Name: Etablierung eines Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Okklusion über eine Thread-Embolism-Methode (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Erfahren Sie die Thread-Embolisation zur Erstellung eines stabilen Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Thrombose. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle über ischämische Zeitpunkte und minimiert Traumata für CVST-Forschung.

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Diese Studie wurde von der wissenschaftlichen Forschungsstiftung für die High-Level-Talente, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents) unterstützt.

Verfahren, an denen Tierkörper beteiligt sind, wurden von der Medizinischen Norm- und Ethikkommission der Medizinischen Universität Wenzhou genehmigt und entsprechen den chinesischen Rechtsvorschriften über die Verwendung und Pflege von Labortieren.
1. Vorbereitung des Gewindesteckers, der SD-Ratten und der Versuchsgeräte
<ol><li>Verwenden Sie ein Nylongewinde mit einem Durchmesser von 0,28 mm als Hauptkörper des Gewindesteckers. HINWEIS: Die Weichheit und Härte des Nylonfadens sollte moderat sein.</li>
	<li>Bedecken Sie ein Ende des Nylonfadens mit Silikonmaterial. Die Länge des Silikonteils des Gewindesteckers beträgt ca. 1,2 cm, der Durchmesser ca. 1,2 mm. Das Kopfende ist verjüngt, und das Silikonteil ist zylindrisch. Reservieren Sie weitere 5-7 cm. Das Nylongewinde lässt sich leicht einklemmen und kann nach der Operation nach spezifischen Bedürfnissen geschnitten werden.</li>
	<li>Verwenden Sie 75% Ethanol, um den Fadenstecker 3 min vor dem Betrieb einzuweichen und jedes Restethanol mit normaler Saline vor dem Einstecken zu spülen.</li>
	<li>Wählen Sie 12 männliche SD-Ratten mit einem Gewicht zwischen 280 und 320 g aus und teilen Sie sie nach dem Zufallsprinzip in eine Scheingruppe und eine Versuchsgruppe (n = 6 pro Gruppe) auf. Nach einer Woche der Umweltanpassung, schnell die Ratten für 12 h und Wasser-entzug sie für 4 h vor der Operation.</li>
	<li>Bereiten Sie die folgenden experimentellen Geräte vor, die für das Experiment benötigt werden: eine kleine Tieranästhesiemaschine, ein Stereotaxi-Instrument des Gehirns, ein Sezierendes Mikroskop, ein Hochgeschwindigkeits-Schädelbohrer, eine Schere, eine Pinzette, ein Nadelöhr, ein Nadelfaden, eine 2 ml Spritze, ein Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebungssystem und ein kleintierischer MRT-Scanner.</li>
</ol>2. Bau des SD-Rat SSS-Embolisierungsmodells über Gewindeembolisierung
<ol><li>Legen Sie die SD-Ratte in eine Anästhesie-Induktionsbox und verwenden Sie eine kleintierische Anästhesiemaschine, um 4% Isofluran zu liefern, um Anästhesie zu induzieren. Danach verwenden Sie Zangen, um zu bestätigen, dass die Hinterbeine und Zehen der SD-Ratte nicht auf moderates Kneifen reagieren.</li>
	<li>Beheben Sie schnell die SD-Ratte mit rasierten Oberhaaren in der anfälligen Position auf einem Stereotaxie-Gerät des Gehirns. Halten Sie die Anästhesie mit 1,5-2,0% Isofluran (bei einer Geschwindigkeit von 0,5 l/min) aufrecht und stabilisieren Sie die Atemfrequenz bei 40-60 Atemnot/min. Stabilisieren Sie die Körpertemperatur der Ratte über ein Heizkissen bei 37±0,2 °C.<ol>
<li>Tragen Sie steriles ophthalmologisches Augenschmiermittel auf, nachdem die Ratte auf den stereotaxic Rahmen gelegt wurde, um die Hornhaut während der Anästhesie vor dem Trocknen zu schützen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Oberfläche auf der Oberseite des Kopfes der Ratte mit 5% Povidon Jod abwechselnd dreimal mit 75% Ethanol. Machen Sie einen Hautschnitt (2,0 cm lang) in der Mitte des Kopfes, und dann vorsichtig schälen Sie die obere Faszien und Periost, um den Schädel vollständig freizulegen.<ol>
<li>Bestätigen Sie die Positionen der vorderen Fontanelle, der hinteren Fontanelle, der koronaren Naht, der sagittalen Naht und der Fischgrätnaht.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie den Bereich zwischen der koronalen Naht und der Fischgrätnaht als Blutflussbeobachtungsbereich. Um zu verhindern, dass der Schädel die Beobachtung während der Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung beeinflusst, dünnen Sie den Schädel im Beobachtungsbereich, bis die Blutgefäße deutlich sichtbar sind. Die Größe des ausgedünnten Schädels sollte ca. 1,0 cm × 1,0 cm betragen. Dieser Schritt und die folgenden Schritte werden alle unter einem Sezierendes Mikroskop durchgeführt.<ol>
<li>Verwenden Sie beim Schädelschleifen Normaltemperatur-Saline, um den Bohrer wiederholt zu spülen, um Hochtemperaturverbrennungen an der Großhirnrinde zu vermeiden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie einen Hochgeschwindigkeitsbohrer, um den Schädel innerhalb eines 6,0 mm x 4,0 mm Knochenfensters zu schleifen, das bei Bregma zentriert ist, um die SSS des Bregma-Bereichs freizulegen.<ol>
<li>Verwenden Sie normale Saline, um den Schädel während des Schleifens zu kühlen. Wenn der Schädel dünn wird, verwenden Sie eine Pinzette, um die restlichen Knochenstücke vorsichtig zu entfernen, um ein Reißen der SSS zu vermeiden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wählen Sie einen geeigneten Gewindestecker, verwenden Sie den SSS Bregma-Punkt als Steckpunkt, durchstechen Sie ihn vorsichtig mit einer 2 ml Spritzennadel und setzen Sie den Gewindesteckerkopf schnell in den Steckpunkt ein.<ol>
<li>Zu diesem Zeitpunkt sollte der Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckerkopfes und dem SSS etwa 30-45° betragen; Passen Sie dann den Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckers und dem SSS auf 0-10 Grad an, und legen Sie die SSS langsam in die Mitte ein, bis der Kopf den hinteren Rand des Sinuszusammenflusses erreicht. Danach schneiden Sie den überschüssigen Teil des Schwanzes ab. HINWEIS: Schnelle Blutungen können auftreten, wenn die SSS punktiert ist. Wenn das Ende des Gewindesteckers nicht gleichzeitig schnell in den Steckerpunkt eingesetzt werden kann, verwenden Sie eine kleine Gaze oder Eine Baumwollkugel, um den Steckerpunkt vorsichtig zu drücken, während Sie langsam nach unten gleiten, um den Steckerpunkt vorsichtig freizulegen, und legen Sie dann schnell das Ende der Drahtschraube in die SSS ein. Nachdem der Gewindestecker eingesetzt wurde, können hämostatische Materialien wie ein Gelatineschwamm verwendet werden, um die Blutung zu stoppen, wenn es am Steckpunkt blutungen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Erkennung des Blutflusses auf der Gehirnoberfläche von SD-Ratten
<ol><li>Verwenden Sie eine Laserlichtquelle, um den Blutflussbeobachtungsbereich gleichmäßig zu beleuchten. Das reflektierte Licht wird von einer Kamera erfasst und zur Analyse an einen Computer übertragen. Verwenden Sie die folgenden Parametereinstellungen für das Laser-Speckle-Blutstrom-Bildgebungssystem: Wellenlänge: = 785 nm; und Bildbelichtungszeit: T = 10 ms.</li>
	<li>Zentrieren Sie den SD-Ratten-Blutfluss-Beobachtungsbereich in das Sichtfeld des laser-speckle Blut-Flow-Bildgebungssystems und führen Sie eine kontinuierliche Überwachung des Blutflusses auf der Hirnoberfläche für 2 min durch. Sammeln und verarbeiten Sie die Blutflussdaten vor und nach der Embolisation für jede SD-Ratte und erhalten Sie die Laser-Speckle-Blutflusskarte des beobachteten Bereichs.</li>
	<li>Spülen Sie den betätigten Bereich wiederholt mit normaler Saline ab, um Knochenreste und Rückstände wegzuwaschen. Nahn Die Haut (0-Faden) und desinfizieren Sie mit Iodophor.</li>
	<li>Halten Sie die Körpertemperatur, bis die Ratte nach der Operation erwacht und dann in einem einzigen Käfig mit Nahrung und Wasser bereitgestellt ad libitum. Die Scheingruppe kann nicht geschlossen werden.</li>
	<li>Führen Sie nach Abschluss der Datenerfassung die Nachbearbeitung durch.<ol>
<li>Vollständige Auswahl der Region von Interesse (ROI) über die Werkzeuge, die von der Laser-Speckle-Blutstrom-Bildgebungssystem-Software zur Verfügung gestellt werden. Die ermittelten Werte sind der durchschnittliche Blutflusswert im ROI und die lokalen Hirn-Blut-Flow-Werte vor und nach der Embolisation. Verwenden Sie den Blutflusswert vor der Embolisation als Basiswert.</li>
		<li>Wählen Sie vier ROIs aus, und messen Sie die relative Veränderung des zerebralen Blutflusses in jedem ROI, ausgedrückt als prozentuale Veränderung gegenüber dem Basiswert.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Nachweis der Fadenposition bei Kleintieren MRT
<ol><li>Verwenden Sie die folgenden T2-gewichteten Bildgebungsparameter (T2WI) für das MRT-Bildgebungssystem: Echozeit (TE) = 33 ms, Wiederholungszeit (TR) = 3000 ms, Anregungszahl (NEX) = 4, Slices = 28, Scheibendicke = 0,8 mm, Matrixgröße = 256*256 mm2, Drehwinkel = 80°, Sichtfeld (FOV) = 30*30 mm2, Scanzeit = 6 min 24 s; Magnetresonanz-Angiographie(MRA)-Parameter wurden wie folgt eingestellt: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, Scheiben = 80, Scheibendicke = 0,4 mm, Matrixgröße = 256*256 mm2, Drehwinkel = 80°, FOV = 30*30 mm2, Scanzeit = 16 min 23 sec 40 ms.</li>
	<li>Fixieren Sie das Tier auf dem MRT-Scantisch, kalibrieren Sie die Gehirnposition durch Positionsscanning und führen Sie T2WI- und MRA-Sequenzscans durch, nachdem Sie die Position bestätigt haben.</li>
	<li>Verwenden Sie kontinuierliche Anästhesie über die Tieranästhesiemaschine während des Nachweises. Dann, euthanisieren Sie die SD-Ratten durch intraperitoneale Injektion von übermäßigem Pentobarbital.</li>
	<li>Bildaufnahme und Nachbearbeitung: Verwenden Sie nach dem Sammeln der Bilddaten, um den Zustand des Gewindesteckers im SSS deutlicher zu beobachten, die Pseudo-Farbverbesserungsmethode, um das T2WI-Bild des Rattenhirns anzuzeigen.</li>
</ol>

<ol><li>Bousser, M. G., Ferro, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: an update.</a> Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).</li>
<li>Guenther, G., Arauz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+A+diagnostic+and+treatment+update%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update.</a> Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).</li>
<li>Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+the+cerebral+veins+and+sinuses%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of the cerebral veins and sinuses.</a> New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).</li>
<li>Einhäupl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EFNS+guideline+on+the+treatment+of+cerebral+venous+and+sinus+thrombosis+in+adult+patients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients.</a> European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).</li>
<li>Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+mortality+in+cerebral+venous+thrombosis%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review.</a> Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).</li>
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<li>Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+alterations+in+a+mongolian+gerbil+sinus-vein+thrombosis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).</li>
<li>Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+Blood+Flow+Alterations+in+a+Rat+Model+of+Cerebral+Sinus+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis.</a> Stroke. 24 (4), (1993).</li>
<li>Röttger, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+reversible+sinus+sagittalis+superior+thrombosis+in+the+rat%3A+magnetic+resonance+imaging+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes.</a> Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombosis+combined+with+thrombin+injection+establishes+a+rat+model+of+cerebral+venous+sinus+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis.</a> Neuroscience. 306, 39-49 (2015).</li>
<li>Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+new+rat+model+of+central+venous+sinus+thrombosis+and+analyzing+its+pathophysiological+and+apoptotic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Wang, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+tissue+pH+in+an+experimental+model+of+acute+stroke+-+Determination+of+graded+regional+tissue+pH+changes+with+non-invasive+quantitative+amide+proton+transfer+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI.</a> Neuroimage. 191, (2019).</li>
<li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Vigilin+as+a+Potential+Ischemia+Biomarker+by+Brain+Slice-Based+Systematic+Evolution+of+Ligands+by+Exponential+Enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment.</a> Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

In dieser Studie wurde eine neue Art von CVST-Modell erfolgreich durch das Einsetzen eines selbst gebauten Gewindesteckers in die SSS von SD-Ratten etabliert. Zusätzlich wurden Laser-Speckle-Blut-Flow-Bildgebung und kleintierische MRT kombiniert, um Veränderungen des Blutflusses auf der Gehirnoberfläche von SD-Ratten vor und nach der Embolisation zu überwachen, um ischämisches Timing und Standort zu standardisieren.
1989 fertigten Longa et al. ein reversibles MCA-Okklusionsmodell, indem sie ei...

Cerebral venous sinus thrombosis (CVST) ist eine seltene Erkrankung des zerebralen Venensystems, die nur 0,5-1,0% aller Schlaganfallursachen ausmacht, aber eine relativ hohe Vorkommensrate bei Kindern und jungen Erwachsenenhat 1. Während der Autopsie, CVST wurde festgestellt, dass die Ursache für 10% der zerebrovaskulären Erkrankungen Todesfälle2. Thrombose kann in jedem Teil des intrakraniellen venösen Systems auftreten. Der überlegene sagittale Sinus (SSS) ist einer der am häufigsten betroffenen Bereiche in CVST und kann mehrere Blutgefäße umfassen. Aufgrund von Stenose oder Okklusion der venösen Nebenhöhlen wird die intrakranielle venöse Rückkehr blockiert, die oft mit erhöhtem intrakraniellen Druck einhergeht3. Die klinischen Manifestationen von CVST sind komplex und variieren im Laufe der Zeit; Obwohl es an Spezifität der Symptome mangelt, sind die häufigsten Symptome Kopfschmerzen (77,2%), Anfälle (42,7%) und neurologische Defizite (39,9%). In schweren Fällen kann Koma und sogar Tod auftreten4,5. In den letzten Jahren hat sich der Anteil der damit verbundenen Risikofaktoren aufgrund der allgemeinen Verbesserung der medizinischen und gesundheitlichen Standards und des Bewusstseins für die öffentliche Gesundheit verändert, der Anteil der Traumata und Infektionen ist zurückgegangen, und der Anteil der CVST, der durch Schwangerschaft, Puerperium, orale Kontrazeptiva und andere Gründe verursacht wird, hat sich schrittweise erhöht5.
Derzeit ist die Pathogenese von CVST noch nicht gut verstanden. Um CVST eingehend zu erforschen, ist weitere pathophysiologische Forschung erforderlich. Die meisten dieser Forschungsmethoden sind jedoch invasiv und daher schwer klinisch umzusetzen. Aufgrund vieler Einschränkungen der klinischen Forschung haben Tiermodelle unersetzliche Vorteile in der Grundlagen- und Translationsforschung.
Die Ursache von CVST ist komplex, da sein anfänglicher Beginn oft unerkannt ist und die Position der Thrombusbildung sehr variabel ist. Glücklicherweise können Tiermodelle eine bessere Kontrolle dieser Faktoren erreichen. In den letzten Jahrzehnten hat sich eine Vielzahl von CVST-Tiermodellen etabliert, und jedes Modell hat seine eigenen Nachteile. Nach verschiedenen Produktionsmethoden lassen sie sich grob in folgende Kategorien einteilen: das einfache SSS-Ligationsmodell6,7; das SSS-Interne-Injektionsbeschleuniger-Modell8; das Eisenchlorid-induzierte SSS-Thrombosemodell9; das photochemisch-induzierte SSS-Thrombosemodell10; und die selbstgemachte Embolie-Okklusion SSS Modell11. Die meisten dieser Modelle sind jedoch nicht in der Lage, invasive Schäden an der Großhirnrinde des Tieres zu umgehen und sind nicht in der Lage, die ischämische Zeit und den Ort genau zu kontrollieren. Bei einigen Modellen wird der Thrombus spontan wieder kanalisiert; in anderen Modellen wird die SSS dauerhaft ausgesperrt. Darüber hinaus können komplizierte Operationen und/oder schwere Verletzungen nachfolgende pathophysiologische Befunde in diesen Modellen beeinflussen.
In der vorliegenden Studie wurde ein Gewindestecker in die SSS von Sprague-Dawley (SD)-Ratten eingeführt, um erfolgreich ein CVST-Modell zu etablieren, das Schäden minimierte, eine präzise Steuerbarkeit ermöglichte und eine gute Stabilität lieferte. Zusätzlich wurden die Kleintier-Magnetresonanztomographie (MRT) und die Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung kombiniert, um die Wirksamkeit des Modells zu überprüfen. Wir bewerteten Veränderungen des zerebralen Blutflusses vor und nach der Etablierung unseres Modells und bewerteten die Stabilität unseres Modells und legten damit die Grundlage für weitere Studien zur Erforschung des Vorkommens, der Entwicklung und der damit verbundenen pathophysiologischen Mechanismen von CVST.

<table><tbody><tr><td>2 mL Spritze</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>301940</td><td></td></tr><tr><td>Gehirn stereotaktisches Instrument</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>SIM BFI-HR PRO</td> Hochgeschwindigkeits-Schädelbohrer <td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>78046</td><td></td></tr><tr><td>Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebungssystem</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>SIM BFI-HR PRO Nadelhalter</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F31022-12</td><td></td></tr><tr><td>Nadelfaden</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F33303-08</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>S13029-14</td><td></td></tr><tr><td>Kieselgel</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>302785</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiemaschine</td> <td>für KleintiereShenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R540</td><td></td></tr><tr><td>MRT für Kleintiere</td><td>Bruker Medical GmbH</td><td>Biospec 94/30 USR</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F11029-11</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßzange</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F22003-09</td><td></td></tr></tbody></table>

etablierung eines rattenmodells der oberen sagittal-sinus-okklusion über eine thread-embolism-methode

Establishment of a Rat Model of Superior Sagittal-Sinus Occlusion via a Thread-Embolism Method

Die Mechanismen, die zum natürlichen Beginn der zerebralen venösen Sinusthrombose (CVST) beitragen, sind meist unbekannt, und eine Vielzahl von unkontrollierbaren Faktoren sind im Verlauf der Krankheit beteiligt, was zu großen Einschränkungen in der klinischen Forschung führt. Daher hat die Etablierung stabiler CVST-Tiermodelle, die eine Vielzahl unkontrollierbarer Störfaktoren standardisieren können, dazu beigetragen, Mängel in der klinischen Forschung zu umgehen. In den letzten Jahrzehnten wurden eine Vielzahl von CVST-Tiermodellen erstellt, aber die Ergebnisse, die auf diesen Modellen basieren, waren inkonsistent und unvollständig. Um die pathophysiologischen Mechanismen von CVST weiter zu erforschen, ist es daher notwendig, ein neuartiges und hochkompatibles Tiermodell zu erstellen, das einen wichtigen praktischen Wert und eine wissenschaftliche Bedeutung für die Diagnose und Behandlung von CVST hat. In der vorliegenden Studie wurde ein neuartiges Sprague-Dawley (SD) Rattenmodell der überlegenen sagittalen Sinus-Thrombose (SSS) mittels einer Thread-Embolisierungsmethode ermittelt und die Stabilität und Zuverlässigkeit des Modells überprüft. Zusätzlich haben wir Veränderungen des zerebralen venösen Blutflusses bei Ratten nach der Bildung von CVST bewertet. Zusammenstellt das SD-Ratten-SSS-Thrombose-Modell ein neuartiges CVST-Tiermodell dar, das leicht etabliert werden kann, Traumata minimiert, eine gute Stabilität liefert und eine genaue Steuerung des ischämischen Timings und Standorts ermöglicht.

Um das SD-Ratten-SSS-Thrombosemodell über die Nahtmethode zu ermitteln, sollte die Naht im Voraus vorbereitet werden (Abbildung 1A), und die für das Experiment erforderliche Ausrüstung (Abbildung 1B) sollte vorbereitet werden. Aufgrund der heiklen Art der Operation muss die Vorbereitung des Modells unter einem Sezierendes Mikroskop abgeschlossen werden. Die wichtigsten Schritte sind in Abbildung 2dargestellt. Um die Beschreibung der...

Hier stellen wir ein neuartiges Sprague-Dawley (SD) Rattenmodell der überlegenen sagittalen Sinus-Thrombose (SSS) mittels einer Thread-Embolisierungsmethode her, und die Stabilität und Zuverlässigkeit des Modells wurden überprüft.

Etablierung eines Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Okklusion über eine Thread-Embolism-Methode

The mechanisms contributing to the natural onset of cerebral venous sinus thrombosis (CVST) are mostly unknown, and a variety of uncontrollable factors ...

Aufgrund des Fehlens eines idealen Tiermodells ist die Studie von CVST stark eingeschränkt. Nun wurde ein neues SD-Rat CVST-Modell erfolgreich etabliert, indem eine selbstgebaute Gewindeembolisierung zentripetisch am Ausgangsstandort von SSS eingesetzt wurde, die verschiedene oder unkontrollierbare Störfaktoren im klinischen Zustand standardisierte. Nachdem die Ratte erfolgreich durch intraperitoneale Injektion anästhesiert wurde, gel ophthalmologische Augenschmiermittel auftragen, nachdem die Ratte auf stereotaxic Rahmen gesetzt wird, um die Hornhäuten vor dem Trocknen während der Anästhesie zu schützen.Entfernen Sie das Haar auf der Oberseite des Kopfes der Ratte. Um diesen Prozess effektiver durchführen zu können, kann der frühere Schritt früher im Vorbereitungsraum durchgeführt werden. Nachdem die Ratte erfolgreich durch Anästhesiemaschine anästhesiert wurde, tragen Sie auch steriles ophthalmologisches Augenschmiermittel auf.Sterilisieren Sie die Oberfläche auf dem Kopf der Ratte mit 5%Povidon-Jod. Wechseln Sie dies dreimal mit 75%Ethanol. Machen Sie einen Hautschnitt etwa zwei Zentimeter lang in der Mitte des Kopfes.Die Faszie wird mit einem Skalpell aufgeschnitten. Und dann, vorsichtig schälen Sie die obere Faszie und das Periost, um den Schädel vollständig freizulegen. Bestätigen Sie die Position der vorderen Fontanelle, A und der hinteren fontanelle, B.Verwenden Sie den Bereich zwischen der koronalen Naht und der Ellenbogennaht als Blutflussbeobachtungsbereich.Um zu verhindern, dass der Schädel die Beobachtung während der Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung beeinflusst, dünnen Sie den Schädel im Beobachtungsbereich, bis die Blutgefäße deutlich sichtbar sind. Verwenden Sie beim Schädelschleifen eine Normaltemperaturspritze, um die Dura wiederholt zu spülen, um einen Hohen Temperaturausbruch in die Großhirnrinde zu vermeiden. Dieser Schritt und die folgenden Schritte werden alle unter einem Sezierendes Mikroskop durchgeführt.In dieser Abbildung ist der rot gefütterte rechteckige Bereich der Blutflussbeobachtungsbereich. Die Größe des ausgedünnten Schädels sollte etwa einen Zentimeter multipliziert mit einem Zentimeter betragen. Und der blau gefütterte rechteckige Bereich ist das Knochenfenster.Etwa sechs Millimeter multipliziert um vier Millimeter. Der rote kreisförmige Bereich ist das parietale Gelenk und der Pfeil zeigt auf die SSS. Wenn der Schädel zu sehen ist, verwenden Sie eine Pinzette, um die restlichen Knochenstücke des Knochenfensters sorgfältig zu bearbeiten.Wählen Sie einen geeigneten Gewindefühler, verwenden Sie den Frontpunkt oder als Steckpunkt. Mit einer 2-Millimeter-Spritzennadel vorsichtig durchstechen und schnell eine Gewindesonde in den Vorbereitungspunkt einlegen. Zu diesem Zeitpunkt sollte der Winkel zwischen dem Ende des Gewindesondenendes und dem SSS etwa 30 bis 45 Grad betragen.Passen Sie dann den Winkel zwischen dem Ende der Gewindesonde und der SS auf null bis 10 Grad an. Und legen Sie die SSS langsam in die Struktur ein, bis der Kopf das hintere Ende des Sinuszusammenflusses erreicht. Schnelle Atmung kann auftreten, wenn die SSS punktiert ist.Wenn das Ende der Gewindesonde nicht schnell in den Vorbereitungspunkt eingesetzt werden kann, verwenden Sie eine kleine Gaze oder Baumwollkugel, um den Sondenpunkt vorsichtig zu drücken, während Sie langsam nach unten gleiten, um den Vorbereitungspunkt vorsichtig freizulegen. Das ist getan, schnell einfügen an das Ende des Drahtes in die SSS gebracht. Der blaue Pfeil zeigt den Zustand des Prüfpunkteinsatzes vom Steckpunkt in die SSS.Weißer Pfeil zeigt den Körper der Sonde und der rote Pfeil zeigt, dass der Kopf ist. Danach schneiden Sie den überschüssigen Teil des Schwanzes ab. Naht die Haut der Ratte.Desinfizieren Sie die Haut dreimal und entfernen Sie die Ratte aus dem stereotaxic Rahmen. Verwenden Sie die Laserlichtquelle, um den Blutflussbeobachtungsbereich gleichmäßig auszuleuchten. Das Bild zeichnet den dynamischen Prozess des Threadtests in die SSS auf.In dieser Abbildung zeigen A und B einen Vergleich des Blutflusses vor und nach der Einfügung von Fadenembolisationen. C zeigt, dass der Blutfluss in der SSS und Gehirnvenen signifikant im Vergleich zu beiden in der mittleren Hirnarterie und Kapillaren verringert wurden. Fixieren Sie das Tier auf dem MRT-Scantisch.Kalibrieren Sie die Gehirnposition durch Positionierung scannen und führen Sie T2WI- und MRT-Sequenzscans durch, nachdem Sie die Position bestätigt haben. Um den Zustand der Gewindesonde im SSS deutlicher zu beobachten, wurde die C2-Kopf-Montagemethode verwendet, um das T2WI-Bild des Rattenhirns anzuzeigen. In dieser Abbildung zeigen A, B und C die Gewindesonde im SSS aus der horizontalen Position, der sagittalen Position und der Schädelposition.Das Bild zeigt, dass der Gewindesonden an Ort und Stelle ist, was die Embolisierung des SSS bestätigt. Da das SSS-Thrombosemodell der Ratte leicht etabliert werden kann, um das Trauma zu minimieren, eine gute Stabilität bietet und eine genaue Steuerung des chemischen Timings und der Lage ermöglicht, ist es eine ideale neue Art von CVST-Modell.

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Dieses Video zeigt das Verfahren zur Etablierung eines Rattenmodells für Subarachnoidalblutungen. Einer anästhesierten Ratte werden Sonden implantiert, um den Hirndruck und den zerebralen Blutfluss zu messen. Die Zielstelle wird identifiziert und die Nadel in einer prä-chiasmatischen Position eingeführt. Anschließend wird autologe Blut in den Subarachnoidalraum injiziert, wodurch der Hirndruck erhöht und der zerebrale Blutfluss verringert wird, wodurch das Modell etabliert wird.

Etablierung eines Modells für Subarachnoidalblutungen an der Ratte, das durch autologe Blutinjektion induziert wird

Dieses Video zeigt den Prozess der Induktion eines ischämischen Schlaganfalls in einem Rattenmodell durch Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCA) mit einem Gewindebolzen. Das Verfahren beinhaltet die Liligation der Halsschlagadern, das Einführen eines Gewindebolzens in die äußere Halsschlagader und das Blockieren des Blutflusses von der MCA zum Gehirn, was zum neuronalen Tod führt und einen ischämischen Schlaganfall nachahmt.

Induktion eines ischämischen Schlaganfalls über einen Verschluss der mittleren Hirnarterie mit einem Gewindebolzen

Quelle: Tang, X. et. al., Massive pontine Blutung durch doppelte Injektion von autologem Blut. J. Vis. Exp. (2021)Dieses Protokoll beschreibt die kontrollierte Infusion von autologem Blut in die pontine Region des Gehirns einer Ratte, um eine massive pontine Blutung zu modellieren. Der Zweck besteht darin, eine lokalisierte Gehirnblutung zu simulieren, indem der lokale Druck erhöht wird.

Induktion einer massiven pontinen Blutung in einem Rattenmodell durch autologe Blutinjektion

Mehrere Tiermodelle von zerebraler Ischämie wurden entwickelt, um den menschlichen Zustand des Schlaganfalls simulieren. Dieses Protokoll beschreibt die Endothelin-1 (ET-1) induzierte mittlere Zerebralarterie (MCAO) Modell für ischämischem Schlaganfall bei Ratten. Darüber hinaus sind wichtige Erwägungen, Vorteile und Nachteile dieses Modells diskutiert.

Endothelin-1 induzierte Middle Cerebral Artery Occlusion Modell für ischämischen Schlaganfall mit Laser Doppler Flowmetrie Guidance in Rat

Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Visualisierung rat Hirnarterien durch ein Schädel-Fenster mit zeitlicher Kraniektomie um proximalen Abschnitte der mittleren Hirnarterie anzusehen...

Mit Hilfe eines Cranial Fenster, um den Nahen Cerebral Artery Während Endothelin-1 induzierte Middle Cerebral Artery Occlusion Visualisieren

Chronische okulärer Hypertension wird induziert durch die Anwendung einer Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen, was zu funktionellen und strukturellen Verschlechterung der retinalen Ganglienzellen, die konsistent mit Glaukom.

Ein Modell des Glaukoms induziert durch Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen

Die Subarachnoidalblutung birgt nach wie vor eine hohe Belastung durch Mortalität und Morbidität beim Menschen. Um die weitere Erforschung der Erkrankung und ihrer Pathophysiologie zu erleichtern, wird ein prächiasmatisches Einzelinjektionsmodell vorgestellt.

Prächiasmatische, einmalige Injektion von Eigenblut zur Induktion einer experimentellen Subarachnoidalblutung in einem Rattenmodell

Das aktuelle Protokoll beschreibt ein Rattenmodell des Verschlusses/der Reperfusion der mittleren Hirnarterien, das die anatomische Struktur der Hirngefäße bewahrt, ohne Schäden zu verursachen.

Ein Rattenmodell für den Verschluss/die Reperfusion der mittleren Hirnarterie ohne Beschädigung der anatomischen Struktur der Hirngefäße

Diese Studie präsentiert ein Protokoll zur Etablierung eines reproduzierbaren, minimalinvasiven Rattenmodells einer durch Eisenchlorid induzierten superioren sagittalen Sinusthrombosen, wobei eine Seidennahtmethode in Kombination mit Laser-Speckle-Kontrastbildgebung und hochauflösendem Ultraschall zur Untersuchung eingesetzt wird.

Entstehung einer modifizierten eisenchloridinduzierten superioren sagittalen Sinusthrombose

Chirurgische Induktion der ischämischen Hirnschädigung in der Ratte ist ein weit verbreitetes Modell für Schlaganfall-Forschung. Hier zeigen wir die Induktion fokaler zerebraler Ischämie durch Verschluss der mittleren Hirnarterie. Visualisierung der resultierenden Infarkt durch histologischer Färbung und Magnetresonanz-Tomographie wird ebenfalls angezeigt.

Fokaler zerebraler Ischämie-Modell von Endovascular Suture Verschluss der mittleren Hirnarterie im Rat

Erfahren Sie die Thread-Embolisation zur Erstellung eines stabilen Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Thrombose. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle über ischämische Zeitpunkte und minimiert Traumata für CVST-Forschung.

Etablierung eines Rattenmodells der oberen Sagittal-Sinus-Okklusion über eine Thread-Embolism-Methode

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