Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten

Dieses Protokoll ist ein robustes und reproduzierbares Modell der Endotoxämie, bei dem physiologische und molekulare Parameter wiederholt bewertet werden können. Dieser Ansatz kann helfen, Fragen in der Sepsisforschung zu beantworten. Während unser Modell Tierversuche nicht ersetzt, verfeinert es Sepsis-Modelle durch kontinuierliche Sedierung und reduziert die Anzahl der Tiere durch wiederholte Probenahme.

Anfänger können mit dem Einsetzen von arteriellen und venösen Kathetern zu kämpfen haben, aber es ist nur ein begrenztes Training erforderlich, um diese Techniken zu beherrschen. Die Visualisierung des gesamten Versuchsaufbaus erleichtert es den Forschern, ihre Modelle einzurichten oder anzupassen, um eine Situation auf der Intensivstation genauer nachzuahmen. Beginnen Sie damit, das betäubte Tier auf eine Heizmatte zu übertragen.

Halten Sie die Körpertemperatur zwischen 36,5 und 37 Grad Celsius. Stellen Sie sicher, dass das Tier spontan atmet, indem Sie Sauerstoff mit einem Nasenkegel versorgen. Bestätigen Sie den Grad der Anästhesie durch das Fehlen des Zehenquetschreflexes vor der Installation von Tracheostomie und arteriellen und venösen Kathetern.

Verwenden Sie eine Salbe, um die Augen zu schützen. Bereiten Sie sterile chirurgische Instrumente und Katheter zusammen mit einer Druck- und Sauerstoffsättigungsüberwachung für eine ausreichende Sauerstoffversorgung vor. Tragen Sie ein Tourniquet auf den proximalen Schwanz der Ratte auf, um den venösen Zugang zu erleichtern, und desinfizieren Sie den Schwanz dreimal mit Alkohol.

Führen Sie einen intravenösen 26-Gauge-Katheter in eine der beiden seitlichen Heckvenen ein und vermeiden Sie eine Luftinjektion. Lösen Sie den Tourniquet nach dem Einsetzen des intravenösen Katheters und fixieren Sie den intravenösen Katheter mit Klebeband. Schließen Sie Spritzenpumpen mit Drei-Wege-Absperrhähnen an den intravenösen Zugang für kontinuierliche Flüssigkeits- und Arzneimittelanwendungen an.

Beginnen Sie die Tracheostomie, indem Sie den vorderen Halsbereich des Tieres rasieren und dann die rasierte Haut dreimal mit Povidon-Jodlösung desinfizieren. Führen Sie einen zwei Zentimeter langen Schnitt mit einer Skalpellklinge Nummer 10 durch. Ziehen Sie die Haut mit 2-0 Seidennähten zurück.

Dann bereiten Sie den Kehlkopf und die Luftröhre stumpf vor, um mit einer chirurgischen Schere geöffnet zu werden. Führen Sie eine sterile Trachealkanüle in die Luftröhre ein und achten Sie darauf, nicht zu tief einzudringen, um eine einseitige Belüftung zu vermeiden. Befestigen Sie die Kanüle mit einer 2-O-Seidennaht an Ort und Stelle und schließen Sie die Kanüle dann an ein Beatmungsgerät an, um druck- oder volumengesteuerte Belüftung zu erhalten.

Definieren Sie Flüssigkeitsersatzprotokolle, Vasokonstriktor-Anwendungsprotokolle und Abtreibungskriterien, bevor Sie das Experiment einrichten. Desinfizieren Sie den Rattenschwanz dreimal mit Povidon-Jodlösung und schneiden Sie dann den Hautkreis an der Bauchseite mit einem Skalpell um einen Zentimeter Längsrichtung ab, wobei Sie darauf achten, nicht zu tief zu schneiden, um eine Verletzung der Schwanzarterie zu vermeiden. Verwenden Sie ein Operationsmikroskop, um die Arterie vorsichtig freizulegen.

Schneiden Sie die Faszie, die die Arterie umgibt, mit einer chirurgischen Mikroschere ab. Ligen Sie dann den distalen Teil der Arterie, indem Sie proximale 6-0-Seidennaht durchführen, aber ziehen Sie die Seide nicht fest. Führen Sie einen 26-Gauge-Katheter in die Arterie zwischen der distalen und proximalen Seidennaht ein und ziehen Sie dann die proximale Seidennaht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu befestigen.

Schließen Sie den Katheter an einen Druckmessumformer an, um eine kontinuierliche arterielle Druckmessung zu ermöglichen. Platzieren Sie zusätzlich einen Drei-Wege-Absperrhahn zwischen dem Katheter, der mit dem Druckmessumformer verbunden ist, und dem 26-Gauge-Katheter für die arterielle Blutentnahme. Nachdem das Tier einen stabilen Zustand erreicht hat, induziert eine Sepsis durch Injektion von LPS und sammelt Blutproben.

Ersetzen Sie den Flüssigkeitsverlust aus den Blutproben durch Ringers Lösung in einem Verhältnis von eins zu vier und vermeiden Sie jederzeit Luftinjektionen, um Luftembolien zu verhindern. Der mittlere arterielle Druck bleibt bei Tieren mit und ohne LPS-Stimulation stabil. LPS-behandelte Tiere entwickeln Merkmale der Sepsis, wie z.B. einen negativen Basenüberschuss.

LPS-behandelte Tiere entwickelten auch eine starke Entzündungsreaktion, die durch Plasmazytokine wie Chemoattractant Protein-1, Monozyten-Chemoattractant-Protein-1 und Interleukin-6 gemessen wurde. Wenn Sie dieses Protokoll versuchen, denken Sie daran, Flüssigkeits- und Vasopressor-Regime vorzudefinieren sowie Terminierungskriterien zu definieren, um solide und reproduzierbare Forschungsdaten zu erhalten. Dieses Protokoll kann an andere Sepsis-Modelle angepasst werden.

So wird eine Forschungsfrage mit dem am besten geeigneten Ansatz und in Übereinstimmung mit den Prinzipien des Reduzierens, Verfeinerns, Ersetzens des Tierschutzes beantwortet.