Name: Abschätzung des Ligningehalts von pflanzlicher Biomasse mit Thioglykolsäure (TGA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Erfahren Sie die modifizierte Thioglykolsäure-Methode zur Ligninbestimmung in pflanzlicher Biomasse. Dieses zuverlässige Verfahren benötigt kleinere Probenmengen als die traditionelle Klason-Methode und erleichtert die Biomasseanalyse.

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Wir danken dem Department of Plant & Soil Science und Cotton Inc. für die teilweise Unterstützung dieser Studie.

1. Vorbereitung von Pflanzenproben
<ol><li>Sammeln Sie zwei Monate alte Baumwollpflanzen aus dem Gewächshaus (Abbildung 1A).</li>
	<li>Kehren Sie pflanzentöpfe vorsichtig um, um Erde und Wurzeln mit intakten Seitenwurzeln zu trennen, indem Sie den Boden um die Pflanze herum lockern (Abbildung 1B).</li>
	<li>Waschen Sie die gesammelten Pflanzen gründlich in mit Wasser gefüllten Schalen, um den gesamten Schmutz (für Wurzelproben) zu entfernen (Abbildung 1C).</li>
	<li>Verwenden Sie Papierhandtücher, um getrennte Wurzel-, Stängel- und Blatttücher zu trocknen, und beschriften Sie sie (Abbildung 1D). 2 Tage an der Luft bei Raumtemperatur trocknen, um eine Pilzkontamination zu vermeiden (Abbildung 1E).</li>
	<li>Probengewebe in markierte Behälter/Aluminiumfolien überführen und in 7 bis 10 Tage in einem temperaturgeführten Inkubator bei 49 °C inkubieren (Abbildung 1F). HINWEIS: Höhere Temperaturen können die Ligninstruktur verändern. Alternativ kann ein Gefriertrockner verwendet werden, um Proben für 1 bis 2 Tage zu trocknen, ohne chemische Veränderungen an der Pflanzenbiomasse zu verursachen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Klinge, um das inkubatorgetrocknete Gewebe in 5 mm große Stücke zu schneiden, oder verwenden Sie alternativ eine Biomassemühle, um das Pflanzengewebe zu mahlen (Abbildung 1G, Abbildung 1H). HINWEIS: Die Biomassemühle/ -klinge muss gereinigt werden, nachdem jede Probe geschnitten / gemahlen wurde.</li>
	<li>Das geschnittene Gewebe/Biomasse gemahlene Pflanzenmaterial in Mahlfläschchen überführen und mit einer Gefriermühle oder kryogenen Mühle mit FlüssigkeitN2zu feinem Pulver von 1 mm Größe mahlen.</li>
	<li>Mahlen Sie Proben für drei Zyklen mit einer Geschwindigkeit von 10 CPS (jede Zyklusspanne von 2 min) zu einem gleichmäßigen Pulver (Abbildung 1I, 1J, 1K). HINWEIS: Das Experiment kann an dieser Stelle pausiert werden und Proben können bei Raumtemperatur in luftdichten Behältern zur Langzeitlagerung gelagert werden.</li>
</ol>2. Waschen von Proben mit Wasser, PSB und Methanol
<ol><li>Messen und erfassen Sie das Gewicht aller leeren 2-ml-Mikrofugenröhrchen, die zur Schätzung des Ligningehalts verwendet werden, im Labornotizbuch.</li>
	<li>20 mg des gemahlenen Probenpulvers in das vorgewogene Röhrchen geben. Wiegen Sie den Schlauch mit Gewebe und Gewebepulver und notieren Sie diese Gewichte im Labornotizbuch.</li>
	<li>Alle 2 ml Mikrofugenröhrchen (mit offenen Deckeln) mit 20 mg Gewebepulver in einem Wärmeblock oder Ofen bei 60 °C für 1 Stunde inkubieren.</li>
	<li>Nach der Inkubation die Proben 10 min bei Raumtemperatur (RT) abkühlen lassen.</li>
	<li>Fügen Sie 1,8 ml Wasser zu jedem Mikrofugenröhrchen hinzu und mischen Sie es durch Wirbeln. Zentrifugieren Sie dann bei 25.200 x g (15.000 U /min) für 10 min bei RT und verwerfen Sie den Überstand (Abbildung 2).</li>
	<li>1,8 ml Protein Solubilization Buffer (PSB)(Tabelle 1)zu jedem zurückgehaltenen Pellet geben und durch Vortexing mischen. Zentrifuge bei 25.200 x g (15.000 U/min) für 10 min bei RT und verwerfen Sie den Überstand.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 2.6 für jedes Beispiel erneut.</li>
	<li>1,8 ml Wasser zu jedem Pellet geben, durch Wirbeln mischen und bei 25.200 x g (15.000 U/min) zentrifugieren, für 10 min. Bewahren Sie nach der Zentrifugation das Pellet auf und entsorgen Sie den Überstand.</li>
	<li>Zum zurückgehaltenen Pellet 1,8 ml Methanol geben und in einem 60 °C Wärmeblock für 20 min inkubieren. Dann Zentrifuge bei 25.200 x g (15.000 U/min) für 10 min bei RT zentrifugieren. Nach der Zentrifugation den Überstand entsorgen und das Pellet behalten (Abbildung 2).</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 2.9 für jedes Beispiel erneut.</li>
	<li>Trocknen Sie das Pellet an der Luft bei RT oder fahren Sie sofort mit der Vakuumtrocknung fort. Vakuumtrocknen sie mit einem Vakuumtrockner bei 30 °C für 2 bis 3 Stunden oder bis das Pellet vollständig getrocknet ist. HINWEIS: Das Experiment kann an dieser Stelle durch Lufttrocknung über Nacht pausiert oder durch Vakuumtrocknung fortgesetzt werden.</li>
	<li>Nach dem Trocknen Probenröhrchen mit dem getrockneten Pellet wiegen und das Gewicht neben dem jeweiligen Leerröhrchengewicht im Labornotizbuch festhalten. Schätzen Sie das Pelletgewicht, indem Sie die beiden Werte subtrahieren. Diese Gewichte werden für die Ligninschätzung am Ende des Ligninextraktionsprozesses verwendet.</li>
	<li>An diesem Punkt der Ligningewinnung schließen Sie das kommerzielle Bambuslignn zur Erzeugung der Lignin-Standardkurve ein. Messen Sie kommerzielles Bambuslignin in separaten Röhrchen von 0,5 mg bis 5 mg in Schritten von 0,5 mg (0,5 mg, 1 mg, 1,5 mg, 2 mg, 3 mg, 3,5 mg, 4 mg, 4,5 mg und 5,0 mg). Messen Sie jede Konzentration dreimal für drei technische Replikate. HINWEIS: Von hier an wurden die im obigen Schritt gemessenen Standards auf die gleiche Weise verarbeitet wie die getrockneten Proben.</li>
</ol>3. Behandlung von Pellets mit TGA und Säure zum Ausfällung von Lignin
<ol><li>Behandelte Proben aus dem obigen Schritt zusammen mit gemessenen Standards der TGA-Behandlung (Thioglykolsäure).</li>
	<li>Zu jedem Pellet werden 1 ml 3 N HCl(Tabelle 1)und 100 μL TGA hinzugefügt.</li>
	<li>Wirbel und inkubieren in einem 80 °C vorgewärmten Wärmeblock für 3 Stunden in einem Abzug (Abbildung 2). HINWEIS: Der Heizschritt bei 80 °C muss überwacht werden. Hochdruckaufbau kann die Deckel öffnen und zu Chemikalienaustritten führen. Schraubverschlussrohre werden empfohlen, aber 2 mL-Rohre können während dieses Schritts als Alternative lose verschlossen werden, um solche Verschüttungen zu verhindern.</li>
	<li>Nach der Inkubation die Röhrchen bei RT für 10-15 min abkühlen und bei 25.200 x g (15.000 U/min) für 10 min bei RT zentrifugieren. HINWEIS: Abfälle aus sauren und organischen Lösungsmitteln müssen getrennt und in Glasbehältern mit belüfteten Kappen gelagert werden. Verwenden Sie separate Glasbehälter für die Sammlung von TGA-sauren Abfällen und sauren Abfällen.</li>
	<li>Nach der Zentrifugation den Überstand entsorgen und das Pellet behalten. 1 ml Wasser hinzufügen, durch Wirbeln mischen und bei 25.200 x g (15.000 U/min) zentrifugieren, für 10 min bei RT.</li>
	<li>Nach der Zentrifugation den Überstand entsorgen und das Pellet in 1 N NaOH für 24 h bei 37 °C Shaker/Thermomischer bei niedriger Geschwindigkeit mischen (Abbildung 2). HINWEIS: Diese Inkubationszeit kann auf 1 Stunde7reduziert werden.</li>
	<li>Nach der Inkubation zentrifugieren Sie die 2 mL Mikrofugenröhrchen bei 25.200 x g (15.000 U/min) für 10 min bei RT. Behalten Sie den Überstand für den nächsten Schritt bei. HINWEIS: Das Verfahren beinhaltet die Verwendung von starken Säuren und anderen Chemikalien, die in der Natur korrosiv sind. Daher wird empfohlen, während des gesamten Prozesses der Ligninschätzung eine geeignete PSA zu tragen. TGA hat einen starken unangenehmen Geruch und ist von Natur aus ätzend. Daher wird empfohlen, nur im Abzug zu verwenden.</li>
</ol>4. Ausfällung von Lignin
<ol><li>Den Überstand in ein frisches 2-ml-Mikrofugenröhrchen geben und 200 μL konzentriertes HCl hinzufügen. HINWEIS: Der Extraktionsprozess kann an dieser Stelle pausiert werden, indem der Kühlschritt auf über Nacht verlängert wird.</li>
	<li>Zentrifuge bei 25.200 x g (15.000 U/min) für 10 min bei RT und lösen Sie das Pellet in 1 mL 1 N NaOH.</li>
	<li>Im Shaker bei RT für 10 min inkubieren, um das Pellet vollständig in NaOH zu suspendieren.</li>
	<li>Schließlich messen Sie die Absorption von Proben bei 280 nm mit einem Spektralphotometer und vergleichen Sie mit der Standard-Ligninkurve.</li>
	<li>Messen Sie die unbekannte Konzentration von Lignin mithilfe der Regressionslinienwerte der Kalibrierkurve und der Absorptionen extrahierter Proben bei 280 nm.</li>
</ol>5. Standardkurvenvorbereitung und Ligninschätzung in der Probe
<ol><li>Verarbeiten Sie Ligninstandards auf die gleiche Weise wie experimentelle Proben aus der TGA-Behandlung.</li>
	<li>Messen Sie kommerzielle Bambus-Lignin-Standards in Schritten von 0,5 mg, beginnend mit 0,5 mg, 1 mg, 1,5 mg, 2 mg, 2,5 mg, 3,0 mg, 3,5 mg, 4,0 mg, 4,5 mg und 5 mg. Anschließend wird durch TGA, HCl, in 1 N NaOH gelöst, gefolgt von der Messung der Absorption bei 280 nm(Abbildung 3A).</li>
	<li>Verwenden Sie Werte der Ligninkonzentration und Absorptionswerte, um ein verstreutes Diagramm der Standard-Ligninkurve zu erzeugen (Abbildung 3B).</li>
	<li>Verwenden Sie die Regressionslinie y = mx+c, die im Streudiagramm generiert wird, für die Schätzung des unbekannten Ligningehalts von vorbereiteten Proben unter Verwendung von "x"-Werten aus durchschnittlichen Absorptionen extrahierter Proben bei 280 nm und "m"- und "c"-Werten aus der Lignin-Standardkurvenregressionslinie.</li>
	<li>Teilen Sie den Ligningehalt im resultierenden y-Wert durch das Gesamtgewicht der vakuum-/luftgetrockneten Pflanzlichen Biomasseprobe nach Methanolextraktion in mg (ca. 15 mg), um die Ligninkonzentration pro mg zu erhalten. Multiplizieren Sie dann diesen Wert mit 100, um den Ligninanteil pro mg zu berechnen.</li>
</ol>

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<li>Arai-Sanoh, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genotypic+Variations+in+Non-Structural+Carbohydrate+and+Cell-Wall+Components+of+the+Stem+in+Rice%2C+Sorghum%2C+and+Sugar+Vane%5BTitle%5D)+AND+%22Bioscience%2C+Biotechnology%2C+and+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Genotypic Variations in Non-Structural Carbohydrate and Cell-Wall Components of the Stem in Rice, Sorghum, and Sugar Vane.</a> Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. , 1105072478(2011).</li>
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Die Autoren erklären, dass sie keinen Interessenkonflikt haben.

Lignin spielt eine wichtige Rolle beim Wachstum und der Entwicklung von Pflanzen und wurde kürzlich umfassend für Biokraftstoff-, Bioenergie- und Bioproduktanwendungen untersucht. Lignin ist reich an aromatischen Verbindungen, die in allen sekundären Zellwänden von Gefäßpflanzen gespeichert sind. Es hat mehrere industrielle Anwendungen wie Holzplattenprodukte, Biodispergiermittel, Flockungsmittel, Polyurethanschäume und in Harzen von Leiterplatten29,30,</sup...

Lignin ist eine der lebenswichtigen tragenden Komponenten pflanzlicher Zellwände und das zweithäufigste Polymer auf der Erde1. Chemisch ist Lignin ein vernetztes Heteropolymer, das aus hochmolekularen komplexen phenolischen Verbindungen besteht, die eine natürliche erneuerbare Quelle aromatischer Polymere und die Synthese von Biomaterialien bilden2,3. Dieses natürliche Polymer spielt eine wichtige Rolle bei Pflanzenwachstum, Entwicklung, Überleben, mechanischer Unterstützung, Zellwandsteifigkeit, Wassertransport, Mineraltransport, Unterbringungsresistenz, Gewebe- und Organentwicklung, Energieablagerung und Schutz vor biotischen und abiotischen Belastungen4,5,6,7. Lignin besteht hauptsächlich aus drei verschiedenen Monolignolen: Coniferyl-, Sinapyl- und p-Cumarinalkohole, die aus dem Phenylpropanoidweg8,9abgeleitet sind . Die Menge an Lignin und die Zusammensetzung der Monomere variieren je nach Pflanzenart, Gewebe- / Organtyp und verschiedenen Stadien der Pflanzenentwicklung10. Lignin wird grob in Nadelholz, Hartholz und Graslignin klassifiziert, basierend auf der Quelle und der Monolignolzusammensetzung. Nadelholz besteht hauptsächlich aus 95% Coniferylalkohol mit 4% p-Cumarin und 1% Sinapylalkoholen. Laubholz hat Nadel- und Sinapylalkohole in gleichen Anteilen, während Gras lignin aus verschiedenen Anteilen von Coniferyl-, Sinapyl- und p-Cumarinalkoholenbesteht 11,12. Die Zusammensetzung der Monomere ist entscheidend, da sie die Ligninstärke, den Abbau und den Abbau der Zellwand bestimmt sowie die molekulare Struktur, Verzweigung und Vernetzung mit anderen Polysaccharidenbestimmt 13,14.
Die Ligninforschung gewinnt aufgrund ihrer niedrigen Kosten und hohen Häufigkeit an Bedeutung in der Nahrungssuche, Textilindustrie, Papierindustrie und für Bioethanol, Biokraftstoffe und Bioprodukte15,16. Verschiedene chemische Methoden (z. B. Acetylbromid, saure Reinigungsmittel, Klason und Permanganatoxidation) sowie instrumentelle Methoden (z. B. Nahinfrarotspektroskopie (NIR), Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) und Ultraviolettspektrophotometrie (UV) wurden zur Ligninquantifizierungverwendet 9,17. Die Analysemethoden von Lignin werden im Allgemeinen nach elektromagnetischer Strahlung, Gravimetrie und Löslichkeit klassifiziert. Das Prinzip der Ligninabschätzung durch elektromagnetische Strahlung basierte auf der chemischen Eigenschaft von Lignin, mit der es Licht bei bestimmten Wellenlängen absorbiert. Diese Ergebnisse wurden auf der Grundlage des Prinzips geschätzt, dass Lignin eine stärkere UV-Absorption als Kohlenhydrate hat. Im Jahr 1962 verwendeten Bolker und Somerville Kaliumchloridpellets, um den Ligningehalt in Holz zu schätzen18. Diese Methode hat jedoch Nachteile bei der Abschätzung des Ligningehalts aus krautigen Proben aufgrund des Vorhandenseins von Nicht-Ligninphenolverbindungen und des Fehlens eines geeigneten Extinktionskoeffizienten. Im Jahr 1970 fanden Fergus und Goring heraus, dass die Absorptionsmaxima von Guaiacyl und Syringylverbindung bei 280 nm und 270 nm lagen, was das Problem des Extinktionskoeffizienten der Bolker- und Somerville-Methodekorrigierte 19. Später wurde die Infrarotspektroskopie, eine hochempfindliche Technik zur Charakterisierung von Phenolen, auch zur Ligninschätzung mit einer kleinen Menge pflanzlicher Biomasseproben eingesetzt. Ein Beispiel für eine solche Technologie war die diffreflektierte Fourier-Transformationsspektrophotometrie. Diesem Verfahren fehlt jedoch ein geeigneter Standard ähnlich dem UV-Verfahren20. Später wurde der Ligningehalt mittels NIRS (Nahinfrarotspektroskopie) und NMR (Kernspinresonanzspektroskopie) geschätzt. Obwohl es Nachteile in diesen Methoden gibt, verändern sie nicht die chemische Struktur von Lignin und behalten seine Reinheit20.
Die gravimetrische Klason-Methode ist eine direkte und zuverlässigste Analysemethode zur Ligninschätzung von holzigen Stängeln. Grundlage für die gravimetrische Ligninschätzung ist die Hydrolyse/Solubilisierung von Nicht-Ligninverbindungen und die Sammlung von unlöslichem Lignin für die Gravimetrie21. Bei diesem Verfahren werden die Kohlenhydrate durch Hydrolyse der Biomasse mit konzentriertemH2SO4 entfernt, um Ligninreste20,22zu extrahieren. Der mit dieser Methode geschätzte Ligningehalt wird als säureunlösliches Lignin oder Klason-Lignin bezeichnet. Die Anwendung der Klason-Methode hängt von der Pflanzenart, dem Gewebetyp und dem Zellwandtyp ab. Das Vorhandensein variabler Mengen an Nicht-Lignin-Komponenten wie Tanninen, Polysacchariden und Proteinen führt zu proportionalen Unterschieden bei der Abschätzung des gehalts an säureunlöslichem/löslichem Lignin. Daher wird die Klason-Methode nur für die Ligninschätzung von Biomasse mit hohem Ligningehalt wie holzigen Stängelnempfohlen 17,23. Löslichkeitsmethoden wie Acetylbromid (AcBr), säureunlösliches Lignin und Thioglykolsäure (TGA) sind am häufigsten verwendete Methoden zur Abschätzung des Ligningehalts aus verschiedenen pflanzlichen Biomassequellen. Kim et al. etablierten zwei Methoden zur Ligninextraktion durch Solubilisierung. Das erste Verfahren extrahiert Lignin als unlöslichen Rückstand durch Solubilisieren von Cellulose und Hemicellulose, während das zweite Verfahren Lignin in der löslichen Fraktion trennt, wobei Cellulose und Hemicellulose als unlöslicher Rückstand24 verbleiben.
Ähnliche Methoden, die bei der Ligninschätzung auf der Grundlage der Löslichkeit verwendet werden, sind Thioglykolsäure (TGA) und Acetylbromid (AcBr) Methoden25. Sowohl TGA- als auch Acetylbromidmethoden schätzen den Ligningehalt, indem sie die Absorption des solubilisierten Lignins bei 280 nm messen; Die AcBr-Methode baut jedoch Xyle während des Prozesses der Lignin-Solubilisierung ab und zeigt einen falschen Anstieg des Ligningehalts26. Die Thioglykolat-Methode (TGA) ist die zuverlässigere Methode, da sie von einer spezifischen Bindung mit den Thioethergruppen der Benzylalkoholgruppen von Lignin mit TGA abhängt. Das TGA-gebundene Lignin wird unter sauren Bedingungen unter Verwendung von HCl gefällt, und der Ligningehalt wird anhand seiner Absorption auf 280 nm27geschätzt. Die TGA-Methode hat zusätzliche Vorteile von weniger strukturellen Modifikationen, einer löslichen Form der Ligninschätzung, weniger Interferenzen durch Nicht-Lignin-Komponenten und einer präzisen Schätzung von Lignin aufgrund spezifischer Bindung mit TGA.
Diese TGA-Methode wird basierend auf der Art der pflanzlichen Biomasseprobe modifiziert, die für die Schätzung des Ligningehalts verwendet wird. Hier haben wir die schnelle TGA-Methode von Reisstrohhalmen27 auf Baumwollgewebe modifiziert und angepasst, um den Ligningehalt abzuschätzen. Kurz gesagt, die getrockneten pulverförmigen Pflanzenproben wurden einem Proteinlösibilisierungspuffer und einer Methanolextraktion unterzogen, um Proteine und die alkohollösliche Fraktion zu entfernen. Der alkoholunlösliche Rückstand wurde mit TGA und gefälltem Lignin unter sauren Bedingungen behandelt. Eine Lignin-Standardkurve wurde mit kommerziellem Bambus-Lignin erzeugt und eine Regressionslinie (y = mx+c) erhalten. Der "x"-Wert verwendet durchschnittliche Absorptionswerte von Lignin bei 280 nm, während "m"- und "c"-Werte aus der Regressionslinie eingegeben wurden, um unbekannte Ligninkonzentrationen in Baumwollpflanzen-Biomasseproben zu berechnen. Diese Methode ist in fünf Phasen unterteilt: 1) Vorbereitung von Pflanzenproben; 2) Waschen der Proben mit Wasser und Methanol; 3) Behandlung des Pellets mit TGA und Säure zum Ausfällung von Lignin; 4) Ausfällung von Lignin; und 5) die Standardkurvenvorbereitung und die Schätzung des Ligningehalts der Probe. Die ersten beiden Phasen konzentrieren sich in erster Linie auf die Pflanzenmaterialaufbereitung, gefolgt von Wasser-, PSB- (Protein-Solubilization Buffer) und Methanolextraktionen, um das alkoholunlösliche Material zu erhalten. Dann wurde es mit TGA (Thioglykolsäure) und HCl behandelt, um in der dritten Phase einen Komplex mit Lignin zu bilden. Am Ende wurde HCl verwendet, um Lignin auszuscheiden, das in Natriumhydroxid gelöst wurde, um seine Absorption bei 280 nm28zu messen.

<table><tbody><tr><td>BioSpektrophotometer kinetisch</td><td>Eppendorf kinetische</td><td>6136000010</td><td>Zur Messung der Extinktion bei 280 nm</td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5424</td><td>Zum Zentrifugieren von Proben</td></tr><tr><td>Kommerzielles Bambuslignin</td><td>Aldrich</td><td>1002171289</td><td>Wird bei der Erstellung der Standardkurve Verwendet</td></tr><tr><td>Destilliertes Wasser</td><td>Fischer Scientific</td><td>16690382</td><td>Wird in der Protokoll</td></tr><tr><td>Falcon Tubes</td><td>VWR</td><td>734-0448</td><td>Behälter für Lösungen</td></tr><tr><td>Tiefkühlmühle</td><td>Spex Sample Prep</td><td>68-701-15</td><td>Für die Feinvermahlung von pflanzlichen Gewebeproben</td></tr><tr><td>Heizblock/ Thermischer Mischer</td><td>Eppendorf</td><td>13527550</td><td>Für temperaturgesteuerte Schritte während der Ligninextraktion</td></tr><tr><td>Heizplattenrührer</td><td>Walter</td><td>WP1007-HS</td><td>Wird zur Herstellung von Lösungen verwendet</td></tr><tr><td>Salzsäure (HCL)</td><td>Sigma</td><td>221677</td><td>Wird im Protokoll</td></tr><tr><td>verwendet Inkubator</td><td>Fisherbrand</td><td>150152633</td><td>Zur gründlichen Trocknung von Pflanzengewebeproben</td></tr><tr><td>Messwaage</td><td>Mettler toledo</td><td>30243386</td><td>Zur Messung des Gewichts, der Standards und der Mikrofugenröhrchen</td></tr><tr><td>Methanol (100 %)</td><td>Fischer Scientific</td><td>67-56-1</td><td>Wird im Protokoll verwendet</td></tr><tr><td>Mikrofuge-Röhrchen (2 mL)</td><td>Mikrozentrifuge</td><td>Z628034-500EA</td><td>Behälter für die Extraktion von Lignin</td></tr><tr><td>Pflanzliche Biomasse Gerinder</td><td>Hanchen</td><td>Amazon</td><td>Wird zum Zerkleinern getrockneter Proben</td></tr><tr><td>verwendet pH-Meter</td><td>Fisher Scientific</td><td>AE150</td><td>Messung des pH-Werts für Lösungen, die für die Ligninextraktion vorbereitet</td></tr> sind <tr><td>Temperaturgesteuerter Inkubator/Ofen</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-015-2633</td><td>Wird im Protokoll verwendet</td></tr><tr><td>Thioglykolsäure (TGA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>68-11-1</td><td>Wird im Protokoll</td></tr><tr><td>verwendet Vakuumtrockner</td><td>Eppendorf</td><td>22820001</td><td>Wird zum Trocknen von Proben verwendet</td></tr><tr><td>Vortex-Mischer</td><td>Eppendorf</td><td>3340001</td><td>Zum richtigen Mischen von Proben</td></tr></tbody></table>

abschätzung des ligningehalts von pflanzlicher biomasse mit thioglykolsäure (tga)

Estimation of Plant Biomass Lignin Content using Thioglycolic Acid (TGA)

Lignin ist ein natürliches Polymer, das nach Cellulose das zweithäufigste Polymer auf der Erde ist. Lignin wird hauptsächlich in pflanzlichen sekundären Zellwänden abgelagert und ist ein aromatisches Heteropolymer, das hauptsächlich aus drei Monolignolen mit erheblicher industrieller Bedeutung besteht. Lignin spielt eine wichtige Rolle beim Wachstum und der Entwicklung von Pflanzen, schützt vor biotischen und abiotischen Belastungen und in der Qualität von Tierfutter, Holz und industriellen Ligninprodukten. Eine genaue Abschätzung des Ligningehalts ist sowohl für das grundlegende Verständnis der Ligninbiosynthese als auch für die industriellen Anwendungen von Biomasse unerlässlich. Die Thioglykolsäure (TGA)-Methode ist eine sehr zuverlässige Methode zur Abschätzung des Gesamtligningehalts in der pflanzlichen Biomasse. Diese Methode schätzt den Ligningehalt durch Bildung von Thioethern mit den Benzylalkoholgruppen von Lignin, die unter alkalischen Bedingungen löslich und unter sauren Bedingungen unlöslich sind. Der Gesamt-Ligningehalt wird anhand einer Standardkurve geschätzt, die aus kommerziellem Bambus-Lignin erzeugt wird.

Zwei verschiedene Baumwoll-Versuchslinien wurden auf Unterschiede in ihrem Ligningehalt in verschiedenen Geweben verglichen. Der extrahierte Ligningehalt jeder Probe wurde bei 280 nm gemessen und die jeweiligen Absorptionswerte aufgezeichnet. Die durchschnittlichen Absorptionswerte jedes biologischen Replikats wurden mit der Regressionslinie der Lignin-Standardkurve verglichen (Tabelle 2, Abbildung 3C). Die Regressionslinie y = mx + c wird verwendet, um den unbekannten Ligni...

Hier stellen wir eine modifizierte TGA-Methode zur Abschätzung des Ligningehalts in krautiger pflanzlicher Biomasse vor. Diese Methode schätzt den Ligningehalt durch Bildung spezifischer Thioetherbindungen mit Lignin und stellt einen Vorteil gegenüber der Klason-Methode dar, da sie eine relativ kleine Stichprobe für die Ligningehaltsschätzung erfordert.

Abschätzung des Ligningehalts von pflanzlicher Biomasse mit Thioglykolsäure (TGA)

Lignin is a natural polymer that is the second most abundant polymer on Earth after cellulose. Lignin is mainly deposited in plant secondary cell walls ...

Lignin ist ein komplexes Heteropolymer, das aus drei Monolignolen besteht. Es ist neben Cellulose das zweithäufigste Polymer der Erde. Hier demonstrieren wir die Thioglykolsäure-Methode, die zuverlässigste Methode zur Abschätzung des Ligningehalts.Diese Methode basiert auf dem Prinzip, dass Lignin durch Thioetherbindungen an Thioglykolsäure bindet. Darüber hinaus haben wir dieses Protokoll in fünf Phasen unterteilt. In der ersten Phase bereiten wir das Pflanzenmaterial vor.In der zweiten Phase isolieren wir den alkoholunlöslichen Extrakt. In der dritten Phase fallen wir Lignin unter Verwendung von Thioglykolsäure und sauren Bedingungen aus. In der vierten Phase erstellen wir Lignin-Standardkurve mit industriellem Bambus-Lignin.In der fünften Phase schließlich schätzen wir den Ligningehalt anhand der in der vierten Phase erstellten Standardkurve. Pflanzenmaterial wird gesammelt, die Töpfe umgedreht, um die Wurzeln zu trennen, sie gründlich in Wasser gewaschen, zwei Tage an der Luft getrocknet, in etikettierte Behälter überführt und im Inkubator bei 49 Grad Celsius für eine Woche bis 10 Tage inkubiert. Mit einer Schere wird das Gewebe weiter in 1 mm bis 3 mm große Stücke geschnitten.

estimation-of-plant-biomass-lignin-content-using-thioglycolic-acid-tga

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Pflanzlicher Biomasse ist ein wichtiger klimaneutrale erneuerbare Ressource, die für die Herstellung von Biokraftstoffen verwendet werden könnten. Pflanzliche Biomasse besteht im Wesentlichen aus Zellwände, eine strukturell komplexen Verbundwerkstoff bezeichnet Lignocellulose. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine umfassende Analyse des Inhalts und der Zusammensetzung der Polyphenol-Lignin.

Umfassende Analyse der Zusammensetzung von pflanzlichen Zellwänden (Lignozellulose) Teil I: Lignin

Pflanzlicher Biomasse ist ein wichtiger klimaneutrale erneuerbare Ressource, die für die Herstellung von Biokraftstoffen verwendet werden könnten. Pflanzliche Biomasse besteht im Wesentlichen aus Zellwände, eine strukturell komplexen Verbundwerkstoff bezeichnet Lignocellulose. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine umfassende Analyse des Inhalts und der Zusammensetzung der Wand abgeleitet Kohlenhydrate.

Umfassende Analyse der Zusammensetzung von pflanzlichen Zellwänden (Lignozellulose) Teil II: Kohlenhydrate

Eine Methode der konfokalen Raman Mikroskopie basiert vorgestellt, bietet label-free-Visualisierung von Lignin in pflanzlichen Zellwänden und den Vergleich der Verholzung in verschiedenen Geweben, Mustern oder Arten.

Label-freie In situ Imaging der Verholzung in pflanzlichen Zellwänden

Ein Doppelstrang-RNA-Interferenz (dsRNAi)-Technik wird eingesetzt, um nach unten zu regulieren den Mais Cinnamoyl Coenzym A-Reduktase (ZmCCR1)-Gen zu niedrigeren Pflanzen Ligningehalt. Lignin Down-Regulation aus der Zellwand wird durch mikroskopische Analysen visualisiert und durch die Klason Verfahren quantifiziert. Änderungen der Zusammensetzung in kristalliner Cellulose und Hemicellulose werden analysiert.

Lignin Herunterregulierung<em&gt; Zea mays</em&gt; Über dsRNAi und Klason Lignin Analyse

Die Zellwandstruktur und die chemischen Eigenschaften von Pflanzen werden bewertet, um ideale Rohstoffe für Biokraftstoffe und Biomaterialien zu identifizieren. Standardmethoden haben Einschränkungen, wenn sie auf große Datensätze angewendet werden. Diese Methoden der Hochdurchsatz-Vorbehandlung, der Enzymverzuckerung und der Pyrolyse-Molekularstrahl-Massenspektrometrie vergleichen eine große Anzahl von Biomasseproben mit geringerem Zeit- und Kostenaufwand.

Hochdurchsatz-Screening von Widerspenstigkeit Variationen in Lignocellulose-reicher Biomasse: Gesamt Lignin, Lignin-Monomeren und enzymatische Zuckerfreisetzung

Dieses Protokoll zielt darauf ab, ein allgemeines Verfahren zur Visualisierung von Lignin, Cellulose und Hemicellulose in Pflanzenzellwänden unter Verwendung von Raman-Bildgebung und multivariater Analyse vorzustellen.

Kombinieren von Raman Imaging und multivariater Analyse zur Visualisierung von Lignin, Cellulose und Hemicellulose in der Pflanzenzellwand

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Ethanol-Gewinnung von Lignin aus verschiedenen Biomassequellen führen. Die Wirkung von der Extraktionsbedingungen auf Lignin-Ausbeute und β-O-4-Inhalte werden präsentiert. Selektive Depolymerisation erfolgt auf die erhaltenen Lignine, hoch aromatische Monomer-Produkte zu erhalten.

Gewinnung von Lignin mit hohen Gehalt an β-O-4 durch milde Ethanol Extraktion und seine Wirkung auf die Depolymerisation Ausbeute

OrganoCat ist ein Verfahren zur Vorbehandlung und Fraktionierung von Lignocellulose unter milden Bedingungen zu Lignin, fermentierbaren Zuckern und Cellulosezellstoff. In einem biogenen, biphasischen Lösungsmittelsystem aus Wasser und 2-Methyltetrahydrofuran mit 2,5-Furancarbonsäure als Katalysator werden die OrganoCat-Produkte zur einfachen Produktrückgewinnung in situ getrennt.

Fraktionierung von Lignozellulose-Biomasse mit dem OrganoCat-Verfahren

Die tiefen eutektische lösungsmittelbasierte, mikrowellengestützte Vorbehandlung ist ein grünes, schnelles und effizientes Verfahren für die lignozellulosehaltige Fraktionierung und hochreine Ligninrückgewinnung.

Ultraschnelle Ligninextraktion aus ungewöhnlichen mediterranen Lignocellulose-Rückständen

31 P NMR ist ein leistungsfähiges Werkzeug zur strukturellen Aufklärung von Polyphenolen. Dieses schnelle, einfache, präzise, quantitative und hochreproduzierbare Analyseverfahren, das die Quantifizierung und Differenzierung der verschiedenen Arten von Hydroxy-, Phenol- und Carbongruppen in Ligninen und Tanninen ermöglicht, ist mittlerweile zu einem routinemäßigen Analysewerkzeug geworden.

Quantitative 31P NMR Analyse von Ligninen und Tanninen

Wir beschreiben neuartige, einfache Methoden der Synthese und Charakterisierung von biokompatiblen Lignin-Mikro- und Submikron-Partikeln. Diese Formulierungen bieten einen einfachen Ansatz für die Nutzung des Heteropolymers sowie eine Alternative für das rationale Design multifunktionaler Trägermatrizen mit potenzieller Anwendbarkeit in der Biomedizin, Pharmatechnik und Lebensmittelindustrie.

Grüne Synthese, Charakterisierung, Verkapselung und Messung des Freisetzungspotenzials neuartiger Alkali-Lignin-Mikro-/Submikron-Partikel

Erfahren Sie die modifizierte Thioglykolsäure-Methode zur Ligninbestimmung in pflanzlicher Biomasse. Dieses zuverlässige Verfahren benötigt kleinere Probenmengen als die traditionelle Klason-Methode und erleichtert die Biomasseanalyse.

Abschätzung des Ligningehalts von pflanzlicher Biomasse mit Thioglykolsäure (TGA)

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