Name: Plattform-Inkubator mit beweglicher XY-Stufe: Eine neue Plattform zur Implementierung der in-Cell schnellen photochemischen Oxidation von Proteinen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-17T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 50 s
Description: Erfahren Sie die automatisierte in-cell FPOP-Methode zur schnellen Protein-Footprinting-Analyse in lebenden Zellen. Diese Plattform ermöglicht hochdurchsatzfähige Strukturproteomik mit verbesserter Peptidabdeckung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss des NIH R01 GM128983-01 unterstützt.

1. Montage des Plattform-Inkubators mit beweglicher XY-Stufe
HINWEIS: Die neue Plattform umfasst das Inkubationssystem, die Positionierstufe und Dieregler, die peristaltischen Pumpen, den 248 nm KrF Excimer-Laser und die optischen Spiegel, die auf einer optischen Empire-Brotplatte montiert sind.
<ol><li>Montieren Sie das Inkubationssystem: Temperatureinheit, Kohlendioxideinheit, Luftbefeuchter, Luftpumpe und Touch-Monitoring-System (Abbildung 2A-E). HINWEIS: Detaillierte Montageanleitungen werden vom Hersteller zur Verfügung gestellt. Das Inkubationssystem muss sich auf 5%CO2, 37 °C und 85% Luftfeuchtigkeit stabilisieren, bevor Zellen im Inkubator wachsen. Diese Parameter können von der Zelllinie abhängen.</li>
	<li>Montieren Sie den benutzerdefinierten Sechs-Well-Platten-Inkubator, die Nanopositionierungs-Antriebsstufe und die XY-Antriebsstufe. Erstere schrauben in letztere bzw. HINWEIS: Detaillierte Montageanleitung des Herstellers.</li>
	<li>Schließen Sie die vier peristaltischen Pumpen in einer "Daisy Chain"-Sequenz über RS-232-Kabel mit einem RS-232-USB-Kabel an den Steuernden-Computer an. Schließen Sie 3,18 mm ID-Polymerschläuche (z. B. Tygon) an jeden Kanal jeder Pumpenkanalwalze an. HINWEIS: Jede Pumpe hat vier Rollen. Richtung und Durchfluss der Walzen werden manuell manipuliert.</li>
	<li>Legen Sie 1/16" x 1/8" Steckverbinder am Ende jedes 3,18 mm ID-Polymerrohrs ein. Legen Sie das 1/16'' Ende des Steckverbinders in 1.59 ID Polymerschläuche ein, und legen Sie den Polymerschlauch dann über benutzerdefinierte Anschlüsse in den Inkubator ein. Legen Sie das andere Ende der Röhre in die Lösung, die während des IC-FPOP-Experiments infundiert wird. HINWEIS: Für die Perfusionsleitungen verfügt der Inkubator über 36 benutzerdefinierte Anschlüsse für Schlauchleitungen rund um die Peripherie, um alle verwendeten Reagenzien aufzunehmen.</li>
	<li>Schrauben Sie einen 50 mm, 248 nm, 45° Excimer-Laserlinienspiegel in einer kinematischen Spiegelhalterung für die Optik von 2 000 m in die Steckbrett-Rasterpunkte 10-11 aus der 248 nm Laserblende. Platzieren Sie den zweiten Spiegel in einem 90°-Winkel zum ersten auf der anderen Seite des Inkubators. Winkeln Sie den zweiten Spiegel bei ca. 45° nach unten, um die Laserstrahlführung zum Inkubator zu erhalten (Abbildung 2F-J).</li>
</ol>2. Synchronisation und Erstautomatisierung des Systems über Integrationssoftware
<ol><li>Installieren Sie die neueste Version der Integrationssoftware, die zur Steuerung der Treiber und Pumpen erforderlich ist.</li>
	<li>Unter Bezugnahme auf das Pumpenhandbuch benennen Sie die Pumpen um, beginnend mit "5" und steigender Wert. Die Befehle können über das Unterprogramm Manuelle Steuerung in der Integrationssoftware an das Pumpensystem gesendet werden. HINWEIS: Wenn Sie eine Pumpe in den Kanalmodus versetzen, wird die Benennungskonvention der Pumpe automatisch in das Set 1, 2, 3 und 4 geändert, was den vier Pumpenkanälen entspricht.</li>
	<li>Öffnen Sie das Integrationssoftwareprogramm zur Automatisierung des Plattform-Inkubators.</li>
	<li>Wählen Sie den entsprechenden USB-Comport-Gerätenamen (z.B. COM4) entsprechend dem PUMPENsystem-USB-Kabel aus dem Anschluss-Dropdown-Menü comport für Pumpen.</li>
	<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Script Builder, um ein Skript für die automatisierte Plattform-Inkubatorplattform zu bearbeiten/zu erstellen. Klicken Sie auf Skript speichern, um die Sequenz als Textdatei zu speichern (Abbildung 3A). HINWEIS: Der Skript-Generator verfügt über eine Benutzeroberfläche zum Definieren des Skripts mit Definitionen von Pumpennummer, Richtung, Rate, Volumen, Rohrdurchmesser, Kanalmodus und zeitgesteuerter Verzögerung.</li>
	<li>Wenn der Kanalmodus bei der Erstellung des Skripts gewünscht wird, muss ein Schritt im Skript darauf ausgerichtet sein, die Pumpe in den Kanalmodus ein- und auszuwechseln, und die folgenden Schritte, die den Pumpenkanälen entsprechen, müssen als Pumpen 1-4 gekennzeichnet werden. HINWEIS: Dadurch wird sichergestellt, dass sich während eines Plattform-Inkubatorskripts keine zwei Pumpen gleichzeitig im Kanalmodus befinden können und dass jede Pumpe wieder in den Legacy-Modus geschaltet wird, nachdem die Befehle an die benötigten Kanäle gesendet wurden.</li>
	<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Skript lesen, und wählen Sie die entsprechende Skriptdatei aus, die für den Plattforminkubatorbetrieb gewünscht werden soll.</li>
	<li>Wechseln Sie die Schaltfläche Sequenz ausführen zur ON-Position (grün), um das Skript auszuführen, und klicken Sie dann auf die START-Schaltfläche (Abbildung 3B) .</li>
</ol>3. Wachsen Sie Zellen im Plattform-Inkubator
HINWEIS: Zellen müssen am Tag vor dem Experimentieren unter sterilen Bedingungen in einer Zellkulturhaube im Plattform-Inkubator platziert werden.
<ol><li>Lösen Sie den Plattform-Inkubator von der Nanopositionierungsstufe und trennen Sie die Temperatur-, Gas- und Luftbefeuchterleitungen. Nachdem Sie den Inkubator mit 70% Ethanol besprüht haben, legen Sie ihn in eine Zellkulturhaube.</li>
	<li>Wachsen Sie Zellen in einem T-175 auf etwa 80-90% Konfluenz vor der Übertragung. HINWEIS: Der Begriff Konfluency wird als Maß für die Anzahl/Abdeckung der Zellen in einer Zellkulturschale oder einem Kolben verwendet.</li>
	<li>Entfernen Sie die Medien und spülen Sie sie mit Puffer.</li>
	<li>Trennen Sie Zellen mit trypsin-EDTA mithilfe des Herstellerprotokolls.</li>
	<li>Resuspend ieren in 8 ml Medien und zählen Sie die Zellen.</li>
	<li>Samenfibronectin/Kollagen14 beschichtete Sechs-Brunnen-Platten mit ca. 90-95 l resuspendierten Zellen in jedem Brunnen. Dieses Volumen wird geeignet sein, um 80-90% Konfluenz (ca. 1,2 Millionen Zellen) in jedem Brunnen am nächsten Tag zu erreichen. HINWEIS: Sechs-Well-Platten müssen vor der Aussaat mit Kollagen beschichtet werden. Die während des IC-FPOP verwendeten Reagenzien werden mit schnellen Durchflussraten infundiert. Beschichtete Platten stellen sicher, dass die Zellen nicht durch die Infusion von Reagenzien vorzeitig abgelöst werden.</li>
	<li>Legen Sie die gesäte Platte in den Plattform-Inkubator und decken Sie sie mit dem Quarzdeckel ab. HINWEIS: Während der Konstruktion und Entwicklung wurde ein Glas-Inkubatordeckel in Quarz geändert, so dass er mit dem ultravioletten Laserlicht kompatibel ist.</li>
	<li>Ersetzen und sichern Sie den Plattform-Inkubator wieder auf der Nanopositionier-Antriebsbühne. Schließen Sie die Temperatur-, Gas- und Luftbefeuchterleitungen wieder an.</li>
	<li>Lassen Sie Zellen über Nacht zusammenwachsen. HINWEIS: Die folgenden Zellkulturschritte sind optional und für Experimente gedacht, bei denen menschliche Zellen vorübergehend transfiziert werden. Diese Schritte bewerten die Transfektionseffizienz unter Zellkulturbedingungen.</li>
	<li>Transfekt das Plasmid, das das Gen für das charische Protein GCaMP2 enthält, mit einem kommerziellen kationisch-lipid-Transfektionskit in HEK 293-Zellen.</li>
	<li>Führen Sie transiente Transfektionen von GCaMP2 in HEK293T-Zellen in zwei Sechs-Well-Platten durch.</li>
	<li>Inkubieren Sie eine Sechs-Well-Platte im Plattform-Inkubator und die zweite Sechs-Well-Platte in einem Standard-CO2-Inkubator.</li>
	<li>Vergleichen Sie die Transfektionseffizienz innerhalb jeder Platte durch Fluoreszenz-Bildgebung mit einem Fluoreszenzmikroskop.</li>
</ol>4. Machen Sie Quench-Puffer und H2O2
<ol><li>Machen Sie 100 ml Löschpuffer mit 125 mM N-tert-Butyl-α-Phenylnitron (PBN) und 125 mM N, N-Dimethylthiourea (DMTU). HINWEIS: DMTU und PBN sind freie Radikalfänger und zelldurchlässig.</li>
	<li>H2O2 bis 200 mM verdünnen. Jede Probe benötigt 6 ml H2O2, um die Zellschicht am Boden jedes Brunnens vollständig einzutauchen. HINWEIS: Der Löschpuffer wird am Vortag hergestellt und über Nacht bei 4 °C gelagert, lichtgeschützt. Verdünnen Sie die H2O2 am Tag des Experiments.</li>
</ol>5. Aufbau des Plattform-Inkubators für IC-FPOP
HINWEIS: Der Plattform-Inkubator muss unter sterilen Bedingungen montiert werden. Montieren Sie den Inkubator in einer sterilen Zellkulturhaube.
<ol><li>Lösen Sie den Plattform-Inkubator von der Positionierstufe und trennen Sie die Temperatur-, Gas- und Luftbefeuchterleitungen.</li>
	<li>Nachdem Sie den Inkubator mit 70% Ethanol besprüht haben, legen Sie ihn in die Zellkulturhaube.</li>
	<li>Entfernen Sie die Sechs-Well-Platte aus dem Plattform-Inkubator, sichern Sie den ursprünglichen Deckel der Platte und bestätigen Sie die Zellkonfluenkation mit einem Mikroskop.</li>
	<li>Nachdem die Zellkonfluenz bestätigt wurde, ersetzen Sie die Sechs-Well-Platte durch konfluente Zellen zurück im Plattform-Inkubator innerhalb der Zellkulturhaube.</li>
	<li>Legen Sie drei vorgeschnittene (15 cm) 1,59 ID-Polymerrohre in jeden Brunnen über die eingebetteten Anschlüsse ein. Spülen Sie die Rohre an die Brunnenwände und halten Sie mit benutzerdefinierten 3D-gedruckten Ringen. HINWEIS: Sechs 33-mm-PLA-Filament-3D-gedruckte Ringe wurden speziell entwickelt, um die Schläuche an den Wänden der Platte zu befestigen, ohne die Zellen zu stören oder dem Laserpuls in die Quere zu kommen.</li>
	<li>Bedecken Sie den Plattform-Inkubator mit seinem Quarzdeckel. Ersetzen und sichern Sie den Bühnen-Top-Inkubator am Positionierungssystem. Schließen Sie die Temperatur-, Gas- und Luftbefeuchterleitungen wieder an.</li>
	<li>1,59 ID Polymerschläuche an 1/16" Ende der 1/16x1/8" Steckverbinder anschließen.</li>
</ol>6. Durchführung von IC-FPOP im Plattform-Inkubator
<ol><li>Bereiten Sie ein Integrationssoftwareskript für die Pumpenentnahme vor. Verwenden Sie eine Peristaltikpumpe (Pumpe 8), um Zellmedien vollständig aus allen sechs Brunnen zu entfernen.</li>
	<li>Prime Lösungsmittel in jedem Kanal der anderen drei Peristaltikpumpen (Pumpen 5-7). H2O2 einstecken und in ihren jeweiligen Wechselrohren ablöschen, bis die Reagenzien die Inkubatorports erreichen.</li>
	<li>Bestätigen Sie, dass der Laserstrahl von den Spiegeln korrekt abgewinkelt wurde und den Inkubator ungehindert erreicht. HINWEIS: Laserschutzbrillen müssen bei Gebrauch des Lasers getragen werden. Bestrahlen Sie die Zellen während des Angel-/Ausrichtungsprozesses nicht vorzeitig. Verwenden Sie Karton, um den Quarzdeckel vollständig zu bedecken, wenn Sie den Balken ausrichten. Verwenden Sie auch einen gedruckten Umriss auf weißem Papier einer Sechs-Well-Platte, um weiter zu bestätigen, dass der Laserstrahl die Mitte jedes Brunnens trifft. Verwenden Sie die Einstellung Kontinuierliche Pulseinstellung bei der niedrigsten Frequenz und Energie für die Ausrichtung.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Laserenergie mit einem externen Sensor. Verwenden Sie einen einzigen Laserpuls von 160 mJ bei 50 Hz und 27 kV. HINWEIS: Für die folgenden Schritte wird ein Timer benötigt.</li>
	<li>Bereiten Sie das Integrationssoftwareskript für die Pumpeninfusion vor, nachdem Sie die Strahlausrichtung bestätigt haben.</li>
	<li>Starten Sie den Timer und drücken Sie gleichzeitig die Starttaste auf dem Skript für die Integrationssoftware-Pumpe.</li>
	<li>200 mM H2O2 bei 35 mL/min in den ersten Brunnen (6-10 Sekunden AufZeit). HINWEIS: Es gibt eine Verzögerung von fünf Sekunden, bevor eine Pumpe zu infundieren beginnt. Es dauert auch sieben Sekunden, bis der Puls ausgelöst wird. Der Laserpuls muss unmittelbar nach der Infusion von H2O2 kommen.</li>
	<li>Drücken Sie die Starttaste auf der Lasersoftware bei der 5-Sekunden-Markierung, um den Impuls bei der 11-Sekunden-Marke auf dem Timer auszulösen.</li>
	<li>125 mM Löschlösung bei 35 ml/min in den ersten Brunnen unmittelbar nach dem Laserpuls einfließen lassen. Bewegen Sie die Positionierstufe manuell, um den nächsten Brunnen mit dem Laserstrahl auszurichten.</li>
	<li>Wiederholen Sie die obigen Schritte 6.5-6.9, bis jeder Brunnen verarbeitet wurde. HINWEIS: IC-POP wird in technischer Auslaktemitliziertvon drei Laser- und drei Nichtlaserproben durchgeführt. Eine verarbeitete Sechs-Brunnen-Platte dient als eine biologische Replik.</li>
	<li>In einer Zellkulturhaube, verwenden Sie einen Zellschaber, um die Zellen von jedem Brunnen in einzelne 15 ml konische Röhren zu übertragen. Zentrifugenzellen bei 1.200 x g für 5 Minuten.</li>
	<li>Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in 100 L RIPA-Lysepuffer wieder auf.</li>
	<li>Übertragen Sie Zellen in einzelne 1,2 ml Polypropylen-Rohre.</li>
	<li>Blitz einfrieren alle Proben in flüssigem Stickstoff und legen Sie in einem -80 °C Gefrierschrank bis zum Gebrauch. HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden.</li>
</ol>7. Proteinextraktion, -reinigung und -proteolyse
<ol><li>Die Proben auftauen und bei 95 °C in einem Wärmeblock 5 Minuten erhitzen.</li>
	<li>Nach dem Erhitzen 5 Minuten auf Eis abkühlen lassen.</li>
	<li>Fügen Sie 25 Einheiten Nuklease in das Zelllysat hinzu, um einsträngige, doppelsträngige, lineare und kreisförmige DNA und RNA zu degradieren und 15 Minuten lang bei raumgemäßem Raum zu brüten.</li>
	<li>Zentrifugenproben bei 16.000 x g für 10 Minuten bei 4 °C.</li>
	<li>Sammeln Sie den Überstand und übertragen Sie ihn in ein sauberes Polypropylenrohr.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Proteinkonzentration mit einem kolorimetrischen Proteintest.</li>
	<li>Übertragen Sie 100 g Probe in ein sauberes Polypropylenrohr und bringen Sie mit Zelllysepuffer auf 100 l.</li>
	<li>Proben mit 10 mM Dithiothreitol (DTT) bei 50 °C 45 Minuten reduzieren.</li>
	<li>Proben bei Raumtemperatur 10 Minuten abkühlen.</li>
	<li>Alkylat mit 50 mM Iodoacetamid (IAA) bei Raumtemperatur für 20 Minuten. HINWEIS: IAA vor Licht schützen</li>
	<li>460 L vorgekühltem Aceton (-20 °C) hinzufügen. Vortex-Proben und legen Sie bei -20 °C über Nacht. HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden.</li>
	<li>Am nächsten Tag Zentrifugenproben bei 16.000 x g für 10 Minuten bei 4 °C.</li>
	<li>Entfernen Sie Aceton, ohne das Proteinpellet zu stören.</li>
	<li>Hinzufügen von 50 l 90% vorgekühltem (-20 °C) Aceton. Wirbelproben zu mischen und Zentrifugieren bei 16.000 x g für weitere 5 Minuten bei 4 °C.</li>
	<li>Aceton entfernen und Proben 2-3 Minuten trocknen lassen.</li>
	<li>Proteinpellet mit 10 mM Tris Puffer pH 8 resuspendieren.</li>
	<li>Ms-Grade-Trypsin (20 g-Bestand) in 40 l von 10 mM Tris-Puffer pH 8 wieder aufsetzen und jeder Probe 2,5 g Trypsin hinzufügen.</li>
	<li>Proben bei 37 °C über Nacht inkubieren. HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden.</li>
	<li>Bewerten Sie die Peptidkonzentration mit einem farbmetrischen Peptid-Assay.</li>
	<li>Die Proben mit 5% Ameisensäure ablöschen.</li>
	<li>Übertragen Sie 10 g Probe in ein sauberes Polypropylenrohr.</li>
	<li>Trocknen Sie die Probe mit einer Vakuumzentrifuge und resuspendieren Sie mit 20 l MS-Gehalt 0,1% Ameisensäure (FA) in Wasser.</li>
	<li>Übertragen Sie jede Probe, um Autosampler-Fläschchen mit vorgeschlitzten Kappen zu reinigen.</li>
</ol>8. Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (LC-MS/MS)
<ol><li>Um FPOP-Änderungen zu lokalisieren, analysieren Sie das verdaute Zelllysat mithilfe der LC-MS/MS-Analyse.</li>
	<li>Verwenden Sie mobile Phasen von 0,1% FA in Wasser (A) und 0,1% FA in Acetonitril (ACN) (B).</li>
	<li>Die Probe wird auf eine 180 x 20 mm C18-Fangsäule (5 m und 100 ) geladen und 15 Minuten lang mit 99 % (A) und 1 % (B) gewaschen.</li>
	<li>Mit einer analytischen Säule von 75 x 30 cm C18 (5 m und 125 ) werden für 120 Minuten verdauliche Peptide mit einer Durchflussrate von 0,300 l/min elute und getrennt.</li>
	<li>LC-Gradient wie folgt laufen: 0 x 1 min, 3% Lösungsmittel B; 2 x 100 min, 10 x 45% B;100 x 110 min, 45-100% B; 110 bis 115 Min., 100 % B.</li>
	<li>Stellen Sie die Säule bei 3% (B) von 115-116 Minuten wieder her und halten Sie bei 3% (B) von 116-120 Minuten.</li>
	<li>Analysieren Sie eluierte Peptide im positiven Ionenmodus mit Nano-Elektrospray-Ionisierung.</li>
	<li>Erfassen Sie MS1-Spektren über einen m/z-Scanbereich von 375-1500 bei einer Auflösung von 60.000.</li>
	<li>Stellen Sie das Ziel der automatischen Verstärkungssteuerung (AGC) auf 5,0e5 mit einer maximalen Einspritzzeit von 50 ms und einem Intensitätsschwellenwert von 5,0 e4 ein.</li>
	<li>Isolieren Sie Vorläuferionen mit Ladungszuständen 2-6 über datenabhängige Erfassung (DDA) mit einem Isolationsfenster von 1,2 m/z und einer Zykluszeit von 4 Sekunden.</li>
	<li>Untersiere MS2-Ionen hochenergetischer Kollisionsdissoziation (HCD) (32% normalisierte Energie).</li>
	<li>Peptide nach 1 MS/MS-Erfassung für 60 Sekunden ausschließen.</li>
	<li>Stellen Sie die MS/MS-Auflösung auf 15.000 mit einem AGC-Ziel von 5,0e4 und einer maximalen Injektionszeit von 35 ms ein.</li>
</ol>9. Proteome-Entdecker/Datenverarbeitung
<ol><li>Durchsuchen Sie Tandem-Rohdatendateien auf der verfügbaren Bottom-up-Proteomik-Analysesoftware mit einer relevanten Homo sapiens-Proteindatenbank und einem Verdauungsenzym.</li>
	<li>Legen Sie die Suchparameter für die Proteinanalyse fest.</li>
	<li>Legen Sie die Fragmenttoleranz auf 0,02 Da und die übergeordnete Ionentoleranz auf 10 ppm fest.</li>
	<li>Setzen Sie die Enzymspezifität auf Trypsin und lassen Sie eine verpasste Spaltung zu.</li>
	<li>Massenbereich auf 375-1500 m/z einstellen.</li>
	<li>Etablieren Sie das Peptidvertrauen bei 95% (mittel) und das Rückstandsvertrauen bei 99% (hoch).</li>
	<li>Akzeptieren Sie Proteine, wenn mindestens zwei unterschiedliche Peptide mit dem FDR-Filter (5% Discovery Rate) identifiziert werden.</li>
	<li>Setzen Sie die Carbamidomethylierung als statische Modifikation und alle bekannten Hydroxylradikal-Seitenkettenmodifikationen15,16 als dynamische Modifikationen.</li>
	<li>Sobald die Suche, Exportsequenz, Änderungsspeicherorte, Proteinbeitritt, Spektrumdatei, Vorläufer-Fülle und Aufbewahrungszeitinformationen in einer elektronischen Datenbank abgeschlossen sind.</li>
	<li>Berechnen Sie den Grad der Modifikation pro Peptid oder Rückstand aus dieser Gleichung: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/62153/62153eq01.jpg"> ANMERKUNG: Der EIC-Bereich ist der extrahierte Ionenchromatographiebereich (EIC) des Peptids oder Rückstands mit oxidativer Modifikation, und die EIC-Fläche ist die Gesamtfläche desselben Peptids oder Rückstands mit und ohne oxidative Modifikation. Im Laufe der Zeit wird Protein in Gegenwart von Wasserstoffperoxid oxidieren, was zu Hintergrundoxidationen führt. Um das Ausmaß der Veränderung zu berechnen, wird die Fläche des modifizierten Peptids durch die Gesamtfläche geteilt. Eine nicht bestrahlte Kontrollprobe berücksichtigt die Hintergrundoxidation. Die Hintergrundoxidation aus der Kontrollprobe wird von der laserbehandelten Probe subtrahiert, um eine FPOP-Modifikation zu identifizieren.</li>
</ol>

<ol><li>Johnson, D. T., Di Stefano, L. H., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+photochemical+oxidation+of+proteins+%28FPOP%29%3A+A+powerful+mass+spectrometry+based+structural+proteomics+tool%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Fast photochemical oxidation of proteins (FPOP): A powerful mass spectrometry based structural proteomics tool.</a> Journal of Biological Chemistry. 294 (32), 11969-11979 (2019).</li>
<li>Liu, X. R., Zhang, M. M., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+Spectrometry-Based+Protein+Footprinting+for+Higher-Order+Structure+Analysis%3A+Fundamentals+and+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Reviews%22%5BJournal%5D)">Mass Spectrometry-Based Protein Footprinting for Higher-Order Structure Analysis: Fundamentals and Applications.</a> Chemical Reviews. 120 (10), 4355-4454 (2019).</li>
<li>Li, J., Chen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+fast+photochemical+oxidation+of+proteins+coupled+with+mass+spectrometry+in+protein+therapeutics+discovery+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discovery+Today%22%5BJournal%5D)">The use of fast photochemical oxidation of proteins coupled with mass spectrometry in protein therapeutics discovery and development.</a> Drug Discovery Today. 24 (3), 829-883 (2019).</li>
<li>Zhao, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Covalent+Labeling+with+an+%CE%B1%2C%CE%B2-Unsaturated+Carbonyl+Scaffold+for+Studying+Protein+Structure+and+Interactions+by+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Covalent Labeling with an α,β-Unsaturated Carbonyl Scaffold for Studying Protein Structure and Interactions by Mass Spectrometry.</a> Analytical Chemistry. 92 (9), 6637-6644 (2020).</li>
<li>Hambly, D. M., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Flash+Photolysis+of+Hydrogen+Peroxide+to+Oxidize+Protein+Solvent-Accessible+Residues+on+the+Microsecond+Timescale%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Laser Flash Photolysis of Hydrogen Peroxide to Oxidize Protein Solvent-Accessible Residues on the Microsecond Timescale.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 16 (12), 2057-2063 (2005).</li>
<li>Li, K. S., Shi, L., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+Spectrometry-Based+Fast+Photochemical+Oxidation+of+Proteins+%28FPOP%29+for+Higher+Order+Structure+Characterization%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+Chemical+Research%22%5BJournal%5D)">Mass Spectrometry-Based Fast Photochemical Oxidation of Proteins (FPOP) for Higher Order Structure Characterization.</a> Accounts of Chemical Research. 51 (3), 736-744 (2018).</li>
<li>Chea, E. E., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modifications+generated+by+fast+photochemical+oxidation+of+proteins+reflect+the+native+conformations+of+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Science%22%5BJournal%5D)">Modifications generated by fast photochemical oxidation of proteins reflect the native conformations of proteins.</a> Protein Science. 27 (6), 1047-1056 (2018).</li>
<li>Hambly, D., Gross, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+flash+photochemical+oxidation+to+locate+heme+binding+and+conformational+changes+in+myoglobin%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Laser flash photochemical oxidation to locate heme binding and conformational changes in myoglobin.</a> International Journal of Mass Spectrometry. 259 (1), 124-129 (2007).</li>
<li>Yan, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+photochemical+oxidation+of+proteins+%28FPOP%29+maps+the+epitope+of+EGFR+binding+to+adnectin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) maps the epitope of EGFR binding to adnectin.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 25 (12), 2084-2092 (2014).</li>
<li>Zhang, Y., Wecksler, A. T., Molina, P., Deperalta, G., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+Binding+Interface+of+VEGF+and+a+Monoclonal+Antibody+Fab-1+Fragment+with+Fast+Photochemical+Oxidation+of+Proteins+%28FPOP%29+and+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Mapping the Binding Interface of VEGF and a Monoclonal Antibody Fab-1 Fragment with Fast Photochemical Oxidation of Proteins (FPOP) and Mass Spectrometry.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 28 (5), 850-858 (2017).</li>
<li>Espino, J. A., Mali, V. S., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Cell+Footprinting+Coupled+with+Mass+Spectrometry+for+the+Structural+Analysis+of+Proteins+in+Live+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">In Cell Footprinting Coupled with Mass Spectrometry for the Structural Analysis of Proteins in Live Cells.</a> Analytical Chemistry. 87 (15), 7971-7978 (2015).</li>
<li>Rinas, A., Mali, V. S., Espino, J. A., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Microflow+System+for+In-Cell+Footprinting+Coupled+with+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Development of a Microflow System for In-Cell Footprinting Coupled with Mass Spectrometry.</a> Analytical Chemistry. 88 (20), 10052-10058 (2016).</li>
<li>Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implementing+In-Cell+Fast+Photochemical+Oxidation+of+Proteins+in+a+Platform+Incubator+with+a+Movable+XY+Stage%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage.</a> Analytical Chemistry. 92 (2), 1691-1696 (2019).</li>
<li>Bangel-Ruland, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystic+fibrosis+transmembrane+conductance+regulator-mRNA+delivery%3A+a+novel+alternative+for+cystic+fibrosis+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Gene+Medicine%22%5BJournal%5D)">Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator-mRNA delivery: a novel alternative for cystic fibrosis gene therapy.</a> The Journal of Gene Medicine. 15 (11-12), 414-426 (2013).</li>
<li>Gau, B. C., Chen, H., Zhang, Y., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sulfate+Radical+Anion+as+a+New+Reagent+for+Fast+Photochemical+Oxidation+of+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Sulfate Radical Anion as a New Reagent for Fast Photochemical Oxidation of Proteins.</a> Analytical Chemistry. 82 (18), 7821-7827 (2010).</li>
<li>Xu, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxyl+Radical-Mediated+Modification+of+Proteins+as+Probes+for+StructuralProteomics%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Reviews.+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Hydroxyl Radical-Mediated Modification of Proteins as Probes for StructuralProteomics.</a> Chemical Reviews. American Chemical Society. 107 (8), 3514-3543 (2007).</li>
<li>Espino, J. A., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Illuminating+Biological+Interactions+with+In+Vivo+Protein+Footprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Illuminating Biological Interactions with In Vivo Protein Footprinting.</a> Analytical Chemistry. 9 (10), 6577-6584 (2019).</li>
<li>Gau, B. C., Sharp, J. S., Rempel, D. L., Gross, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+Photochemical+Oxidation+of+Protein+Footprints+Faster+than+Protein+Unfolding%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Fast Photochemical Oxidation of Protein Footprints Faster than Protein Unfolding.</a> Analytical Chemistry. 81 (16), 6563-6571 (2009).</li>
<li>Kaur, U., Johnson, D. T., Jones, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+the+Applicability+of+In-Cell+Fast+Photochemical+Oxidation+of+Proteins+across+Multiple+Eukaryotic+Cell+Lines%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Validation of the Applicability of In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins across Multiple Eukaryotic Cell Lines.</a> Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 31 (7), 1372-1379 (2020).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen. Die hierin vorgestellten Forschungsarbeiten sind mit der nachfolgend referenzierten Patentanmeldung verbunden: Nummer der nicht vorläufigen Patentanmeldung in den USA: 17/042,565 Titel: "Gerät und Methode zur Bestimmung der Proteinfaltung" UMB Docket Nummer: LJ-2018-104 UMass Ref: UMA 18-059.

Proteine leisten einen Großteil der Arbeit in lebenden Zellen. Angesichts dieser Bedeutung sind detaillierte Daten über die Proteinfunktion und die Struktur höherer Ordnung (HOS) in der zellulären Umgebung erforderlich, um das Verständnis der Feinheiten in größeren Komplexen und enzymatischen Reaktionen in Zellen im Gegensatz zu gereinigten Systemen zu vertiefen. Dazu wurde eine Hydroxylradikal-Protein-Fußdruck-Methode (HRFP) mit dem Titel In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins (IC-FPOP) eingeführt. Die meisten FPOP-Studien wurden in vitro in relativ reinen Proteinsystemen durchgeführt, was deutlich im Gegensatz zur überfüllten molekularen Umgebung steht, die Bindungswechselwirkungen und Proteinkonformationsdynamik beeinflusst. Infolgedessen gibt es eine Kluft zwischen den Ergebnissen aus In-vitro-Experimenten 18 und denen, die in einer tatsächlichen zellulären Umgebung erhalten würden. Um die Lücke zwischen den idealisierten Bedingungen eines In-vitro-FPOP-Experiments und der Komplexen Natur der Zelle zu überbrücken, wurde eine neue automatisierte Sechs-Well-Platten-basierte in Zell-FPOP-Plattform entwickelt. Diese neuartige FPOP-Technologie ist in der Lage, diese molekularen Arten zu identifizieren und zu charakterisieren und ihre dynamischen molekularen Wechselwirkungen sowohl in gesunden als auch in kranken Zuständen nachzuverfolgen. Diese neue Plattform heißt Platform Incubator mit Movable XY Stage (PIXY).
FPOP wurde erfolgreich eingesetzt, um die strukturellen Informationen innerhalb des Proteoms zu charakterisieren. Jede biologische Technik hat jedoch gewisse Einschränkungen, die weiter verbessert werden müssen. Bei der Laserphotolyse sind spezifische Reagenzien erforderlich und unreagierte Hydroxylradikale effizient abzulöschen. Die Trennung von verdauten Peptiden kann viel Zeit erfordern, um strukturelle Informationen zu maximieren. Diese Fülle an Informationen kann auch eine umfassende Quantifizierung während der Post-MS-Datenanalyseerfordern 1. Der Plattform-Inkubator, einschließlich der peripheren Maschinen, die für die Zellkultur und IC-FPOP auf der Laserplattform benötigt werden, hat hohe Kosten, die für einige Labore möglicherweise nicht machbar sind. Da die Fortschritte weiter voranschreiten, sollten robuste Software und Analysetools die Technik weiter voranbringen; davon in dieser Studie vorgestellt. Aktuelle Studien in diesem Plattform-Inkubator wurden an HEK293T-Zellen und in C. elegansdurchgeführt. Die IC-FPOP-Methode ist nachweislich mit einer Vielzahl von Zelllinien kompatibel, einschließlich chinesischer Hamster-Ovarial (CHO), Vero, MCF-7 und MCF10-A-Zellen19. Da die allgemeine IC-FPOP-Methode auf diese statische Plattform übersetzbar ist, sollten diese Zelllinien auch für Studien mit PIXY zugänglich sein.
IC-FPOP nutzt H2O2, um lösungsmittelfreie Seitenketten von Aminosäuren oxidativ zu modifizieren, um dann Proteinwechselwirkungen, Struktur und metabolische Effekte innerhalb lebensfähiger Zellen weiter zu erkennen, was für die Bereitstellung biologischer Kontexte von Bedeutung ist. Vor einem IC-FPOP-Experiment muss bestätigt werden, dass die Zellen nach H2O2-Zugabe lebensfähig sind. Zelllebensfähigkeitsstudien zeigten, dass die Zellen in Gegenwart vonH2O2-Konzentrationen bis zu 200 mM 13lebensfähig waren. Es ist auch wichtig sicherzustellen, dassH2O2 in einer Endkonzentration von 200 mM direkt auf Zellen infundiert wird, nachdem Medien entfernt wurden. Wenn Zellkulturmedien nicht vollständig entfernt werden, werden unterschiedliche Konzentrationen vonH2O2verursacht. Im Vergleich zu Standardbedingungen führte die Erhöhung der Inkubationszeit auf 10 Sekunden zusammen mit der Erhöhung der H2O2-Konzentration zu einer höheren Anzahl von Proteinen, die durch IC-FPOP im Plattform-Inkubator modifiziert wurden. Es ist zwingend erforderlich, peristaltische Pumpen vor dem Einsatz zu grundieren, um sicherzustellen, dass pumpen ordnungsgemäß funktioniert und Flüssigkeit verteilt wird. Andernfalls können Luftblasen in den Schläuchen, ein unzureichendes Volumen von H2O2 zum Eintauchen von Zellen und/oder ein unzureichendes Volumen der Abschrecklösung entstehen.
Ein weiteres Problem, das auftreten kann, sind unerwünschte Verzögerungen im System. Ein Beispiel hierfür ist der Prozess der Überprüfung empfangener Befehle für die Pumpensysteme, was mit der Integrationssoftware zu erheblichen Verzögerungen in der Größenordnung von 1000 oder mehr Millisekunden führt. Dieses Problem kann behoben werden, indem die Kommunikation mit den Pumpen während des Experiments minimiert wird und voreingestellte Befehle so weit wie möglich im Voraus verwendet werden.
Ziel von PIXY ist es, in Zukunft ein vollautomatisiertes und integriertes System zu produzieren. Neben den peristaltischen Pumpen wird auch die Auslösung des Laserpulses automatisiert. Ein neues Positionierungssystem wird auch für die schnelle Bewegung des Plattform-Inkubators verwendet werden, um Geschwindigkeit und Genauigkeit zu erhöhen. Alle Komponenten des Systems werden weiterhin mit der Integrationssoftware programmiert, um den Durchsatz weiter zu erhöhen.

Protein-Fußabdruck-Techniken können tiefgreifende Informationen über die Organisation von Proteinen offenbaren. Diese wesentlichen strukturbiologischen MS-basierten Techniken sind Bestandteil der Toolbox der Massenspektrometrie. Diese Methoden untersuchen Protein-Strukturen höherer Ordnung (HOS) und Synergien über kovalente Kennzeichnung1,2,3,4. Die schnelle photochemische Oxidation von Proteinen (FPOP) verwendet Hydroxylradikale, um lösungsmittelfreie Seitenketten von Aminosäuren5,6 ( Tabelle1) oxidativ zu modifizieren. Das Verfahren verwendet einen Excimer-Laser bei 248 nm zur Photolyse von Wasserstoffperoxid (H2O2), um Hydroxylradikale zu erzeugen. Theoretisch können 19 der 20 Aminosäuren oxidativ modifiziert werden, wobei Gly die einsame Ausnahme ist. Aufgrund der unterschiedlichen Reaktivitätsraten von Aminosäuren mit Hydroxylradikalen wurde jedoch eine Veränderung nur einer Teilmenge dieser Experimente experimentell beobachtet. Dennoch hat die Methode das Potenzial für die Analyse über die Länge einer Proteinsequenz5. FPOP modifiziert Proteine auf der Mikrosekunden-Zeitskala, was es nützlich macht, schwache Wechselwirkungen mit schnellen Abschaltraten zu untersuchen. Die Lösemittel-Zugänglichkeit ändert sich bei Ligandenbindung oder einer Änderung der Proteinkonformation, so dass die Kraft des Verfahrens im Vergleich des Etikettiermusters eines Proteins in mehreren Zuständen liegt (d. h. ligaandfrei im Vergleich zu Ligandengebunden). Als Ergebnis ist es FPOP gelungen, Protein-Protein- und Protein-Ligand-Wechselwirkungsstellen und Regionen der Konformationsveränderung7,8,9,10zu identifizieren. Die FPOP-Methode wurde von der Untersuchung von gereinigten Proteinsystemen bis zur In-Zell-Analyse erweitert. In-Cell FPOP (IC-FPOP) kann oxidativ über tausend Proteine in Zellen modifizieren, um strukturelle Informationen über das Proteom11,12zu liefern. Die herkömmliche IC-FPOP-Plattform nutzt ein Durchflusssystem, um Zellen einzelne Dateien an dem Laserstrahl vorbei zu fließen. Die Entwicklung dieses Systems ermöglichte es einzelnen Zellen, die gleiche Exposition gegenüber Laserbestrahlung zu haben. Dies führte zu einem 13-fachen Anstieg der Anzahl oxidativ markierter Proteine12. Eine Einschränkung des Strömungssystems ist jedoch die Länge eines einzelnen Probenexperiments, bestehend aus einem 10-minütigen Bestrahlungsintervall, in dem die Modifikation stattfindet, und einem zusätzlichen 10-minütigen Waschzyklus. Die zeitlichen Zwänge von IC-FPOP machen es ungeeignet für die Untersuchung kurzlebiger Proteinfaltzwischenprodukte oder Veränderungen, die zwischen Interaktionsnetzwerken in biochemischen Signalkaskaden vorhanden sind. Diese zeitliche Begrenzung inspirierte das Design einer neuen IC-FPOP-Plattform mit höherem Durchsatz.
Um die Proteinstruktur in der nativen Zellumgebung genau zu messen, ermöglicht das neue Design die Zellkultur direkt an der Laserplattform, wodurch IC-FPOP einen hohen Durchsatz erreicht. Dieses Setup ermöglicht auch minimierte Störungen der zellulären Umgebung, im Gegensatz zu IC-FPOP mit Strömung, bei dem haftende Zellen aus dem Substrat entfernt werden müssen. Die neue Plattform ermöglicht IC-FPOP in einem sterilen Inkubationssystem mit einerCO2- und temperaturgesteuerten Bühnenoberkammer unter Verwendung konfigurierter Spiegeloptiken für die Laserstrahlführung, einem Positionierungssystem für XY-Bewegungen und peristaltischen Pumpen für den chemischen Austausch. Die neue Plattform zur Durchführung von IC-FPOP trägt den Titel Platform Incubator with Movable XY Stage (PIXY) (Abbildung 1). In PIXY wird IC-FPOP an menschlichen Zellen durchgeführt, die in Sechs-Well-Platten innerhalb der Plattform-Inkubatorkammer angebaut werden. Bei dieser Konfiguration wird der Laserstrahl mit strahlkompatiblen Spiegeln nach unten auf die Platte reflektiert, da eine Positionierstufe, die den Inkubator hält, in der XY-Ebene bewegt wird, so dass der Laserstrahl strategisch ausgerichtet ist, um nur einen Brunnen nach dem anderen zu bestrahlen. Validierungsstudien zeigen, dass IC-FPOP in PIXY schneller durchgeführt werden kann als im Strömungssystem und zu erhöhten Aminosäuremodifikationen pro Protein führt. Die Entwicklung dieser neuen IC-FPOP-Plattform wird das Wissen erklären, das aus zellulären Experimenten gewonnen werden kann13.

<table><tbody><tr><td>Ismatec Reglo ICC Schlauchpumpen</td><td>Cole-Palmer</td><td>122270050</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Kinematische Spiegelhalterung für &Oslash; 2" Optik</td><td>Thor Labs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10X Trypsin&minus; EDTA</td><td>Corning</td><td>AB00490-00005</td><td></td></tr><tr><td>50,0 mm 248 nm 45 Grad, Excimer-Laserlinienspiegel</td><td>Edmond Optics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton, HPLC-Qualität</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetonitril mit 0,1 % Ameisensäure (v/v), LC/MS-Qualität</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ACQUITY UPLC M-Klasse Symmetrie C18 Trap-Säule, 100 Zoll, 5 & Mikro; m, 180 &micro; m x 20 mm, 2G, V/M, 1/pkg</td><td>Waters</td><td>23275</td><td>andere hochauflösende Instrumente (z.B. Q exactive Orbitrap oder Orbitrap Fusion) können verwendet werden</td></tr><tr><td>ACQUITY UPLC M-Class System</td><td>Waters</td><td>A53225</td><td></td></tr><tr><td>Afinia H480 3D-Drucker</td> <td>(Innovation Space University of Maryland Baltimore Campus Library)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luftpumpe</td><td>OKOlabs</td><td>D12345</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiumfolie</td><td>Fisher Scientific</td><td>Stock #63-120</td><td></td></tr><tr><td>Aqua 5 & micro; m C18 125 & Aring; Verpackungsmaterial</td><td>Phenomenex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kohlendioxidanlage</td><td>OKOlabs</td><td>MadMotor&reg;-UHV</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anschlüsse (Y PP 1/16" und 1/16x1/8")</td><td>Cole-Palmer</td><td>116891000</td><td></td></tr><tr><td>Delicate Task Wipers</td><td>Fisher</td><td>Scientific 022625501</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreiotol (DTT)</td><td>AmericanBio</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMSO, wasserfreies</td><td>Invitrogen</td><td>LS118-500</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s phosphatgepufferte Kochsalzlösung (DPBS)</td><td>Corning</td><td>SK-78001-82</td><td></td></tr><tr><td>EX350 Excimer-Laser</td><td>GAM Laser</td><td>PI89900</td><td></td></tr><tr><td>fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Corning</td><td>SK-12023-78</td><td></td></tr><tr><td>Ameisensäure, LC/MS-Qualität</td><td>Fisher Scientific</td><td>A929-4</td><td>4 L Menge ist HEK293T Zellen nicht erforderlich</td></tr><tr><td></td><td>Paul Shapiro Lab (University of Maryland Baltimore)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luftbefeuchter</td><td>OKOlabs</td><td>Nano-LPMW Tisch</td><td></td></tr><tr><td>HV3-2 VENTIL</td><td>Hamilton</td><td>BP152-500</td><td></td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxid</td><td>Fisher Scientific</td><td>LS120-500</td><td></td></tr><tr><td>Iodacetamid (IAA)</td><td>ACROS Organics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LABVIEW Professional 2018</td><td>National Instruments</td><td>86728</td><td></td></tr><tr><td>MadMotor Positioniersystem und Steuerungen</td><td>Mad City Labs</td><td>W6-4</td><td></td></tr><tr><td>Methanol, LC/MS Grade</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-213-100</td><td>jede Marke ist ausreichend</td></tr><tr><td>Mikrozentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>H301-T Unit-BL-PLUS</td><td></td></tr><tr><td>N,N&prime;-Dimethylthioharnstoff (DMTU)</td><td>ACROS Organics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nanopositionierstufe</td><td>Mad City Labs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>N-tert-Butyl-&alpha;-phenylnitron (PBN)</td><td>ACROS Organics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OKO Touch Überwachungssystem</td><td>OKOlabs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Orbitrap Fusion Lumos Tribrid Massenspektrometer</td><td>Thermo Scientific</td><td>7Z02936</td><td></td></tr><tr><td>PE50-C pyroelektrisches Energiemessgerät</td><td>Ophir Optronics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pierce Quantitativer kolorimetrischer Peptid-Assay</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pierce Rapid Gold BCA Protein Assay Kit</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pierce Trypsin-Protease, MS Grade</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002436</td><td></td></tr><tr><td>Pierce Universal-Nuklease für die Zelllyse</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Manometer</td><td>OKOlabs</td><td>OKO-AIR-PUMP-BL</td><td></td></tr><tr><td>PTFE-Filter</td><td>OKOlabs</td><td>CO2-UNIT-BL</td><td></td></tr><tr><td>Sechs 33 mm PLA Filamentringe</td> <td>(Innovation Space University of Maryland Baltimore Campus Library)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>steriler Inkubator</td><td>OKOlabs</td> Temperatureinheit OKOlabs <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>OKO-TOUCH</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Scientific Pierce RIPA Buffer</td><td>Fisher Scientific</td><td>A117-50</td><td></td></tr><tr><td>TiNKERcad</td> <td>(Innovation Space University of Maryland Baltimore Campus Library)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tris Base</td><td>Fisher Scientific</td><td>H325-100</td><td>jeder 30%ige Wasserstoffperoxidgehalt ist ausreichend</td></tr><tr><td>Schlauch (Tygon 3.18 und 1.59 ID)</td><td>Cole-Palmer</td><td>177350250</td><td></td></tr><tr><td>Wasser mit 0,1% Ameisensäure (v/v), LC/MS Grade</td><td>Fisher Scientific</td><td>A454SK-4</td><td>4 L Menge ist nicht erforderlich</td></tr><tr><td>Wasser, LC/MS Grade</td><td>Fisher Scientific</td><td>88702</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>90058</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>KM200</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>186007496</td><td></td></tr></tbody></table>

plattform-inkubator mit beweglicher xy-stufe: eine neue plattform zur implementierung der in-cell schnellen photochemischen oxidation von proteinen

Platform Incubator with Movable XY Stage: A New Platform for Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins

Die schnelle photochemische Oxidation von Proteinen (FPOP) in Verbindung mit der Massenspektrometrie (MS) ist zu einem unschätzbaren Werkzeug in der strukturellen Proteomik geworden, um Proteinwechselwirkungen, Struktur und Proteinkonformationsdynamik in Abhängigkeit von der Zugänglichkeit von Lösungsmitteln zu überprüfen. In den letzten Jahren wurde der Anwendungsbereich von FPOP, einer Hydroxylradikal-Protein-Fußdruck-Technik (HRPF), auf die Proteinkennzeichnung in lebenden Zellkulturen ausgeweitet und bietet die Möglichkeit, Proteinwechselwirkungen in der verworrenen zellulären Umgebung zu untersuchen. In-Zell-Protein-Modifikationen können Einblicke in Liganden induzierte strukturelle Veränderungen oder Konformationsveränderungen geben, die mit der Proteinkomplexbildung einhergehen, und das alles im zellulären Kontext. Die Protein-Fußabdruckung wurde mit einem üblichen strömungsbasierten System und einem 248 nm KrF-Excimerlaser durchgeführt, um Hydroxylradikale über photolysewasserstoffperoxid zu ergeben, was eine 20-minütige Analyse für eine Zellprobe erfordert. Um zeitaufgelöste FPOP-Experimente zu ermöglichen, wurde der Einsatz einer neuen 6-Well-Platten-basierten IC-FPOP-Plattform als Pionierin entwickelt. Im aktuellen System bestrahlt ein einzelner Laserpuls einen ganzen Brunnen, was den experimentellen FPOP-Zeitrahmen abkürst, was zu einer 60-fachen Abnahme von 20 Sekunden Analysezeit führt. Diese stark verkürzte Analysezeit ermöglicht es, zelluläre Mechanismen wie biochemische Signalkaskaden, Proteinfaltung und Differentialexperimente (d.h. drogenfrei vs. drogengebunden) zeitabhängig zu erforschen. Diese neue Instrumentierung mit dem Titel Platform Incubator with Movable XY Stage (PIXY) ermöglicht es dem Anwender, Zellkultur und IC-FPOP direkt auf der optischen Bank mit einem Plattform-Inkubator mit Temperatur-,CO2- und Feuchtigkeitsregelung durchzuführen. Die Plattform umfasst auch eine Positionierungsstufe, peristaltische Pumpen und Spiegeloptik für die Laserstrahlführung. IC-FPOP-Bedingungen wie Optikkonfiguration, Durchflussraten, transiente Transfektionen und H2O2-Konzentration in PIXY wurden optimiert und peer-reviewed. Die Automatisierung aller Komponenten des Systems wird die menschliche Manipulation reduzieren und den Durchsatz erhöhen.

Um zu bestätigen, dass die Bedingungen des Plattforminkubators für die Zellkultur auf der Laserplattform ausreichen, wurde GCaMP2 vorübergehend in HEK293T transfiziert und die Transfektionseffizienz für beide Platten mittels Fluoreszenzbildgebung bewertet (Abbildung 4A). GCaMP2 ist ein Kalzium-Sensing-Fluoreszenzprotein, das als genetisch codierter intrazellulärer Kalziumindikator verwendet wird. Es ist eine Fusion von grünem fluoreszierendem Protein (GFP) und dem Calcium-bindenden Protein Calmodulin. Ein Luziferase-Assay wurde an HEK 293-Zellen durchgeführt, die mit Plasmid prl-TK transfiziert wurden, um die Transfektionseffizienz zu quantifizieren (Abbildung 4B). Diese Ergebnisse zeigen, dass der Plattform-Inkubator die Leistung des Standard-Inkubators übertraf, mit einer 1,13-fachen Steigerung der Transfektionseffizienz, was einen quantitativen Maßstab für eine optimale Zellkulturumgebung darstellt.
FPOP-Modifikationen in HEK293T-Zellen, die im Strömungssystem gekennzeichnet sind, wurden mit denen verglichen, die im Plattform-Inkubator gekennzeichnet sind, und zeigten, dass der Plattform-Inkubator das Durchflusssystem sowohl in der Anzahl der modifizierten Proteine (Abbildung 5) als auch in der gesamten FPOP-Abdeckung in diesen Proteinen übertrifft. Die Anzahl der fPOP modifizierten Proteine, die im Plattform-Inkubator erworben wurden, betrug etwa 1051, 2,2-mal mehr als in einem typischen Experiment. Die Modifikationen wurden zwischen zwei biologischen Repliken für jedes Experiment kombiniert. Darüber hinaus bietet PIXY einen höheren Durchsatz.
Um den Vorteil einer höheren Modifikationsabdeckung über ein Protein zu demonstrieren, wurden IC-FPOP-Modifikationen auf peptidebene lokalisiert und das Ausmaß der Modifikation quantifiziert, um Unterschiede in den Ergebnissen zwischen den Systemen für Actin, einem 375-Aminosäureprotein, zu unterscheiden. Im Strömungssystem wurden zwei modifizierte Peptide nachgewiesen, die nur begrenzte strukturelle Informationen liefern (Abbildung 6A). Im Plattform-Inkubator wurden jedoch fünf modifizierte Peptide nachgewiesen, die die Aktinsequenz überspannten. Tandem-Massenspektren zeigen an, dass Der Rückstand Pro322 in jedem Experiment modifiziert und nachgewiesen wurde (Abbildung 6B). Die fünf in den Plattform-Inkubatorproben modifizierten Peptide enthielten zwölf modifizierte Rückstände, während mit dem Strömungssystem nur vier Rückstände modifiziert wurden(Abbildung 6C). Die Erhöhung der Oxidationsabdeckung liefert mehr strukturelle Informationen über das Protein.
Espino et al. demonstrierten die Fähigkeit von FPOP in vivo (IV-FPOP) innerhalb von C. elegansdurchgeführt werden, ein Wurmmodell für menschliche Krankheitszustände17. Während IV-FPOP auch über ein Durchflusssystem durchgeführt wird, wurde das PIXY-System auf Kompatibilität mit den Würmern getestet. Etwa 10.000 Würmer wurden in jedem Brunnen im Plattform-Inkubator bei 20 °C inkubiert. Die LC-MS/MS-Analyse ergab, dass 792 Proteine durch IV-FPOP im Plattform-Inkubator modifiziert wurden, verglichen mit den 545 Proteinen, die mit dem Strömungssystem modifiziert wurden (Abbildung 7). Diese Ergebnisse zeigen, dass diese neue Methodik neben der 2D-Zellkultur auch mit der Untersuchung anderer biologischer Systeme wie C. eleganskompatibel ist.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig01.jpg"> Abbildung 1. Schematic von PIXY System. Systemkomponenten: (A) Stage-Top-Inkubator, (B) Positionierungssystem , (C) Peristaltikpumpen und (D) Perfusionsleitungen. Zellkulturmedien werden aus jedem Brunnen über Pumpen entfernt, bevor H2O2 und Löschlösungen zu berechneten Zeitpunkten infundiert werden. Laserpfad für bestrahlung in weiß präsentiert. Nachdruck mit Genehmigung von Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L.M., Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage. Analytische Chemie, 92(2), 1691-1696 2019. Copyright 2020 American Chemical Society. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig02.jpg"> Abbildung 2. Vollständig montiertes PIXY-System. (A) Touch-Überwachungssystem, (B) Kohlendioxid-Einheit, (C) Temperatureinheit, (D) Luftpumpe, (E) Luftbefeuchter, (F) optische Spiegel, (G) Plattform-Inkubator, (H) Positionierungsstufe, (I) 248nm KrF Excimer-Laser und (J) peristaltische Pumpen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig03.jpg"> Abbildung 3. Automatisierung von Peristaltic Pumps. (A) Beispielbefehlsskript in LABVIEW. Zu den Befehlsoptionen gehören Volumen, Durchflussrate, Pausen, Strömungsrichtung. Geschwindigkeit, Etappenabstand und Standort werden derzeit automatisiert. (B) Skriptleser in LABVIEW. Hier werden Befehlsskripte hochgeladen, dann Run Sequence und START gedrückt, um Pumpen zu initiieren. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig04.jpg"> Abbildung 4. HEK-Zelltransfektionseffizienz. (A) Mittlere fluoreszierende Intensität des GCaMP2-Transfektionsvergleichs zwischen Standard-Inkubator (Control) und Stage-Top-Inkubator (PIXY). Punkte und Quadrate stellen jeden Punkt in einem Brunnen dar, in dem eine Maßnahme getroffen wurde. (B) Transfektionseffizienz quantitiert und validiert mit einem anderen Vektorplasmid, pRL-TK. P-Wert&lt; 0,005. Nachdruck mit Genehmigung von Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L.M., Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage. Analytische Chemie, 92(2), 1691-1696 2019. Copyright 2020 American Chemical Society. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig05.jpg"> Abbildung 5. Vergleich von Proteinen, die im Einzelzell-Durchflusssystem modifiziert wurden, und PIXY. Venn-Diagramm von Proteinen, die mit Hilfe des Strömungssystems (lila) und in PIXY (grün) modifiziert wurden. Nachdruck mit Genehmigung von Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L.M., Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage. Analytische Chemie, 92(2), 1691-1696 2019. Copyright 2020 American Chemical Society. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig06.jpg"> Abbildung 6. Lokalisierung von IC-FPOP-Modifikationen. Vergleich von IC-FPOP-Modifikationen zwischen Systemen. (A) Balkendiagramm oxidativ modifizierter Peptide innerhalb von Actin aus dem Strömungssystem (lila) vs. Plattform-Inkubator (grün). (B) Tandem-MS-Spektren von Actin (Peptid 316-326) mit modifiziertem Proline in beiden Systemen und unverändertem Aktinpeptid (C) FPOP modifizierte Aktinrückstände (PDB: 6ZXJ, Kette A 11 modifizierte Rückstände im Plattform-Inkubator (grün), 3 modifizierte Rückstände im Strömungssystem (lila), 1 überlappende modifizierte Rückstände (gelb). Nachdruck mit Genehmigung von Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L.M., Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage. Analytische Chemie, 92(2), 1691-1696 2019. Copyright 2020 American Chemical Society. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62153/62153fig07.jpg"> Abbildung 7. Vergleich von FPOP-modifizierten Proteinen in C. elegans nach Flow vs. PIXY. Es gibt eine 1,5-fache Zunahme von oxidativ modifizierten Proteinen mit PIXY im Vergleich zum Strömungssystem. Nachdruck mit Genehmigung von Johnson, D. T., Punshon-Smith, B., Espino, J. A., Gershenson, A., Jones, L.M., Implementing In-Cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins in a Platform Incubator with a Movable XY Stage. Analytische Chemie, 92(2), 1691-1696 2019. Copyright 2020 American Chemical Society. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/62153fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Tabelle 1. Workflow-Änderungsverteilung und Massenverschiebungen (Da). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62153/Table%201.docx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.</a>

Eine neue statische Plattform wird verwendet, um Proteinstruktur- und Interaktionsstellen in der nativen Zellumgebung zu charakterisieren, indem eine Protein-Footprinting-Technik verwendet wird, die als schnelle photochemische Oxidation von Proteinen (IC-FPOP) in der Zelle bezeichnet wird.

Plattform-Inkubator mit beweglicher XY-Stufe: Eine neue Plattform zur Implementierung der in-Cell schnellen photochemischen Oxidation von Proteinen

Fast Photochemical Oxidation of proteins (FPOP) coupled with mass spectrometry (MS) has become an invaluable tool in structural proteomics to interrogate ...

Diese Methode bietet Lösungen für die anspruchsvollen biologischen Fragen von heute. Aus einem in-Zell-FPOP-Experiment können wir Protein-Ligand-Wechselwirkungen, Protein-Protein-Interaktionsstellen und Regionen der Konformationsveränderung untersuchen. Der Vorteil dieser Technologie ist der Einsatz einer automatisierten, auf sechs Bohrgut basierenden IC-FPOP-Plattform, die es ermöglicht, Zellen zu züchten und in-Zell-FPOP-Studien direkt am Laser durchzuführen.Diese Methode kann in der Pharma- und Biotech-Industrie sowie in großen akademischen und klinischen Forschungsinstituten eingesetzt werden, insbesondere von biologischen Forschern an Universitäten, die proteindynamische untersuchen. Lösen Sie zunächst den Plattform-Inkubator von der Positionierphase und trennen Sie die Temperatur-, Gas- und Luftbefeuchterleitungen. Sprühen Sie den Inkubator mit 70% Ethanol und legen Sie ihn in die Zellkulturhaube.Entfernen Sie die Sechs-Well-Platte aus dem Plattform-Inkubator, sichern Sie den ursprünglichen Deckel der Platte und bestätigen Sie die Zellkonfluenkation mit einem Mikroskop, und legen Sie die Sechs-Well-Platte mit konfluenten Zellen dann wieder in den Plattform-Inkubator innerhalb der Zellkulturhaube. Legen Sie drei vorgeschnittene Tygon-Rohre in jedem Brunnen über die eingebetteten Anschlüsse ein, indem Sie die Rohre an die Brunnenwände spülen und mit kundenspezifischen 3D-gedruckten Ringen sichern. Bereiten Sie ein Integrationssoftwareskript für die Pumpenentnahme vor.Verwenden Sie eine peristaltische Pumpe, um Zellmedien vollständig aus allen sechs Brunnen zu entfernen. Prime Lösungsmittel in jedem Kanal der anderen drei peristaltischen Pumpen, dann wasserstoffperoxid und Quench Puffer in ihren jeweiligen Wechselschläuchen infundieren, bis die Reagenzien die Inkubator-Ports erreichen. Bestätigen Sie, dass der Laserstrahl korrekt abgewinkelt wurde und den Inkubator ungehindert erreicht.Überprüfen Sie die Laserenergie mit einem externen Sensor. Bereiten Sie das Integrationssoftwareskript für die Pumpeninfusion vor, nachdem Sie die Strahlausrichtung bestätigt haben. 200 Millimolar Wasserstoffperoxid mit 35 Millilitern pro Minute in den ersten Brunnen einfließen lassen.Drücken Sie die Starttaste auf der Lasersoftware an der Fünf-Sekunden-Marke, um den Impuls bei der 11-Sekunden-Markierung auf dem Timer auszulösen. 125 Millimolar Quench Lösung mit 35 Millilitern pro Minute in den ersten Brunnen unmittelbar nach dem Laserpuls einfließen lassen. Bewegen Sie die Positionierstufe manuell, um den nächsten Brunnen mit dem Laserstrahl auszurichten und den Prozess für alle Brunnen zu wiederholen.In einer Zellkulturhaube, verwenden Sie einen Zellschaber, um die Zellen von jedem Brunnen in einzelne 15 Milliliter konische Röhren zu übertragen. Zentrifugenzellen bei 1,200 mal G für fünf Minuten. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in 100 Mikroliter RIPA-Lysepuffer wieder aus.Übertragen Sie Zellen in einzelne 1,2 Milliliter Polypropylen-Röhren. Flash einfrieren alle Proben in flüssigem Stickstoff und legen Sie sie in einem minus 80 Grad Gefrierschrank bis zum Gebrauch. Um FPOP-Modifikationen zu lokalisieren, analysieren Sie das verdaute Zelllysat mithilfe der Flüssigchromatographie-Tandem-Massenspektrometrieanalyse und berechnen dann das Ausmaß der Modifikation.Um zu bestätigen, dass die Bedingungen des Plattforminkubators für die Zellkultur auf der Laserplattform ausreichen, wurde GCaMP2 vorübergehend in HEK293T transfiziert und die Transfektionseffizienz für beide Platten mittels Fluoreszenzbildgebung bewertet. Ein Luziferase-Assay wurde durchgeführt, um die Transfektionseffizienz zu quantitieren. FPOP-Modifikationen in HEK293T-Zellen, die im Strömungssystem beschriftet sind, wurden mit denen verglichen, die im Plattform-Inkubator gekennzeichnet sind.Der Plattform-Inkubator übertraf das Strömungssystem sowohl in der Anzahl der modifizierten Proteine als auch in der gesamten FPOP-Abdeckung in diesen Proteinen. Im Strömungssystem wurden zwei modifizierte Peptide nachgewiesen, die nur begrenzte strukturelle Informationen lieferten. Im Plattform-Inkubator wurden jedoch fünf modifizierte Peptide nachgewiesen, die die Aktinsequenz überspannten.Tandem-MS-Spektren von Actin mit modifiziertem Prolin in beiden Systemen und unverändertem Aktinpeptid sind hier gezeigt. Die FPOP-modifizierten Rückstände in den Plattform-Inkubatorproben enthielten 12 modifizierte Rückstände, drei modifizierte Rückstände im Strömungssystem und einen überlappenden modifizierten Rückstand. Die LC-MS MS-Analyse ergab, dass 792 Proteine durch in vivo FPOP im Plattform-Inkubator im Vergleich zu den 545 Proteinen modifiziert wurden, die mit dem Durchflusssystem modifiziert wurden.Es ist zwingend notwendig, Zellen unter sterilen Bedingungen zu halten. Bringen Sie den Plattform-Inkubator immer in die sterile Zellkulturhaube, um alle notwendigen Sechs-Brunnen-Platten, Schläuche und Ringe einzufügen. Dadurch wird die Integrität des Experiments sichergestellt.

platform-incubator-with-movable-xy-stage-new-platform-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Dieses Protokoll beschreibt einen allgemeinen Ansatz zur Photokonversion von fluoreszierenden Proteinen auf einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop durchgeführt. Wir beschreiben Verfahren für die Photokonversion puried Protein-Proben, sowie für Dual-Sonde optische Hervorhebung in lebende Zellen mit mOrange2 und Dronpa.

Photokonversion von gereinigtem fluoreszierende Proteine ​​und Dual-Sonde Optische Hervorhebung in lebenden Zellen

Zelluläre Lebensfähigkeit hängt rechtzeitige und effiziente Verwaltung der Fehlfaltung von Proteinen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Visualisierung der unterschiedlichen potentiellen Schicksal eines fehlgefalteten Proteinen: Rückfaltung, Abbau oder Sequestrierung in Einschlüssen. Wir zeigen die Verwendung eines Falt-Sensor,...

4D-Bildgebung von Protein Aggregation in lebenden Zellen

Zeitraffer-Mikroskopie von fluoreszenzmarkierten Autophagie Marker erlaubt die Überwachung der dynamischen Autophagie Reaktion mit hoher zeitlicher Auflösung. Mit spezifischen Autophagie und Organellen Marker in einer Kombination aus 3 verschiedenen Farben, können wir folgen den Beitrag eines Proteins an Autophagosom Bildung in einem robusten räumlichen und zeitlichen Kontext.

Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Wir haben eine automatisierte Zellkultur und Verhör Plattform für Mikro-Skala-Zell-Stimulation Experimente entwickelt. Die Plattform bietet eine einfache, vielseitige und präzise Kontrolle in den Anbau und die Förderung kleiner Populationen von Zellen und Gewinnen Lysate für molekulare Analysen. Die Plattform wird auch auf Studien, die kostbaren Zellen und / oder Reagenzien geeignet.

Eine vielseitige automatisierte Plattform für Mikro-Skala Handy Stimulation Experimente

Ein hoher Durchsatz, automatisierte, Tabakprotoplasten Produktion und Transformation-Methodik beschrieben. Das Robotersystem ermöglicht massiv parallele Genexpression und Entdeckung im Modell BY-2-System, das auf nicht-Modellpflanzen übersetzbar sein sollte.

Ein Roboter-Plattform für Hochdurchsatz-Isolierung von Protoplasten und Transformation

Wir haben eine kontinuierliche Kultivierungsvorrichtung zur Verwendung mit optogenetische Systeme Kulturen von Mikroben zu beleuchten und regelmäßig Bildzellen in dem Abwasser mit einem umgekehrten Mikroskop. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind voll automatisiert, so dass dynamische Reaktionen auf Beleuchtung kann über mehrere Tage gemessen werden.

Design und Implementierung eines automatisierten Illuminating, Anzucht und Probenahmesystem für Mikrobielle optogenetische Anwendungen

In diesem Protokoll eingesperrte Proteinkinase A (PKA), ein zelluläres Signal Transduction Bioeffector, war auf einem Nanoparticle Oberfläche immobilisiert, mikroinjiziert in das Zytosol und aktiviert, indem die hochkonvertiert UV-Licht von Nah-Infrarot (NIR) Bestrahlung, Induktion nachgeschalteten Stress Faser Zerfall in das Zytosol.

Ein integriertes System aus der Ferne intrazelluläre Signaltransduktion von Großbildschirmen Nanoparticle vermittelte Kinase Photoaktivierungen auslösen

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte, die Kosten und die notwendige Ausrüstung für E. Colizu generieren-basierte Zellextrakte und in-vitro- Protein Synthesereaktionen innerhalb von 4 Tagen oder weniger zu implementieren. Um die flexiblen Charakter dieser Plattform für breite Anwendungen nutzen zu können, diskutieren wir Reaktionsbedingungen, die angepasst und optimiert werden können.

Escherichia coli-basierte zellfreie Proteinsynthese: Protokolle für eine robuste, flexible und zugängliche Plattform-Technologie

Hier charakterisieren wir Proteinstruktur und Interaktionsstellen in lebenden Zellen mit einer Protein-Footprinting-Technik, die als zellschnelle photochemische Oxidation von Proteinen (IC-FPOP) bezeichnet wird.

Charakterisierung zellulärer Proteine mit in-zelliger schneller photochemischer Oxidation von Proteinen

Die schnelle photochemische Oxidation von Proteinen ist eine aufkommende Technik zur strukturellen Charakterisierung von Proteinen. Verschiedene Lösungsmittelzusätze und Liganden haben unterschiedliche Hydroxyl-Radikal-Aufräumeigenschaften. Um die Proteinstruktur unter verschiedenen Bedingungen zu vergleichen, ist eine Echtzeitkompensation von Hydroxylradikalen, die in der Reaktion erzeugt werden, erforderlich, um die Reaktionsbedingungen zu normalisieren.

Ermöglicht Echtzeitkompensation bei schnellen photochemischen Oxidationen von Proteinen zur Bestimmung von Proteintopographie-Änderungen

Erfahren Sie die automatisierte in-cell FPOP-Methode zur schnellen Protein-Footprinting-Analyse in lebenden Zellen. Diese Plattform ermöglicht hochdurchsatzfähige Strukturproteomik mit verbesserter Peptidabdeckung.

Plattform-Inkubator mit beweglicher XY-Stufe: Eine neue Plattform zur Implementierung der in-Cell schnellen photochemischen Oxidation von Proteinen (Video) | JoVE Journal

Plattform-Inkubator mit beweglicher XY-Stufe: Eine neue Plattform zur Implementierung der in-Cell schnellen photochemischen Oxidation von Proteinen

Weitere Videos entdecken