Name: Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Erfahren Sie die Fraktionierung von Lignozellulose mit dem OrganoCat-Verfahren für Biotechnologie und Biomasse-Valorisation. Diese Methode ermöglicht die nachhaltige Trennung von Lignin, Zellulose und fermentierbaren Zuckern unter milden Bedingungen.

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Diese Arbeiten wurden im Rahmen der Exzellenzcluster "Tailor-Made Fuels from Biomass" und "Fuel Science Center" durchgeführt, die durch die Exzellenzinitiative der Deutschen Forschungsgemeinschaft zur Förderung von Wissenschaft und Forschung an deutschen Hochschulen gefördert werden, sowie im Rahmen des Bioeconomy Science Center (BioSC), das im Projekt AP³ Focus Lab gefördert wird. Die wissenschaftlichen Aktivitäten des Bioeconomy Science Center wurden vom Ministerium für Innovation, Wissenschaft und Forschung im Rahmen des NRW Strategieprojekt BioSC (Nr. 313/323-400-002 13) finanziell unterstützt.

HINWEIS: Der Prozess kann jederzeit unterbrochen werden, indem die Proben bei Raumtemperatur (für einige Tage) oder im Kühlschrank (für längere Zeit) belassen werden. Weitere Informationen zu den in diesem Protokoll verwendeten Materialien finden Sie in der Materialtabelle.
1. Buchenholzpartikel
<ol><li>Erzeugen Sie die gewünschte Partikelgröße von Buchenholz (Fagus sp.) mit einer Schneidmühle mit einem 10-mm-Sieb und trocknen Sie die Partikel bei 50 °C auf konstante Masse (~24 h), wobei ein Restfeuchtegehalt von ~10% Wasser verbleibt.</li>
</ol>2. Lignozellulose-Fraktionierung und Aufarbeitung
<ol><li>Lignocellulose-Vorbehandlung und Fraktionierung<ol>
<li>Suspendieren Sie 500 mg Buchenholzpartikel (Fagus sp.) partikel und 78,0 mg (0,5 mmol, 0,1 M) FDCA in 5 mL Reinstwasser bei Raumtemperatur in einem 25 mL Edelstahl-Hochdruckreaktor. 5 ml 2-MTHF und einen Rührstab zur Suspension geben und den Reaktor verschließen. Den Reaktor auf einer Heizplatte bei einer Rührgeschwindigkeit von 1500 U/min für 1 h auf 160 °C erhitzen.</li>
		<li>Lassen Sie die Reaktion über einen Zeitraum von ~10 min in Eiswasser auf Raumtemperatur abkühlen. Öffnen Sie den Reaktor, geben Sie 52,5 μL NaOH-Lösung (50 Gew.-% NaOH in destilliertem Wasser) hinzu und rühren Sie 15 min bei Raumtemperatur und 500 U / min auf einer Rührplatte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Isolierung der organischen Phase und Ligninquantifizierung<ol>
<li>Zentrifugieren Sie die Mischung (Raumtemperatur, 5 min, 1880 × g). Verwenden Sie eine Pipette, um die organische Phase (2-MTHF) auf einen 50-ml-Rundkolben zu übertragen.</li>
		<li>Die organische Phase wird in einem Rotationsverdampfer (40 °C, 200 U/min, 180 mbar) verdampft, bis eine feste und trockene Ligninfraktion erhalten wird. Bestimmen Sie die Ligninausbeute durch Wiegen mit einer Analysenwaage. Lagern Sie das feste Lignin bei Raumtemperatur zur weiteren Analyse.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Trennung von fester, mit Zellulose angereicherter Zellstoff und wässriger Phase<ol>
<li>Filtrieren Sie die wässrige Phase mit einem Zellulosefilterpapier (17-30 μm Porengröße) in einem Trichter, um den mit Zellulose angereicherten Zellstoff zu isolieren, und übertragen Sie die wässrige Phase auf eine 5-ml-Durchstechflasche. Waschen Sie das Fruchtfleisch bis zum neutralen pH-Wert mit 3 x 25 ml Wasser und lagern Sie die Waschlösung separat in einem 100-ml-Becherglas. Trocknen Sie den Zellstoff bei 80 °C auf konstante Masse (~24 h).</li>
		<li>Bestimmen Sie die Ausbeute an getrocknetem Zellstoff durch Wiegen mit einer Analysenwaage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>FDCA-Rückgewinnung und Isolierung der wässrigen Phase<ol>
<li>Stellen Sie den pH-Wert der wässrigen Phase und der Waschlösung ab Schritt 2.3 getrennt unter ständigem Rühren auf pH 1 mit konzentriertem HCl ein, während die Lösung in einem Eisbad abgekühlt wird. Kontrollieren Sie den pH-Wert mit universellem Indikatorpapier.</li>
		<li>Den ausgefällten Feststoff (FDCA) aus beiden Lösungen filtrieren, die Rückstände kombinieren und bei 80 °C auf konstante Masse (~24 h) trocknen. Entsorgen Sie die Wäschen. Bestimmen Sie die FDCA-Ausbeute durch Wiegen mit einer Analysenwaage.</li>
		<li>Die wässrige Phase wird in einen 25-ml-Kolben überführt und zur Analyse bei 4 °C gelagert.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Probenvorbereitung für die Furfuralquantifizierung<ol>
<li>Führen Sie ein separates Experiment durch, um die Menge an Furfural zu bestimmen. Wiederholen Sie die Schritte 2.1.1-2.2.1.</li>
		<li>40 mg n-Dekanals internen Standard zu der gesammelten organischen Lösungsmittelfraktion geben und zur Analyse aufbewahren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Analyse
<ol><li>Analyse von Zucker in der wässrigen Phase mittels Hochleistungs-Anionenaustauschchromatographie mit gepulster amperometrischer Detektion (HPAEC-PAD)<ol>
<li>Verdünnen Sie 10 μL der in Schritt 2.4.3 gesammelten wässrigen Phase mit 190 μL destilliertem Wasser. 10 μL 2 mM 2-Desoxy-D-Glucose in die verdünnte Probe geben.</li>
		<li>Führen Sie die Trennung von Monosacchariden auf einer Monosaccharid-Separatorsäule mit einer Durchflussrate von 0,5 ml∙min-1durch und injizieren Sie die Probe nach Deren Äquilibrierung mit 2 mM NaOH für 10 min. Trennen Sie die neutralen Zucker mit 2 mM NaOH über 18 min. Anschließend verwenden Sie 550 mM NaOH für 10 min, um die Harnsäuren zu trennen. Spülen Sie die Säule mit 800 mM NaOH für 10 min. HINWEIS: Die Software normalisiert die Mengen an Monosacchariden auf die Menge des internen Standards und quantifiziert sie unter Verwendung von Standardkalibrierungskurven der verschiedenen Monosaccharide.</li>
	</ol></li>
	<li>Ligninanalyse über 1H-13C heteronukleare Einzelquantenkorrelation Kernspinresonanz (1H-13C-HSQC NMR)<ol>
<li>~50 mg Lignin in 0,5 ml deuteriertem Dimethylsulfoxid ([d6] DMSO) lösen und die Mischung in ein NMR-Röhrchen überführen. Durchführung von 1H-13C HSQC (Messzeit 220 min) NMR-Messungen mit einem 400 MHz Spektrometer.</li>
		<li>Bestimmen Sie die Arten von Verknüpfungen, die im Lignin vorhanden sind, indem Sie das Spektrum verwenden.<ol>
<li>Beziehen Sie sich auf die chemische Verschiebung des Spektrums auf das DMSO-Signal (δ(1H) = 2.500 ppm; δ(13C) = 39,52 ppm).</li>
			<li>Führen Sie eine manuelle Phasenkorrektur auf beiden Achsen durch, bis alle Signale positiv sind, und führen Sie dann eine Baseline-Korrektur durch.</li>
			<li>Integrieren Sie die Signale der aromatischen Einheiten und die Verknüpfungen des Lignins; siehe Tabelle 1 für die chemischen Verschiebungen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Berechnen Sie die Summe der aromatischen Einheiten (arom.) mit der folgenden Formel: Σ(arom.) = (S2,6 /2) + ((G2 +G5)/ 2) +(H2,6 / 2) (1) Wobei Si das Integral über dem Signal ist, das den 2 und 6 Syringylprotonen entspricht, Gi die Integrale über den Signalen, die den 2 und 5 Guajakylprotonen entsprechen, und Hi das Integral über dem Signal, das den 2 und 6 p-Hydroxyphenylprotonen entspricht.</li>
		<li>Berechnen Sie den Prozentsatz jeder Einheit anhand der folgenden Formeln: S = (S2,6/ 2) / Σ(arom.) × 100% (2) G =((G2 + G5)/ 2) / Σ(arom.) × 100% (3) H =(H2,6 / 2) / Σ(arom.) × 100% (4) Wobei S, G und H die Prozentsätze der jeweiligen Monomere -Syringyl- (S), Guaiacyl- (G) und p-Hydroxyphenyl (H) -Monomereinheiten pro 100 Monomereinheiten sind.</li>
		<li>Berechnen Sie die Anzahl der Verknüpfungen pro 100 Einheiten mithilfe der folgenden Formeln: β-O-4 Verknüpfungen = α β-O-4 / Σ(arom.) × 100% (5) Verknüpfungen = (α β-β + β β-β + γ β-β) / Σ(arom.) × 100% (6) Verknüpfungen = (α β-5 + β β-5 + γ β-5) / Σ(arom.) × 100% (7) Wobei α, β und γ das Integral über dem Signal ist, das den α-, β- und γ-Protonensignalen der entsprechenden β-O-4-, β-β- und β-5-Verbindungen entspricht. HINWEIS: Die Verbindungen werden als Verknüpfung pro 100 Monomereinheiten angegeben. Aufgrund der Überlappung derPeaks wird β-O-4 nur mit dem α Protonensignal berechnet. β-β- und β-5-Gestänge werden anhand aller Signale der entsprechenden Verknüpfung berechnet.</li>
	</ol></li>
	<li>Analyse der Gelpermeationschromatographie (GPC)<ol>
<li>10 mg getrocknetes Lignin und 1 mg Glucose (als interner Standard) in 1 mL einer 0,1 M NaOH und 0,01 Gew.%igNaN3 wässrigen Lösung in einer 1,5 mL Gaschromatographie (GC)-Durchstechflasche aufzulösen. Schließen Sie die GC-Durchstechflasche mit einer Kappe mit Septum.</li>
		<li>Injizieren Sie 100 μL der Probe in ein Hochleistungsflüssigkeitschromatographiesystem (HPLC), das mit einem Ultraviolettdetektor ausgestattet ist und eine Wellenlänge von λ = 280 nm überwacht. Verwenden Sie ein System, bestehend aus einem vorspulenprogrammierten Temperatur-Split/Splitless-Injektorsystem mit polarer Kieselsäure (8 mm x 50 mm) und drei Gelsäulen (8 mm x 300 mm, Partikeldurchmesser: 5 μm, Nominenbreite: 1000 Å) bei einer Durchflussrate von 1 ml min-1. Beziehen Sie die erhaltenen Daten auf das Signal des internen Standards (Glucose). Berechnen Sie die Massenverteilung mit der Software, bezogen auf eine externe Kalibrierung mit Poly(styrolsulfonat) in einem Bereich von 266 bis 65000 Da.</li>
	</ol></li>
	<li>Furfural-Quantifizierung mittels GC<ol>
<li>20 mg n-Dekanals interner Standard in die organische Phase der OrganoCat-Vorbehandlung gegeben. Übertragen Sie 1 ml der organischen Phase in eine 1,5 ml GC-Durchstechflasche.</li>
		<li>Injizieren Sie 1 μL dieser Lösung in einen Gaschromatographen unter Verwendung einer 30 m Säule mit einer stationären Phase aus polarem Polyurethanglykol und Helium als Trägergas mit einer Durchflussrate von 1,5 mlmin-1 und einem Flammenionisationsdetektor. Stellen Sie die Anfangstemperatur auf 50 °C, erhöhen Sie sie dann um 8 °C min-1 bis 250 °C und halten Sie sie 5 min lang bei 250 °C.</li>
		<li>Quantifizieren Sie Furfural unter Verwendung der von der Software vorgegebenen Integrale (Int) und eines extern berechneten Korrekturfaktors (cf).<ol>
<li>Bereiten Sie eine Probe von 1 mg Furfural und 5 mg n-Decanin 1 ml 2-MTHF vor und injizieren Sie sie mit dem oben genannten Verfahren in den GC. Berechnen Sie den Korrekturfaktor wie folgt: cf = (Int(n-decan) / m(n-decane)) / (Int(furfural) / Int(furfural)) (8)</li>
			<li>Verwenden Sie den Korrekturfaktor, um die Furfuralmenge in der unbekannten Probe mit der folgenden Formel zu berechnen: m(furfural) = m(n-decan) / Int(n-decane) × cf × Int(furfural) (9)</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Cellulose-angereicherte Zellstoffhydrolyse<ol>
<li>Durchführung der Zellstoffhydrolyse von mit Cellulose angereicherten Rückständen aus der OrganoCat-Vorbehandlung in einem Heizblock mit Mischung (siehe Materialtabelle)unter Verwendung von 1,5 ml Fläschchen.</li>
		<li>20 mg celluloseangereicherter Zellstoff und 10 μL Cellulase (60 Filterpapiereinheiten (FPU)mL-1 und 82 Cellobiaseeinheiten (CBU)mL-1) zu 1 mL Citratpuffer (pH = 4,5) in einer 1,5 ml Durchstechflasche zugeben und bei 50 °C für 0 h, 1 h oder 72 h schütteln. Anschließend die Proben 10 min auf 99 °C erhitzen, um die Enzyme zu denaturieren.</li>
		<li>Bestimmen Sie die Glukosekonzentration mit einem Glukose (Hexokinase) Assay-Kit.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Isikgor, F. H., Becer, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lignocellulosic+biomass%3A+a+sustainable+platform+for+the+production+of+bio-based+chemicals+and+polymers%5BTitle%5D)+AND+%22Polymer+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Lignocellulosic biomass: a sustainable platform for the production of bio-based chemicals and polymers.</a> Polymer Chemistry. 6 (25), 4497-4559 (2015).</li>
<li>Azadi, P., Inderwildi, O. R., Farnood, R., King, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+fuels%2C+hydrogen+and+chemicals+from+lignin%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Renewable+%26+Sustainable+Energy+Reviews%22%5BJournal%5D)">Liquid fuels, hydrogen and chemicals from lignin: A critical review.</a> Renewable & Sustainable Energy Reviews. 21, 506-523 (2013).</li>
<li>Aro, T., Fatehi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+and+application+of+lignosulfonates+and+sulfonated+lignin%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Production and application of lignosulfonates and sulfonated lignin.</a> ChemSusChem. 10 (9), 1861-1877 (2017).</li>
<li>Kai, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+lignin-based+functional+materials+in+a+sustainable+world%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Towards lignin-based functional materials in a sustainable world.</a> Green Chemistry. 18 (5), 1175-1200 (2016).</li>
<li>Fang, W., Yang, S., Wang, X. -L., Yuan, T. -Q., Sun, R. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manufacture+and+application+of+lignin-based+carbon+fibers+%28LCFs%29+and+lignin-based+carbon+nanofibers+%28LCNFs%29%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Manufacture and application of lignin-based carbon fibers (LCFs) and lignin-based carbon nanofibers (LCNFs).</a> Green Chemistry. 19 (8), 1794-1827 (2017).</li>
<li>Linger, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lignin+valorization+through+integrated+biological+funneling+and+chemical+catalysis%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Lignin valorization through integrated biological funneling and chemical catalysis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (33), 12013-12018 (2014).</li>
<li>Liao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sustainable+wood+biorefinery+for+low-carbon+footprint+chemicals+production%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A sustainable wood biorefinery for low-carbon footprint chemicals production.</a> Science. 367 (6484), 1385-1390 (2020).</li>
<li>Galkin, M. V., Samec, J. S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lignin+valorization+through+catalytic+lignocellulose+fractionation%3A+a+fundamental+platform+for+the+future+biorefinery%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Lignin valorization through catalytic lignocellulose fractionation: a fundamental platform for the future biorefinery.</a> ChemSusChem. 9 (13), 1544-1558 (2016).</li>
<li>vom Stein, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+biomass+to+feedstock%3A+one-step+fractionation+of+lignocellulose+components+by+the+selective+organic+acid-catalyzed+depolymerization+of+hemicellulose+in+a+biphasic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">From biomass to feedstock: one-step fractionation of lignocellulose components by the selective organic acid-catalyzed depolymerization of hemicellulose in a biphasic system.</a> Green Chemistry. 13 (7), 1772-1777 (2011).</li>
<li>Anastas, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Meeting+the+challenges+to+sustainability+through+green+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Meeting the challenges to sustainability through green chemistry.</a> Green Chemistry. 5 (2), 29-34 (2003).</li>
<li>Weidener, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One-step+lignocellulose+fractionation+by+using+2%2C5-furandicarboxylic+acid+as+a+biogenic+and+recyclable+catalyst%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">One-step lignocellulose fractionation by using 2,5-furandicarboxylic acid as a biogenic and recyclable catalyst.</a> ChemSusChem. 11 (13), 2051-2056 (2018).</li>
<li>vom Stein, T., Grande, P. M., Leitner, W., Domínguez de María, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-catalyzed+furfural+production+in+biobased+biphasic+systems%3A+from+pure+sugars+to+direct+use+of+crude+xylose+effluents+as+feedstock%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Iron-catalyzed furfural production in biobased biphasic systems: from pure sugars to direct use of crude xylose effluents as feedstock.</a> ChemSusChem. 4 (11), 1592-1594 (2011).</li>
<li>Viell, J., Harwardt, A., Seiler, J., Marquardt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+biomass+fractionation+by+Organosolv-like+processes+economically+viable%3F+A+conceptual+design+study%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresource+Technology%22%5BJournal%5D)">Is biomass fractionation by Organosolv-like processes economically viable? A conceptual design study.</a> Bioresource Technology. 150, 89-97 (2013).</li>
<li>Ait Rass, H., Essayem, N., Besson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+aerobic+oxidation+of+5-HMF+into+2%2C5-furandicarboxylic+acid+with+Pt+catalysts+supported+on+TiO2+-+and+ZrO2+-based+supports%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Selective aerobic oxidation of 5-HMF into 2,5-furandicarboxylic acid with Pt catalysts supported on TiO2 - and ZrO2 -based supports.</a> ChemSusChem. 8 (7), 1206-1217 (2015).</li>
<li>Yi, G., Teong, S. P., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Base-free+conversion+of+5-hydroxymethylfurfural+to+2%2C5-furandicarboxylic+acid+over+a+Ru%2FC+catalyst%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Base-free conversion of 5-hydroxymethylfurfural to 2,5-furandicarboxylic acid over a Ru/C catalyst.</a> Green Chemistry. 18 (4), 979-983 (2016).</li>
<li>Ardemani, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+base+catalysed+5-HMF+oxidation+to+2%2C5-FDCA+over+Au%2Fhydrotalcites%3A+fact+or+fiction%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Science%22%5BJournal%5D)">Solid base catalysed 5-HMF oxidation to 2,5-FDCA over Au/hydrotalcites: fact or fiction.</a> Chemical Science. 6 (8), 4940-4945 (2015).</li>
<li>Domínguez de María, P., Guajardo, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biocatalytic+valorization+of+furans%3A+opportunities+for+inherently+unstable+substrates%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Biocatalytic valorization of furans: opportunities for inherently unstable substrates.</a> ChemSusChem. 10 (21), 4123-4134 (2017).</li>
<li>Grande, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fractionation+of+lignocellulosic+biomass+using+the+OrganoCat+process%5BTitle%5D)+AND+%22Green+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Fractionation of lignocellulosic biomass using the OrganoCat process.</a> Green Chemistry. 17 (6), 3533-3539 (2015).</li>
<li>Holtz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Process+development+for+separation+of+lignin+from+OrganoCat+lignocellulose+fractionation+using+antisolvent+precipitation%5BTitle%5D)+AND+%22Separation+and+Purification+Technology%22%5BJournal%5D)">Process development for separation of lignin from OrganoCat lignocellulose fractionation using antisolvent precipitation.</a> Separation and Purification Technology. 236, 116295(2020).</li>
<li>Weidener, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lignin+precipitation+and+fractionation+from+OrganoCat+pulping+to+obtain+lignin+with+different+sizes+and+chemical+composition%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">Lignin precipitation and fractionation from OrganoCat pulping to obtain lignin with different sizes and chemical composition.</a> Molecules. 25 (15), 3330(2020).</li>
<li>Weidener, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiscale+analysis+of+lignocellulose+recalcitrance+towards+OrganoCat+pretreatment+and+fractionation%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+for+Biofuels%22%5BJournal%5D)">Multiscale analysis of lignocellulose recalcitrance towards OrganoCat pretreatment and fractionation.</a> Biotechnology for Biofuels. 13 (1), 155(2020).</li>
<li>Weidener, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lignocellulose+fractionation+using+recyclable+phosphoric+acid%3A+lignin%2C+cellulose%2C+and+furfural+production%5BTitle%5D)+AND+%22ChemSusChem%22%5BJournal%5D)">Lignocellulose fractionation using recyclable phosphoric acid: lignin, cellulose, and furfural production.</a> ChemSusChem. 14 (3), 909-916 (2020).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die beschriebene Fraktionierung von Lignocellulose zeigt einen Kompromiss zwischen Hemicellulosehydrolyseeffizienz und Selektivität, um den Zuckerabbau zu Furanen zu vermeiden, abhängig von Reaktionszeit und Temperatur (Abbildung 1). Die Ligningewinnung wurde in ähnlicher Weise durch die härteren Bedingungen beeinflusst. Insbesondere die Reduzierung vonβ-O-4-Bindungen und die Erhöhung des massendurchschnittlichen Molekulargewichts durch Rekondensation bei höherer Temperatur und Reaktionszeit unterstreicht diesen Kompromiss, der eingegangen werden muss. Die Auswahl von Reaktionszeit und Temperatur ist daher ein kritischer Schritt in diesem Lignocellulose-Fraktionierungsprozess. Da die Effizienz der enzymatischen Hydrolyse hauptsächlich durch Delignifikation im FDCA-katalysierten OrganoCat-Prozess bestimmt zu werden scheint, bieten die härtesten Verarbeitungsbedingungen den am besten zugänglichen Zellstoff. Andere Variationen des Verfahrens9,11,18,22, z.B. unter Verwendung verschiedener Katalysatoren, zeigen, dass die Stärke des Katalysators und der endgültige pH-Wert in der reaktiven Lösung den stärksten Einfluss auf die Prozesseffizienz haben. Modifikationen des Verfahrens, z.B.Vorschwellung mit Phosphorsäure, haben sich nachweislich auch positiv auswirken22. Aufgrund der Vielfalt in der Zusammensetzung muss der Prozess jedoch in Abhängigkeit von den verschiedenen Rohstoffen optimiert werden21. Unter Berücksichtigung der Gesamtprozessleistung muss die nachgeschaltete Reinigung der abgetrennten Fraktionen berücksichtigt werden, weshalb die Selektivität eine große Rolle spielt. Im Vergleich zu anderen organosolvartigen Prozessen verwendet OrganoCat ein biphasisches Wasser/2-MTHF-System, das die Hauptkomponenten in drei relativ einfachen, getrennten Strömen bereitstellt. Auf diese Weise können weiter nachgelagerte und daraus resultierende Energie- und Ausrüstungskosten gesenkt werden13,18.

Die Nutzung fossiler Ressourcen hat große technologische Fortschritte gebracht, da sie die Grundlage für zahlreiche Produkte bilden, die für das tägliche Leben unerlässlich sind. Die Begrenzung von Ressourcen wie Öl und Gas auf der Erde und die mit ihrer Ausbeutung verbundenen Umweltschäden schaffen jedoch einen dringenden Bedarf an Alternativen. Lignozellulose-Biomasse ist eine vielversprechende Quelle für kohlenstoffbasierte Chemikalien, da sie erneuerbar, vielseitig und kohlenstoffneutral ist1. Lignocellulose besteht im Wesentlichen aus drei Hauptfraktionen, die verwendet werden müssen: Hemicellulosen, Cellulose und Lignin. Seine industrielle Verarbeitung hat eine lange Geschichte. Etablierte und weit verbreitete Verfahren, wie die Sulfit- und Kraftverfahren aus der Papierindustrie, konzentrieren sich jedoch hauptsächlich auf Cellulose für den Einsatz in der Zellstoff- und Papierindustrie2. Eine vollständige Valorisierung aller drei lignozellulosehaltigen Fraktionen ist erforderlich, um die Lignocelluloseverarbeitung hin zu Chemikalien aus wirtschaftlicher und ökologischer Sicht rentabler zu machen.
In vielen Lignocellulose-Valorisierungsstrategien ist Lignin ein reines Nebenprodukt, das oft zur Energierückgewinnung verbrannt wird. Derzeit werden nur 1-2% des industriell hergestellten Lignins zur Herstellung von Mehrwertprodukten wie Betonadditiven, Tensiden und Vanillin3verwendet. Dennoch ist es die größte erneuerbare Quelle von Aromaten und hat daher vielversprechende Eigenschaften für die Anwendung als Grundlage für Polymere4, Kohlenstofffasern5und Kraftstoff2. Die Herausforderungen bei der Valorisierung von Lignin liegen in seiner komplexen Struktur und Vielfalt, abhängig vom Ausgangsmaterial und den Extraktionsbedingungen. Darüber hinaus liefern die am weitesten verbreiteten Lignocellulose-Fraktionierungsprozesse aufgrund ihrer Prozessbedingungen sulfoniertes Lignin mit einer hohen Anzahl von C-C-Bindungen zwischen den Monomereinheiten. Daher ist kommerziell erhältliches Lignin schwierig zu depolymerisieren.
Für die Lignocellulosefraktionierung wurden verschiedene Ansätze entwickelt, die sich auf die ganzheitliche Nutzung aller drei Fraktionen konzentrieren. Die meisten Prozesse beruhen auf der Hydrolyse von Hemicellulose, entweder mit verdünnten Säuren und Basen oder unter Verwendung der Autoprotolyse von Wasser bei erhöhten Temperaturen. Als eine der am meisten erforschten Optionen verwenden Organosolv-Prozesse niedrigsiedende organische Lösungsmittel, normalerweise in Kombination mit Wasser. Bekannte Varianten dieses Verfahrens sind das Alcell-Verfahren, bei dem 50% Ethanol verwendet wird, und das Organocell-Verfahren, das im ersten Schritt Methanol verwendet und im zweiten Schritt NaOH hinzufügt. Säureorganologische Prozesse, die Ameisen- oder Essigsäure verwenden, werden ebenfalls beschrieben2. Aufgrund des jüngsten Fokus auf die Valorisierung von Lignin als wichtiges Bioraffinerieprodukt wurden neue Ansätze entwickelt, die die Ligninextraktion mit nachfolgenden oder integrierten Umwandlungsschritten kombinieren, um kleinere Ligninverbindungen und stabilere und wertvollere Produkte zu erhalten6,7,8.
Das OrganoCat Lignocellulose-Fraktionierungsverfahren (OrganoCat) basiert auf einem Zwei-Phasen-System aus Wasser und 2-Methyltetrahydrofuran (2-MTHF)9. Zusätzlich wird eine recycelbare organische Säure als Katalysator verwendet, die Selektiv Hemicellulosen bei milden Temperaturen hydrolysiert. Alle Prozesschemikalien können relativ kostengünstig und biogen hergestellt werden, was die Umweltauswirkungen des Prozesses nach den Prinzipien der Grünen Chemie10senkt. Das Verfahren liefert drei separate Produktströme mit Lignin in der organischen Phase, depolymerisierten Hemicellulosezuckern in der wässrigen Phase und celluloseangereichertem Zellstoff als festen Rückstand. Da die Produktströme leicht getrennt werden können, können nachgelagerte Schritte, Energiebedarf und Materialkosten im Vergleich zu beispielsweise monophasischen Ansätzen deutlich reduziert werden. Das Lignin hat ein relativ niedriges Molekulargewichtund eine hohe Anzahl von β-O-4-Bindungen11. Die depolymerisierten Hemicellulosezucker können zur Fermentation oder Umwandlung in Feinchemikalien verwendet werden12. Der Cellulosezellstoff ist für die enzymatische Depolymerisation leicht zugänglich9.
Das ursprüngliche OrganoCat-Verfahren verwendet Oxalsäure als Katalysator zur Fraktionierung von Lignocellulose. Oxalsäure kann dann durch Kristallisation zurückgewonnen werden9. Dies erhöht jedoch die Prozesskosten für die Kühlung der Reaktion und die teilweise Verdampfung von Wasser. Der teilweise Abbau von Oxalsäure würde die Einnahmen weiter schmälern13. Aus diesem Grund wurde das OrganoCat-Verfahren durch die Einführung von 2,5-Furandicarbonsäure (FDCA) als Katalysator11verbessert. FDCA ist nicht nur ausreichend sauer, um die Reaktion zu katalysieren, sondern kann auch aus Glukose über Dehydratisierung zu 5-Hydroxymethylfurfural und anschließender Oxidation mit metallbasierten Katalysatoren oder Biokatalysatoren14,15,16,17abgeleitet werden . Obwohl der Säuregehalt von FDCA etwas niedriger ist, hat es eine höhere thermische Stabilität als Oxalsäure. FDCA hat eine geringe Löslichkeit in Wasser bei Raumtemperatur, was eine einfache Rückgewinnung aus der wässrigen Phase nach der Reaktion ermöglicht.
Ein Scale-up des OrganoCat-Verfahrens wurde erfolgreich zu einem 3-Liter-Reaktor18entwickelt. Weitere Studien zu OrganoCat-Lignin ergaben, dass eine antisolvente Fällung mit n-Hexanoder n-Pentaneine energieeffiziente Ligninrückgewinnung ermöglicht19. Es war möglich, Ligninfraktionen mit unterschiedlichen Molekulargewichten20zu erhalten. Dieser Beitrag stellt die vollständige präparative Methode für einen skalierbaren, einstufigen Fraktionierungsprozess von lignozellulosehaltiger Biomasse unter Verwendung von FDCA als Katalysator vor. Dieser Prozess ergibt extrahiertes Lignin, depolymerisierte Hemicellulosen und Cellulosezellstoff in drei leicht trennbaren Produktströmen.

<table><tbody><tr><td>1200 HPLC-System</td><td>Agilent</td><td>n.a.</td> <td>wurde für den Größenausschluss Chomatogaphie</td></tr><tr><td>verwendet 2,5-Furandicarbonsäure</td><td>TCI Deutschland GmbH</td><td>F0710</td><td>Reinheit:&nbsp; >98,0%(T)(HPLC)</td></tr><tr><td>2-Methyltetrahydrofuran</td><td>Carl Roth GmbH</td><td>6845.4</td><td>SOLVAGREEN&nbsp; &ge; 99 %, extra reine</td></tr><tr><td>Accellerase 1500</td><td>Bereitgestellt von Genencor (60&nbsp; FPU&nbsp; mL-1 und 82&nbsp; CBU&nbsp; mL-1; 2300 AE Leiden, Niederlande)</td><td>n.a.cellulase</td> <td>für die Hydrolyse von Zellstoff</td></tr><tr><td>aus Buchenholz (Fagus sp.)</td><td></td><td>n.a.BioTek</td><td></td></tr> <tr><td>Power Wave HT UV-Vis Spektrometer</td><td>BioTek Germany, 74177 Bad Friedrichshall, Germany</td><td>BT-RPRWI</td><td></td></tr><tr><td>Bruker AS400 (400&nbsp; MHz) Spektrometer</td><td>Bruker, Billerica, MA 01821, USA</td> n.a.HSQC-NMR-Analyse <td></td><td></td></tr><tr><td>CarboPac PA20 Säule</td><td>Dionex</td><td>302747</td><td>Monosaccharid-Separator-Säule für Hochleistungs-Anionenaustauschchromatographie</td></tr><tr><td>Zentrifuge 5430 R</td><td>Eppendorf</td><td>5428000610</td><td></td></tr><tr><td>Focus GC</td><td>Thermo Fischer</td><td>n.a.gas</td><td></td></tr> <tr><td>Chromatograph Glukose (Hexokinase) Assay Bausatz</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>GAHK20-1KT</td><td></td></tr><tr><td>GPC- Vorsäule PSS PolarSil in DMAc</td><td>PSS Polymer Strandards Service GmbH</td><td>PSA080505</td><td>Vorsäule mit polarer Kieselsäure (8 x 50 mm)</td></tr><tr><td>HP-INNOwax Säule 30 m</td><td>Agilent J & W</td><td>19091N-213IE</td><td>GC-Säule mit polarer stationärer Phase aus Polyethylenglykol</td></tr><tr><td>PSS MCX</td><td>PSS Polymer Strandards Service GmbH</td><td> MCA0830051E3</td><td>Gelsäulen (8 x 300 mm, Partikeldurchmesser: 5 & Mikro; m, nominale Porenweite: 1000 & Aring;</td></tr><tr><td>ThermoMixer</td><td>Eppendorf</td><td>n.a.Misch</td><td>- und Heizblock</td></tr><tr><td>Tinyclave Stahl Typ 3 / 25 mL</td><td>B&uuml; Chi</td><td>49,33,45,10,000</td><td>100 bar, 200 &deg; C</td></tr></tbody></table>

fraktionierung von lignozellulose-biomasse mit dem organocat-verfahren

Fractionation of Lignocellulosic Biomass using the OrganoCat Process

Der Übergang von einer erdölbasierten zu einer nachhaltigeren und biobasierten Wirtschaft erfordert die Entwicklung neuer Raffineriekonzepte, um die Rohstoff- und Energieversorgung aufrechtzuerhalten. Für diese neuartigen und nachhaltigen Bioraffineriekonzepte ist es wichtig, Katalysatoren und Lösungsmittel zu verwenden, die auf die Prinzipien der Grünen Chemie ausgerichtet sind. Daher kann die Implementierung biogener Alternativen eine vielversprechende Lösung sein. Das hier vorgestellte Lignocellulose-Vorbehandlungs- und Fraktionierungsverfahren -OrganoCat - ist eine integrierte Fraktionierung von Lignocellulose in ihre Hauptkomponenten unter Verwendung biogener Säuren wie 2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator. Hemicellulosen und andere nicht-zellulosehaltige Polysaccharide werden selektiv durch die verdünnte Säure depolymerisiert und gelöst, während die kristalline Cellulose im festen Zellstoff verbleibt. In Gegenwart einer zweiten organischen Phase, die aus biogenem 2-Methyltetrahydrofuran besteht, wird in situentwirrtes Lignin extrahiert. Das Verfahren ermöglicht die effiziente Fraktionierung der drei Hauptkomponenten Lignin, Cellulose und nichtzellulosehaltige Zucker. Dies hilft, sich auf die Qualität des Lignins, die Verbesserung der enzymatischen Hydrolyse der mit Cellulose angereicherten Pulpa und die milde nichtzellulosehaltige Zuckerextraktion mit geringem Abbau zu konzentrieren.

Ein typischer Satz von Bedingungen für den Lignocellulose-Vorbehandlungs- und Fraktionierungsprozess OrganoCat (OrganoCat) verwendet 0,1 M FDCA als Katalysator, eine Biomassebeladung von 100 gL-1 (Buchenholz, im Vergleich zur wässrigen Phase), 1 h Reaktionszeit und 160 °C als Reaktionstemperatur. Die Zusammensetzung von Buchenholz wurde an anderer Stelleveröffentlicht 21 (~48% Cellulose, 27% Hemicellulose, 26% Lignin). Abbildung 1 zeigt das extrahierte Hemicellulosehydrolysat mit diesen Bedingungen sowie längerer Reaktionszeit (3 h) und niedrigerer Temperatur (140 °C).
Unter härteren Bedingungen, z.B.höherer Temperatur und längerer Reaktionszeit, kann dies zu höheren Extraktionsausbeuten führen, führt aber auch zu einem stärkeren Abbau der Produkte - Furfural ist ein Abbauprodukt von Xylose, während 5-(Hydroxymethyl)furfural (5-HMF) das entsprechende Abbauprodukt von Glucose ist. Eine höhere Menge an Furfural wurde in den Produkten (verteilt zwischen der wässrigen und der organischen Phase) mit einer Reaktionszeit von 3 h bei 160 °C festgestellt. Da die Zuckerabbauprodukte hochreaktiv sind und dazu neigen, Humine-Oligomere von Furanen und Zuckern zu bilden, könnte die kürzere Reaktionszeit bei höheren Temperaturen als guter Kompromiss zwischen hoher Extraktionseffizienz und geringem Zuckerabbau angesehen werden.
Die Menge an extrahiertem Lignin steht in direktem Zusammenhang mit der Reaktionstemperatur und -zeit. Abbildung 2 zeigt die Menge des extrahierten Lignins, den β-O-4-Verknüpfungsgehalt und die massendurchschnittlichen molaren Massen der extrahierten Lignine. Während die extrahierte Ligninausbeute mit längerer Reaktionszeit steigt, verringertsich die Anzahl der intakten β-O-4-Bindungen bei der Reaktion für 3 h statt 1 h um etwa die Hälfte. Die Senkung der Reaktionstemperatur von 160 °C auf 140 °C hat einen viel geringeren Einfluss auf das Lignin,was zu einer etwas geringeren Ausbeute, einer geringeren massendurchschnittlichen molaren Masse und einem höheren β-O-4-Gehalt führt.
Da die enzymatische Hydrolyse von (Lingo-)Cellulose ein gängiger Indikator für die Aufschlusseffizienz ist, wurde ein kommerzieller Cellulosecocktail auf die verschiedenen OrganoCat-Pulpen aufgebracht, die sich aus den oben genannten OrganoCat-Reaktionsbedingungssätzen ergeben (Abbildung 3). Da die Cellulase nicht für die Substrate optimiert ist, ist die Gesamtzellulosekonversion nicht mit der Leistung auf dem neuesten Stand der Technik vergleichbar; es ermöglicht jedoch den Vergleich der verschiedenen Zellstoffe miteinander. Die längere Reaktionszeit zeigt einen signifikanten Einfluss auf die anfängliche Reaktionszeit und die Glukoseausbeute nach 72 h und verbessert sich um den Faktor ~2,5. Die Senkung der Temperatur scheint einen viel geringeren Einfluss zu zeigen, was bedeutet, dass der Hauptfaktor, der die Unterschiede in der enzymatischen Verdaulichkeit innerhalb dieser Behandlung verursacht, der Grad der Delignifikation ist.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61933/61933fig1v2.png"> Abbildung 1: Zuckerextraktion und Furfuralherstellung im OrganoCat-Verfahren mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten wie auf der x-Achse11angegeben. Alle Experimente wurden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61933/61933fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61933/61933fig2v2.png"> Abbildung 2: Menge und Analyse des nach dem OrganoCat-Verfahren extrahierten Lignins mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten, wie auf der x-Achse11angegeben. Die Ligninerträge wurden in dreifacher Ausfertigung berechnet. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. Molekülmasse und Verknüpfungen wurden aus repräsentativen Einzelexperimenten abgeleitet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61933/61933fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61933/61933fig3v2.png"> Abbildung 3: Enzymatische Hydrolyse von Pulpen. Glukoseausbeuten nach 72 h (blaue Balken) und Reaktionsgeschwindigkeiten innerhalb der ersten Stunde (graue Balken) aus der Hydrolyse von unbehandeltem Buchenholz und celluloseangereicherten Zellstoffen aus OrganoCat mit 0,1 M2,5-Furandicarbonsäure als Katalysator und 100 gL-1 Buchenholz (im Vergleich zur wässrigen Phase) bei unterschiedlichen Reaktionstemperaturen und -zeiten, wie auf der x-Achse angegeben. Cellulase wurde auf die verschiedenen Substrate bei 50 °C für bis zu 72 h in zerknirschtem Puffer (pH 4,5)11aufgetragen. Alle Experimente wurden in dreifacher Ausfertigung durchgeführt. Der Mittelwert wird mit der Standardabweichung angezeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61933/61933fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Einheit</td>
			<td>Schicht δ(1H)(13C)</td>
			<td>Gestänge</td>
			<td>Schicht δ(1H)(13C)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>[ppm]</td>
			<td></td>
			<td>[ppm]</td>
		</tr>
<tr>
<td>S2,6
</td>
			<td>(6.95–6.46) (106.8–101.9)</td>
			<td>α β-O-4</td>
			<td>(5.08–4.69) (75.8–69.9)</td>
		</tr>
<tr>
<td>G2
</td>
			<td>(7.12–6.72) (113.4–108.7)</td>
			<td>α β-β</td>
			<td>(4.72–4.58) (87.46–84.0)</td>
		</tr>
<tr>
<td>G5
</td>
			<td>(7.04–6.51) (117.8–113.4)</td>
			<td>β β-β</td>
			<td>(3.35–3.11) (62.0–57.9)</td>
		</tr>
<tr>
<td>H2,6
</td>
			<td>(7.01–6.8) (129.1–123.2)</td>
			<td>γ β-β 1</td>
			<td>(4.26–4.09) (73.0–70.0)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>γ β-β 2</td>
			<td>(3.87–3.71) (73.0–70.0)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>α β-5</td>
			<td>(5.51–5.41) (88.8–86.6)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>β β-5</td>
			<td>(3.52–3.42) (54.0–52.1)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td>γ β-5</td>
			<td>(3.80–3.67) (64.1–62.1)</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Chemische Verschiebungen, bestimmt durch 1H-13 C heteronukleare Einzelquantenkorrelation Kernspinresonanz (1H-13C-HSQC NMR) für verschiedene Bindungen in Lignin. Abkürzungen: S = Syringyleinheit, G = Guajakyleinheit, H = p-Hydroxyphenyleinheit.

OrganoCat ist ein Verfahren zur Vorbehandlung und Fraktionierung von Lignocellulose unter milden Bedingungen zu Lignin, fermentierbaren Zuckern und Cellulosezellstoff. In einem biogenen, biphasischen Lösungsmittelsystem aus Wasser und 2-Methyltetrahydrofuran mit 2,5-Furancarbonsäure als Katalysator werden die OrganoCat-Produkte zur einfachen Produktrückgewinnung in situ getrennt.

Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren

The shift from a petroleum-based to a more sustainable and bio-based economy requires the development of new refinery concepts to maintain the supply of ...

Die Lignincellulosefraktionierung mit der OrganoCat-Technologie ermöglicht eine einfache Trennung von Lignin, Cellulose und fermentierbaren Zuckern unter Verwendung eines zweiphasigen Eintopfreaktionssystems. Durch kompatible, milde Reaktionsbedingungen kann eine hohe Produktqualität erreicht werden. Unser Verfahren ermöglicht eine einfache Produkttrennung sowie Katalysator- und Lösungsmittelrecycling.Es ist auch 100% biogen, so dass die im Prozess verwendeten Chemikalien in der gleichen Bioraffinerie hergestellt werden können, in der sie angewendet werden. Lignin ist bekannt für sein hohes Potenzial, aber seine Valorisierung ist immer noch ein Kampf. Für unsere Milbenextraktionsbedingungen liefern wir konsistentere und wertvollere Lignane.Die Trennung der Lignas-Cellulosefraktionierung kann je nach verwendeter Biomasse eine Herausforderung darstellen. Eine höhere Zentrifugation für uns oder die Zugabe von Salz zur Mischung kann den Trennprozess erleichtern. Beginnen Sie mit der Suspendierung von 500 Milligramm Beachwood-Partikeln und 78 Milligramm FDCA in fünf Millilitern Reinstwasser bei Raumtemperatur in einem Edelstahl-Hochdruckreaktor.Dann fügen Sie fünf Milliliter von zwei MTHF und einen Rührstab zu dieser Suspension hinzu und erhitzen Sie den Reaktor auf einer Heizplatte auf 160 Grad Celsius für eine Stunde mit Rühren bei 1500 Umdrehungen pro Minute. Am Ende der Inkubation die Reaktion 10 Minuten lang auf Raumtemperatur und ein Eiswasserbad abkühlen lassen, dann 52,5 Mikroliter Natriumhydroxid hinzufügen und die Reaktion bei 500 Umdrehungen pro Minute für 15 Minuten bei Raumtemperatur auf eine Rührplatte legen. Um die organische Phase aus dem Reaktionsgemisch zu isolieren, die Reaktion fünf Minuten lang bei 1880 mal G bei Raumtemperatur zu zentrifugieren und die abgetrennte organische Phase mit einer Pipette auf einen 50 Milliliter-Rundkolben zu übertragen, verdampfen Sie die Lösung in einem Rotationsverdampfer bei 180 Millibar, 40 Grad Celsius und 200 Umdrehungen pro Minute, bis eine feste trockene Ligninfraktion erhalten ist. Bestimmen Sie dann die Ligninausbeute und lagern Sie das feste Lignin bei Raumtemperatur bis zur weiteren Analyse.Um den mit Zellulose angereicherten Zellstoff zu isolieren, filtern Sie die wässrige Phase durch ein 1730 Mikrometer porengroßes Zellulosefilterpapier in ein fünf Milliliter großes Vile und waschen Sie den gesammelten Zellstoffrückstand dreimal mit 25 Millilitern Wasser pro Waschgang, bis der pH-Wert neutral ist. Bewahren Sie die Waschlösung in einem 100-Milliliter-Becherglas auf und trocknen Sie das Fruchtfleisch bei 80 Grad Celsius, bis kein weiterer Verlust und keine weitere Masse mehr entsteht, bevor Sie die Ausbeute auf einer Analysenwaage bestimmen. Um das FDCA aus der wässrigen Phase und den Waschlösungen zu sammeln, verwenden Sie konzentrierte Salzsäure unter ständigem Rühren in einem Eisbad, um den pH-Wert jeder Lösung auf eins einzustellen.Aus beiden Lösungen wird das ausgefällte feste FDCA filtriert und die Rückstände kombiniert. Trocknen Sie das Produkt auf konstante Masse bei 80 Grad Celsius für ca. 24 Stunden. Und um die Ausbeute auf einer Waage zu bestimmen, übertragen Sie dann die wässrige Phase auf einen 25-Milliliter-Kolben für die Lagerung von vier Grad Celsius bis zur weiteren Analyse.In dieser repräsentativen Analyse wurden die Auswirkungen der Reaktionszeit und Temperatur auf die Ausbeute von Hemicellulosehydrolysat untersucht, wobei die Verwendung härterer Bedingungen, wie höhere Temperaturen und längere Reaktionszeiten, zu höheren Extraktionsausbeuten führte, aber auch einen stärkeren Abbau des Produkts auslöste. In ähnlicher Weise stand die Menge an extrahiertem Lignin in direktem Zusammenhang mit der Reaktionstemperatur und -zeit, während die extrahierte Ligninausbeute mit längeren Reaktionszeiten zunahm, die Anzahl der intakten O-4-Bindungen nahm ab. Die Senkung der Reaktionstemperatur zeigte einen ähnlichen Einfluss auf Lignin wie die Verringerung der Reaktionszeit, was zu einer etwas geringeren Ausbeute, einer kleineren durchschnittlichen Müllermasse und einem etwas niedrigeren O-4-Gehalt führte.Nach der enzymatischen Hydrolyse wirkten sich längere Reaktionszeiten signifikant auf die anfängliche Reaktionszeit und die Glukoseausbeute aus. Denken Sie daran, das Reaktionsgemisch vor dem Trennen der Phasen zu neutralisieren, um sicherzustellen, dass der Katalysator hauptsächlich in der wässrigen Phase bleibt, die Menge an Alfa-Mahlung durch Cellulose-Dehydratisierung kann direkt in der organischen Phase gemessen werden. Und auf diese Weise kann die Menge an Hemicellulose, die in diese Plattformchemikalie umgewandelt wird, quantifiziert werden.Unser Reaktionssystem kann maßgeschneidertes Lignin produzieren. Zugängliche Zellulose und fermentierbare Zucker. Dies könnte eine ganzheitlichere und nachhaltigere Verwertung der pflanzlichen Biomasse auslösen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Chemistry

Chemie

Eine einfache, schnelle Methode zur Bestimmung der Verzuckerung Potenzial einer großen Zahl von pflanzlicher Biomasse Proben beschrieben. Die automatisierte Plattform für diese Analyse umfasst die Vorbereitung der pflanzlichen Biomasse für die Analyse in 96-Well-Platten und die anschließende Performance der Vorbehandlung, Hydrolyse und Quantifizierung der Zucker freigesetzt.

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Gegen biomimetischen Holz: Hergestellt Freistehende Filme aus Nanocellulose, Lignin und eines synthetischen Polykation

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Hochdurchsatz-Screening von Widerspenstigkeit Variationen in Lignocellulose-reicher Biomasse: Gesamt Lignin, Lignin-Monomeren und enzymatische Zuckerfreisetzung

Die Vorbehandlung von lignozellulosehaltiger Biomasse mit protischen kostengünstigen ionischen Flüssigkeiten wird gezeigt, was zu einem delignifizierten zellulosereichen Zellstoff und einem gereinigten Lignin führt. Das Fruchtfleisch führt nach enzymatischer Verzuckerung zu hohen Glukoseausbeuten.

Die Vorbehandlung von Lignocellulose-Biomasse mit Low-Cost-ionischen Flüssigkeiten

Wir präsentieren ein Protokoll für die Synthese von C5-Zuckern (Xylose und Arabinose) aus einer erneuerbaren nicht essbare Lignocellulose Biomasse (z.B. Jute) mit der Anwesenheit von Brønsted sauren Ionische Flüssigkeiten (BAILs) als Katalysator im Wasser. Der BAILs Katalysator ausgestellt bessere katalytische Leistung als herkömmliche mineralische Säure Katalysatoren (H2SO4 und HCl).

Eine neue Methode für die Analyse von Pentosan in Jute Biomasse und deren Umwandlung in Zucker Monomere mit sauren ionischen Flüssigkeit

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Ethanol-Gewinnung von Lignin aus verschiedenen Biomassequellen führen. Die Wirkung von der Extraktionsbedingungen auf Lignin-Ausbeute und β-O-4-Inhalte werden präsentiert. Selektive Depolymerisation erfolgt auf die erhaltenen Lignine, hoch aromatische Monomer-Produkte zu erhalten.

Gewinnung von Lignin mit hohen Gehalt an β-O-4 durch milde Ethanol Extraktion und seine Wirkung auf die Depolymerisation Ausbeute

Es wird ein Protokoll zur Emission der Abschöpfung von minderwertiger Biomasse durch mikrowellengestützte Hydrothermalkohlenbehandlung vorgestellt. Dieses Protokoll umfasst die Mikrowellenparameter und die Analyse des Biokohleprodukts und des Prozesswassers.

Reduzierung der Abgas-Holzbrennstoff-Emission durch eine kohlrigelgestützte mikrowellenassistierte hydrothermale Karbonisierung

Die tiefen eutektische lösungsmittelbasierte, mikrowellengestützte Vorbehandlung ist ein grünes, schnelles und effizientes Verfahren für die lignozellulosehaltige Fraktionierung und hochreine Ligninrückgewinnung.

Ultraschnelle Ligninextraktion aus ungewöhnlichen mediterranen Lignocellulose-Rückständen

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Doppelschnecken-Extrusionsverfahren zur Herstellung erneuerbarer Faserplatten

Erfahren Sie die Fraktionierung von Lignozellulose mit dem OrganoCat-Verfahren für Biotechnologie und Biomasse-Valorisation. Diese Methode ermöglicht die nachhaltige Trennung von Lignin, Zellulose und fermentierbaren Zuckern unter milden Bedingungen.

Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren

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