Name: Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 56 s
Description: Erfahren Sie ein reproduzierbares Endotoxinmodell bei Ratten für Sepsis-Forschung unter Intensivbedingungen. Diese Methode ermöglicht wiederholte Messungen physiologischer und molekularer Parameter und reduziert den Tierverbrauch.

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Die Autoren danken Beatrice Beck-Schimmer (MD) und Erik Schadde (MD) für ihre kritische Auseinandersetzung und ihren wertvollen Beitrag zu diesem Manuskript.

Alle in diesem Protokoll vorgestellten Experimente wurden von den Veterinärbehörden des Kantons Zürich, Schweiz, genehmigt (Zulassungsnummern 134/2014 und ZH088/19). Darüber hinaus entsprachen alle Schritte in diesem Experiment den Richtlinien für Tierversuche der Schweizerischen Akademie der Mittleren Wissenschaften (SAMW) und den Richtlinien der Federation of European Laboratory Animal Science Associations (FELASA).
1. Anästhesieinduktion und Tierüberwachung
<ol><li>Halten Sie männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 250-300 Gramm (g) in belüfteten Käfigen unter pathogenfreien Bedingungen. Sorgen Sie für einen 12-12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus bei einer Umgebungstemperatur von 22 ± 1 ° C und freien Zugang zu Nahrung und Wasser.</li>
	<li>Induzieren Sie eine Vollnarkose entweder durch flüchtige Induktion mit Isofluran (Konzentration von 3-5%) in einer Anästhesie-Induktionsbox für 30 Sekunden (Abbildung 1A) oder induzieren Sie alternativ eine Anästhesie mit einer Single-Shot-Injektion von Ketamin / Xylazin (10/1 Milligramm (mg) pro 100 g Körpergewicht).</li>
	<li>Bringen Sie das Tier an einen Arbeitsplatz und legen Sie es während des gesamten Experiments auf eine Heizmatte. Halten Sie die Körpertemperatur zwischen 36,5 und 37 °C.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Nasenkonus, um Sauerstoff (600 ml / Minute) bereitzustellen. Fügen Sie Isofluran 2-3% hinzu, wenn eine flüchtige Anästhesie für die Aufrechterhaltung der Anästhesie gewählt wurde. Stellen Sie sicher, dass das Tier spontan atmet.</li>
	<li>Bestätigen Sie den Grad der Anästhesie durch das Fehlen des Zehen-Quetsch-Reflexes vor der Installation von Tracheostomie und arteriellen und venösen Kathetern.</li>
	<li>Nachweis einer ausreichenden Oxygenierung durch periphere Sauerstoffsättigungsüberwachung (normale Sauerstoffsättigung 98 - 100%).</li>
	<li>Verwenden Sie eine Salbe (Vitamin-A-Salbe), um die Augen zu schützen.</li>
	<li>Bereiten Sie sterile chirurgische Instrumente und Katheter auf einem Beistelltisch vor, wie in Abbildung 1B dargestellt.</li>
	<li>Bereiten Sie zusätzlich die Druck- und Sauerstoffsättigungsüberwachung vor, wie in Abbildung 1C dargestellt.</li>
</ol>2. Intravenöser Zugang
<ol><li>Tragen Sie ein Tourniquet auf den proximalen Schwanz der Ratte auf, um den venösen Zugang zu erleichtern (Abbildung 2A).</li>
	<li>Desinfizieren Sie den Schwanz 3 Mal mit Alkohol.</li>
	<li>Induzieren Sie einen intravenösen G26-Katheter in eine der beiden lateralen Heckvenen. HINWEIS: Aus unserer Erfahrung ist es einfacher, den intravenösen Zugang am distalen Teil des Schwanzes der Ratte zu platzieren, da sich die Vene hier näher an der Haut befindet. Darüber hinaus ist im Falle einer fehlgeschlagenen Kanülierung genügend Platz vorhanden, um sich in der Nähe zu bewegen.</li>
	<li>Vermeiden Sie strikt die Lufteinspritzung.</li>
	<li>Lösen Sie das Tourniquet nach dem Einsetzen des intravenösen Katheters.</li>
	<li>Befestigen Sie den intravenösen Katheter mit Klebeband (Abbildung 2B).</li>
	<li>Schließen Sie Spritzenpumpen an den intravenösen Zugang für kontinuierliche Flüssigkeits- und Arzneimittelanwendungen an.</li>
	<li>Verwenden Sie 3-Wege-Absperrhähne für Bolusflüssigkeit, Arzneimittelanwendung und venöse Blutentnahme.</li>
</ol>3. Tracheostomie
<ol><li>Rasieren Sie den vorderen Halsbereich des Tieres.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die rasierte Haut 3 Mal mit Providon-Jod-Lösung.</li>
	<li>Führen Sie einen ca. 2 cm langen Längseinschnitt mit einem Skalpell (mit einer Klinge Nummer 10) durch.</li>
	<li>Ziehen Sie die Haut mit 2-0 Seidennähten zurück.</li>
	<li>Bereiten Sie den Kehlkopf und die Luftröhre stumpf mit einer chirurgischen Schere vor (Abbildung 3A).</li>
	<li>Achten Sie darauf, die Luftröhre mit einer chirurgischen Mikroschere am 3-5Trachealverschluss zu öffnen.</li>
	<li>Führen Sie eine sterile Trachealkanüle in die Luftröhre ein. Seien Sie vorsichtig, setzen Sie die Kanüle nicht zu tief ein, um eine einseitige Belüftung zu vermeiden.</li>
	<li>Befestigen Sie die Kanüle mit einer 2-0-Seidennaht.</li>
	<li>Schließen Sie die Kanüle an ein Beatmungsgerät an, um eine druck- oder volumengesteuerte Beatmung zu ermöglichen (Abbildung 3B).</li>
</ol>4. Arterialer Zugang
<ol><li>Desinfizieren Sie den Rattenschwanz 3 Mal mit Povidon-Jod-Lösung.</li>
	<li>Schneiden Sie die Haut mit einem Skalpell (mit einer Klinge Nummer 10) ca. 1 cm Längs an der Bauchseite.</li>
	<li>Seien Sie vorsichtig, schneiden Sie nicht zu tief ein, um eine Verletzung der Schwanzarterie zu vermeiden.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Operationsmikroskop, um die Arterie vorsichtig freizulegen. Schneiden Sie die Faszie, die die Arterie umgibt, mit einer chirurgischen Mikroschere ab.</li>
	<li>Ligatieren Sie den distalen Teil der Arterie mit einer 6-0 Seidennaht.</li>
	<li>Bereiten Sie eine proximale 6:0-Seidennaht vor, ziehen Sie die Seide jedoch nicht an (Abbildung 4A).</li>
	<li>Führen Sie einen G-26-Katheter in die Arterie zwischen der distalen und proximalen Seidennaht ein.</li>
	<li>Sobald sich der Katheter in der Arterie befindet, ziehen Sie die proximale Seidennaht fest und fixieren Sie den Katheter an Ort und Stelle (Abbildung 4B).</li>
	<li>Schließen Sie den Katheter an einen Druckmessumformer an, um eine kontinuierliche arterielle Druckmessung (normaler mittlerer arterieller Druck: 60 - 100 mmHg) zu ermöglichen (Abbildung 4C).</li>
	<li>Platzieren Sie außerdem einen 3-Wege-Absperrhahn zwischen dem Katheter, der mit dem Druckmessumformer verbunden ist, und dem G-26-Katheter für die arterielle Blutentnahme.</li>
</ol>5. Baseline-Messung, Sepsis-Induktion und Folgemessungen
<ol><li>Nachdem das Tier einen stabilen Zustand erreicht hat, injizieren Sie das LPS.</li>
	<li>Sammeln Sie Blutproben, wenn ein stabiler Zustand erreicht ist (normalerweise nach 15-30 Minuten).</li>
	<li>Ersetzen Sie den Flüssigkeitsverlust aus Blutproben durch Ringers Lösung im Verhältnis 1:4.</li>
	<li>Um eine Sepsis zu induzieren, injizieren Sie das LPS als Bolus oder als kontinuierliche LPS-Anwendung.</li>
	<li>Für die Bolusanwendung 1 mg LPS/Kilogramm Körpergewicht (kg), gelöst in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), in einer Konzentration von 1 mg/ml injizieren.</li>
	<li>Für eine kontinuierliche Anwendung injizieren Sie 300 μg LPS/kg/Stunde während des gesamten Experiments mit einer Spritzenpumpe (Stammlösung von LPS: 1 mg/ml in PBS).</li>
	<li>Vermeiden Sie jederzeit eine Luftinjektion, um Luftembolien zu vermeiden.</li>
	<li>Definieren Sie Flüssigkeitsersatzprotokolle, vasokonstriktorische Anwendungsprotokolle und Abtreibungskriterien (z. B. Hypotonie, definiert als mittlerer arterieller Blutdruck unter 50 mmHg für mehr als 30 Minuten trotz Flüssigkeitsersatz), bevor Sie das Experiment einrichten. HINWEIS: Wir empfehlen eine kontinuierliche Infusion von Ringer-Lösung mit einer Rate von 10 ml / kg / Stunde.</li>
	<li>Subtrahieren Sie jede kontinuierliche Verabreichung von Flüssigkeiten (z. B. für die kontinuierliche LPS-Anwendung) von der infundierten Menge, so dass die Ergebnisse mit denen der Kontrollgruppen vergleichbar sind. HINWEIS: Am Ende des Experiments und vor der Entnahme von Organen wie Leber, Niere oder Milz für weitere Analysen wie histologische oder biochemische Untersuchungen können Tiere durch einen Schnitt der Vena cava inferior eingeschläfert werden. Die empfohlene Methode der Euthanasie besteht darin, die Tiere vor dem Einschnitt der Hohlvene inferior und der Injektion von eiskalter Kochsalzlösung in das linke Herz in eine chirurgische Anästhesieebene zu bringen, insbesondere wenn Entzündungsmarker in Organen beurteilt werden sollen. Stellen Sie sicher, dass Sie die gesetzlichen Anforderungen und lokalen Richtlinien einhalten. Um Sepsis-bedingtes Organversagen zu überprüfen, können Pro-Apoptose-Marker wie Caspase-3 sowie α1-Mikroglobulin analysiert werden, um tubuläre Schäden in den Nieren zu überprüfen. Die organspezifische Analyse von Markern wie CINC-1, MCP-1 und IL-6 kann auch Informationen über die organspezifische Entzündungsreaktion liefern.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte in Bezug auf die vorgestellte Studie. Martin Schläpfer hat ein Patent angemeldet, um die negativen Auswirkungen von Operationen und/oder Anästhesien auf Patienten mit medizinischen Gasen, insbesondere Sauerstoff (O2) und Kohlendioxid (CO2), zu mildern. Er erhielt uneingeschränkte Forschungsstipendien von Sedana Medical, Schweden, und von Roche, Schweiz, die nicht mit dieser Arbeit in Verbindung stehen.

Das hier beschriebene Protokoll ermöglicht ein hochgradig reproduzierbares, aber dennoch einfach zu erlernendes Sepsis-Modell, das entsprechend der Forschungsfrage angepasst werden kann. Wesentliche In-vivo-Daten, die sich auf die Organfunktion wie Herzfrequenz, Blutdruck und periphere arterielle Sauerstoffsättigung beziehen, können kontinuierlich gesammelt werden, und die Blutentnahme kann während des gesamten Experiments wiederholt durchgeführt werden. Darüber hinaus können Modifikationen in Bezug auf Flüssigkeitsausta...

Sepsis und ihre schwerere Form, der septische Schock, sind Syndrome auf der Grundlage einer Infektion, die zu einer überschießenden Entzündungsreaktion mit der Freisetzung von Zytokinen führen, was zu physiologischen und biochemischen Veränderungen mit einer unterdrückten Immunabwehr und tödlichen Ergebnissen führt 1,2. Diese unausgewogene Entzündungsreaktion führt zu Organfunktionsstörungen und Organversagen in verschiedenen lebenswichtigen Organen wie Lunge, Niere und Leber. Mit 37%3 ist Sepsis einer der häufigsten Gründe für die Aufnahme eines Patienten auf eine Intensivstation (ICU). Die Mortalität der Sepsis liegt derzeit bei etwa 20-30%4. Eine frühzeitige und wirksame Behandlung mit Antibiotika ist von größter Bedeutung5. Die Wiederbelebung von Flüssigkeit und Vasopressor muss frühzeitig installiert werden, ansonsten ist die Behandlung rein unterstützend6.
Sepsis ist definiert als eine nachgewiesene oder vermutete Infektion mit Bakterien, Pilzen, Viren oder Parasiten, die von Organfunktionsstörungen begleitet wird. Die septischen Schockkriterien sind erfüllt, wenn ein weiterer kardiovaskulärer Kollaps nicht allein auf die Flüssigkeitsbehandlung anspricht und ein Laktatspiegel von mehr als 2 Millimol / Liter vorliegt2. Sepsis-bedingtes Organversagen kann in jedem Organ auftreten, ist aber im Herz-Kreislauf-System, im Gehirn, in der Niere, in der Leber und in der Lunge sehr häufig. Die meisten Patienten, die an Sepsis leiden, benötigen eine endotracheale Intubation, um die Atemwege des Patienten zu sichern, vor Aspiration zu schützen und eine positive exspiratorische Endbeatmung mit einem hohen Anteil an inspiriertem Sauerstoff anzuwenden, um Hypoxie zu verhindern oder zu überwinden. Um einen Trachealtubus und eine mechanische Beatmung zu vertragen, benötigen die Patienten in der Regel eine Sedierung.
Endotoxine, wie Lipopolysaccharide (LPS) als Bestandteil der Membran gramnegativer Bakterien induzieren über den Toll-like-Rezeptor (TLR) 47 eine starke Entzündungsreaktion. Die Aktivierung eines definierten Signalweges sorgt für eine stabile Entzündungsreaktion. Zytokine wie das durch Zytokin induzierte neutrophile Chemoattraktanzprotein 1 (CINC-1), das Monozyten-Chemoattractant-Protein 1 (MCP-1) und Interleukin 6 (IL-6) sind in diesem Modell8 als prognostische Faktoren für Schweregrad und Ergebnis bekannt. Die intravenöse LPS-Anwendung wurde erfolgreich zur Untersuchung verschiedener Aspekte der Sepsis bei Ratteneingesetzt 8,9.
Die Behandlung von Sepsis ist nach wie vor eine Herausforderung, insbesondere aufgrund des Mangels an prädiktiven Tiermodellen. Ob Endotoxämie mit Aktivierung einer systemischen Entzündung ein adäquates Modell für die Entwicklung pharmakologischer Therapien ist, ist fraglich. Mit dem bekannten LPS-induzierten TLR4-Signalweg können jedoch wichtige Erkenntnisse gewonnen werden.

<table><tbody><tr><td>2-0 Seidennähte</td><td>Ethicon, Sommerville, NJ</td><td>K833</td><td>Standard chirurgische</td></tr><tr><td>26 intravenöse</td><td>Katheter Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ</td><td>391349</td><td>Standard Anästhesieausrüstung</td></tr><tr><td>6-0 LOOK schwarze geflochtene Seide</td><td>Surgical Specalities Corporation, Wyomissing, PA</td><td>SP114</td><td>Standard chirurgische</td></tr><tr><td>Alaris Spritzenpumpe</td><td>Bencton Dickinson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma, Basel, Schweiz</td><td>7.68034E+12</td><td>GTIN-Nummer</td></tr><tr><td>Gebogene Mikrozange mit feinen Spitzen</td><td>World precision instruments (WPI), Sarasota, FL</td><td>504513</td><td>Erleichtert die Gefäßaufbereitung</td></tr><tr><td>Mikrozange mit feinen Spitzen World</td><td>precision instruments (WPI), Sarasota, FL</td><td>501976</td><td>Spitzen müssen regelmäßig poliert</td></tr><tr><td>werden Infinity Delta XL Anästhesieüberwachung</td><td>Draeger, L&uuml; beck, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran, 250 mL Flaschen</td><td>Attane, Piramal, Mumbai, Indien</td><td>LDNI 22098</td><td>Standard vet. Ausrüstung</td></tr><tr><td>Ketamin (Ketalar)</td><td>Pfitzer, New York, NY</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lipopolysaccharid (LPS) von Escherichia coli, Serotyp 055:B5</td><td>Sigma, Buchs, Schweiz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-Tips klein</td><td>Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH11.1</td><td>Standard chirurgischer</td></tr><tr><td>Ringerfundin</td><td>Bbraun, Melsungen, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tec-3 Isofluoran Vaporizer</td><td>Ohmeda, GE-Healthcare, Chicago, IL</td><td>nicht mehr verfügbar</td><td>Standard veterinärmedizinische Ausrüstung</td></tr><tr><td>Xylazin (Xylazin Streuli)</td><td>Streuli AG, Uznach, Schweiz</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes endotoxinmodell bei ratten

A Reproducible Intensive Care Unit-Oriented Endotoxin Model in Rats

Sepsis und septischer Schock sind nach wie vor die häufigste Todesursache auf Intensivstationen. Trotz signifikanter Verbesserungen im Sepsis-Management liegt die Mortalität immer noch zwischen 20 und 30%. Neuartige Behandlungsansätze, um Sepsis-bedingtes Multiorganversagen und -tod zu reduzieren, werden dringend benötigt. Robuste Tiermodelle ermöglichen einen oder mehrere Behandlungsansätze sowie die Prüfung ihrer Wirkung auf physiologische und molekulare Parameter. In diesem Artikel wird ein einfaches Tiermodell vorgestellt.
Erstens wird die Vollnarkose bei Tieren entweder unter Verwendung von flüchtiger oder durch intraperitoneale Anästhesie induziert. Nach dem Einsetzen eines intravenösen Katheters (Schwanzvene), der Tracheostomie und dem Einsetzen eines intraarteriellen Katheters (Schwanzarterie) wird mit der mechanischen Beatmung begonnen. Ausgangswerte des mittleren arteriellen Blutdrucks, der arteriellen Blutsauerstoffsättigung und der Herzfrequenz werden aufgezeichnet.
Die Injektion von Lipopolysacchariden (1 Milligramm/Kilogramm Körpergewicht), gelöst in phosphatgepufferter Kochsalzlösung, induziert eine starke und reproduzierbare Entzündungsreaktion über den toll-like Rezeptor 4. Flüssigkeitskorrekturen sowie die Anwendung von Noradrenalin werden auf der Grundlage etablierter Protokolle durchgeführt.
Das in diesem Artikel vorgestellte Tiermodell ist leicht erlernbar und stark auf die klinische Sepsisbehandlung auf einer Intensivstation mit Sedierung, mechanischer Beatmung, kontinuierlicher Blutdrucküberwachung und wiederholter Blutentnahme ausgerichtet. Außerdem ist das Modell zuverlässig und ermöglicht reproduzierbare Daten mit einer begrenzten Anzahl von Tieren gemäß den 3R-Prinzipien (Reduce, Replace, Refine) von Tierversuchen. Während Tierversuche in der Sepsisforschung nicht leicht ersetzt werden können, ermöglichen wiederholte Messungen eine Verringerung der Tiere und die Anästhesie von septischen Tieren verringert das Leiden.

Das vorgestellte System ermöglicht Endotoxämie bei hämodynamisch stabilen Tieren, wie bereits berichtet9. Während der mittlere arterielle Druck bei Tieren mit und ohne LPS-Stimulation stabil bleibt, entwickeln LPS-behandelte Tiere Merkmale einer Sepsis wie einen negativen Basenüberschuss und eine starke Entzündungsreaktion, gemessen an Plasmazytokinen (6 Stunden nach der Anwendung) wie CINC-1 (867 ng/ml), MCP-1 (5027 ng/ml) und IL-6 (867 ng/ml)8, Abbil...

Hier stellen wir ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell an Ratten vor.

Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten

Sepsis and septic shock remain the leading cause of death in intensive care units. Despite significant improvements in sepsis management, mortality still ...

Dieses Protokoll ist ein robustes und reproduzierbares Modell der Endotoxämie, bei dem physiologische und molekulare Parameter wiederholt bewertet werden können. Dieser Ansatz kann helfen, Fragen in der Sepsisforschung zu beantworten. Während unser Modell Tierversuche nicht ersetzt, verfeinert es Sepsis-Modelle durch kontinuierliche Sedierung und reduziert die Anzahl der Tiere durch wiederholte Probenahme.Anfänger können mit dem Einsetzen von arteriellen und venösen Kathetern zu kämpfen haben, aber es ist nur ein begrenztes Training erforderlich, um diese Techniken zu beherrschen. Die Visualisierung des gesamten Versuchsaufbaus erleichtert es den Forschern, ihre Modelle einzurichten oder anzupassen, um eine Situation auf der Intensivstation genauer nachzuahmen. Beginnen Sie damit, das betäubte Tier auf eine Heizmatte zu übertragen.Halten Sie die Körpertemperatur zwischen 36,5 und 37 Grad Celsius. Stellen Sie sicher, dass das Tier spontan atmet, indem Sie Sauerstoff mit einem Nasenkegel versorgen. Bestätigen Sie den Grad der Anästhesie durch das Fehlen des Zehenquetschreflexes vor der Installation von Tracheostomie und arteriellen und venösen Kathetern.Verwenden Sie eine Salbe, um die Augen zu schützen. Bereiten Sie sterile chirurgische Instrumente und Katheter zusammen mit einer Druck- und Sauerstoffsättigungsüberwachung für eine ausreichende Sauerstoffversorgung vor. Tragen Sie ein Tourniquet auf den proximalen Schwanz der Ratte auf, um den venösen Zugang zu erleichtern, und desinfizieren Sie den Schwanz dreimal mit Alkohol.Führen Sie einen intravenösen 26-Gauge-Katheter in eine der beiden seitlichen Heckvenen ein und vermeiden Sie eine Luftinjektion. Lösen Sie den Tourniquet nach dem Einsetzen des intravenösen Katheters und fixieren Sie den intravenösen Katheter mit Klebeband. Schließen Sie Spritzenpumpen mit Drei-Wege-Absperrhähnen an den intravenösen Zugang für kontinuierliche Flüssigkeits- und Arzneimittelanwendungen an.Beginnen Sie die Tracheostomie, indem Sie den vorderen Halsbereich des Tieres rasieren und dann die rasierte Haut dreimal mit Povidon-Jodlösung desinfizieren. Führen Sie einen zwei Zentimeter langen Schnitt mit einer Skalpellklinge Nummer 10 durch. Ziehen Sie die Haut mit 2-0 Seidennähten zurück.Dann bereiten Sie den Kehlkopf und die Luftröhre stumpf vor, um mit einer chirurgischen Schere geöffnet zu werden. Führen Sie eine sterile Trachealkanüle in die Luftröhre ein und achten Sie darauf, nicht zu tief einzudringen, um eine einseitige Belüftung zu vermeiden. Befestigen Sie die Kanüle mit einer 2-O-Seidennaht an Ort und Stelle und schließen Sie die Kanüle dann an ein Beatmungsgerät an, um druck- oder volumengesteuerte Belüftung zu erhalten.Definieren Sie Flüssigkeitsersatzprotokolle, Vasokonstriktor-Anwendungsprotokolle und Abtreibungskriterien, bevor Sie das Experiment einrichten. Desinfizieren Sie den Rattenschwanz dreimal mit Povidon-Jodlösung und schneiden Sie dann den Hautkreis an der Bauchseite mit einem Skalpell um einen Zentimeter Längsrichtung ab, wobei Sie darauf achten, nicht zu tief zu schneiden, um eine Verletzung der Schwanzarterie zu vermeiden. Verwenden Sie ein Operationsmikroskop, um die Arterie vorsichtig freizulegen.Schneiden Sie die Faszie, die die Arterie umgibt, mit einer chirurgischen Mikroschere ab. Ligen Sie dann den distalen Teil der Arterie, indem Sie proximale 6-0-Seidennaht durchführen, aber ziehen Sie die Seide nicht fest. Führen Sie einen 26-Gauge-Katheter in die Arterie zwischen der distalen und proximalen Seidennaht ein und ziehen Sie dann die proximale Seidennaht fest, um den Katheter an Ort und Stelle zu befestigen.Schließen Sie den Katheter an einen Druckmessumformer an, um eine kontinuierliche arterielle Druckmessung zu ermöglichen. Platzieren Sie zusätzlich einen Drei-Wege-Absperrhahn zwischen dem Katheter, der mit dem Druckmessumformer verbunden ist, und dem 26-Gauge-Katheter für die arterielle Blutentnahme. Nachdem das Tier einen stabilen Zustand erreicht hat, induziert eine Sepsis durch Injektion von LPS und sammelt Blutproben.Ersetzen Sie den Flüssigkeitsverlust aus den Blutproben durch Ringers Lösung in einem Verhältnis von eins zu vier und vermeiden Sie jederzeit Luftinjektionen, um Luftembolien zu verhindern. Der mittlere arterielle Druck bleibt bei Tieren mit und ohne LPS-Stimulation stabil. LPS-behandelte Tiere entwickeln Merkmale der Sepsis, wie z.B. einen negativen Basenüberschuss.LPS-behandelte Tiere entwickelten auch eine starke Entzündungsreaktion, die durch Plasmazytokine wie Chemoattractant Protein-1, Monozyten-Chemoattractant-Protein-1 und Interleukin-6 gemessen wurde. Wenn Sie dieses Protokoll versuchen, denken Sie daran, Flüssigkeits- und Vasopressor-Regime vorzudefinieren sowie Terminierungskriterien zu definieren, um solide und reproduzierbare Forschungsdaten zu erhalten. Dieses Protokoll kann an andere Sepsis-Modelle angepasst werden.So wird eine Forschungsfrage mit dem am besten geeigneten Ansatz und in Übereinstimmung mit den Prinzipien des Reduzierens, Verfeinerns, Ersetzens des Tierschutzes beantwortet.

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Research

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Medicine

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Experimentelle Ratte Endokarditis Modell durch...

Experimentelle Endokarditis Modell von Methicillin-resistenten<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; (MRSA) in Ratten

Hier wird ein Verfahren für die Festlegung der systemischen Infektion in der neonatalen Ratten mit Kulturen von Escherichia coli K1 beschrieben. Diese nichtinvasive Vorgehensweise erlaubt Besiedlung des Magen-Darm-Trakt, die Translokation des Erregers in den systemischen Kreislauf, und das Eindringen des zentralen Nervensystems in den Plexus choroideus.

Nichtinvasive Modell Neuropathogenic Escherichia coli Infektion in der neonatalen Ratten

Die Frühgeborenen-Enzephalopathie umfasst die Anomalien des Zentralnervensystems, die mit Verletzungen durch Frühgeburten verbunden sind. Dieser Bericht beschreibt ein klinisch relevantes Rattenmodell der in utero transienten systemischen Hypoxie-Ischämie und der intraamniotischen Lipopolysaccharid-Verabreichung (LPS), das die Chorioamnionitis nachahmt, und den damit verbundenen Einfluss von infektiösen Reizen und Plazenta-Unterperfusion auf die ZNS-Entwicklung.

Modellierung Enzephalopathie praematurorum Mit Prenatal Hypoxie-Ischämie mit Intra-Frucht Lipopolysaccharide bei Ratten

Die intravenöse Verabreichung von Endotoxin löst zuverlässig dosisabhängige physiologische und immunologische Veränderungen aus, die mit mehreren pathologischen Zuständen übereinstimmen. Dieser reduktionistische Ansatz ermöglicht die Untersuchung, Modellierung und experimentelle Modifikation der systemischen Entzündung und ihrer nachgelagerten Auswirkungen auf den Menschen.

Intravenös Endotoxinprovokation bei gesunden Menschen: eine experimentelle Plattform zur Untersuchung und systemische Entzündung Moduliere

Eine Methode zur Feststellung von Lungeninfektionen bei immunkompetenten Nagetieren wird beschrieben. Mit Kompetenz kann diese Methode schnell und einfach durchgeführt werden, um eine stabile Infektion mit vielen Isolaten von S. pneumoniae, H. influenzae, P. aeruginosa, K. pneumoniae und A. baumannii zu induzieren.

A Robust Pneumonia Modell in intaktem Immunsystem Nagetiere zur Bewertung antibakterieller Wirksamkeit gegen<i&gt; S. pneumoniae</i&gt;,<i&gt; H. influenzae</i&gt;,<i&gt; K. pneumoniae</i&gt;,<em&gt; P. aeruginosa</em&gt; oder<em&gt; A. baumannii</em

Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisiertes Mausmodell für anhaltende kritische Erkrankungen. Wir kombinieren die Zäkalligatur und die Punktionsmethode zur Induktion einer Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenzugangs für die Verabreichung von Flüssigkeiten, Medikamenten und Nährstoffen, um das klinische Umfeld des Menschen nachzuahmen.

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

Die Infektion von neonatalen Mäusen mit biolumineszierendem E. coli O1:K1:H7 führt zu einer septischen Infektion mit signifikanter Lungenentzündung und Lungenpathologie. Hier beschreiben wir Verfahren zur Modellierung und weiteren Untersuchung der neonatalen Sepsis unter Verwendung von längsinaler intravitaler Bildgebung parallel zur Aufzählung systemischer bakterieller Belastungen, entzündlicher Profilierung und Lungenhistopathologie.

Ein neonatales Bildgebungsmodell der gramnegativen bakteriellen Sepsis

Wir stellen ein Protokoll für ein experimentelles endotoxämisches Schockmodell bei Schweinen durch Infusion von Lipopolysaccharid zur Verfügung.

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Dieses Protokoll beschreibt die Entwicklung eines neonatalen Ferkelmodells für akute Lungenverletzungen, das frühe pathogene Ereignisse in der Frühgeborenenlunge modelliert, einschließlich einer unzureichenden Tensidmenge, Hyperoxie, Hochdruckbeatmung und Entzündung, um das Verständnis der molekularen Auslöser der bronchopulmonalen Dysplasie zu erleichtern und die therapeutische Translation zu verbessern.

Entwicklung eines Modells für akute Lungenverletzungen bei Neonatalen Ferkeln, das die frühe Umgebung der Lunge von Frühgeborenen nachbildet

In dieser Studie wurde eine nicht-invasive endotracheale Instillationstechnik demonstriert, die ALI bei Ratten unter Verwendung eines einfachen Laryngoskops entwickelt, um eine präzise LPS-Abgabe an die Lunge sicherzustellen. Das LPS wird über ein Endotrachealrohr mit einem Laryngoskop eingebaut. Das Ausmaß der Lungenverletzung wird zu mehreren Zeitpunkten bewertet.

Nicht-invasive endotracheale Verabreichung von Lipopolysaccharid zur Auslösung akuter Lungenschäden bei Nagetieren

Erfahren Sie ein reproduzierbares Endotoxinmodell bei Ratten für Sepsis-Forschung unter Intensivbedingungen. Diese Methode ermöglicht wiederholte Messungen physiologischer und molekularer Parameter und reduziert den Tierverbrauch.

Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten

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