Name: Ein Murinschwanz-Lymphödem-Modell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 38 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung eines chronischen Murinschwanz-Lymphödem-Modells mit chirurgischer Lymphgefaßunterbrechung und Nanotransfektionstechnologie. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung lymphatischer Dysfunktion und genetischer Therapieansätze.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship und des Verteidigungsministeriums W81XWH2110135   an AHH unterstützt. Stipendium der Aesthetic Surgery Education and Research Foundation an MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 und R01DK125835 an CKS.

Das Protokoll folgt den Richtlinien der Ethikkommission für Tierforschung der Institution. Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Indiana University School of Medicine genehmigt. Die Tiere wurden unter einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit Nahrung und Wasser ad libitum untergebracht.
1. Chirurgische Störung der Mausschwanzlymphen
<ol><li>Verwenden Sie acht Wochen alte C57BL/6-Mäuse gleicher Geschlechterverteilung.</li>
	<li>Legen Sie eine Maus unter Vollnarkose in eine Induktionskammer mit 3-4% Isofluran in 100% Sauerstoff, gefolgt von einer Erhaltungssedierung bei 1-3% während des Eingriffs.</li>
	<li>0,5 mg/kg Retflin(SR)-Buprenorphin subkutan zur Schmerzkontrolle verabreichen. HINWEIS: Zusätzliche Analgetika, die nach der Operation verabreicht werden: Carprofen einmal alle 24 Stunden für mindestens 48 h und Bupivacain einmal entweder nach dem Schnitt oder vor dem Schließen des Schnitts, aufgetragen durch Tropfen auf die Hautränder (dauert bis zu 4 – 6 h).</li>
	<li>Positionieren Sie die Maus dorsal und bereiten Sie den Schwanz mit 70% Isopropylalkohol vor.</li>
	<li>Messen Sie den Schwanzdurchmesser vor dem Eingriff in Schritten von 5 mm, beginnend 20 mm von der Basis des Leitwerks mit einem Bremssattel. Diese Messungen werden verwendet, um das Volumen mit der kegelstumpfenden Gleichung37zu berechnen.</li>
	<li>Markieren Sie eine 3 mm umfangsumfangsen Exzision am Schwanz 20 mm von der Basis entfernt.</li>
	<li>Führen Sie eine sorgfältige 3 mm Hautexzision in voller Dicke mit einer sterilen chirurgischen Klinge (Größe 15) durch, wobei alle darunter liegenden Gefäße unter chirurgischer mikroskopischer Vergrößerung intakt bleiben. Schneiden Sie die obere Umfangsmarkierung (20 mm von der Schwanzbasis) zuerst durch die Dermis, gefolgt von einem umlaufenden Einschnitt in voller Dicke 3 mm vom ersten Schnitt.<ol>
<li>Machen Sie einen senkrechten vertikalen Schnitt in voller Dicke, um die beiden Einschnitte zu verbinden. Verwenden Sie einen gezahnten feinen Tonabnehmer, um eine Vorderkante zu greifen, und verwenden Sie Mikroschneidezähne, um vorsichtig tief in der avaskulären Ebene zur Dermis und oberflächlich zur Venenadventitien zu sezieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injizieren Sie 0,1 ml Isosulfanblau (1%) subkutan proximal zur Schwanzspitze.</li>
	<li>Identifizieren Sie die beiden Lymphkanäle neben den seitlichen Schwanzvenen unter dem Operationsmikroskop. Die Lymphe erscheint blau wegen der Isosulfan-Injektion. Transektieren Sie die Lymphgefäße mit einer geraden mikrochirurgischen Schere. Verwenden Sie die Schere, um eine Ebene zwischen der Seitenvene und der Lymphe vorsichtig zu sezieren. Dann passieren Sie die Spitze einer Scherenklinge zwischen dem Lymphgefäß und der Seitenvene und schließen Sie die Klingen, um das Lymphgefäß zu transektieren.</li>
	<li>Kleiden Sie die Schwanzwunde mit einem sterilen, anhaftend klaren Verband. Überprüfen Sie die Schnitte nach der Operation täglich, um sicherzustellen, dass sie nicht infiziert sind oder bluten, und bieten Sie eine Wundversorgung für 2 Wochen.</li>
	<li>Beherbergen Sie die Tiere nacheinander, um weitere Verletzungen am Schwanz zu vermeiden und zu verhindern, dass sich die Tiere gegenseitig beißen, was zu chirurgischen Komplikationen führen würde.</li>
</ol>2. Schwanzgefäßuntersuchung mit Laser-Speckle-Kontrastbildgebung
<ol><li>Betäuben Sie die Maus wie in Schritt 1.2.</li>
	<li>Um die Laser-Speckle-Kontrastbildgebung zur Visualisierung der Schwanzvaskularität zu verwenden, stellen Sie die Breite auf 0,8 cm, die Höhe auf 1,8 cm, die Punktdichte auf hoch, die Bildrate auf 44 Bilder / Sekunde, die Zeit auf 30 Sekunden und das Farbfoto auf 1 pro 10 Sekunden ein.</li>
	<li>Bewerten Sie die venöse und arterielle Perfusion auf Durchgängigkeit. Qualitativ sollte die Kontinuität des Flusses visualisiert werden.</li>
</ol>3. Funktionelle lymphatische Beurteilung mit Nahinfrarot-Laserangiographie
<ol><li>Betäubung des Tieres wie in Schritt 1.2</li>
	<li>Rekonstituieren Sie Indocyaningrün (ICG) (25 mg/10 ml) und verabreichen Sie 0,1 ml subkutan in den distalen Mausschwanz in der Nähe der Spitze.</li>
	<li>Dimmen Sie die Raumlichter. Platzieren Sie die Nahinfrarot-Laser-Angiographie in einer Puffereinstellung, gefolgt von einer Live-Aufnahme.</li>
</ol>4. Fokale Abgabe von Nukleinsäurefracht an Mausschwanz mit TNT
<ol><li>Betäuben Sie das Tier wie in Schritt 1.2.</li>
	<li>Peelen Sie den Mausschwanz mit topischer Hautpeelingcreme.</li>
	<li>Tauchen Sie den Mausschwanz 5 Minuten lang bei 37 °C in Kollagenaselösung (10 mg/ml).</li>
	<li>Laden Sie DNA in das TNT2.0 Chip Reservoir35.</li>
	<li>Platzieren Sie das TNT2.0 Silikonchip-Gerät über der gewünschten Brennstelle der Abgabe auf dem Schwanz mit Nanonädeln in Kontakt mit dem Schwanz.</li>
	<li>Legen Sie eine positive elektrische Sonde in den Behälter. Befestigen Sie die negative Sonde an einer 30 G-Nadel und führen Sie die Nadel subkutan in den Schwanz an der Entbindungsstelle ein.</li>
	<li>Anwenden von Rechteckwellenpuls elektrische Stimulation (10 x 10 ms Impulse, 250 V, 10 mA).</li>
</ol>

<ol><li>Kataru, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrosis+and+secondary+lymphedema%3A+chicken+or+egg%5BTitle%5D)+AND+%22Translation+Research%22%5BJournal%5D)">Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg.</a> Translation Research. 209, 68-76 (2019).</li>
<li>Brayton, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema+prevalence+and+treatment+benefits+in+cancer%3A+impact+of+a+therapeutic+intervention+on+health+outcomes+and+costs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs.</a> PLoS One. 9 (12), 114597(2014).</li>
<li>Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filariasis%3A+diagnosis+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatology+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Filariasis: diagnosis and treatment.</a> Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).</li>
<li>Rockson, S. G., Rivera, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+population+burden+of+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+New+York+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Estimating the population burden of lymphedema.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).</li>
<li>Soran, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+cancer-related+lymphedema--what+are+the+significant+predictors+and+how+they+affect+the+severity+of+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Journal%22%5BJournal%5D)">Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema.</a> Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).</li>
<li>Hayes, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper-body+morbidity+after+breast+cancer%3A+incidence+and+evidence+for+evaluation%2C+prevention%2C+and+management+within+a+prospective+surveillance+model+of+care%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care.</a> Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).</li>
<li>Carl, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+Review+of+the+Surgical+Treatment+of+Extremity+Lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).</li>
<li>Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+overview+on+the+surgical+management+of+secondary+lymphedema+of+the+upper+and+lower+extremities+related+to+prior+oncologic+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies.</a> BMC Cancer. 17 (1), 468(2017).</li>
<li>Hassanein, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+Inferior+Epigastric+Artery+Vascularized+Lymph+Node+Transfer%3A+A+Simple+and+Safe+Option+for+Lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Plastic%2C+Reconstructive%2C+Aesthetic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema.</a> Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).</li>
<li>Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+perioperative+lymphatic-venous+anastomosis+localization+using+transcutaneous+vein+illumination%2C+isosulfan+blue%2C+and+indocyanine+green+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography.</a> Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).</li>
<li>Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema%3A+Surgical+and+Medical+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lymphedema: Surgical and Medical Therapy.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).</li>
<li>Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymph+node+transplantation+for+the+treatment+of+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema.</a> Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).</li>
<li>Cook, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immediate+Lymphatic+Reconstruction+after+Axillary+Lymphadenectomy%3A+A+Single-Institution+Early+Experience%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience.</a> Annals of Surgical Oncology. , (2020).</li>
<li>Cook, J. A., Hassanein, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ASO+Author+Reflections%3A+Immediate+Lymphatic+Reconstruction%3A+A+Proactive+Approach+to+Breast+Cancer-Related+Lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema.</a> Annals of Surgical Oncology. , (2020).</li>
<li>Johansson, K., Branje, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arm+lymphoedema+in+a+cohort+of+breast+cancer+survivors+10+years+after+diagnosis%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oncologica%22%5BJournal%5D)">Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis.</a> Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).</li>
<li>Johnson, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema+Incidence+After+Axillary+Lymph+Node+Dissection%3A+Quantifying+the+Impact+of+Radiation+and+the+Lymphatic+Microsurgical+Preventive+Healing+Approach%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach.</a> Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).</li>
<li>Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+in+self-reported+arm-lymphedema+in+Danish+women+treated+for+early-stage+breast+cancer+in+2005+and+2006--a+nationwide+follow-up+study%5BTitle%5D)+AND+%22Breast%22%5BJournal%5D)">Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study.</a> Breast. 23 (4), 445-452 (2014).</li>
<li>Shin, W. S., Rockson, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+molecular+and+mechanistic+study+of+lymphatic+biology+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+New+York+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).</li>
<li>Tobbia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema+development+and+lymphatic+function+following+lymph+node+excision+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep.</a> Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).</li>
<li>Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+lymphedema+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Experimental lymphedema in dogs.</a> Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).</li>
<li>Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secondary+lymphedema+in+the+mouse+tail%3A+Lymphatic+hyperplasia%2C+VEGF-C+upregulation%2C+and+the+protective+role+of+MMP-9%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9.</a> Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).</li>
<li>Tabibiazar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+manifestations+of+experimental+lymphatic+insufficiency%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Medicine%22%5BJournal%5D)">Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency.</a> PLoS Medicine. 3 (7), 254(2006).</li>
<li>Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Return+of+lymphatic+function+after+flap+transfer+for+acute+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema.</a> Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).</li>
<li>Zampell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll-like+receptor+deficiency+worsens+inflammation+and+lymphedema+after+lymphatic+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).</li>
<li>Gardenier, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diphtheria+toxin-mediated+ablation+of+lymphatic+endothelial+cells+results+in+progressive+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema.</a> JCI Insight. 1 (15), 84095(2016).</li>
<li>Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+tail+lymphedema+model+for+observing+lymphatic+pump+failure+during+lymphedema+development%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development.</a> Scientific Reports. 9 (1), 10405(2019).</li>
<li>Avraham, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Th2+differentiation+is+necessary+for+soft+tissue+fibrosis+and+lymphatic+dysfunction+resulting+from+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema.</a> FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).</li>
<li>Zampell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%28%2B%29+cells+regulate+fibrosis+and+lymphangiogenesis+in+response+to+lymphatic+fluid+stasis%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis.</a> PLoS One. 7 (11), 49940(2012).</li>
<li>Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+mouse-tail+lymphedema+model%5BTitle%5D)+AND+%22Lymphology%22%5BJournal%5D)">A modified mouse-tail lymphedema model.</a> Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).</li>
<li>Jun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Mouse+Models+of+Chronic+Secondary+Lymphedema%3A+Tail+and+Hind+Limb+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models.</a> Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).</li>
<li>Karkkainen, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+gene+therapy+of+human+hereditary+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A model for gene therapy of human hereditary lymphedema.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).</li>
<li>Yoon, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGF-C+gene+therapy+augments+postnatal+lymphangiogenesis+and+ameliorates+secondary+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema.</a> Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).</li>
<li>Gallego-Perez, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+tissue+nano-transfection+mediates+non-viral+stroma+reprogramming+and+rescue%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue.</a> Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).</li>
<li>Moore, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanochannel-Based+Poration+Drives+Benign+and+Effective+Nonviral+Gene+Delivery+to+Peripheral+Nerve+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Biosystems%22%5BJournal%5D)">Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue.</a> Advanced Biosystems. , 2000157(2020).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosome-Mediated+Crosstalk+between+Keratinocytes+and+Macrophages+in+Cutaneous+Wound+Healing%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing.</a> ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).</li>
<li>Roy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenic+tissue+nanotransfection+in+the+management+of+cutaneous+diabetic+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy.</a> Nanomedicine. 28, 102220(2020).</li>
<li>Sitzia, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume+measurement+in+lymphoedema+treatment%3A+examination+of+formulae%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cancer+Care%22%5BJournal%5D)">Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae.</a> European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).</li>
<li>Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+lymphedema+in+children+and+adolescents%3A+a+follow-up+study+and+review%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review.</a> Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).</li>
<li>Maclellan, R. A., Greene, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lymphedema.</a> Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).</li>
<li>Clavin, N. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF-beta1+is+a+negative+regulator+of+lymphatic+regeneration+during+wound+repair%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).</li>
<li>Gnyawali, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retooling+Laser+Speckle+Contrast+Analysis+Algorithm+to+Enhance+Non-Invasive+High+Resolution+Laser+Speckle+Functional+Imaging+of+Cutaneous+Microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation.</a> Scientific Reports. 7, 41048(2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessenkonflikte.

Lymphödem wird als primäre (angeborene) oder sekundäre (iatrogene lymphatische) Verletzung kategorisiert38,39. Sekundäre Lymphödeme umfassen 99% der Fälle39. Sekundäre Lymphödeme werden am häufigsten durch Infektion (Filariose) oder postonkologische Behandlung mit Lymphadenektomie oder Bestrahlung verursacht4,39. Ein translationales Tiermodell ist für sekundäre Lymphödeme eine Hera...

Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Die betroffene Extremität vergrößert sich aufgrund der Ansammlung von Flüssigkeit, Fett und Fibrose1. Lymphödem betrifft 250 Millionen Menschen weltweit2,3,4. Es wird geschätzt, dass 20-40% der Patienten, die sich einer Behandlung für solide Malignome wie Brustkrebs, Melanom, gynäkologische/urologische Tumoren oder Sarkome unterziehen, lymphödemisch2,4,5entwickeln . Morbidität durch Lymphödem umfasst wiederkehrende Infektionen, Schmerzen und Deformitäten6. Es gibt keine Heilung für diese fortschreitende, lebenslange Krankheit. Aktuelle Therapien sind variaby wirksam7 und umfassen Kompression, vollständige entstauende Therapie durch Physiotherapeuten, Exzisionsverfahren und mikrochirurgische Operationen, einschließlich vaskularisierter Lymphknotentransfer und lymphovenöser Bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Die ideale Behandlung von Lymphödemen muss noch entdeckt werden.
Die Untersuchung des Mechanismus und der Therapie von Lymphödemen war begrenzt. Es gibt einen durchschnittlichen verzögerten Beginn von einem Jahr nach der Lymphverletzung15,16 und die meisten Personen, die eine iatrogene Beleidigung mit Bestrahlung und Operationerfahren,entwickeln kein Lymphödem4,6,17. Obwohl große Tiermodelle, einschließlich Hunde, Schafe und Schweine,18,19,20beschrieben wurden, wurde das Mausschwanzmodell aufgrund von Leichtigkeit, Kosten und Reproduzierbarkeit am häufigsten angewendet. Mausmodelle zur Untersuchung von Lymphödemen umfassen ein Schwanzmodell, Diptherie-Toxin-vermittelte Lymphablation und axilläre oder popliteale Lymphknotendissektion21,22,23,24,25,26. Die meisten Schwanzmodelle verwenden eine fokale, volldicke Hautexzision mit Lymphkanalschnitt, die in der Nähe der Schwanzbasis22durchgeführt wird, was zu Schwanzschwellungen und histologischen Merkmalen ähnlich dem menschlichen Lymphödem24,27,28,29führt . Das Standard-Murinenschwanzmodell löst sich jedoch typischerweise spontan in nur 20 Tagen auf und wird von periodischer Schwanznekrosebegleitet 30. Das Lymphödem-Mausschwanzmodell verlängert ein anhaltendes Lymphödem über 15 Wochen hinaus, zeigt eine bestätigte arterielle und venöse Durchgängigkeit und ermöglicht die Beurteilung funktioneller lymphatischer Dysfunktionen.
Ein murines Schwanzmodell des Lymphödems ermöglicht die Bewertung neuartiger Therapeutika zur Behandlung von Lymphödemen. Genbasierte Strategien wurden im Mausmodell verwendet, das durch virale Vektoren vermittelt wurde31,32. Wir verwenden auch eine neuartige Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für die genetische Frachtabgabe an den lymphödematösen Mausschwanz. TNT ermöglicht die direkte, transkutane Genabgabe mit einem Chip mit Nanokanälen in einem schnell fokussierten elektrischen Feld33,34,35,36. Das Modell beinhaltet die Verwendung von TNT2.0, um die fokale Genabgabe potenzieller genbasierter Therapeutika an die lymphatische Verletzungsstelle des Mausschwanzes zu ermöglichen35.

<table><tbody><tr><td>Tegaderm Film</td><td></td><td>1626W</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica, Wetzlar, Deutschland</td><td>MSV266</td><td></td></tr><tr><td>Adhärenter Verband (Tegaderm)</td><td>3M, St. Paul, Minnesota.</td><td>1626W</td><td></td></tr><tr><td>Laser speckle (Pericam PSI System )</td><td>Perimed AB, Stockholm, Schweden)</td><td>PSIZ</td><td></td></tr><tr><td>Nahinfrarotlaser (LUNA)</td><td>Stryker (ehemals Novadaq Technologies, Toronto, Kanada)</td><td>LU3000</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 Mäuse</td><td>Jackson Laboratories</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Pinzette - 1x2 Zähne</td><td>Fine Science Tools (USA) Inc.</td><td>11019-12</td><td></td></tr><tr><td>V-Hook</td><td>Fine Science Tools (USA) Inc.</td><td>18052-12</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell SS NO15</td><td>Fischer Scientific</td><td>29556</td><td></td></tr><tr><td>Einwegnadel 30GX1</td><td>Fischer Scientific</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Operationsschere</td><td>Fischer Scientific</td><td>12-460-796</td><td></td></tr><tr><td>Surgi-Or Juwelierzange, Sklar 4-1/2 Zoll</td><td>Fischer Scientific</td><td>50-118-4255</td><td></td></tr><tr><td>Federschere - gerade/scharf-scharf/ 8mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools (USA) Inc.</td><td>15024-10</td><td></td></tr><tr><td>Cardiogreen</td><td>Sigma</td><td>I2633-25MG</td><td></td></tr><tr><td>IsosulfanBlue (Lymphazurin) &nbsp; 50 mg/5ml</td><td>Mylan</td><td>67457-220-05</td><td></td></tr></tbody></table>

ein murinschwanz-lymphödem-modell

A Murine Tail Lymphedema Model

Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Die betroffene Extremität vergrößert sich aufgrund der Ansammlung von Flüssigkeit, Fett und Fibrose. Es gibt keine Heilung für diese Krankheit. Ein Mausschwanzmodell, das eine fokale Hautexzision in voller Dicke in der Nähe der Schwanzbasis verwendet, was zu einer Schwanzschwellung führt, wurde zur Untersuchung von Lymphödemen verwendet. Dieses Modell kann jedoch zu vaskulärer Nekrose und daraus resultierender Schwanznekrose und einer frühen Schwanzschwellungsauflösung führen, was seine klinische Übersetzbarkeit einschränkt. Das chronische Mausschwanzlymphödemmodell induziert ein anhaltendes Lymphödem über 15 Wochen und eine zuverlässige Perfusion des Schwanzes. Zu den Verbesserungen des traditionellen Mausschwanzlymphödemmodells gehören 1) präzise Exzision in voller Dicke und Lymphschnitt mit einem Operationsmikroskop, 2) Bestätigung der postoperativen arteriellen und venösen Perfusion mit hochauflösendem Lasersprenkel und 3) Funktionelle Beurteilung mit indocyaningrüner Nahinfrarot-Laserlymphangiographie. Wir verwenden auch die Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für neuartige nicht-virale, transkutane, fokale Abgabe genetischer Fracht an das Mausschwanzgefäß.

Die Technik für das Mausschwanzmodell für anhaltende Lymphödeme ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Figur zeigt die relevante Anatomie des Mausschwanzmodells. Abbildung 2 zeigt die fortschreitende Schwellung und das anhaltende persistierende Lymphödem im Mausschwanz nach Lymphödeminduktion. Das Schwanzvolumen der Maus, berechnet durch die verkürzte Kegelgleichung, erreicht seinen Höhepunkt in Woche 4 und plateaus bis Woche 6, gef...

Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Wir beschreiben ein chronisches murines Schwanzmodell des Lymphödems und die neuartige Verwendung der Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für die genetische Frachtabgabe an den Schwanz.

Ein Murinschwanz-Lymphödem-Modell

Lymphedema is extremity swelling caused by lymphatic dysfunction. The affected limb enlarges because of accumulation of fluid, adipose, and fibrosis. ...

Lymphödem ist eine chronische Erkrankung ohne Heilung. Es betrifft ein Drittel der Patientinnen, die eine axilläre Lymphknotenoperation und Bestrahlung bei der Behandlung von Brustkrebs hatten. Ein valides Tiermodell erleichtert das Verständnis des Mechanismus und die Entwicklung neuartiger Behandlungsstrategien.Das Mausschwanzmodell des Lymphödems ist zuverlässig und mit dem schnellen Beginn reproduzierbar. Es zeigt histologische Veränderungen, die mit dem menschlichen Lymphödem übereinstimmen. Demonstriert wird das Verfahren von Dr. Ganesh Mohan, einem Postdoktoranden aus meinem Labor.Positionieren Sie zunächst die acht Wochen alte sedierte Maus sternal und bereiten Sie den Schwanz mit 70% Isopropylalkohol vor. Verwenden Sie einen Bremssattel, um den Heckdurchmesser in Fünf-Millimeter-Schritten zu messen, beginnend 20 Millimeter von der Basis des Hecks. Markieren Sie eine drei Millimeter umlaufenden Exzision am Schwanz 20 Millimeter von der Basis entfernt.Führen Sie unter chirurgischer mikroskopischer Vergrößerung eine sorgfältige Hautexzision von drei Millimetern voller Dicke durch, wobei alle darunter liegenden Gefäße intakt bleiben. Schneiden Sie die obere Umfangsmarkierung zuerst durch die Dermis, gefolgt von einem umlaufenden Einschnitt in voller Dicke drei Millimeter distal zum ersten Schnitt. Machen Sie einen senkrechten vertikalen Schnitt mit voller Dicke, um die beiden Einschnitte zu verbinden, und verwenden Sie dann einen gezahnten feinen Tonabnehmer, um eine Vorderkante zu greifen und sezieren Sie tief in der avaskulären Ebene zur Dermis und oberflächlich zur Vene Adventitia mit einer Mikroschere.Injizieren Sie 0,1 Milliliter 1% Isosulfanblau subkutan proximal zur Schwanzspitze. Identifizieren Sie die beiden Lymphkanäle, die aufgrund der Injektion neben den seitlichen Schwanzvenen blau erscheinen. Transektieren Sie die Lymphe sorgfältig und sezieren Sie eine Ebene zwischen der Seitenvene und der Lymphe mit einer geraden mikrochirurgischen Schere.Passieren Sie die Spitze einer Scherenklinge zwischen dem Lymphgefäß und der Seitenvene und schließen Sie die Klingen, um das Lymphgefäß zu transektieren. Wenn Sie fertig sind, kleiden Sie die Schwanzwunde mit einer sterilen, anhaftend klaren Ansprache. Indocyaningrün 0,1 Milliliter subkutan in den distalen Mausschwanz nahe der Spitze verabreichen.Dimmen Sie die Raumlichter, platzieren Sie dann die Nahinfrarot-Laser-Angiographie in der Puffereinstellung und führen Sie Live-Bildgebung durch. Nach Verabreichung von Isosulfanblau in die Schwanzspitze zeigten die Lymphe eine blaue Farbe. Die Lymphe wurde gestört, während benachbarte Seitenvenen erhalten blieben.Die fortschreitende Schwellung und das anhaltende anhaltende Lymphödem im Mausschwanz nach Lymphödeminduktion wird hier gezeigt. Das Mausschwanzvolumen, berechnet durch eine verkürzte Kegelgleichung, erreichte in Woche vier seinen Höhepunkt und stagnierte bis Woche sechs, gefolgt von einer allmählichen Verbesserung, die bis Woche 15 anhielt. Hochauflösende Laser-Speckle-Kontrastbildgebung wurde durchgeführt, um die Mausschwanzperfusion im Lymphödem-Schwanzmodell zu bestätigen, das verletzte Laternen und intakte Laternen zur Beurteilung der Durchgängigkeit der Schwanzgefäße zeigt.Die Nahinfrarot-Laser-Lymphangiographie zeigte präoperative intakte Lymphgefäße und keinen ICG-Transit über die Operationsstelle hinaus postoperativ, wodurch bestätigt wurde, dass die Schwellung durch Lymphstörungen verursacht wurde. Die Effizienz der genetischen Frachtabgabe mit der Gewebe-Nanotransfektionstechnologie wurde durch die Abgabe von Fluoreszein amidit-markierter DNA an den murinen Schwanz demonstriert. Die Verwendung von Anpassungen für das Mausschwanzlymphödemmodell und die ICG-Nahinfrarot-Laser-Angiographie ist ein klinisch übersetzbares und spannendes Tiermodell mit Auswirkungen auf die Behandlung.

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Kürzlich entwickelte Bildgebungsverfahren mittels Nah-Infrarot-Fluoreszenz (NIRF) kann helfen erläutern die Rolle spielt das Lymphsystem in Krebsmetastasen, Immunantwort, Wundheilung und anderen lymphatischen-assoziierten Krankheiten.

Nicht-invasive optische Abbildung des lymphatischen Gefäßsystem eines Maus

In diesem Video werden Melanomzellen im Mausmodell intravenös durch die Schwanzvene injiziert. Die Melanomzellen wandern weiter durch das Kreislaufsystem, passen sich an die entfernte Mikroumgebung an und verursachen Metastasen in Organen wie der Lunge.

Experimentelles Mausmodell für metastasiertes Melanom: Eine Plattform zur Untersuchung des metastasierenden Potenzials von Melanomzellen in der Lunge

Dieses Video beschreibt eine in vivo-Technik zur Erzeugung eines murinen Schwanzlymphödems, einer abnormalen Flüssigkeitsansammlung im interstitiellen Geweberaum, die zu einer Schwellung im Schwanz führt. Das Modell wird zur Untersuchung von Mechanismen und Therapien bei Lymphödemen eingesetzt.

Modell des Mausschwanz-Lymphödems: Eine In-vivo-Technik zur Erzeugung eines anhaltenden Lymphödems beim Mausschwanz

Dieses Video zeigt das chirurgische Isolierungsverfahren des leistendrainierenden Lymphknotens aus einem Mausmodell. Der Schnitt in der Bauchregion ermöglicht den Zugang zum Leistenlymphknoten, der operativ entnommen wird. Der entnommene durchscheinende leistende Lymphknoten kann für immunologische Untersuchungen verwendet werden.

Entnahme eines inguinalen drainierenden Lymphknotens aus einem Mausmodell

Dieses Tiermodell ermöglicht es Forschern, statistisch signifikante sekundäre Lymphödeme im Hinterglied von Mäusen zu induzieren, die mindestens 8 Wochen dauern. Das Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie von Lymphödemen zu untersuchen und neue Behandlungsmöglichkeiten zu untersuchen.

Eine überarbeitete Methode zur Induktion von Sekundärlymphödemen im Hinterglied von Mäusen

Ein Protokoll zur Blockierung des Lymphflusses durch chirurgische Saat ierung von afferent lymphatischen Gefäßen wird vorgestellt.

Blockierung des Lymphflusses durch Suieren von afferenten Lymphgefäßen bei Mäusen

Hier stellen wir eine effektive und effiziente Methode für Nagetier-Schwanzvenen-Injektionen mit einem einzigartig entwickelten Erwärmungs- / Rückhaltegerät vor. Durch die Rationalisierung der Einleitung von Vasodilatations- und Zurückhaltungsprozessen ermöglicht dieses Protokoll genaue und rechtzeitige intravenöse Injektionen großer Gruppen von Tieren mit minimaler Belastung.

Ein modernes Erwärmungs-/Rückhaltegerät für effiziente Injektionen von Schwanzvenen in einem murinen Pilz-Sepsis-Modell

Melanom ist eine sehr aggressive Krankheit, die sich schnell auf andere Organe ausbreitet. Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung der Ultrahochfrequenz-Ultraschallbildgebung in Verbindung mit 3D-Rendering zur Überwachung des Volumens der Leistenlymphknoten im Braf/Pten-Mausmodell des metastasierenden Melanoms.

Analyse des Lymphknotenvolumens mittels Ultrahochfrequenz-Ultraschallbildgebung im gentechnisch veränderten Mausmodell des Melanoms von Braf/Pten

Das hier vorgestellte experimentelle Design bietet ein nützliches Reproduktionsmodell für die Untersuchung von antigenspezifischen CD8+ T-Zellen während der Metastasierung von Lymphknoten (LN), das die Störung von CD8+ T-Zellen ausschließt.

Modell der drainierenden Lymphknotenmetastasierung zur Beurteilung der Dynamik antigenspezifischer CD8+ T-Zellen während der Tumorentstehung

Das Protokoll zielt darauf ab, ein Mausmodell zur Erzeugung von Schüben akuter lymphatischer Leukämie zu beschreiben, basierend auf der Dynamik des Ansprechens auf eine Induktionschemotherapie.

Mausmodell des Leukämie-Rezidivs zur Induktionschemotherapie bei akuter lymphatischer Leukämie

Erfahren Sie die Herstellung eines chronischen Murinschwanz-Lymphödem-Modells mit chirurgischer Lymphgefaßunterbrechung und Nanotransfektionstechnologie. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung lymphatischer Dysfunktion und genetischer Therapieansätze.

Ein Murinschwanz-Lymphödem-Modell

Weitere Videos entdecken