Name: Herstellung von dezellularisierten Nierengerüsten bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-03-18T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung vaskularisierter Nierengerüste durch Dezellularisierung bei Ratten. Diese Methode entfernt Zellkerne schonend und bewahrt die ECM-Ultrastruktur für Anwendungen in Transplantationsmedizin und Gewebeengineering.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Studie wurde durch ein Biomedical Research Institute Grant des Pusan National University Hospital unterstützt.

Diese Studie wurde von der Verwaltung der Pusan National University of Medicine genehmigt und in Übereinstimmung mit ethischen Richtlinien für die Verwendung und Pflege von Tieren durchgeführt. (Zertifikat Nr. 2017-119). Vor jeder Tierstudie sollte eine institutionelle Genehmigung eingeholt werden. HINWEIS: Alle chirurgischen und anästhetischen Instrumente/Geräte und Reagenzien, die für eine erfolgreiche chirurgische Präsentation und Bildgebung von Bauchorganen empfohlen werden, sind in Tabelle 1 aufgeführt.
1. Zubereitungsverfahren für die Ernte von Rattennieren
<ol><li>Zur Vorbereitung auf die Operation legen Sie 8 Wochen alte Sprague-Dawley-Ratten (mit einem Gewicht von 200-250 g) auf ein Wärmekissen. Platzieren Sie eine rektale Thermometersonde im Rektum, um die Kerntemperatur zu überwachen.</li>
	<li>Betäubung der Ratte mit einem 5%igen Isoflurangasgemisch (Induktion: 5%, Erhaltung: 3%).</li>
	<li>Um die Operation zu beginnen, legen Sie die Ratte nach Verabreichung der Anästhesie in Rückenlage. Montieren Sie die vier Gliedmaßen der Ratte mit Klebeband auf dem Operationstisch.</li>
	<li>Rasieren und reinigen Sie den Bauch der Spenderratte mit keimtötender Seife. Tragen Sie 2% Betadin für mindestens 1-2 min auf und wischen Sie mit einer 70% igen Ethanollösung ab. Wiederholen Sie diese Sequenz dreimal.</li>
	<li>Decken Sie das Operationsfeld mit einem sterilen fenestrierten Vorhang ab.</li>
	<li>Machen Sie einen vertikalen Bauchschnitt und legen Sie die linke Niere, den Harnleiter, die Bauchaorta und die untere Hohlvene frei.</li>
	<li>Visualisieren und sezieren Sie die linke Niere, den Harnleiter, die Bauchaorta und die vena cava inferior kurz vor dem Schneiden des Pedikels.</li>
</ol>2. Transkardialperfusion
<ol><li>Bereiten Sie vor der Operation die Perfusionslösung vor.<ol>
<li>Machen Sie 50 ml Perfusionslösung pro Ratte.</li>
		<li>Mischen Sie 1x PBS mit ca. 10 U / ml Heparin (1 25 kU Durchstechflasche ert 2,5 L PBS + Hep).</li>
		<li>Mischen Sie gleiche Mengen von 8% Paraformaldehyd mit 1x PBS, um die 4% PFA / 1xPBS-Lösung herzustellen. HINWEIS: 8% PFA aus Wasser können bei 4 °C bis zu 2 Monate gelagert werden. 4% PFA in PBS verdünnt ist jedoch nur für 1 Woche bei 4 °C stabil. Machen Sie die Verdünnung frisch.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verlängern Sie den vertikalen Bauchschnitt kranial. Achten Sie darauf, die Schere beim Schneiden von den Organen wegzuziehen, um die inneren Organe nicht zu beschädigen.</li>
	<li>Setzen Sie den Schnitt durch den Brustkorb fort und schneiden Sie dann durch das Zwerchfell, indem Sie das Brustbein anheben.</li>
	<li>Stecken Sie den losen Hautlappen aus dem Weg und befreien Sie das Herz, indem Sie mit der Pinzette bindegewebe reißen. ACHTUNG: Verwenden Sie die Schere nicht, um das Herz zu befreien, und dies könnte zu unerwünschten Blutungen führen.</li>
	<li>Öffnen Sie die phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) und stellen Sie sicher, dass die Leitung fließt, bevor Sie die Nadel in den linken Ventrikel legen. Halten Sie das Herz sanft mit einer stumpfen Zette und verwenden Sie einen Hämostat, um die Nadel zu kontrollieren. Die Nadel sollte nicht mehr als 1/4 Zoll eingeführt werden. HINWEIS: Das Einsetzen von mehr als 1/4 Zoll kann zu einer Perforation auf die andere Seite des Gewebes führen.</li>
	<li>Während Sie das Herz mit der Nadel und dem Hämostat unterstützen, lokalisieren Sie den rechten Vorhof und schneiden Sie ihn mit einer Iridektomieschere durch. Ruhen Sie den Hämostat auf den Körper der Ratte und stellen Sie sicher, dass die Nadel noch im Herzen positioniert ist. HINWEIS: Wenn der Schnitt ausreichend ist, sollte Blut in der Körperhöhle vorhanden sein, da der Druck des PBS, der in die Ratte fließt, entlastet wird.</li>
	<li>Die Vorderfüße und den Hautlappen vorsichtig ausknallen.</li>
	<li>Setzen Sie die Infusion von PBS für 4 Minuten oder länger fort, wenn noch Blut in Niere und Leber sichtbar ist.</li>
</ol>3. Nierenernte und Dezellularisierung
<ol><li>Ernten Sie die linke Niere mit der Bauchaorta und der unteren Hohlvene.</li>
	<li>Ligatieren Sie den Harnleiter, die thorakale Aorta, die obere Hohlvene und die Äste der Bauchaorta.</li>
	<li>Halten Sie das Organ in Dulbeccos PBS (DPBS) in einer 10 cm Großen Petrischale hydratisiert.</li>
	<li>Kanellieren Sie die Bauchaorta und die Vena cava inferior mit einem 23 Gauge Katheter. Um Restblut zu entfernen, verbinden Sie die Kanüle mit einer Peristaltikpumpe und waschen Sie sie mit DPBS (500 ml) und 16 U / ml Heparin für 90 min bei einer Geschwindigkeit von 5 U / min bei 37 ° C.</li>
	<li>Um die Niere zu dezellulieren, perfundieren Sie die Niere mit 1% Triton X-100 (1 L) für 3 h und dann mit 0,75% Natriumdodecylsulfat (SDS) Lösung (2 L) für 6 h bei einem konstanten Druck von 40 mmHg. HINWEIS: Die Niere wird nach 8 h transparent.</li>
	<li>Um Rest-SDS zu entfernen, perpergieren Sie die Probe mit 1% Penicillin in destilliertem Wasser (6 L) für 18 h (über Nacht) und dann mit sterilem DPBS (500 ml) und 16 U / ml Heparin für 90 min.</li>
</ol>

<ol><li>Kawai, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brief+report%3A+HLA-mismatched+renal+transplantation+without+maintenance+immunosuppression%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Brief report: HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression.</a> New England Journal of Medicine. 358 (4), 353-361 (2008).</li>
<li>Rana, D., Zreiqat, H., Benkirane-Jessel, N., Ramakrishna, S., Ramalingam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+decellularized+scaffolds+for+stem+cell-driven+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Tissue+Engineering+and+Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Development of decellularized scaffolds for stem cell-driven tissue engineering.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 11 (4), 942-965 (2017).</li>
<li>Fu, R. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularization+and+recellularization+technologies+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Decellularization and recellularization technologies in tissue engineering.</a> Cell Transplantation. 23 (4-5), 621-630 (2014).</li>
<li>Hopkinson, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+amniotic+membrane+%28AM%29+denuding+for+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Optimization of amniotic membrane (AM) denuding for tissue engineering.</a> Tissue Engineering. Part C, Methods. 14 (4), 371-381 (2008).</li>
<li>Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+the+decellularization+of+intact+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Organogenesis%22%5BJournal%5D)">Method for the decellularization of intact rat liver.</a> Organogenesis. 6 (2), 134-136 (2010).</li>
<li>Petersen, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+lungs+for+in+vivo+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered lungs for in vivo implantation.</a> Science. 329 (5991), 538-541 (2010).</li>
<li>Fernandez-Perez, J., Ahearne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+decellularization+methods+on+extracellular+matrix+derived+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">The impact of decellularization methods on extracellular matrix derived hydrogels.</a> Scientific Reports. 9 (1), 14933(2019).</li>
<li>Naik, A., Griffin, M., Szarko, M., Butler, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+the+decellularization+process+of+an+upper+limb+skeletal+muscle%3B+implications+for+muscle+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Optimizing the decellularization process of an upper limb skeletal muscle; implications for muscle tissue engineering.</a> Artificial Organs. 44 (2), 178-183 (2020).</li>
<li>Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+tissue+and+whole+organ+decellularization+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">An overview of tissue and whole organ decellularization processes.</a> Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).</li>
<li>Mason, C., Dunnill, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+brief+definition+of+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">A brief definition of regenerative medicine.</a> Regenerative Medicine. 3 (1), 1-5 (2008).</li>
<li>Guyette, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+decellularization+of+whole+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Perfusion decellularization of whole organs.</a> Nature Protocols. 9 (6), 1451-1468 (2014).</li>
<li>Song, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+experimental+orthotopic+transplantation+of+a+bioengineered+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney.</a> Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Verschiedene Protokolle wurden für die Dezellularisierung von Organen und anderen Geweben verwendet. Das optimale Dezellularisierungsprotokoll sollte die dreidimensionale Architektur der extrazellulären Matrix (ECM) erhalten. Im Allgemeinen bestehen solche Protokolle darin, die Zellmembran durch physikalische Verarbeitung oder ionische Lösungen zu lysieren, das Zytoplasma und den Zellkern durch enzymatische Verarbeitung oder Reinigungsmittel aus dem ECM zu dissoziieren und dann Zelltrümmer aus dem Gewebe zu entfernen<sup...

Zellkulturtechniken werden zur Regeneration von funktionellen Geweben und Organen eingesetzt, um kranke oder beschädigte Organe zu ersetzen. Allogene Organtransplantation ist derzeit die häufigste Behandlung für irreversible Organschäden; Dieser Ansatz erfordert jedoch die Verwendung von Immunsuppression, um eine Abstoßung des transplantierten Organs zu verhindern. Darüber hinaus können trotz Fortschritten in der Transplantimmunologie 20% der Transplantatempfänger innerhalb von 5 Jahren eine akute Abstoßung erfahren, und innerhalb von 10 Jahren nach der Transplantation können 40% der Empfänger ihr transplantiertes Transplantat verlieren oder sterben1.
Fortschritte in den Tissue-Engineering-Technologien haben zu einem neuen Paradigma für die Transplantation neuer Organe ohne Immunabstoßung mit differenzierten Stammzellen geführt. Nach der Stammzelldifferenzierung wird ein Gerüst, eine synthetische extrazelluläre Matrix genannt, benötigt, um die Erzeugung dreidimensionaler Organe zu erleichtern und das neue Gewebe im Empfänger gedeihen zu lassen. Gerüste aus dezellularisierten nativen Organen haben Vorteile, einschließlich einer effektiveren Umgebung für die Etablierung von Zellen und die Verbesserung der Stammzellproliferation, obwohl diese Mechanismen nicht vollständig aufgeklärt wurden2. Insbesondere die Niere ist ein geeignetes Organ für die Gerüstbildung, da sie eine reichliche Zirkulation und eine Nische für die Stammzellbildung aufs neuethält. Darüber hinaus ist es aufgrund der komplexen Struktur der Niere schwierig, Nieren für die Organtransplantation künstlich zu regenerieren.
In diesem Bericht stellen wir eine Methode zur Entwicklung vaskularisierter Gerüste unter Verwendung dezellularisierter Organe in einem Rattenmodell vor, um zukünftige Tierversuche für Tissue Engineering-Zwecke zu erleichtern.

<table><tbody><tr><td>1 cc Spritze (Injektionssonden und Vehikellösungen</td><td>Becton Dickinson</td><td>305217</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Ethilon für die Gefäßanastomose</td><td>Ethicon</td><td>9032G</td><td></td></tr><tr><td>25 Gauge Zoll Führungsnadel (für Gefäßkatheter)</td><td>Becton Dickinson</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>3-0 PDS Inzisionsverschluss Ratte</td><td>Ethicon</td><td>Z316H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Prolene Inzisionsverschluss Ratte</td><td>Ethicon</td><td>8832H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Seidenspule Gefäßzugang/Ligatur bei Ratte</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 110</td><td></td></tr><tr><td>4-0 PDS Inzisionsverschluss</td><td>Maus Ethicon</td><td>Z773D</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Prolene Inzisionsverschluss</td><td>Maus Ethicon</td><td>8831H</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Seidenspule Gefäßzugang/Ligatur bei Maus</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 106</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere zum Schneiden von Faszien/Bindegewebe</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Hämostat für Ratten: Muskelklemme zur Minimierung von Blutungen beim</td><td>Schneiden Fine Science Tools</td><td>13018-14</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylen 50 Schlauch, Katheterschlauch 100 ft</td><td>Braintree Scientific.023</td><td>" &times .038"</td><td></td></tr><tr><td>Schwartz microserrefine Gefäßklemmen</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01 (gerade)</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>18052-03 (gebogen)</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Schere zum Schneiden der Haut</td><td>Fine Science Tools</td><td>14002-12</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Tübingen Federschere für die Arteriotomie</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr></tbody></table>

herstellung von dezellularisierten nierengerüsten bei ratten

Preparation of Decellularized Kidney Scaffolds in Rats

Tissue Engineering ist eine Spitzendisziplin in der Biomedizin. Zellkulturtechniken können zur Regeneration von funktionellen Geweben und Organen angewendet werden, um kranke oder beschädigte Organe zu ersetzen. Gerüste werden benötigt, um die Erzeugung dreidimensionaler Organe oder Gewebe mit differenzierten Stammzellen in vivo zu erleichtern. In diesem Bericht beschreiben wir eine neuartige Methode zur Entwicklung vaskularisierter Gerüste mit dezellularisierten Rattennieren. Acht Wochen alte Sprague-Dawley-Ratten wurden in dieser Studie verwendet, und Heparin wurde in das Herz injiziert, um den Fluss in die Nierengefäße zu erleichtern, so dass Heparin in die Nierengefäße eindringen konnte. Die Bauchhöhle wurde geöffnet und die linke Niere wurde gesammelt. Die gesammelten Nieren wurden 9 h lang mit Reinigungsmitteln wie Triton X-100 und Natriumdodecylsulfat perfundiert, um das Gewebe zu dezellulieren. Dezellularisierte Nierengerüste wurden dann sanft mit 1% Penicillin / Streptomycin und Heparin gewaschen, um Zelltrümmer und chemische Rückstände zu entfernen. Die Transplantation von Stammzellen mit den dezellularisierten Gefäßgerüsten soll die Erzeugung neuer Organe erleichtern. So könnten die vaskularisierten Gerüste in Zukunft eine Grundlage für das Tissue Engineering von Organtransplantaten bilden.

Die grobe Morphologie der Rattennieren war dunkelrot (Abbildung 1A). Nach der Dezellularisierung wurde die Niere blass und durchscheinend (Abbildung 1D). Restgenomische DNA wurde mit einem handelsüblichen Kit nach Herstellerangaben in dezellularisierten Nierengerüsten bewertet und mit denen in nativen Nieren verglichen (Kontrolle). Quantitative Analysen bestätigten, dass die genomische DNA des Gewebes nach der Dezellularisierung fast eliminiert wurde. Von 14 Fäl...

Dieses Protokoll führt eine Methode zur Entwicklung eines Gerüsts mit dezellularisierten Rattennieren ein. Das Protokoll umfasst Dezellularisierungs- und Rezellularisierungsprozesse, um die Bioverfügbarkeit zu bestätigen. Die Dezellularisierung wird mit Triton X-100 und Natriumdodecylsulfat durchgeführt.

Herstellung von dezellularisierten Nierengerüsten bei Ratten

Tissue engineering is a cutting-edge discipline in biomedicine. Cell culture techniques can be applied for regeneration of functional tissues and organs ...

Dieses Protokoll ermöglicht es, vaskularisierte Gerüste mit Nieren in einem Rattenmodell zu entwickeln. Die Niere ist das am besten geeignete Organ für Gerüste aus differenzierten Stammzellen. Dies ist ein sehr erfolgreiches Protokoll zur Dezellularisierung der Niere.Es entfernt effektiv die Kerne mit minimaler Zerstörung der ECM-Ultrastruktur. Diese Technik kann auf die Transplantationsmedizin und das Tissue Engineering angewendet werden. Das Verfahren wird kim Joo Hyoung, md / PhD associate professor für plastische Chirurgie aus meinem Labor, demonstrieren.Legen Sie zunächst die acht Wochen alte Sprague Dawley-Ratte auf ein Wärmepad und positionieren Sie eine rektale Thermometersonde im Rektum, um die Kerntemperatur zu überwachen. Nachdem Sie die Ratte betäubt haben, legen Sie sie in Rückenlage und befestigen Sie die vier Gliedmaßen mit Klebeband am Tisch. Rasieren und reinigen Sie den Bauch mit keimtötiger Seife.Tragen Sie 2% Betadin für mindestens ein bis zwei Minuten auf und wischen Sie es dann mit einer 70% igen Ethanollösung ab. Wiederholen Sie diese Sequenz dreimal. Decken Sie das Operationsfeld mit einem sterilen, fenestrierten Vorhang ab.Machen Sie einen vertikalen Bauchschnitt und legen Sie die linke Niere, den Harnleiter, die Bauchaorta und die Untervene frei. Sezieren Sie das Gewebe kurz vor dem Schneiden des Pedikels. Bereiten Sie 50 Milliliter Perfusionslösung pro Ratte vor, indem Sie PBS mit etwa 10 Einheiten pro Milliliter Heparin mischen.Mischen Sie gleiche Mengen von 8% PFA mit PBS, um die 4% PFA-Lösung herzustellen. Verlängern Sie den vertikalen Bauchschnitt kranial und stellen Sie sicher, dass Sie die Schere beim Schneiden von den Organen wegziehen, um Schäden zu vermeiden. Setzen Sie den Schnitt durch den Brustkorb fort und schneiden Sie dann durch das Zwerchfell, indem Sie das Brustbein anheben.Ziehen Sie den losen Hautlappen mit einer Allis-Klemme aus dem Weg und befreien Sie das Herz, indem Sie das Bindegewebe mit der Zange reißen. Öffnen Sie die PBS-Leitung und stellen Sie sicher, dass sie fließt, bevor Sie die Nadel in den linken Ventrikel legen. Halten Sie das Herz sanft mit einer stumpfen Zette und verwenden Sie einen Hämostat, um die Nadel zu kontrollieren.Die Nadel sollte nicht mehr als einen Viertelzoll eingeführt werden. Während Sie das Herz mit der Nadel und dem Hämostat unterstützen, lokalisieren Sie den rechten Vorhof und schneiden Sie ihn mit einer Iridektomieschere durch. Ruhen Sie den Hämostat auf den Körper der Ratte und stellen Sie sicher, dass die Nadel noch im Herzen positioniert ist.Setzen Sie die Infusion von PBS für vier Minuten oder länger fort, wenn noch Blut in der Niere und Leber sichtbar ist. Ernten Sie die linke Niere mit der Bauchaorta und der unteren Hohlvene. Ligatieren Sie den Harnleiter, die thorakale Aorta, die obere Hohlvene und die Äste der Bauchaorta.Halten Sie das Organ in DPBS in einer 10 Zentimeter petri-Schale hydratisiert. Kanellieren Sie die Bauchaorta und die Vena cava inferior mit einem 23-Gauge-Katheter. Um Restblut zu entfernen, verbinden Sie die Kanüle mit einer Peristaltikpumpe und waschen Sie das Organ mit 500 Millilitern DPBS und 16 Einheiten pro Milliliter Heparin für 90 Minuten bei fünf U / min und 37 Grad Celsius.Um die Niere zu dezellulieren, pergieren Sie sie drei Stunden lang mit 1% Triton X-100 und dann mit 0,75% SDS-Lösung für sechs Stunden bei einem konstanten Druck von 40 Millilitern Quecksilber. Um Rest-SDS zu entfernen, perpergieren Sie die Probe mit 1% Penicillin in destilliertem Wasser für 18 Stunden und dann mit sterilem DPBS und 16 Einheiten pro Milliliter Heparin für 90 Minuten. Die grobe Morphologie der Rattennieren war dunkelrot.Nach der Dezellularisierung wurde die Niere blass und durchscheinend. Restgenomische DNA wurde in dezellularisierten Nierengerüsten quantifiziert und mit der in nativen Nieren verglichen, was bestätigte, dass die genomische DNA des Gewebes nach der Dezellularisierung fast eliminiert wurde. Von 14 Fällen betrug der durchschnittliche DNA-Gehalt 115,05 Nanogramm pro Mikroliter für die Kontrolle und 1,96 Nanogramm pro Mikroliter für das dezellularisierte Gerüst.Insgesamt wurden 98,3% der DNA entfernt. Die dreidimensionale Struktur wurde beibehalten und azelluläre Glomeruli wurden im kortikalen Parenchym erhalten. Wenn Sie die Nadel in den linken Ventrikel einführen, sollte sie nicht mehr als einen Viertelzoll eingeführt werden.Jede weitere Einfügung kann auf der anderen Seite herauskommen. Wir sind zuversichtlich, dass diese Technik eine neue Perspektive im Bereich des Tissue Engineering eröffnen wird.

preparation-of-decellularized-kidney-scaffolds-in-rats

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video beschreibt die Aufbereitung einer dezellularisierten Rattenniere. Das erhaltene azelluläre Gefäßgerüst kann als vielversprechende Plattform für das Tissue Engineering von Organtransplantaten dienen.

Präparation einer dezellularisierten Rattenniere: ein Verfahren zur Erzeugung eines azellulären vaskularisierten Ganzorgangerüsts aus einer entnommenen Rattenniere

Die vorgestellten Techniken zur Leberentnahme, Kanülierung und Perfusion unter Verwendung unseres proprietären Geräts ermöglichen ausgefeilte Perfusionsaufbauten, um Dezellularisierungs- und Rezellularisierungsexperimente in Rattenlebern zu verbessern.

Verfahren für Dezellularisierung von Rattenlebern in einer oszillierenden Druck Perfusionsvorrichtung

Dieses Protokoll beschreibt die Dezellularisierung von Sprague-Dawley-Rattennieren durch antegrade Perfusion von Detergenzien durch das Gefäßsystem, wodurch azelluläre extrazelluläre Nierenmatrizen entstehen, die als Vorlagen für die Wiederbestückung mit menschlichen Nierenepithelzellen dienen. Die Rezellularisierung und Verwendung des Resazurin-Perfusionsassays zur Überwachung des Wachstums wird in speziell entwickelten Perfusionsbioreaktoren durchgeführt.

Epithelialen Zellwiederbevölkerung und Herstellung von Nagetier extrazellulären Matrix Scaffolds für Nierengewebe Entwicklung

Tissue-Engineering Nierenfunktion Konstrukte bieten eine Lösung für den Organmangel und die schädlichen Wirkungen der Dialyse. Hier beschreiben wir ein Protokoll zum Mikro murine Nieren zur Isolation von Cortico-medullären Segmente zu sezieren. Diese Segmente werden in zellulären Gerüst-freie Konstrukte bilden renale Organellen implantiert.

Mikrodissektion primäre renale Gewebe Segmente und Einbindung mit neuartigen Gerüst-freie Konstrukt-Technologie

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um eine Niere Kortex extrazelluläre Matrix abgeleitet Hydrogel um die native Niere extrazelluläre Matrix (ECM) strukturelle und biochemische Zusammensetzung behalten zu fabrizieren. Den Fertigungsprozess und ihre Anwendungen werden beschrieben. Schließlich ist eine Perspektive auf die Verwendung dieses Hydrogel zur Niere-spezifische zelluläre und Geweberegeneration und Bioingenieurwissenschaften Unterstützung diskutiert.

Herstellung einer Niere Cortex extrazelluläre Matrix abgeleitet Hydrogel

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Erzeugung reproduzierbarer, kleinräumiger künstlicher Lungengewebe, indem dezellularisierte, präzisionsgeschnittene Lungenschnitte mit alveolären Epithel-Typ-2-Zellen, Fibroblasten und Endothelzellen neu besiedelt werden.

Technisches Lungengewebe aus dezellularisierten Lungenscheiben

Wir beschreiben die Operationstechnik und den Dezellularisierungsprozess für zusammengesetzte Rattenhinterbeine. Die Dezellularisierung erfolgt unter Verwendung von Natriumdodecylsulfat mit niedriger Konzentration durch ein Ex-vivo-Maschinenperfusionssystem.

Beschaffung und Dezellularisierung von Rattenhinterbeinen mit einem Ex-vivo-Perfusions-basierten Bioreaktor für die vaskularisierte Komposit-Allotransplantation

In dieser Arbeit wurde ein Dezellularisierungsprotokoll optimiert, um dezellularisierte Matrices des fetalen Mausskelettmuskels zu erhalten. C2C12-Myoblasten können diese Matrices besiedeln, sich vermehren und differenzieren. Mit diesem In-vitro-Modell kann das Zellverhalten im Kontext von Skelettmuskelerkrankungen wie Muskeldystrophien untersucht werden.

Herstellung von 3D-dezellularisierten Matrizen aus fetalen Mausskelettmuskeln für die Zellkultur

In dieser Studie beschreiben wir Methoden der Dezellularisierung, der physikalischen Charakterisierung, der Bildgebung und der in vivo Implantation von pflanzlichen Biomaterialien sowie Methoden zur Zellaussaat und Differenzierung in den Scaffolds. Die beschriebenen Methoden ermöglichen die Evaluierung von pflanzlichen Biomaterialien für Anwendungen im Bone Tissue Engineering.

Dezellularisierte aus Äpfeln gewonnene Gerüste für das Bone Tissue Engineering in vitro und in vivo

Die dezellularisierte Milzmatrix (DSM) bietet vielversprechende Anwendungen im Bereich des Tissue Engineering in der Leber. Dieses Protokoll beschreibt das Verfahren zur Vorbereitung des DSM von Ratten, das die Entnahme von Rattenmilz, ihre Dezellularisierung durch Perfusion und die Bewertung des resultierenden DSM zur Bestätigung seiner Eigenschaften umfasst.

Herstellung einer dezellularisierten Milzmatrix aus Ratten

Dieses Protokoll beschreibt die ex-vivo normotherme maschinelle Perfusion einer Rattenniere zur anschließenden Transplantation in eine Empfängerratte.

Normothermic Machine Perfusion der Rattennieren für Transplantationen

Erfahren Sie die Herstellung vaskularisierter Nierengerüste durch Dezellularisierung bei Ratten. Diese Methode entfernt Zellkerne schonend und bewahrt die ECM-Ultrastruktur für Anwendungen in Transplantationsmedizin und Gewebeengineering.

Herstellung von dezellularisierten Nierengerüsten bei Ratten

Weitere Videos entdecken