ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken der National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong and Macau) (81922079), dem Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 und 17123419) und dem Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) für kleine bildgebende Tierexperimente.

Das unten beschriebene Protokoll folgt den Tierpflegerichtlinien der University of Hong Kong. Bei den in der Studie verwendeten Tieren handelte es sich um 8 Wochen alte C57BL/6J-Mäuse.
1. Tierchirurgische Eingriffe und Kälteherausforderung
<ol><li>Führen Sie eine interskapuläre BAT-Dissektion (iBAT) durch.<ol>
<li>Anästhesien der Mäuse durch intraperitoneale Injektion von Ketamin / Xylazin (100 mg / kg Körpergewicht Ketamin und 10 mg / kg Körpergewicht Xylazin). Rasieren Sie nach der Narkose die Haare der Maus vom Hals bis knapp unter die Schulterblätter.</li>
		<li>Legen Sie die Mäuse nach der Desinfektion auf das Heizkissen und machen Sie einen 2 cm langen Schnitt entlang der dorsalen Mittellinie der Mäuse.</li>
		<li>Entfernen Sie die iBAT-Pads (bilateral). Machen Sie in der Scheingruppe den gleichen Einschnitt, lassen Sie jedoch die iBAT-Pads intakt.</li>
		<li>Schließen Sie den Schnitt mit 7 mm gewickelten Edelstahlclips, nachdem die Blutung aufhört.</li>
		<li>Nach der Operation Meloxicam (5 mg/kg Trinkwasser) für 6 Tage an die Mäuse geben und sie 14 Tage lang auf einer Intensivstation (ICU) unterbringen. Entfernen Sie die Clips, sobald die Wunde verheilt ist (7-10 Tage).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kalte Herausforderung der Mäuse: Halten Sie die Mäuse 14 Tage lang bei Thermoneutralität (30 °C) unter. Am 13. Tag die Tierkäfige bei Kälte (6 °C) über Nacht vorkühlen. Am 14. Tag die Mäuse 7 Tage lang bei 6 °C in die Umweltkammer legen. Platzieren Sie zwei Mäuse in jedem Käfig.</li>
</ol>2. Micro-PET/MR-Kalibrierungen und Workflow-Einrichtung
HINWEIS: Die Mikro-PET/MR-Bildgebung wird mit einem sequentiellen PET/MR-System durchgeführt (siehe Materialverzeichnis). Jede Maus wird auf das abbildende Bett gelegt; Zuerst scannen Sie mit dem MR für eine anatomische Referenz (Scout-Ansicht), bevor Sie in die Mitte des PET-Sichtfeldes (FOV) für eine statische [18F]FDG PET-Aufnahme vordringen, gefolgt von MR-Bildgebung für anatomische Referenz. In der Scanner-Bediensoftware (siehe Materialverzeichnis) wird ein Imaging-Workflow erstellt, um automatisierte, sequentielle PET/MR-Scans vor der Imaging-Sitzung zu ermöglichen.
<ol><li>Erstellen Sie einen Bildgebungs-Workflow in der Betriebssoftware, der statische PET-Erfassung, MRT-Aufnahmen zur Dämpfungskorrektur und anatomische Referenz mit T1-gewichteter 3D-Bildgebung bzw. T2-gewichteter 2D-Bildgebung umfasst.</li>
	<li>Um PET zu erwerben, legen Sie eine Diskriminierung auf einem Niveau von 400-600 keV, ein Isotop der F-18-Studie, einen Koinzidenzmodus von 1-5 und Scans von 20 Minuten fest.</li>
	<li>Um T1-gewichtete MR (zur Dämpfungskorrektur) zu erfassen, stellen Sie Gradient Echo-3D ein (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, Anzahl der Anregungen (NEX) = 3, 28 Scheiben mit 0,9 mm Dicke, Voxelgröße = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).</li>
	<li>Um T2-gewichtete MR (anatomische Referenz) zu erfassen, stellen Sie Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 Scheiben mit 0,9 mm Dicke, Voxelgröße = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3) ein.</li>
	<li>Um PET zu rekonstruieren, verwenden Sie den Tera-Tomo 3D (TT3D) -Algorithmus (8 Iterationen, 6 Teilmengen) mit 1-3-Koinzidenzmodus und mit Zerfalls-, Totzeit-, Zufalls-, Dämpfungs- und Streukorrekturen, um Bilder mit einer Gesamtgröße von 0,3 mm3 Voxel zu erstellen.</li>
	<li>Führen Sie einen Tag vor Beginn der bildgebenden Studie einen PET-Aktivitätstest des Mikro-PET/MR-Scanners durch, um die Genauigkeit der PET-Quantifizierung zu überprüfen.<ol>
<li>Bereiten Sie eine 5-ml-Spritze vor, die mit [18F]FDG gefüllt ist, wie in den Herstellerrichtlinien empfohlen (140-220 μCi/5-8 MBq in Wasser oder Kochsalzlösung).</li>
		<li>Zeichnen Sie die Aktivität der Spritze mit einem Dosiskalibrator auf (siehe Materialtabelle) und notieren Sie sich den Zeitpunkt der Messung.</li>
		<li>Wählen Sie den ROI der interpolierten Ellipse , um ein Volume-of-Interest (VOI) auf das rekonstruierte Bild zu zeichnen und die wiederhergestellte Aktivität mit dem oben gemessenen Wert zu vergleichen. Die wiederhergestellte Aktivität für einen gut kalibrierten Scanner liegt innerhalb von ±5%.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Injektion von [18F]FDG
<ol><li>Bestellen Sie beim Lieferanten eine klinische Dosis von [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) für die Ankunft im bildgebenden Labor etwa 30 Minuten vor der ersten geplanten Injektion. Achten Sie darauf, eine geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) wie einen Laborkittel, Handschuhe, ein persönliches Strahlendosimeter z. B. Finger, den ganzen Körper zu tragen, wenn Sie die Verpackung mit radioaktiven Stoffen erhalten. Wechseln Sie die Handschuhe regelmäßig, um eine Kreuzkontamination der Radioaktivität zu verhindern und die Entfernung von der radioaktiven Quelle so weit wie möglich zu erhöhen.</li>
	<li>Verwenden Sie die Pinzette, um die [18F]FDG-Durchstechflasche vorsichtig hinter einen L-Block-Tischschild zu übertragen.</li>
	<li>Geben Sie ein Aliquot von [18F]FDG ab und verdünnen Sie es mit sterilisierter Kochsalzlösung, um eine Gesamtaktivitätskonzentration bei 200-250 μCi/7-9 MBq) in 100-150 μL zu erhalten.</li>
	<li>Ziehen Sie die [18F]FDG-Lösung in eine 1-ml-Spritze mit Nadel (siehe Materialtabelle), messen Sie die Radioaktivität mit einem auf F-18 eingestellten Dosiskalibrator und zeichnen Sie den Zeitpunkt der Messung auf.</li>
	<li>Notieren Sie das Gewicht der Maus vor der Injektion. Injizieren Sie die vorbereitete [18F]FDG-Lösung über die Heckvene. Beachten Sie die Injektionszeit und den Rückstand der Radioaktivität der Spritze, um eine Zerfallskorrektur zu ermöglichen.</li>
	<li>Setzen Sie die Maus wieder in den Käfig und erlauben Sie [18F]FDG-Aufnahme für 60 Minuten, bevor PET-Scans durchgeführt werden.</li>
	<li>Berechnen Sie die injizierte [18F]FDG-Aktivität anhand der folgenden Formel11: Injizierte Aktivität (μCi/MBq) = Aktivität in der Spritze vor der Injektion - Aktivität in der Spritze nach der Injektion</li>
</ol>4. Micro-PET/MR-Erfassung
<ol><li>Schalten Sie die Luftheizung auf das Mausbett ein, damit warme Luft hindurchströmen kann.</li>
	<li>Anästhesieren Sie die Maus mit 5% Isofluran (1 L/min medizinisches O2). Nach der Induktion die Maus auf das warme Mausbett übertragen und die Anästhesie über einen Nasenmaskenkegel bei 2%-3 % Isofluran aufrechterhalten. Positionieren Sie den Mauskopf auf der Bissstange und stellen Sie sicher, dass die Maus nicht außerhalb des Durchmessers des Bettes herausragt. Tragen Sie Augengleitmittel auf, um das Austrocknen und die Bildung von Hornhautgeschwüren zu vermeiden.</li>
	<li>Überwachen Sie die Körpertemperatur und die Atemfrequenz mit einer Wärmesonde bzw. einem Atemkissen. Halten Sie die Körpertemperatur bei 36-37 ° C und die Atemfrequenz bei 70-80 Atemzügen pro Minute (bpm), indem Sie den Isofluranspiegel anpassen.</li>
	<li>Führen Sie eine Scout-Ansicht durch, um die Mausposition zu bestimmen. Passen Sie die Mausbettposition so an, dass sie den gesamten Mauskörper einschließt und sicherstellt, dass sich das mittlere Sichtfeld der MR in der Mitte des Mauskörpers befindet.</li>
	<li>Wählen Sie unter PET-Erfassung im Fenster der Studienliste die Option Scanbereich bei vorheriger Erfassung aus, um die Position der Scout-Ansicht wie oben beschrieben zu verwenden. Klicken Sie auf Vorbereiten, um das Tierbett von MR auf PET zu verschieben. Wählen Sie OK, um den PET-Scan zu starten. Notieren Sie die Injektionsdosis und die Zeit, die vor und nach der [18F]FDG-Verabreichung im Radiopharmaceutical Editor gemessen wurden. Geben Sie im Menü "Betreffinformationen" das Gewicht der Maus ein.</li>
	<li>Sobald der PET-Scan abgeschlossen ist, wählen Sie Vorbereiten aus, um zur MR überzugehen, und schließen Sie alle MR-Akquisitionen im Studienlistenfenster ab. Wählen Sie OK, um die MR-Scans zu starten.</li>
	<li>Nachdem der gesamte Workflow abgeschlossen ist, bewerten Sie kurz die Qualität der aufgenommenen MR-Bilder mit der Nachbearbeitungssoftware (siehe Materialverzeichnis). Klicken Sie auf die Home-Taste , um das Mausbett von MR in die ursprüngliche Position zu bewegen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Maus vorsichtig aus dem Scanner und bringen Sie sie in einen sauberen Gehäusekäfig mit einem beheizten Pad darunter, um eine Erholung in warmer Umgebung zu ermöglichen. Versorgen Sie die Maus mit Futter und Wasser. Das System ist nun bereit für die nächste Maus in der Warteschlange.</li>
	<li>Um Daten zu rekonstruieren, wählen Sie im Menü "Rohscan" die Option "PET-Erfassung", um den abgeschlossenen PET-Scan zu laden. Wählen Sie T1-gewichtete MR-Erfassung für die Materialkartenerstellung. Rekonstruieren Sie die Daten wie oben beschrieben (siehe Schritt 2.5).</li>
	<li>Befolgen Sie die lokalen und Institutsvorschriften bezüglich der Pflege und Handhabung von post-PET-bildgebenden Maus. Betrachten Sie alle gebrauchten Spritzen / Nadeln, Handschuhe, Einstreu und Fäkalien als radioaktive Abfälle, die eine besondere Handhabung / Entsorgung gemäß den lokalen Vorschriften erfordern.</li>
</ol>5. Post-Imaging-Analyse
<ol><li>Öffnen Sie die Bildanalyse-Software (siehe Materialverzeichnis) und klicken Sie auf DICOM-Daten laden , um die entsprechenden MR- und PET-Bilder abzurufen.</li>
	<li>Führen Sie eine Co-Registrierung von MR- und PET-Bildern durch, indem Sie diese Bilder in das Anzeigefenster ziehen. Klicken Sie auf die Funktion Automatische Registrierung .<ol>
<li>Wählen Sie im Dropdown-Menü Registrierung einrichten die Option Starre Transformation aus. Aktivieren Sie im Menü "Starr/Affine" die Option "Umschalt und Drehung".</li>
		<li>Wählen Sie im Menü Globale Rollenauswahl die Option T1-gewichtete MR-Akquisition als Referenz- und PET-Akquisition als Reslice aus.</li>
		<li>Prüfen Sie die Registrierung in allen drei Dimensionen, um eine perfekte Ausrichtung zwischen MR- und PET-Bildern sicherzustellen. Um es manuell anzupassen, klicken Sie auf Manuelle Registrierung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verwenden Sie den ROI der interpolierten Ellipse, um VOI auf das interessierende Gewebe zu zeichnen, d. h. iBAT und inguinales weißes Fettgewebe (iWAT) unter Verwendung des MR-Bildes als Referenz. Verwenden Sie das Pinsel- und das Radiergummi-Werkzeug, um den VOI-Rahmen zu definieren. Daher die Anatomie von Geweben. Stellen Sie sicher, dass es keine Überlappungsaufnahme gibt, indem Sie PET-Bild verwenden, um ein Übergreifen von den benachbarten Organen zu vermeiden. Wiederholen Sie den Vorgang Folie für Folie, bis der gesamte VOI abgegrenzt ist. Bearbeiten Sie bei Bedarf die VOIs, um konsistente VOI-Volumes zwischen den einzelnen Maus beizubehalten.</li>
	<li>Verwenden Sie Ellipsoid VOI, um ein 3 mm3 VOI auf die Lunge als Referenzorgan zu zeichnen. Vermeiden Sie Spillover aus dem benachbarten Herzen und Muskel.</li>
	<li>Klicken Sie nach Abschluss auf ROI-Tabelle anzeigen , um jeden VOI umzubenennen. Notieren Sie die mittlere Radioaktivität mit dem VOI und dem Gewebevolumen in einer Tabelle. Archivieren Sie die VOI-Zeichnungen und die Bilddaten auf einem Datenspeicher.</li>
	<li>Berechnen Sie den standardisierten Aufnahmewert (SUV) für alle VOIs mit der folgenden Gleichung11: SUVmean = VOI-Radioaktivität in kBq / (Zerfall - korrigierte injizierte Dosis in kBq / Körpergewicht der Maus in kg), unter Annahme einer Gewebedichte von 1 g/ml.</li>
</ol>

<ol><li>Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+we+talk+about+when+we+talk+about+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">What we talk about when we talk about fat.</a> Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).</li>
<li>Cannon, B., Brown Nedergaard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((adipose+tissue%3A+function+and+physiological+significance%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Review%22%5BJournal%5D)">adipose tissue: function and physiological significance.</a> Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).</li>
<li>Jal Wu,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+adipocytes+are+a+distinct+type+of+thermogenic+fat+cell+in+mouse+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and.</a> 150 (2), 366-376 (2012).</li>
<li>Cypess, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+human+brown+adipose+tissue+by+a+beta3-adrenergic+receptor+agonist%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist.</a> Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).</li>
<li>Ishibashi, J., Seale, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+can+be+slimming%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Beige can be slimming.</a> Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).</li>
<li>Jal Schulz, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown-fat+paucity+due+to+impaired+BMP+signalling+induces+compensatory+browning+of+white+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat.</a> Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).</li>
<li>Pal Cohen,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+PRDM16+and+beige+adipose+causes+metabolic+dysfunction+and+a+subcutaneous+to+visceral+fat+switch%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch.</a> Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).</li>
<li>Mal Cypess, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+importance+of+brown+adipose+tissue+in+adult+humans%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans.</a> New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).</li>
<li>Aal vander Lans, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cold+acclimation+recruits+human+brown+fat+and+increases+nonshivering+thermogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis.</a> Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).</li>
<li>Jal Hanssen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-term+cold+acclimation+improves+insulin+sensitivity+in+patients+with+type+2+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus.</a> Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).</li>
<li>Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+imaging+of+brown+fat+in+mice+with+18F-FDG+micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).</li>
<li>Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+PET%2FCT+imaging+using+a+multiple-mouse+imaging+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).</li>
<li>Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D-printable+platform+for+high-throughput+small-animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).</li>
<li>Jal Andersson,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+cold-induced+brown+adipose+tissue+glucose+uptake+rate+measured+by+%2818%29F-FDG+PET+using+infrared+thermography+and+water-fat+separated+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI.</a> Scientific Reports. 9 (18), 12358(2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown+adipose+tissue+estimated+with+the+magnetic+resonance+imaging+fat+fraction+is+associated+with+glucose+metabolism+in+adolescents%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Obesity%22%5BJournal%5D)">Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents.</a> Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+cooling-reheating+protocol+indicates+decreased+fat+fraction+via+lipid+consumption+in+suspected+brown+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue.</a> PLoS One. 10 (4), 0126705(2015).</li>
<li>Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medullary+reticular+neurons+mediate+neuropeptide+Y-induced+metabolic+inhibition+and+mastication%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication.</a> Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).</li>
<li>Jal Fueger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+animal+handling+on+the+results+of+18F-FDG+PET+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).</li>
<li>Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+mouse+tail-vein+injections+both+qualitatively+and+quantitatively+on+small-animal+PET+tail+scans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine+Technology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans.</a> Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

In dieser Studie wurde eine PET/MR-basierte Bildgebung und Quantifizierung von funktionellem braunem und beigem Fettgewebe bei Kleintier beschrieben. Diese Methode verwendet das nicht metabolisierbare Glukoseanalogon [18F]FDG als bildgebenden Biomarker, um das Fettgewebe mit hohem Glukosebedarf nicht-invasiv zu identifizieren. MR bietet einen guten Weichteilkontrast und kann Fettgewebe besser von den benachbarten Weichteilen und Muskeln unterscheiden. In Kombination mit PET ermöglicht dies eine genaue Abbildun...

Als Reaktion auf sich ändernde Ernährungsbedürfnisse dient Fettgewebe als Energiecache, um entweder den Lipidspeicher- oder den Mobilisierungsmodus anzunehmen, um die Bedürfnisse des Körpers zu erfüllen1. Darüber hinaus spielt Fettgewebe auch eine Schlüsselfunktion in der Thermoregulation, über einen Prozess, der als nicht-zitternde Thermogenese bezeichnet wird, auch fakultative Thermogenese genannt. Dies wird typischerweise durch das braune Fettgewebe (BAT) erreicht, das reichlich Mitochondrienmembran-Membran-Entkopplungsprotein 1 (UCP1) exprimiert. Als Protonenträger erzeugt UCP1 Wärme, indem es den Protonentransport und die ATP-Produktion entkoppelt2. Bei Kältestimulation wird die Thermogenese in BAT durch Aktivierung des sympathischen Nervensystems (SNS) in Gang gesetzt, gefolgt von der Freisetzung von Noradrenalin (NE). NE bindet an die adrenergen β3-Rezeptoren und führt zu einer Erhöhung des intrazellulären zyklischen AMP (cAMP). Infolgedessen stimuliert das cAMP/PKA-abhängige Engagement von CREB (cAMP response element-binding protein) die Ucp1-Transkription durch direkte Bindung an CREB-Response-Elemente (CRE)2. Neben BAT kommen braune Adipozyten auch im weißen Fettgewebe vor und werden daher als beige oder brite (braun-in-weiß) Zellen bezeichnet1,3. Als Reaktion auf spezifische Reize (wie Erkältung) werden diese ansonsten ruhenden beigen Zellen so umgestaltet, dass sie mehrere braunartige Merkmale aufweisen, darunter multilokuläre Lipidtröpfchen, dicht gepackte Mitochondrien und eine erhöhte UCP1-Expression3,4,5.
Tierstudien haben gezeigt, dass braune und beige Adipozyten über ihre fettreduzierende Wirkung hinaus mehrere metabolische Vorteile haben, einschließlich Insulinsensibilisierung, Lipidsenkung, entzündungshemmende und Anti-Atherosklerose6,7. Beim Menschen korreliert die Menge an beige/braunem Fett umgekehrt mit Alter, Insulinresistenzindex und kardiometabolischen Störungen8. Darüber hinaus bietet die Aktivierung von beige/braunen Adipozyten beim Menschen entweder durch Kälteakklimatisierung oder durch β3-Adrenergrezeptoragonisten Schutz vor einer Reihe von Stoffwechselstörungen4,9,10. Diese Beweise deuten zusammen darauf hin, dass die Induktion von braunem und beigem Fettgewebe eine potenzielle therapeutische Strategie für die Behandlung von Fettleibigkeit und den damit verbundenen medizinischen Komplikationen ist8.
Interessanterweise werden beige und klassische braune Adipozyten, obwohl sie eine ähnliche Funktion haben, von verschiedenen Vorläufern abgeleitet und durch überlappende, aber unterschiedliche Mechanismen aktiviert1. Daher sind die In-vivo-Bildgebung und die Quantifizierung von braunen und beigen Adipozyten unerlässlich, um ein besseres Verständnis der molekularen Kontrolle dieser Fettgewebe zu erreichen. Derzeit ist die 18F-Fluordesoxyglucose ([18F]FDG)-Positronen-Emissions-Tomographie (PET) in Kombination mit der Computertomographie (CT) in klinischen Studien nach wie vor der Goldstandard für die Charakterisierung thermogener brauner und beiger Zellen8. Die Magnetresonanztomographie (MRT) nutzt starke Magnetfelder und Hochfrequenzimpulse, um detaillierte anatomische Strukturen zu erzeugen. Im Vergleich zum CT-Scan erzeugt die MRT Bilder von Organen und Weichteilen mit einer höheren Auflösung. Hier ist ein Protokoll zur Visualisierung und Quantifizierung von funktionellen braunen und beigen Fettsäuren in Mausmodellen nach der Akklimatisierung an Kälteeinwirkung vorgesehen, eine gängige und zuverlässigste Methode, um eine Fettbräunung zu induzieren. Mit dieser Methode lassen sich die thermogenen Fettdepots in Kleintiermodellen mit hoher Präzision charakterisieren.

<table><tbody><tr><td>0,9 % sterile Kochsalzlösung</td><td>BBraun</td><td></td><td>0,9 % Natriumchlorid intravenöse Infusion, 500 mL</td></tr><tr><td>5 mL Spritze</td><td>Terumo</td><td>SS05L</td><td>5 ml Spritze Luer Lock</td></tr><tr><td>Dosierkalibrator</td><td>Biodex</td><td></td><td>Atomlab 500</td></tr><tr><td>Augengleitmittel</td><td>Alcon Duratears</td><td></td><td>Sterile Augenschmiersalbe, 3,5 g</td></tr><tr><td>Insulinspritze</td><td>Terumo</td><td>10ME2913</td><td>1 mL Insulinspritze mit Nadel</td></tr><tr><td>InterView Fusion Software</td><td>Mediso</td><td>Version 3.03</td><td>Nachbearbeitungs- und Bildanalysesoftware</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Chanelle Pharma</td><td></td><td>Iso-Vet, Inhalationsanästhetikum, 250 mL</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>HK-37715</td><td>Ketamin 10% Injektionslösung, 10 mL</td></tr><tr><td>medizinischer Sauerstoff</td><td>Linde HKO</td><td>101-HR</td><td>Druckgas, 99,5% Reinheit</td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td></td><td>5 mg/mL Meloxicam Injektionslösung für Hunde und Katzen, 10 mL</td></tr><tr><td>nanoScan PET/MR Scanner</td><td>Mediso</td><td></td><td>3 Tesla MR</td></tr><tr><td>Nucline nanoScan Software</td><td>Mediso</td><td>Version 3.0</td><td>Scanner Bedienungsanleitung</td></tr><tr><td>Wickelklammern</td><td>Reflex 7</td><td>203-100</td><td>7mm Wickelklammern aus Edelstahl, 20 Klammern</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>HK-56179</td><td>Xylazin 2%ige Injektionslösung, 30 mL</td></tr></tbody></table>

visualisierung und quantifizierung von braunem und beigem fettgewebe in mäusen mittels [18f]fdg micro-pet/mr imaging

Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Braune und beige Adipozyten sind heute als potenzielle therapeutische Ziele für Fettleibigkeit und metabolische Syndrome anerkannt. Nicht-invasive molekulare Bildgebungsverfahren sind unerlässlich, um kritische Einblicke in diese thermogenen Fettdepots zu liefern. Hier stellt das Protokoll eine auf PET/MR-Bildgebung basierende Methode zur Beurteilung der Aktivität von braunen und beigen Adipozyten im interskapulären braunen Fettgewebe der Maus (iBAT) und im inguinalen subkutanen weißen Fettgewebe (iWAT) vor. Die Visualisierung und Quantifizierung der thermogenen Fettdepots wurde mit [18F]FDG, dem nicht metabolisierbaren Glukoseanalogon, als Radiotracer in Kombination mit den präzisen anatomischen Informationen der MR-Bildgebung erreicht. Die PET/MR-Bildgebung wurde 7 Tage nach der Kälteakklimatisierung durchgeführt und die Quantifizierung des [18F]FDG-Signals in verschiedenen Fettdepots wurde durchgeführt, um die relative Mobilisierung von thermogenem Fettgewebe zu beurteilen. Die Entfernung von iBAT erhöhte die kältebedingte [18F]FDG-Aufnahme in iWAT der Mäuse erheblich.

Drei Gruppen von Mäusen (n = 3 pro Gruppe) wurden in dieser Studie einer Mikro-PET/MR-Bildgebung unterzogen, bei der sie entweder bei Thermoneutralität (30 °C) oder kalt (6 °C) für 7 Tage untergebracht wurden. Einer Gruppe von Mäusen (n = 3) wurde vor der Kältebehandlung die iBAT (iBATx) entfernt (Abbildung 1A). Diese Methode führte bei allen drei Mäusen zu einer Veränderung der Aktivität des weißen Fettgewebes. Insbesondere wurde ein bemerkenswerter Anstieg der [18F]FDG-Aufnahme ...

Funktionelle Bildgebung und Quantifizierung von thermogenen Fettdepots in Mäusen mit einem mikro-PET/MR-bildgebenden Ansatz.

Visualisierung und Quantifizierung von braunem und beigem Fettgewebe in Mäusen mittels [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Brown and beige adipocytes are now recognized as potential therapeutic targets for obesity and metabolic syndromes. Non-invasive molecular imaging methods ...

Die PET/MR-Bildgebung ermöglicht sowohl qualitative als auch quantitative Messungen an diesen metabolisch aktiven braunen und beigen Adipozyten bei lebenden Tieren, so dass die Aktivität dieser sogenannten thermogenen Adipozyten funktionell gemessen werden kann. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Erfassung und Kombination von PET- und MRT-Scans am selben Subjekt ermöglicht und somit eine präzise und gleichzeitige Erfassung von thermogenen Adipozyten in verschiedenen Depots des Kleintiers ermöglicht. Diese Methode kann leicht in jedes präklinische System übertragen oder durch gleichzeitige Bildgebung mehrerer Mäuse in ein Hochdurchsatzformat modifiziert werden, wodurch die statistische Aussagekraft der Bildgebungsdaten zu reduzierten Kosten und Zeit erhöht wird.Um das interskapuläre braune Fettgewebe zu ernten, legen Sie eine betäubte 8 Wochen alte C57 Black 6-Maus auf ein Heizkissen und machen Sie einen 2-Zentimeter-Schnitt entlang der dorsalen Mittellinie. Entfernen Sie die iBAT-Pads aus dem interskapulären Bereich. Nachdem die Blutung aufgehört hat, verwenden Sie 7-Millimeter-Edelstahl-Wundclips, um den Schnitt zu schließen.Wenn alle iBAT gesammelt wurden, bringen Sie die Mäuse 14 Tage lang auf einer Intensivstation unter. Verabreichen Sie den Mäusen sechs Tage lang 5 Milligramm pro Kilogramm Meloxicam und entfernen Sie die Clips, sobald die Wunde verheilt ist. Um automatisierte sequenzielle PET/MR-Scans vor der Bildgebung zu ermöglichen, stellen Sie das Unterscheidungsniveau auf 400 bis 600 Kiloelektronenvolt, den Konfidenzmodus auf 1-3, die Scanzeit auf 20 Minuten und das Studienisotop auf F-18 ein, um den Workflow für die PET-Erfassung festzulegen.Um eine T1-gewichtete Magnetresonanz zur Dämpfungskorrektur zu erfassen, stellen Sie die Gradient Echo-3D-Parameter ein. Um die T2-gewichtete Magnetresonanz als anatomische Referenz zu erfassen, stellen Sie die Fast-Spin Echo 2D-Parameter ein. Um die Rekonstruktion der PET-Bilder zu ermöglichen, verwenden Sie den Tera-Tomo 3D-Algorithmus mit dem Koinzidenzmodus auf 1-3 und mit den Zerfalls-, Totzeit-, Zufalls-, Dämpfungs- und Streukorrekturen, um Bilder mit einer Gesamtvoxelgröße von 0,3 Kubikmillimetern zu erstellen.Legen Sie einen Tag vor Beginn der bildgebenden Studie zur Überprüfung der Genauigkeit der PET-Quantifizierung die entsprechende PSA auf und füllen Sie eine 5-Milliliter-Spritze mit F18-FDG, wie vom Hersteller empfohlen. Verwenden Sie einen Dosiskalibrator, um die Aktivität der Spritze aufzuzeichnen und den Zeitpunkt der Messung zu notieren. Verwenden Sie in der Software den ROI der interpolierten Ellipse, um ein Volumen von Interesse auf das rekonstruierte Bild der Spritze zu zeichnen und die wiederhergestellte Aktivität mit dem mit dem Dosiskalibrator gemessenen Wert zu vergleichen.Am Tag des bildgebenden Experiments platzieren Sie die 18F-FDG-Durchstechflasche vorsichtig mit einer Pinzette hinter einem L-Block-Tischschild und verdünnen ein Aliquot Radioisotop in 100 bis 150 Mikrolitern steriler Kochsalzlösung auf eine Gesamtaktivitätskonzentration von 200 bis 250 Mikrocuries. Ziehen Sie die 18F-FDG-Lösung in eine 1-Milliliter-Spritze, die mit einer Nadel ausgestattet ist, und messen Sie die Radioaktivität mit dem Dosiskalibrator wie gezeigt. Notieren Sie das Gewicht der abzubildenden Maus, bevor Sie die 18F-FDG-Lösung in eine Heckvene injizieren.Beachten Sie die Injektionszeit und die Restradioaktivität der Spritze, um eine Zerfallskorrektur zu ermöglichen. Legen Sie die Maus dann für 60 Minuten zurück in ihren Käfig. Um die injizierte 18F-FDG-Aktivität zu berechnen, subtrahieren Sie die Aktivität in der Spritze vor der Injektion von der nach der Injektion gemessenen Aktivität.Schalten Sie am Ende der Radioisotopenaufnahmeperiode den Lufterhitzer für das Mausbett des Mikro-PET/MR-Scanners ein. Legen Sie die betäubte FDG-injizierte Maus auf ein Atemkissen im Scannerbett und führen Sie eine Scout-Ansicht durch, um die Mausposition zu bestimmen. Stellen Sie die Position des Mausbetts so ein, dass der gesamte Körper beobachtet werden kann, um sicherzustellen, dass das Zentrum des MRT-Sichtfeldes mit dem Zentrum des Körpers zusammenfällt.Wählen Sie unter PET-Erfassung die Option Scanbereich bei vorheriger Erfassung aus, um die Position der Scout-Ansicht zu verwenden, und klicken Sie auf Vorbereiten, um das Tierbett von MR zu PET zu verschieben. Wählen Sie OK, um den PET-Scan zu starten. Notieren Sie die Injektionsdosis und die Zeit, die vor und nach der 18F-FDG-Verabreichung im Radiopharmaceutical Editor gemessen wurden, und geben Sie das Gewicht der Maus im Menü "Betreffinformationen" ein.Sobald der PET-Scan abgeschlossen ist, wählen Sie Vorbereiten, um zur MR-Bildgebung überzugehen und alle MR-Aufnahmen im Studienlistenfenster abzuschließen. Wählen Sie OK, um die MR-Scans zu starten. Nachdem der gesamte Workflow abgeschlossen ist, bewerten Sie kurz die Qualität der aufgenommenen MR-Bilder in der Nachbearbeitungssoftware und klicken Sie auf Home, um das Mausbett von der MR in die ursprüngliche Position zu bewegen.Wenn alle Mäuse abgebildet wurden, wählen Sie, um die Daten im Menü "Rohscan" zu rekonstruieren, PET-Erfassung, um den fertigen PET-Scan zu laden, und wählen Sie T1-bewertete MR-Erfassung aus, damit eine Materialkarte erstellt werden kann. Verwenden Sie dann den Tera-Tomo 3D-Algorithmus, um die Daten wie demonstriert zu rekonstruieren. Die Entfernung von iBAT vor der Kaltbehandlung verändert die Aktivität des iWAT, wie der bemerkenswerte Anstieg der 18F-FDG-Aufnahme zeigt, der in iWAT durch Mikro-PET/MR-Bildgebung beobachtet wurde.Darüber hinaus sind multilokuläre Adipozyten, die charakteristisch in beigem Fettgewebe beobachtet werden, bei iWAT von Mäusen nach iBAT-Entfernung stärker ausgeprägt als die bei iWAT von Scheintieren beobachtete Adipozytenmorphologie. Kaltbehandelte, scheinoperierte Mäuse zeigen eine deutlich erhöhte 18F-FDG-Aufnahme in iBAT. Mäuse, bei denen ihr iBAT vor der Kältebehandlung entfernt wurde, zeigen die höchste 18F-FDG-Aufnahme im iWAT.Tatsächlich führt die Kälteexposition zu einem siebenfachen Anstieg der 18F-FDG-Aufnahme im iBAT von Scheinmäusen, während die Entfernung von iBAT bei den kälteinduzierten Mäusen zu einer achtfachen Zunahme der 18F-FDG-Aufnahme im Vergleich zu thermoneutralen Mäusen führt, bei denen nur eine bescheidene zweifache Zunahme beobachtet wird. Bei diesem Verfahren ist es wichtig, jede Maus für jede PET/MRT-Aufnahme in eine gleiche Position zu bringen, um die Visualisierung und Quantifizierung von braunen und beigen Adipozyten in verschiedenen Regionen zu verbessern. Mit dieser Methode und zusammen mit anderen MRT-Methoden, wie z.B. Diffusion mit Bildgebung oder Thermometrie, können weitere Einblicke in die räumliche Verteilung und Prävalenz von braunen und beigen Adipozyten bei Mäusen beginnen, die möglicherweise auf den Menschen übertragen werden können.Diese Methode ermöglicht es den Forschern, die Funktion dieser thermogenen braunen und beigen Adipozyten zu untersuchen. Daher sind sie besonders mächtig, wenn es darum geht, die nichtklinischen thermogenen Signalwege zu untersuchen, bei denen diese klassischen Marker nicht verändert oder hochreguliert werden.

visualization-quantification-brown-beige-adipose-tissues-mice-using

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Fat-Content-Analyse wird routinemäßig bei Untersuchungen unter Verwendung der Maus Fettleibigkeit Modelle durchgeführt. Aufstrebende Methoden in der Kleintier-CT-Bildgebung und Analyse sind für Längs-Detail reichen Fettgehalt Analyse bietet. Hier haben wir ausführlich Schritt für Schritt Verfahren zur Durchführung von Kleintier-CT-Bildgebung, Analyse und Visualisierung.

Segmentierung und Messung von FAT-Volumes in Murine Obesity Modellen mithilfe von Röntgen-Computertomographie

Verfahren zur funktionellen Bildgebung von Maus braunen Fettgewebe (BAT) beschrieben, bei dem kalte-stimulierte Aufnahme von 18F-Fluorodeoxyglucose (FDG) in BAT nichtinvasiv beurteilt mit einer standardisierten micro-PET/CT Protokoll ist. Diese Methode ist robust und sensibel auf Unterschiede in der BAT-Aktivitäten in Maus-Modellen erkennen.

Funktionelle Bildgebung Brown Fat in Mäusen mit FDG micro-PET/CT

In diesem Videobericht zeigen wir die Anwendung von Cerenkov Luminescence Imaging (CLI) für interscapulares braunes Fettgewebe bei Mäusen unter aktivierten und depressiven Bedingungen.

Cerenkov Lumineszenz-Imaging von interskapulären braunes Fettgewebe

Das hier vorgestellte Verfahren verwendet 18 F-Fluorodeoxyglucose (18 F-FDG), Positronenemissionstomographie / Computertomographie (PET-CT) und Fett-Wasser getrennt, Magnetresonanztomographie (MRI), die jeweils folgende 2 h Einwirkung thermo (24 ° C gescannt ) und kalten Bedingungen (17 ° C), um braune Fettgewebe (BAT) bei erwachsenen menschlichen Patienten abzubilden.

Menschen braunes Fettgewebe Depots automatisch durch Positronenemissionstomographie / Computertomographie Segmentierte und Registrierte Magnetic Resonance Images

Mit kostenlose, Open-Source-Software, entwickelten wir einen analytischen Ansatz zur Quantifizierung der Gesamt- und regionalen braunen Fettgewebe (BAT) Volumen und Stoffwechselaktivität der Fledermaus mit 18F-FDG-PET/CT.

Ganzen Körper und regionale Quantifizierung der aktiven Menschen braune Fettgewebe mit 18F-FDG PET/CT

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Messung der Aktivität von braunem Fettgewebe nach einer Mahlzeit bei Menschen und Versuchstieren vor.

Infrarot-Thermografie zur Detektion von Veränderungen der Aktivität des braunen Fettgewebes

Präadipozyten werden aus der stromalen Gefäßfraktion des interskapularen braunen Fettgewebes von neugeborenen Mäusen isoliert und zu Zellen differenziert, die Lipidtröpfchen akkumulieren, molekulare Marker exprimieren und die mitochondriale Morphologie reifer brauner Adipozyten zeigen. Diese Zellen werden weiter mittels Immunfluoreszenz und Transmissionselektronenmikroskopie analysiert.

Differenzierung und Bildgebung von braunen Adipozyten aus der stromalen vaskulären Fraktion des interscapularen Fettgewebes von neugeborenen Mäusen

Die analytischen Ultrazentrifuge (AUC) Probenzelle hält Probe und Referenz-Puffer und während der Experimente und eine hohe Vakuum-und Rotor-Geschwindigkeiten von bis zu 60.000 Umdrehungen pro Minute ausgesetzt. Dieses Video startet den viel Liebe zum Detail, die für Montage, Be-und Ausrichtung dieses sehr wichtige Komponente einer AUC Experiment demonstrieren.

Montage-, Lade-und Alignment einer analytischen Ultrazentrifuge Messkammerdirektanschluss

Primäre weißen Präadipozyten aus weißem Fettgewebe von Mäusen isoliert werden in beige / brite Zellen unterschieden werden. Präsentiert hier ist ein zuverlässiger zellulären Modellsystem, um die molekulare Regulation von "Bräunung" der weiße Fett zu studieren.

Isolation und Differenzierung von Stroma-Vascular Cells Beige / Brite Cells

Traditionelle Methoden zur Beurteilung der adipogenen Differenzierung sind billig und einfach zu bedienen, aber sind nicht spezifisch für Änderungen in der Genexpression. Wir haben einen Test zur Quantifizierung von mesenchymalen Zelldifferenzierung in Reifen Adipozyten mit einer Linie spezifische Marker entwickelt. Dieser Test hat vielfältige Anwendungen in Grundlagenforschung und klinischer Medizin.

Visualisierung und Quantifizierung von mesenchymalen Zellen adipogenen Differenzierung Potenzial mit einer Linie spezifische Marker

Erfahren Sie die Visualisierung und Quantifizierung von braunem und beigem Fettgewebe in Mäusen mittels [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging. Diese Methode ermöglicht die nicht-invasive Untersuchung thermogener Adipozytenaktivität in vivo.

Visualisierung und Quantifizierung von braunem und beigem Fettgewebe in Mäusen mittels [^18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Weitere Videos entdecken