das Nektar-Fütterungsverhalten zu messen, indem das Glytube gegen eine mit 10 % Saccharose gesättigte Baumwollkugel mit 0,002% Fluorescein ausgetauscht wurde. Nektarzucker können nicht im Glytube-Test präsentiert werden, da Weibchen das Vorhandensein von Nektarzuckern mit dem Stylet nicht erkennen und keine Fütterung initiieren27. Diese Daten ermöglichen es dem Forscher, festzustellen, dass Zuckermahlzeiten im Einvernehmen mit früheren Arbeiten konstant kleiner sind als Blutmahlzeiten34 (Abbildung 6).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig1v2.png"> Abbildung 1: Einrichtung der Glytube-Methode zur Fütterung von Mücken. (A) Schemat eines dekonstruierten Glytube, das verwendet wird, um Blut und andere Mahlzeiten an Mücken zu füttern. (B) Schemat eines Glytube präsentiert auf einem Behälter von Mücken mit einem Netzdeckel. Weibliche Mücken können durch den Netzdeckel durchdringen, um sich zu ernähren. (C) Fotos der Glytube (oben) und der weiblichen Aedes aegypti-Mücken vor, während und nach der Fütterung (unten, von links nach rechts) auf einer von Glytube gelieferten Mahlzeit. Moskitos wird gezeigt, wie sie durch das Netz, das ihren Behälter bedeckt, durchdringen, um auf den Membranförderer zuzugreifen. (D) Fotografien, die das Aussehen von weiblichen Ae. aegypti-Mücken zeigen, die nicht gefüttert werden (links) und die sich entweder auf einer künstlichen Blutmahlzeit (rechts, oben) oder einer kochigen + ATP-Mahlzeit (rechts, unten) eingeschlichen haben. Die Glytube-Methode wurde bereits in Costa-da-Silva et al. (2013)20veröffentlicht. Fotos in (C) und (D) sind mit freundlicher Genehmigung von Alex Wild. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig1v2large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig2v4.png"> Abbildung 2: Schematische Quantifizierung der Essensgröße nach Glytube-Blutfütterungsprotokoll. (A) Moskitos wird eine Mahlzeit mit Fluorescein (obere, experimentelle Gruppe) oder keine Mahlzeit (untere, ungeernährte negative Kontrollgruppe) angeboten. (B) Einzelne Mücken werden nach Beendigung des Fütterungsexperiments einer 96-Well-Platte zugesetzt. (C) Die Standardkurve wird unter Verwendung bekannter Mengen von Mehl mit 0,002 % Fluorescein erzeugt. (D) Mücken werden homogenisiert, um verbrauchtes Fluorescein freizusetzen, und die Fluoreszenzspiegel in jedem Brunnen werden mit einem Plattenleser quantifiziert. Diese Fluoreszenzquantifizierungsmethode wird von Liesch et al. (2013)34modifiziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig2v4large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig3v2.png"> Abbildung 3: Glytube-Blutfütterungsexperiment mit fluoresceinbasierter Quantifizierung. (A) Standardkurvenmessungen aus den Brunnen, in denen eine Mücke aus der nicht gefütterten Kontrollgruppe einer bekannten Menge von Mehl zugesetzt wurde, die 0,002 % Fluorescein enthält (y-Achsenskala = beliebige Einheiten). (B) Das Mitnahmevolumen wurde unter Verwendung von Fluoreszenzwerten für Frauen in der nicht gefütterten Kontrollgruppe (links, schwarz, n = 40), der experimentellen Gruppe, die sich mit Blut ernährte (Mitte, Rot, n = 37), und der experimentellen Gruppe, die sich nicht von Blut ernährte (rechts, rot, n = 23), berechnet. Jeder Punkt stellt eine Messung von einem einzelnen Weibchen dar. Die Daten werden als Median mit Bereich angezeigt. Buchstaben zeigen statistisch unterschiedliche Gruppen an, Kruskal-Wallis-Test mit Dunns Mehrfachvergleich, p&lt;0.01. Diese Daten wurden in Jové et al. (2020)27veröffentlicht. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig3v5large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig4v2.png"> Abbildung 4: Quantifizierung von Mahlzeiten mit unterschiedlicher Proteinzusammensetzung. Den Weibchen wurden Mahlzeiten entweder schafsblut (rot), künstliches Blut mit menschlichen Blutproteinen (Kogan (1990)22) (Orange) oder proteinfreie Saline + ATP-Mahlzeit (Aqua)7angeboten. (A) Der Anteil der mit Fluoreszenzmessungen bewerteten Frauen wurde bewertet. Jeder Punkt stellt eine Gruppe von 12 bis 16 Frauen dar. Die Daten werden als Mediane mit Bereichen n = 12 angezeigt. (B) Das mit Fluoreszenzmessungen berechnete Mahlvolumen. Jeder Punkt stellt eine Messung einer einzelnen Frau in einer einzigen Studie aus Abbildung 4A dar. Die Daten werden als Mediane mit Bereichen n = 12 angezeigt. (C) Anteil der Weibchen vollständig nach künstlicher Membranfütterung, bewertet durch Auge. Jeder Punkt stellt den Prozentsatz der Frauen dar, die aus Gruppen von 20 bis 30 Frauen stammen. Die Daten werden als Mediane mit Bereichen n = 23 angezeigt. (D) Die Als Gewicht/Weiblich bewerteten Mahlzeiten größen wurden nach dem Fütterungsstatus per Auge bewertet. Gewichte wurden als Durchschnitt der Gruppen von 5 Mücken berechnet. Die Daten werden als Mediane mit Bereichen n = 23 angezeigt. A–D: Buchstaben zeigen statistisch unterschiedliche Gruppen an, Kruskal-Wallis-Test mit Dunns Mehrfachvergleich, p&lt;0.05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig4v5large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig5v2.png"> Abbildung 5: Quantifizierung von Mahlzeiten mit pharmakologischen Verbindungen. Weibchen konsumieren Mahlzeiten der gleichen Größe von Schafsblut (rot), Saline + ATP (aqua) und Saline + ATP + 100 M Dosis des menschlichen NPY Y2-Rezeptor-Agonisten TM30338 (dunkelblau). Das Mitnutzen des Mehlvolumens wird anhand von Fluoreszenzwerten berechnet. Jeder Punkt stellt eine Messung von einem einzelnen Weibchen dar. Die Daten werden als Mediane mit Bereichen n = 12 angezeigt. Buchstaben zeigen statistisch unterschiedliche Gruppen an, Kruskal-Wallis-Test mit Dunns Mehrfachvergleich, p&lt;0.05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig5v5large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61835/61835fig6v2.png"> Abbildung 6: Quantifizierung kleinerer Nektarmahlzeiten. (A) Schematic des Nektar-Fütterungs-Assays. (B) Das mit Fluoreszenzmessungen berechnete Mahlvolumen für Wildweibchen bot Mahlzeiten entweder mit Wasser (blau, n = 36) oder 10 % Saccharose (grün, n = 53), jeweils mit 0,002 % Fluorescein, im Nektar-Fütterungstest an. Jeder Punkt stellt eine Messung von einem einzelnen Weibchen dar. Daten werden als Mediane mit Bereichen angezeigt. Buchstaben geben statistisch unterschiedliche Gruppen an, Mann-Whitney-Test, p&lt;0.05. Diese Daten wurden in Jové et al. (2020)27veröffentlicht. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61835/61835fig6v5large.png" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="4">Künstliche Blutmahlzeit</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Konzentration der Lagerlösung (mg/ml)</td>
			<td>Volumen der Lagerlösung in Dermahlzeit (L/ml)</td>
			<td>Endmahlzeitkonzentration (mg/ml)</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Proteinkomponenten*</td>
		</tr>
<tr>
<td>γ-Globulins</td>
			<td>50</td>
			<td>300</td>
			<td>15</td>
		</tr>
<tr>
<td>Hämoglobin</td>
			<td>35</td>
			<td>230</td>
			<td>8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Albumin</td>
			<td>300</td>
			<td>340</td>
			<td>102</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gesamtprotein</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>125</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Nicht-Protein-Komponenten</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Konzentration der Lagerlösung (mM)</td>
			<td>Volumen der Lagerlösung in Dermahlzeit (L/ml)</td>
			<td>Endmahlzeitkonzentration (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>In γ-Globulin-Bestand</td>
			<td>-</td>
			<td>5-10</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>In γ-Globulin-Bestand</td>
			<td>-</td>
			<td>120</td>
		</tr>
<tr>
<td>Atp</td>
			<td>200</td>
			<td>5</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>Wasser</td>
			<td>-</td>
			<td>125</td>
			<td>-</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">*Proteinkomponenten werden in Stammlösung aus doppelt destilliertem Wasser hergestellt, mit Ausnahme von γ-Globulinen, die in 400 mM NaHCO3 gelöst werden und eine variable Menge an NaCl (2-4%) enthalten. im Produkt.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Rezept für die Zubereitung von künstlichen Blutmahlzeiten (angepasst an Kogan (1990)22). Künstliches Blut besteht aus Protein- und Nicht-Protein-Komponenten, die regelmäßig im menschlichen Blut gefunden werden, und bietet die Möglichkeit, die Verhältnisse dieser Komponenten zu variieren. Mücken können Eier produzieren, nachdem sie sich von künstlichem Blut ernährt haben7,22.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="4">Saline-Mahlzeit</td>
		</tr>
<tr>
<td>Komponente</td>
			<td>Konzentration der Lagerlösung (mM)</td>
			<td>Volumen der Lagerlösung in Dermahlzeit (L/ml)</td>
			<td>Endmahlzeitkonzentration (mM)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>400</td>
			<td>300</td>
			<td>120</td>
		</tr>
<tr>
<td>Atp</td>
			<td>200</td>
			<td>5</td>
			<td>1</td>
		</tr>
<tr>
<td>Wasser</td>
			<td>-</td>
			<td>695</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: Rezept für Kochzimmer mit ATP (angepasst von Duvall et al. (2019)7). Proteinfreie Kochchenkönnen können verwendet werden, um Verbindungen von Interesse an Mücken zu liefern, während sie immer noch die Abdominaldistension imitieren, die nach der Blutfütterung auftritt, aber ohne die Eientwicklung auszulösen, die auftritt, wenn Proteine aufgenommen werden.

Das Ziel dieses Protokolls ist es, tierische und künstliche Blutmahlzeiten an Aedes aegypti Mücken durch einen künstlichen Membran-Feeder zu liefern und das Volumen der aufgenommenen Mahlzeit genau zu quantifizieren.

Fütterung und Quantifizierung von Tierblut und künstlichen Mahlzeiten in Aedes aegypti Mosquitoes

Females of certain mosquito species can spread diseases while biting vertebrate hosts to obtain protein-rich blood meals required for egg development. In ...

Diese Technik ermöglicht es Forschern, im Alleingang Hochdurchsatzmessungen durchzuführen, um das Mahlzeitenvolumen von Hunderten von einzelnen Mücken zu vergleichen. Es kann adaptiv sein, um den Inhalt der Mahlzeit zu verändern oder das von verschiedenen Versuchsgruppen konsumierte Volumen zu vergleichen. Dieses Protokoll zielt darauf ab, benutzerfreundlich und kostengünstig zu sein.Für pharmakologische und genetische Manipulationen, zur Untersuchung der Blutfütterung von Mücken und des Fressverhaltens nach der Überschwemmung. Die Organisation ist für dieses Protokoll von entscheidender Bedeutung. Bereiten Sie das Setup und die Reagenzien im Voraus vor, damit Sie die Mahlzeiten schnell an die Mücken liefern können.Zu Beginn werden 1,98 bis zwei Milliliter defibriniertes Schafsblut in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen überführt. Wenn Sie eine fluoreszenzbasierte Quantifizierung der Mahlzeitengröße durchführen, fügen Sie Fluoresceinlösung bis zu einer Endkonzentration von 0,002 % hinzu und reduzieren Sie das Blutvolumen um die gleiche Menge wie das zugesetzte Fluorescein. Bewahren Sie einen Milliliter der endgültigen Mahlzeitenformulierung auf, um die Referenzstandardkurve zu erzeugen.Alle Mahlzeiten und Lösungen, die Fluorescein enthalten, sollten in Alufolie eingewickelt oder im Dunkeln aufbewahrt werden. Um proteinfreie Kochsalzmehle zuzubereiten, kombinieren Sie 600 Mikroliter 400 Millimolar Natriumbicarbonat mit 1,39 Millilitern doppelt destilliertem Wasser in einem konischen 15-Milliliter-Röhrchen. Wenn anschließend eine fluoreszenzbasierte Quantifizierung der Mahlzeitengröße durchgeführt werden soll, Fluoreszeinlösung bis zu einer Endkonzentration von 0,002 % zugeben, wobei das Wasservolumen um die gleiche Menge wie das zugesetzte Fluorescein reduziert wird.Bewahren Sie mindestens einen Milliliter der endgültigen Mahlzeitformulierung mit 0,002 % Fluorescein auf, um die Referenzstandardkurve zu erzeugen. Legen Sie die zubereiteten Mahlzeiten beiseite, bis Sie bereit sind, sie zu liefern. Alle Mahlzeiten und Lösungen, die Fluorescein enthalten, sollten in Alufolie eingewickelt oder im Dunkeln aufbewahrt werden.Setzen Sie die Versuchsgruppe der weiblichen Mücken in einen Behälter und decken Sie sie mit Netzen ab. Lassen Sie diese Weibchen sich in der Futterkammer akklimatisieren. Legen Sie eine Kontrollgruppe von nicht gefütterten Mücken beiseite, denen keine Mahlzeit angeboten wird.Um ein GLI-Röhrchen zu konstruieren, füllen Sie ein konisches 50-Milliliter-Röhrchen mit 40 Millilitern 100%igem Glycerin. Versiegeln Sie das offene konische Rohr mit zwei Stücken Parafilm, um die Wahrscheinlichkeit eines Auslaufens zu minimieren. Optional können Sie den Parafilm mit Gummibändern an Ort und Stelle halten.Drehen Sie das Rohr um, um sicherzustellen, dass keine Löcher oder Lücken vorhanden sind. Um das Essensliefergerät herzustellen, schneiden Sie mit einer scharfen Rasierklinge oder einem Lave ein zentriertes 2,5 Zentimeter großes Loch in den Schraubverschluss des konischen Rohrs. Dehnen Sie ein Stück Parafilm gleichmäßig, so dass es sich ungefähr verdoppelt.Der Parafilm sollte dünn genug sein, dass Mücken ihn leicht durchdringen können, aber es sollten keine Lecks vorhanden sein. Versiegeln Sie die Außenfläche des Schraubverschlusses mit dem Parafilm, um das Loch vollständig abzudecken, und legen Sie die Kappe beiseite. Erhitzen Sie sowohl die verschlossene Tube mit Glycerin als auch die Blut- und Kochsalzmehle sowie ein 42 bis 45 Grad Celsius heißes Wasserbad für mindestens 15 Minuten.Fügen Sie der erwärmten Mahlzeit ATP hinzu und wirbeln Sie sie gründlich ein. Pipettieren Sie zwei Milliliter der erwärmten Mahlzeit in die innere Kammer des Schraubverschlusses und setzen Sie das umgedrehte, mit Glycerin gefüllte konische Röhrchen vorsichtig darauf auf. Schrauben Sie die Kappe mit dem Mehl teilweise auf das mit Glycerin gefüllte Röhrchen, gerade genug, um ein Auslaufen des Mehls oder des Glycerins zu verhindern.Legen Sie den zusammengebauten Lykanon auf den Mückenbehälter, tragen Sie Kohlendioxid auf und lassen Sie die Mücken mindestens 15 Minuten lang Zugang zum Futter, um maximale Fütterungsraten zu erreichen. Nach der Fütterung kann der GLI-Tubendeckel als biologisch gefährlicher Abfall entsorgt oder nach dem Einweichen in einer niedrigprozentigen Bleichlösung und gründlichem Spülen in Wasser wiederverwendet werden. Um eine Referenzstandardkurve zu erstellen, bereiten Sie eine serielle Verdünnung derselben Mahlzeit mit 0,002 % Fluorescein vor, die der Versuchsgruppe von Mücken angeboten wurde.Um die erste Lösung der Standardkurve herzustellen, fügen Sie 50 Mikroliter Mehl mit 0,002 % Fluorescein zu 950 Mikrolitern PBS hinzu und wirbeln Sie es gründlich ein. Führen Sie für den Rest der Standardkurvenlösungen zweifache Verdünnungen durch, wobei Sie vor jeder Verdünnung gut vortexen. Pipettieren Sie 100 Mikroliter jeder der Standardkurvenlösungen in jede der acht Vertiefungen in der ersten Säule einer 96-Well-PCR-Platte.Fügen Sie jeweils eine betäubte oder gefrorene, nicht gefütterte Kontrollmücke in jeden der gleichen acht Vertiefungen hinzu. Wiederholen Sie den Vorgang in der zweiten Spalte der Platte, um eine Wiederholungsmessung durchzuführen. Geben Sie 100 Mikroliter PBS in jede verbleibende Vertiefung für die nicht gefütterte Kontroll- und Versuchsgruppe.Als Negativkontrolle fügen Sie in jeder Vertiefung in den nächsten beiden Spalten der Platte eine nicht gefütterte Mücke hinzu. Geben Sie eine Mücke pro Vertiefung in die verbleibenden Vertiefungen aus den Versuchsgruppen, denen eine Mahlzeit angeboten wurde. Geben Sie drei Millimeter Borosilikatglasperlen in jede Vertiefung, wenn Sie das Gewebe mit dem Perlmühlen-Homogenisator aufbrechen.Verschließen Sie die Platte sorgfältig und brechen Sie das Gewebe auf, zentrifugieren Sie die Platte dann ein bis zwei Minuten lang bei 2000 U/min, um das Lysat aufzufangen. Bereiten Sie eine schwarze 96-Well-Platte mit 180 Mikrolitern PBS in jeder Well vor. Geben Sie dann 20 Mikroliter Lysat in jede Vertiefung und mischen Sie.Messen Sie die Fluoreszeinintensität mit einem Plattenlesegerät mit den Anregungskanälen 485 und 520 Sendekanälen. Generieren Sie die Referenzstandardkurve, indem Sie das bekannte Mehlvolumen gegen die entsprechende Fluoreszenzintensitätsmessung darstellen. Unter Verwendung der generierten Referenzstandardkurve extrapolieren Sie das Mahlzeitenvolumen, das von jeder der Mücken der Versuchsgruppe aufgenommen wurde.Subtrahieren Sie die durchschnittliche Fluoreszenzintensität der unfütterten negativen Kontrollgruppe von der Fluoreszenzintensität jeder Versuchsgruppe, um die Autofluoreszenz des Gewebes zu Studienbeginn zu korrigieren. Um die Größe der Fluoreszeinmehl aus einem Blutfütterungsexperiment zu messen, wurde eine Standardkurve erstellt, indem die Fluoreszenzmesswerte aus den dafür vorgesehenen Referenzvertiefungen, die eine nicht gefütterte Mücke und ein bekanntes Volumen der Mahlzeit enthielten, mit 0,002 % Fluorescein aufgetragen wurden. Fluoreszenz Messwerte aus den verbleibenden Vertiefungen, die Mücken entweder aus der nicht gefütterten negativen Kontrollgruppe von Mücken oder aus der Versuchsgruppe von Mücken, denen eine Mahlzeit angeboten wurde, enthalten, werden mit dieser Standardkurve verglichen, um das verzehrte Mahlzeitenvolumen zu quantifizieren.Obwohl allen Weibchen in der Versuchsgruppe die Blutmahlzeit angeboten wurde, fütterten einige Mücken und andere nicht. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um Mahlzeiten mit verschiedenen Proteinzusammensetzungen zu liefern und zu quantifizieren. Hier sind Daten dargestellt, die mit Mahlzeiten mit Fluoricinzusatz gesammelt wurden.Ein unabhängiges Experiment, bei dem Mücken nach dem Anbieten von Mahlzeiten ohne Fluoricin als gefüttert oder nicht gefüttert bewertet wurden, wurde ebenfalls durchgeführt. Dieses Protokoll wurde verwendet, um das Volumen der konsumierten Mahlzeiten mit Medikamenten zu bestimmen, die das Verhalten der Mückenwirte regulieren. In diesen Experimenten wurden den Weibchen Kochsalzlösung und ATP-Mahlzeiten mit einem humanen NPY-Zwei-Rezeptor-Agonisten angeboten.Diese Technik wurde auch zur Messung des Nektar-Fressverhaltens verwendet, indem das Ly-Röhrchen gegen einen Wattebausch ausgetauscht wurde, der mit 10 % Saccharose und 0,002 % Fluorescein gesättigt war, was zeigte, dass sie zur Messung kleinerer oder variablerer Mahlzeitengrößen verwendet werden kann, die anhand von Gruppengewichtsmessungen nicht genau unterschieden werden können. Das Wichtigste bei der Durchführung dieses Protokolls ist, die Proben in Ereignissen zu organisieren und die nicht gefütterten Mücken und ein ML jeder Mahlzeit für die Erstellung der Standardkurve beiseite zu legen. Nach diesem Verfahren kann das Verhalten der Tiere nach der Blutfütterung beobachtet und die Verdauung verfolgt werden.Diese Methode ermöglicht es den Forschern, Veränderungen des Mahlzeitenkonsums bei gentechnisch veränderten Mücken zu bewerten. Es bietet auch eine unkomplizierte, schnelle und nicht-invasive Möglichkeit, Medikamente an Mücken zu verabreichen und ihre Auswirkungen auf das Verhalten zu testen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Sobald ein Gen als potentiell feuerfesten für die Dengue-Virus identifiziert ist, muss er für seine Rolle bei der Verhinderung virale Infektionen innerhalb der Mücke ausgewertet werden. Dieses Protokoll zeigt, wie das Ausmaß der Dengue-Infektionen von Mücken getestet werden kann. Die Techniken für den Anbau bis das Virus in Kultur-, Membran-Fütterung Moskitos menschlichem Blut und Testen von viralen Titer in der Mücke Mitteldarm demonstriert.

Protokoll für Dengue-Infektionen in Mücken (Aedes aegypti) und Infektionsbiologie Phänotyp Bestimmung

Methoden für den Einsatz Alphavirus transduzierenden Systeme fluoreszierenden Reporter in vitro und in der Erwachsenenbildung Mücken Ausdruck beschrieben werden. Diese Technik kann an jede Protein von Interesse anstelle oder zusätzlich zu einem Reporter zu äußern.

Alphavirus transduzierenden System: Werkzeuge für die Visualisierung Infektion in Mosquito Vektoren

Dieses Video zeigt einen Blutfütterungsassay zur Bewertung der Mortalität und Fruchtbarkeit von Testverbindungen mit neuartigen Wirkungsweisen an weiblichen Mücken. Diese Technik hilft beim Screening neuer Klassen von Insektiziden, um die resistente Population von Mücken abzutöten und die Ausbreitung der Krankheit zu kontrollieren.

Mückenfütterungstest: Eine Methode zur Bewertung der Auswirkungen von Testverbindungen auf die Mortalität und Fruchtbarkeit erwachsener weiblicher Mücken

Für die effiziente Steuerung der Moskito Virusübertragung zu tragen ist die Kenntnis der Vektor Potential der jeweiligen Mücken von besonderem Interesse. Wir beschreiben erzwungene Speichelfluss als Methode zur vektorkompetenz von Aedes Albopictus und drei verschiedenen Culex Taxa für die Übertragung der Zika-Virus zu analysieren.

Gezwungen Speichelfluss als Methode zur Vektorkompetenz von Stechmücken Analyse

Dieses Protokoll beschreibt eine Mikroinjektion Methodik, die wir standardisiert und für mehrere Jahre verwendet, um bestimmte Mengen von Nukleinsäuren liefern direkt an die Hämolymphe von Mücken und Stubenfliegen. Dieses Protokoll führt zu minimalen Injektion Sterblichkeit und ermöglicht Dosismessungen korreliert der Fruchtbarkeit.

Reproduzierbare DsRNA Mikroinjektion und Eiablage Bioassay in Mücken und Stubenfliegen

Ein Protokoll wird für die Formulierung einer blutfreien künstlichen Ernährung zur Fütterung von Anopheles-Mücken in Gefangenschaft vorgelegt. Diese Diät hat eine ähnliche Leistung wie Wirbeltierblut und löst Oogenese und Eireifung aus und produziert lebensfähige Erwachsene Nachkommen.

Eine blutfreie Diät, um Anopheline-Mücken zu hinterziehen

Das vorgestellte Protokoll kann die Vektorkompetenz von Aedes aegypti-Mückenpopulationen für ein bestimmtes Virus, wie Zika, in einer Containment-Umgebung bestimmen.

Vektorkompetenzanalysen an Aedes aegypti Mücken mit Zika-Virus

Beschrieben wird eine zeit- und platzsparende Methode zur Zählung von Eiern und zur Bestimmung der Brutraten einzelner Mücken anhand von 24 Brunnengewebekulturplatten, die den Umfang und die Geschwindigkeit von Fruchtbarkeits- und Fruchtbarkeitstests erheblich erhöhen können.

Verbesserte Fecundity und Fruchtbarkeit Assay für Aedes aegypti mit 24 Well Tissue Culture Platten (EAgaL Platten)

Der Standard Membrane Feeding Assay (SMFA) gilt als Goldstandard für die Bewertung und Identifizierung potenzieller Malariamittel. Dieses künstliche Fütterungssystem wird verwendet, um Moskitos zu infizieren, um die Auswirkungen solcher Verbindungen auf die Intensität und Prävalenz des Parasiten Plasmodium falciparum weiter zu bewerten.

Standard-Membran-Fütterungstest zum Nachweis von Plasmodium falciparum-Infektionen in Anopheles-Mückenvektoren

Diese Methodik, die orale Ernährung und intrathorakale Injektionsinfektionen umfasste, konnte den Einfluss von Mitteldarm- und/oder Speicheldrüsenbarrieren auf die Arbovirusinfektion effektiv bewerten.

Experimentelle Virusinfektion bei adulten Stechmücken durch orale Fütterung und Mikroinjektion

Das vorliegende Protokoll beschreibt, wie gängige Lebensparameterdaten bei Aedes aegypti-Mücken gemessen werden, einschließlich Fruchtbarkeit, Flügelgröße, Fertilität, Geschlechterverhältnis, Lebensfähigkeit, Entwicklungszeiten, männlicher Beitrag und Langlebigkeit adulter Mücken. Diese Messungen können verwendet werden, um die Fitness transgener Stechmücken zu beurteilen.

Quantifizierung der Fitnesskosten bei transgenen Aedes aegypti-Mücken

Lernen Sie eine Methode zur Fütterung und Quantifizierung von Blutmahlzeiten bei Aedes aegypti Mücken. Dieses Protokoll ermöglicht präzise Messungen des aufgenommenen Volumens für Vektorbiologie-Forschung.

Fütterung und Quantifizierung von Tierblut und künstlichen Mahlzeiten in Aedes aegypti Mosquitoes

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