Name: Modellierung des Schlaganfalls bei Mäusen: Vorübergehender Verschluss der mittleren Hirnarterien über die Arteria carotis externa (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Lernen Sie die standardisierte Filament-Technik zur vorübergehenden Okklusion der mittleren Hirnarterie bei Mäusen. Dieses Modell ermöglicht reproduzierbare Schlaganfallforschung mit vollständiger Reperfusion.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken allen kooperationspartnern der ImmunoStroke Consortia (FOR 2879, From immune cells to stroke recovery) für Anregungen und Diskussionen. Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) im Rahmen der Exzellenzstrategie im Rahmen des Munich Cluster for Systems Neurology (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) und im Rahmen der Grants LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 und LL-112/1-1 gefördert.

Die in diesem Video berichteten Experimente wurden nach den nationalen Richtlinien für die Verwendung von Versuchstieren durchgeführt, und die Protokolle wurden von den deutschen Regierungskomitees (Regierung von Oberbayern, München, Deutschland) genehmigt. Zehn Wochen alte männliche C57Bl/6J-Mäuse wurden verwendet und unter kontrollierter Temperatur (22 ± 2 °C) mit einer 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklusperiode und Zugang zu pelletierter Nahrung und Wasser ad libitum untergebracht.
1. Vorbereitung des Materials und der Instrumente
<ol><li>Schließen Sie die Wärmedecke an, um die Temperatur des Operationsbereichs und die Körpertemperatur der Maus während der Narkose bei 37 ° C zu halten.</li>
	<li>Autoklavschere und Pinzette, 70% ige Ethanollösung vorbereiten und Dexpanthenol Augensalbe, mehrere Baumwollstücke und 5-0 beschichtete geflochtene Polyesternaht gebrauchsfertig halten. Bereiten Sie eine 1-ml-Spritze mit 0,9% iger Kochsalzlösung (ohne Nadel) vor, um die Einschnittstelle des Tieres hydratisiert zu halten. Bereiten Sie das Anästhesiegas (100%O2 + Isofluran) vor.</li>
	<li>Bereiten Sie einen Halter für die Laser-Dopplersonde vor, indem Sie die Spitze einer 10 μL Pipettenspitze (3-5 mm Länge) schneiden. HINWEIS: Alle Instrumente werden mit einem Heißperlensterilisator sterilisiert. Oberflächen werden auch vor und nach der Operation mit einem mikrobiellen Desinfektionsspray desinfiziert. Vor der Operation werden die Bereiche um Kopf und Brust von Mäusen mit einem Wunddesinfektionsspray desinfiziert.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Laserdopplers
<ol><li>Der Maus wird 30 min vor der Operation eine Analgesie injiziert (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin intraperitoneal).</li>
	<li>Betäuben Sie die Maus, indem Sie sie mit einer Isofluran-Flussrate von 4% in die Induktionskammer legen, bis die spontane Körperbewegung und Vibrissae aufhören.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in Bauchlage in den Operationsbereich mit der Nase in die Anästhesiemaske. Halten Sie die Isoflurankonzentration für eine weitere Minute bei 4%, reduzieren Sie sie dann und halten Sie sie bei 2%.</li>
	<li>Stellen Sie das zugehörige rückkopplungsgesteuerte Heizkissen ein, um die Körpertemperatur der Maus bei 37 ° C zu halten, und führen Sie die Rektalsonde vorsichtig ein, um die Temperatur während des gesamten chirurgischen Eingriffs zu überwachen.</li>
	<li>Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen auf.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Haut und die Haare, die das linke Auge und Ohr umgeben, mit 70% Ethanol.</li>
	<li>Schneiden Sie die Kopfhaut zwischen dem linken Ohr und dem Auge (1 cm lang) ab, um den Schädelknochen freizulegen.</li>
	<li>Schneiden und ziehen Sie den Schläfenmuskel zurück, um die MCA unter dem Schädel zu visualisieren.</li>
	<li>Fixieren Sie mit Klebstoff den äußeren Teil der Spitze, der die Laser-Dopplersonde / -faser auf der Oberseite der linken MCA mit Klebstoff hält. Kleben Sie dann die Haut, um die Wunde um den Spitzenhalter zu schließen. Tragen Sie 2-3 Tropfen Härterkleber auf, um den Prozess zu beschleunigen. Achten Sie darauf, dass die Laser-Dopplerfaser nicht verklebt ist und jederzeit leicht aus dem Spitzenhalter entfernt werden kann.</li>
</ol>3. Transientes MCAo-Modell (Okklusion)
<ol><li>Drehen Sie die Maus in Rückenlage. Stecken Sie die Schnauze in den Anästhesiekegel und fixieren Sie die Pfoten mit Klebeband.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Haut und die Haare, die die Brust umgeben, und machen Sie einen 2 cm langen Mittellinienschnitt im Nacken.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut und die submandibulären Drüsen auseinander zu ziehen. Verwenden Sie Retraktoren, um den Musculus sternomastoideus zu halten, das Operationsfeld freizulegen und die linke gemeinsame Halsschlagader (CCA) zu finden. Sezieren Sie das CCA frei von Bindegewebe und umgebenden Nerven (ohne den Vagusnerv zu schädigen) und führen Sie vor der Verzweigung eine vorübergehende Ligatur durch.</li>
	<li>Sezieren Sie die äußere Halsschlagader (ECA) und binden Sie einen permanenten Knoten am distalsten sichtbaren Teil. Legen Sie eine weitere Naht unter die ECA, in der Nähe der Bifurkation, und bereiten Sie einen losen Knoten vor, der später verwendet werden kann.</li>
	<li>Sezieren Sie die Arteria carotis interna (ICA) und legen Sie einen mikrovaskulären Clip darauf, 5 mm über der Bifurkation. Achten Sie darauf, den Vagusnerv nicht zu beschädigen.</li>
	<li>Schneiden Sie ein kleines Loch in die ECA zwischen den engen und den losen Ligaturen; Achten Sie darauf, nicht den gesamten EuRH zu kürzen.</li>
	<li>Führen Sie das Filament ein und bringen Sie es in Richtung CCA voran. Straffen Sie die lose Ligatur in der ECA um das Lumen, um das Filament kurz in dieser Position zu sichern und Blutungen beim Entfernen des mikrovaskulären Clips zu vermeiden.</li>
	<li>Entfernen Sie den mikrovaskulären Clip und führen Sie das Filament durch die ICA ein, bis der Ursprung des MCA erreicht ist, indem Sie eine starke Reduktion (>80%) des zerebralen Blutflusses feststellen, wie mit dem Laser-Doppler gemessen. Befestigen Sie das Filament in dieser Position, indem Sie den Knoten um die ECA weiter festziehen. HINWEIS: Wenn das Filament in die entsprechende Richtung geht, schreitet es sanft voran und es sollte kein Widerstand beobachtet werden.</li>
	<li>Zeichnen Sie Laser-Dopplerwerte vor und nach dem Einsetzen des Filaments auf.</li>
	<li>Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus und die submandibulären Drüsen, bevor Sie die Wunde nähen. Entfernen Sie die Laser-Dopplersonde und legen Sie das Tier für 1 h (bis zur Filamententfernung) in eine Aufwachkammer bei 37 °C.</li>
</ol>4. Transientes MCAo-Modell (Reperfusion)
<ol><li>Betäuben Sie die Maus, indem Sie sie mit einer Isofluran-Flussrate von 4% in die Induktionskammer legen, bis die spontane Körperbewegung und Vibrissae aufhören.</li>
	<li>Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen auf.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in Bauchlage in den Operationsbereich mit der Schnauze in die Anästhesiemaske. Halten Sie die Isoflurankonzentration für eine weitere Minute bei 4%, reduzieren Sie sie dann und halten Sie sie bei 2%. Befestigen Sie die Pfoten des Tieres mit Klebeband.</li>
	<li>Führen Sie die Laser-Dopplersonde in den Sondenhalter ein.</li>
	<li>Entfernen Sie die Wundnaht, ziehen Sie mit einer Pinzette die Haut und die submandibulären Drüsen auseinander. Verwenden Sie Retraktoren, um den Musculus sternomastoideus sanft zu ziehen und das Operationsfeld freizulegen.</li>
	<li>Lösen Sie die ECA-Naht, die das Filament festzieht, und ziehen Sie das Filament vorsichtig. Vermeiden Sie es, die Silikon-Gummi-Beschichtung des Filaments während der Entfernung zu beschädigen.</li>
	<li>Binden Sie die ECA-Naht fest.</li>
	<li>Bestätigen Sie die Erhöhung des zerebralen Blutflusses im Laser-Doppler-Gerät (>80% des Anfangswertes vor der Reperfusion).</li>
	<li>Zeichnen Sie Laser-Dopplerwerte vor und nach der Filamententfernung auf.</li>
	<li>Öffnen Sie die transiente Ligatur vor der Verzweigung vom CCA.</li>
	<li>Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus und die submandibulären Drüsen, bevor Sie die Wunde nähen. Legen Sie das Tier für 1 h in eine Aufwachkammer bei 37 °C, um sich von der Narkose zu erholen.</li>
	<li>Nach der Genesung bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige in einem temperaturkontrollierten Raum zurück.</li>
	<li>Kümmern Sie sich um die Tiere, indem Sie bis zum 3. Tag nach der Operation Nassfutterpellets und Hydrogel in kleinen Petrischalen auf dem Käfigboden hinzufügen.</li>
	<li>Injizieren Sie die Analgesie alle 12 h für 3 d nach der Operation (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin).</li>
</ol>5. Scheinoperation
<ol><li>Führen Sie alle Verfahren wie oben beschrieben durch, einschließlich der Ligatur der Arterien und der Einführung des Filaments (Schritte 1-3.7).</li>
	<li>Entfernen Sie das Filament sofort nach dem Einsetzen. Dann legen Sie das Tier für 1 h in die Aufwachkammer.</li>
	<li>Legen Sie das Tier wieder in den Operationsbereich und entfernen Sie die vorübergehende Ligatur des CCA, um eine vollständige Wiederherstellung des zerebralen Blutflusses zu gewährleisten.</li>
	<li>Nähen Sie die Wunde und legen Sie das Tier für 1 h in eine Aufwachkammer bei 37 ° C, um sich von der Narkose zu erholen. Nach der Genesung bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige in einem temperaturkontrollierten Raum zurück.</li>
	<li>Kümmern Sie sich um die Tiere, indem Sie bis zum 3. Tag nach der Operation Nassfutterpellets und Hydrogel in kleinen Petrischalen auf dem Käfigboden hinzufügen.</li>
	<li>Injizieren Sie die Analgesie alle 12 h für 3 d nach der Operation (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin).</li>
</ol>6. Neuroscore
<ol><li>Führen Sie den Neuroscore immer zur gleichen Tageszeit durch und verwenden Sie chirurgische Kleidung, um einen "neutralen Geruch" zwischen den einzelnen Chirurgen aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Lassen Sie die Mäuse vor dem Test 30 Minuten im Raum mit einem "offenen" Käfig ruhen.</li>
	<li>Beobachten Sie jeden Punkt in Tabelle 1 und Tabelle 2 für 30 s.</li>
</ol>7. Intrakardiale Perfusion
<ol><li>Bereiten Sie eine 20-ml-Spritze vor, die phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) -Heparin (2 U / ml) enthält, und legen Sie sie 1 m über die Bank, um die schwerkraftgetriebene Perfusion zu erleichtern. (OPTIONAL: Intrakardiale Perfusion mit 4% Paraformaldehyd (PFA) unter Verwendung einer 20 ml Spritze mit 4% PFA in PBS, pH 7,4).</li>
	<li>Injizieren Sie intratrperitoneal 100 μL Ketamin und Xylazin (120 bzw. 16 mg/kg Körpergewicht). Warten Sie 5 Minuten und bestätigen Sie die Beendigung der spontanen Körperbewegung und Vibrissae.</li>
	<li>Fixieren Sie das Tier in Rückenlage und desinfizieren Sie die Bauchkörperoberfläche mit 70% Ethanol.</li>
	<li>Machen Sie einen 3 cm langen Schnitt in den Bauch; Schneiden Sie das Zwerchfell, die Rippen und das Brustbein ab, um das Herz vollständig zu visualisieren.</li>
	<li>Machen Sie einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof und führen Sie die Perfusionskanüle in den linken Ventrikel ein.</li>
	<li>Perfuse mit 20 ml PBS-Heparin.</li>
	<li>Enthaupten Sie das Tier nach der Perfusion und entfernen Sie das Gehirn.</li>
	<li>Das Gehirn auf pulverisiertem Trockeneis einfrieren und bis zur weiteren Anwendung bei -80 °C lagern.</li>
</ol>8. Infarkt-Volumetrie
<ol><li>Verwenden Sie für die Kryosektion einen Kryostaten, um die Gehirne alle 400 μm in 20 μm dicke Abschnitte zu schneiden. Legen Sie die Schnitte auf Folien und lagern Sie die Folien bis zur Verwendung bei −80 °C.</li>
	<li>Kresylviolett (CV) Färbung<ol>
<li>Die Färbelösung wird durch Rühren und Erhitzen (60 °C) 0,5 g CV-Acetat in 500 mLH2O hergestellt,bis die Kristalle gelöst sind. Nachdem die Lösung abgekühlt ist, bewahren Sie sie in einer dunklen Flasche auf. Auf 60 °C aufwärmen und vor jedem Gebrauch filtrieren.</li>
		<li>Lassen Sie die Objektträger 30 min bei Raumtemperatur trocknen. Tauchen Sie sie für 15 min in 95% Ethanol, 1 min in 70% Ethanol und dann für 1 min in 50% Ethanol.</li>
		<li>Tauchen Sie die Objektträger für 2 Minuten in destilliertes Wasser; Erfrischen Sie das destillierte Wasser und legen Sie die Objektträger für 1 min in das Wasser. Anschließend tauchen Sie die Objektträger für 10 min bei 60 °C in die vorgewärmte Färbelösung. Waschen Sie die Objektträger zweimal in destilliertem Wasser für 1 min.</li>
		<li>Tauchen Sie die Objektträger für 2 Minuten in 95% Ethanol. Legen Sie sie in 100% Ethanol für 5 min; erfrischen Sie das 100% Ethanol und legen Sie die Objektträger für 2 min erneut in das Ethanol. Anschließend decken Sie die Dias mit einem Montagemedium ab.</li>
		<li>Analyse (Abbildung 4C)<ol>
<li>Scannen Sie die Dias und analysieren Sie das indirekte Infarktvolumen mit der Swanson-Methode12, um Ödeme mithilfe der folgenden Gleichung zu korrigieren: (Ischämische Fläche) = (ischämische Region)-((ipsilaterale Hemisphäre)-(kontralaterale Hemisphäre))</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Stroke.</a> Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).</li>
<li>O'Collins, V. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((1%2C026+experimental+treatments+in+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">1,026 experimental treatments in acute stroke.</a> Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).</li>
<li>Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infarct+volume+quantification+in+mouse+focal+cerebral+ischemia%3A+a+comparison+of+triphenyltetrazolium+chloride+and+cresyl+violet+staining+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques.</a> Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).</li>
<li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+rat+model+of+thrombotic+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Carmichael, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+focal+stroke%3A+size%2C+mechanism%2C+and+purpose%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroRx%22%5BJournal%5D)">Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose.</a> NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).</li>
<li>Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice+-+middle+cerebral+artery+occlusion+with+the+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).</li>
<li>Dirnagl, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+concerted+appeal+for+international+cooperation+in+preclinical+stroke+research%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research.</a> Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).</li>
<li>McNutt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Journals+unite+for+reproducibility%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Journals unite for reproducibility.</a> Science. 346 (6210), 679(2014).</li>
<li>Llovera, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+a+preclinical+randomized+controlled+multicenter+trial+%28pRCT%29%3A+Anti-CD49d+treatment+for+acute+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia.</a> Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).</li>
<li>Llovera, G., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+next+step+in+translational+research%3A+lessons+learned+from+the+first+preclinical+randomized+controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial.</a> Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).</li>
<li>Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Racial+differences+in+the+early+detection+of+breast+cancer+in+metropolitan+Detroit%2C+1978+to+1987%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987.</a> Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).</li>
<li>Lourbopoulos, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inadequate+food+and+water+intake+determine+mortality+following+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).</li>
<li>Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monofilament+intraluminal+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Research%22%5BJournal%5D)">Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse.</a> Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).</li>
<li>Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+focal+cerebral+ischemia+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Modeling focal cerebral ischemia in vivo.</a> Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).</li>
<li>Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhalational+anesthetics+as+neuroprotectants+or+chemical+preconditioning+agents+in+ischemic+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).</li>
<li>Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+intraluminal+MCAO%3A+cerebral+infarct+evaluation+by+cresyl+violet+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038(2012).</li>
<li>Rha, J. H., Saver, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+recanalization+on+ischemic+stroke+outcome%3A+a+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis.</a> Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+filament+occlusion+of+the+middle+cerebral+artery+in+rats%3A+does+the+reperfusion+method+matter+24+hours+after+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion.</a> BMC Neuroscience. 13, 154(2012).</li>
<li>Sommer, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+stroke%3A+experimental+models+and+reality%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Ischemic stroke: experimental models and reality.</a> Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).</li>
<li>Jones, B. J., Roberts, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rotarod+suitable+for+quantitative+measurements+of+motor+incoordination+in+naive+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedebergs+Archiv+f%C3%BCr+Experimentelle+Pathologie+und+Pharmakologie%22%5BJournal%5D)">A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice.</a> Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211(1968).</li>
<li>Bouet, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+adhesive+removal+test%3A+a+sensitive+method+to+assess+sensorimotor+deficits+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice.</a> Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+test+for+detecting+long-term+sensorimotor+dysfunction+in+the+mouse+after+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia.</a> Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).</li>
<li>Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS+plasticity+and+assessment+of+forelimb+sensorimotor+outcome+in+unilateral+rat+models+of+stroke%2C+cortical+ablation%2C+parkinsonism+and+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury.</a> Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).</li>
<li>Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+cytokine-induced+sickness+behavior+after+ischemic+stroke+by+an+optimized+behavioral+assessment+battery%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessen offenzulegen.

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein experimentelles Schlaganfallmodell, das auf der Konsensvereinbarung eines deutschen multizentrischen Forschungskonsortiums ("ImmunoStroke") zur Etablierung eines standardisierten transienten MCAo-Modells basiert. Das transiente MCAo-Modell, das durch die Einführung eines siliziumbeschichteten Filaments durch die ECA zum Ursprung des MCA etabliert wurde, ist eines der am häufigsten verwendeten Schlaganfallmodelle, um eine arterielle Reperfusion nach einer begrenzten Verschlussperio...

Schlaganfall ist eine der häufigsten Ursachen für Tod und Behinderung weltweit. Obwohl es hauptsächlich zwei verschiedene Formen des Schlaganfalls gibt, ischämische und hämorrhagische, sind 80-85% aller Schlaganfallfälle ischämisch1. Derzeit stehen nur zwei Behandlungen für Patienten mit ischämischem Schlaganfall zur Verfügung: pharmakologische Behandlung mit rekombinantem Gewebeplasminogenaktivator (rtPA) oder mechanischer Thrombektomie. Aufgrund des engen therapeutischen Zeitfensters und mehrerer Ausschlusskriterien kann jedoch nur eine ausgewählte Anzahl von Patienten von diesen spezifischen Behandlungsmöglichkeiten profitieren. In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich die präklinische und translationale Schlaganfallforschung auf die Erforschung neuroprotektiver Ansätze konzentriert. Alle Verbindungen, die klinische Studien erreichten, haben jedoch bisher keine Verbesserungen für den Patienten gezeigt2.
Da In-vitro-Modelle nicht alle Gehirninteraktionen und pathophysiologischen Mechanismen des Schlaganfalls genau reproduzieren können, sind Tiermodelle für die präklinische Schlaganfallforschung von entscheidender Bedeutung. Es ist jedoch nicht möglich, alle Aspekte des ischämischen Schlaganfalls beim Menschen in einem einzigen Tiermodell nachzuahmen, da der ischämische Schlaganfall eine hochkomplexe und heterogene Erkrankung ist. Aus diesem Grund wurden im Laufe der Zeit verschiedene ischämische Schlaganfallmodelle bei verschiedenen Arten entwickelt. Photothrombose der Hirnarteriolen oder permanenter distaler Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCA) sind häufig verwendete Modelle, die kleine und lokal definierte Läsionen im Neokortex induzieren3,4. Neben diesen ist das am häufigsten verwendete Schlaganfallmodell wahrscheinlich das sogenannte "Filamentmodell", bei dem eine vorübergehende Okklusion von MCA erreicht wird. Dieses Modell besteht aus einer vorübergehenden Einführung eines Nahtfilaments in den Ursprung der MCA, was zu einer abrupten Verringerung des zerebralen Blutflusses und dem anschließenden großen Infarkt subkortikaler und kortikaler Hirnregionen führt5. Obwohl die meisten Schlaganfallmodelle MCA-Okklusionen nachahmen 6,erlaubt das "Filamentmodell" eine genaue Abgrenzung der ischämischen Zeit. Die Reperfusion durch Filamententfernung ahmt das menschliche klinische Szenario der wiederherstellung des zerebralen Blutflusses nach spontaner oder therapeutischer (rtPA oder mechanische Thrombektomie) Gerinnsellyse nach. Bisher wurden verschiedene Modifikationen dieses "Filamentmodells" beschrieben. In dem gebräuchlichsten Ansatz, der zuerst von Longa et al.beschrieben wurde. 19895wird ein siliziumbeschichtetes Filament über die gemeinsame Halsschlagader (CCA) zum Ursprung des MCA7eingeführt. Obwohl es sich um einen weit verbreiteten Ansatz handelt, erlaubt dieses Modell keine vollständige Wiederherstellung des Blutflusses während der Reperfusion, da das CCA nach der Entfernung des Filaments dauerhaft ligiert ist.
In den letzten zehn Jahren haben sich immer mehr Forschungsgruppen dafür interessiert, den Schlaganfall bei Mäusen mit diesem "Filamentmodell" zu modellieren. Die erhebliche Variabilität dieses Modells und die fehlende Standardisierung der Verfahren sind jedoch einige der Gründe für die hohe Variabilität und schlechte Reproduzierbarkeit der bisher berichteten experimentellen Ergebnisse und wissenschaftlichen Erkenntnisse2,8. Eine mögliche Ursache der aktuellen "Replikationskrise", die sich auf die geringe Reproduzierbarkeit zwischen Forschungslabors bezieht, sind die nicht vergleichbaren Schlaganfall-Infarktvolumina zwischen Forschungsgruppen, die die gleiche experimentelle Methodik verwenden9. Tatsächlich konnten wir nach der Durchführung der ersten präklinischen randomisierten kontrollierten multizentrischen Studienstudie10bestätigen, dass das Fehlen einer ausreichenden Standardisierung dieses experimentellen Schlaganfallmodells und die nachfolgenden Ergebnisparameter die Hauptgründe für das Versagen der Reproduzierbarkeit in präklinischen Studien zwischen unabhängigen Laborswaren 11 . Diese drastischen Unterschiede in den resultierenden Infarktgrößen stellen trotz verwendung des gleichen Schlaganfallmodells zu Recht nicht nur eine Bedrohung für die bestätigende Forschung, sondern auch für wissenschaftliche Kooperationen dar, da es an robusten und reproduzierbaren Modellen mangelt.
Vor dem Hintergrund dieser Herausforderungen wollten wir das Verfahren für ein standardisiertes transientes MCAo-Modell, wie es für die gemeinsamen Forschungsanstrengungen innerhalb des Forschungskonsortiums "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/) verwendet wird, detailliert entwickeln und detailliert beschreiben. Dieses Konsortium zielt darauf ab, die Gehirn-Immun-Interaktionen zu verstehen, die den mechanistischen Prinzipien der Schlaganfall-Genesung zugrunde liegen. Darüber hinaus werden histologische und verwandte funktionelle Methoden zur Schlaganfall-Outcome-Analyse vorgestellt. Alle Methoden basieren auf etablierten Standardarbeitsanweisungen, die in allen Forschungslabors des ImmunoStroke-Konsortiums verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>45° Rampe</td><td>H& S Kunststofftechnik</td><td></td><td>Höhe: 18 cm</td></tr><tr><td>5/0 Bedrohung</td><td>Pearsalls</td><td>10C103000</td><td></td></tr><tr><td>5 mL Spritze</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Essigsäure</td><td>Sigma Life Science</td><td>695092</td><td></td></tr><tr><td>Anästhesiesystem für Isofluran</td><td>Dräger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Pomade</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6J Mäuse</td><td>Charles River</td><td>000664</td><td></td></tr><tr><td>Klemme</td><td>FST</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Clip</td><td>FST</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Clip Halter</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Cotons</td><td>NOBA Verbondmitel Danz</td><td>974116</td><td></td></tr><tr><td>Cresyl violet</td><td>Sigma Life Science</td><td>C5042-10G</td><td></td></tr><tr><td>Kryostat</td><td>Thermo Scientific CryoStarNX70</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>521005</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>522078</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 99%</td><td>CLN Chemikalien Laborbedorf</td><td>ETO-5000-99-1</td><td></td></tr><tr><td>Filaments</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Feine 45 abgewinkelte Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Feine Pinzette</td><td>FST</td><td>11252-23</td><td></td></tr><tr><td>Feinschere</td><td>FST</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Kleber</td><td>Orechseln</td><td>BSI-112</td><td></td></tr><tr><td>Härterkleber</td><td>Drechseln & Mehr</td><td>BSI-151</td><td></td></tr><tr><td>Heizdecke</td><td>FHC DC Temperaturregler</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Abbot</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Isopentan</td><td>Fluka</td><td>59070</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Inresa Arzneimittel GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler</td><td>Perimed</td><td>PF 5010 LDPM, Periflux System 5000</td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler Sonde</td><td>Perimed</td><td>91-00123</td><td></td></tr><tr><td>Phosphat gepufferte Kochsalzlösung pH-Wert: 7,4</td><td>Apotheke Innestadt Uni München</td><td>P32799</td><td></td></tr><tr><td>Auffangkammer</td><td>Mediheat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roti-Histokit Eindeckmedium</td><td>Roth</td><td>6638.1</td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>Braun</td><td>131321</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellfeder</td><td></td><td>02.001.30.011</td><td></td></tr><tr><td>Silikonbeschichtete Filamente</td><td>Doccol</td><td>602112PK5Re</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus Objektträger</td><td>Thermo Scientific</td><td>J1800AMNZ</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Federschere</td><td>FST</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Xylacin</td><td>Albrecht</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modellierung des schlaganfalls bei mäusen: vorübergehender verschluss der mittleren hirnarterien über die arteria carotis externa

Modeling Stroke in Mice: Transient Middle Cerebral Artery Occlusion via the External Carotid Artery

Schlaganfall ist die dritthäufigste Todesursache und die Hauptursache für erworbene Behinderungen bei Erwachsenen in Industrieländern. Bisher beschränken sich die Therapiemöglichkeiten auf einen kleinen Teil der Schlaganfallpatienten innerhalb der ersten Stunden nach dem Schlaganfall. Neuartige Therapiestrategien werden intensiv untersucht, insbesondere um das therapeutische Zeitfenster zu verlängern. Diese aktuellen Untersuchungen umfassen die Untersuchung wichtiger pathophysiologischer Signalwege nach einem Schlaganfall, wie z.B. Entzündungen nach einem Schlaganfall, Angiogenese, neuronale Plastizität und Regeneration. In den letzten zehn Jahren hat die Besorgnis über die schlechte Reproduzierbarkeit von experimentellen Ergebnissen und wissenschaftlichen Erkenntnissen in unabhängigen Forschungsgruppen zugenommen. Um die sogenannte "Replikationskrise" zu überwinden, werden detaillierte standardisierte Modelle für alle Abläufe dringend benötigt. Im Rahmen des Forschungskonsortiums "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/) wird ein standardisiertes Mausmodell des transienten mittleren Hirnarterienverschlusses (MCAo) vorgeschlagen. Dieses Modell ermöglicht die vollständige Wiederherstellung des Blutflusses nach Entfernung des Filaments und simuliert die therapeutische oder spontane Gerinnsellyse, die bei einem großen Teil der menschlichen Schlaganfälle auftritt. Der chirurgische Ablauf dieses "Filament"-Schlaganfallmodells und Werkzeuge zu seiner Funktionsanalyse werden im begleitenden Video demonstriert.

Das hier beschriebene Modell ist eine Modifikation des häufig verwendeten "Filament"-Hubmodells, das darin besteht, ein siliziumbeschichtetes Filament durch die ECA einzuführen, um den Ursprung der MCA vorübergehend zu blockieren (Abbildung 1). Nach dem Entfernen des Filaments wird nur der Blutfluss in der ECA dauerhaft gestoppt, was eine vollständige Rekanalisierung der CCA und ICA ermöglicht. Dies ermöglicht eine adäquate Reperfusion des Gehirns (Abbildung 2),...

Verschiedene Modelle des mittleren Hirnarterienverschlusses (MCAo) werden in der experimentellen Schlaganfallforschung eingesetzt. Hier wird ein experimentelles Schlaganfallmodell der transienten MCAo über die Arteria carotis externa (ECA) beschrieben, das darauf abzielt, den menschlichen Schlaganfall nachzuahmen, bei dem der zerebrovaskuläre Thrombus aufgrund einer spontanen Gerinnsellyse oder -therapie entfernt wird.

Modellierung des Schlaganfalls bei Mäusen: Vorübergehender Verschluss der mittleren Hirnarterien über die Arteria carotis externa

Stroke is the third most common cause of mortality and the leading cause of acquired adult disability in developed countries. To date, therapeutic options ...

In dem hier beschriebenen Filamentmodell sind die vollständige Wiederherstellung des Blutflusses und seine Aufzeichnung Voraussetzungen, um einen produzierbaren Zustrom zwischen Mäusen zu gewährleisten, insbesondere in translationalen Schlaganfallstudien. Dieses Modell hat zwei Hauptvorteile im Vergleich zu anderen zuvor beschriebenen Hubmodellen. Es ist keine Kraniotomie erforderlich und eine vollständige Reperfusion des Blutgefäßes wird erreicht.Das Filamentmodell ist ein komplexer chirurgischer Eingriff, bei dem verschiedene Arterien manipuliert werden. Die Visualisierung und Erklärung all dessen sind kleine, aber wichtige Schritte, die die Lernphase von Neurochirurgen beschleunigen könnten. Schließen Sie die Wärmedecke an, um die Temperatur des Operationsbereichs und die Körpertemperatur der Maus während der Narkose bei 37 Grad Celsius zu halten.Autoklavschere und Pinzette, 70% Ethanollösung und Dexpanthenol Augensalbe vorbereiten und mehrere Stücke Baumwolle und Five O beschichtete geflochtene Polyesternaht bereit halten. Bereiten Sie eine 0,9% ige Kochsalzlösung in einer Ein-Milliliter-Spritze ohne Nadel vor, um die Einschnittstelle hydratisiert zu halten. Bereiten Sie einen Halter für die Laser-Dopplersonde vor, indem Sie die Spitze einer 10-Mikroliter-Pipettenspitze schneiden.Sobald die Maus vollständig betäubt ist, legen Sie sie in eine Bauchlage im Operationsbereich. Führen Sie die Rektalsonde vorsichtig ein, um die Temperatur während des gesamten chirurgischen Eingriffs zu überwachen. Nachdem Sie die Operationsstelle desinfiziert haben, schneiden Sie diese Kopfhaut zwischen dem linken Ohr und dem Auge, um den Schädelknochen freizulegen.Als nächstes schneiden und ziehen Sie den Schläfenmuskel zurück, um die multiplen Hirnarterien oder MCA unter dem Schädel zu visualisieren. Fixieren Sie den äußeren Teil der Spitze, der die Laser-Dopplersonde oder -faser auf der Oberseite des linken MCA hält, mit Klebstoff und schließen Sie die Haut, so dass die Haut ebenfalls verklebt ist. Tragen Sie zwei bis drei Tropfen Härterkleber auf, um den Prozess zu beschleunigen.Achten Sie darauf, dass die Laser-Dopplerfaser nicht verklebt ist und jederzeit leicht aus dem Spitzenhalter entfernt werden kann. Drehen Sie die Maus in Rückenlage, stecken Sie dann die Schnauze in den Anästhesiekegel und fixieren Sie die Pfoten mit Klebeband. Desinfizieren Sie die Haut und die Haare, die die Brust umgeben, und machen Sie einen zwei Zentimeter langen Mittellinienschnitt im Nacken.Verwenden Sie eine Pinzette, um die submandibuläre Drüse und den Musculus sternomastoideus der Haut auseinander zu ziehen. Verwenden Sie Retraktoren, um das Operationsfeld freizulegen und die linke gemeinsame Halsschlagader oder CCA zu finden. Sezieren Sie das CCA frei von Bindegewebe und umgebenden Nerven, ohne den Vagusnerv zu schädigen, und führen Sie vor der Verzweigung eine vorübergehende Ligatur durch.Sezieren Sie die äußere Halsschlagader oder ECA und binden Sie einen permanenten Knoten am distalsten sichtbaren Teil. Legen Sie eine weitere Naht unter die ECA und in die Nähe der Bifurkation und bereiten Sie dann einen losen Knoten vor, der später verwendet werden kann. Sezieren Sie die Arteria carotis interna oder ICA und legen Sie einen mikrovaskulären Clip etwa fünf Millimeter über die Bifurkation.Achten Sie darauf, den Vagusnerv nicht zu beschädigen. Schneiden Sie dann ein kleines Loch in die ECA zwischen den engen und den losen Ligaturen, um sicherzustellen, dass nicht die gesamte ECA geschnitten wird. Führen Sie das Filament ein und bringen Sie es in Richtung CCA voran.Straffen Sie die lose Ligatur in der ECA um das Lumen, um das Filament vorübergehend in dieser Position zu sichern. Entfernen sie den mikrovaskulären Clip und verhindern Sie Blutungen. Nachdem Sie den mikrovaskulären Clip entfernt haben, führen Sie das Filament durch die ICA ein, bis der Ursprung der MCA erreicht ist.Befestigen Sie das Filament in dieser Position, indem Sie den Knoten um die ECA weiter festziehen. Zeichnen Sie Laser-Dopplerwerte vor und nach dem Einsetzen des Filaments auf. Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus in die submandibuläre Drüse, bevor Sie die Wunde nähen.Entfernen Sie die Laser-Doppler-Sonde und legen Sie das Tier für eine Stunde in eine Aufwachkammer bei 37 Grad Celsius. Legen Sie die Maus in Bauchlage im Operationsgebiet mit ihrer Schnauze in die Anästhesiemaske und fixieren Sie dann die Pfoten des Tieres mit Klebeband. Führen Sie die Laser-Dopplersonde in den Sondenhalter ein.Entfernen Sie die Wundnaht und ziehen Sie mit einer Pinzette die Haut, die Submandibulärdrüse und den Sternomastoidmuskel auseinander. Verwenden Sie Retraktoren, um das Operationsfeld freizulegen. Lösen Sie die ECA-Naht, die das Filament festzieht, und ziehen Sie das Filament vorsichtig.Vermeiden Sie es, die Silikonkautschukbeschichtung des Filaments während der Entfernung zu beschädigen. Zeichnen Sie die Laser-Dopplerwerte vor und nach der Filamententfernung auf. Binden Sie die ECA-Naht fest und bestätigen Sie die Erhöhung des zerebralen Blutflusses im Laser-Doppler-Gerät.Öffnen Sie die vorübergehende Ligatur vor der Verzweigung vom CCA, um den vollständigen Blutfluss wiederherzustellen. Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus in die submandibuläre Drüse, bevor Sie die Wunde nähen. Dann legen Sie das Tier für eine Stunde in eine Aufwachkammer bei 37 Grad Celsius, um sich von der Anästhesie zu erholen.Nach der Genesung bringen die Mäuse in ihre Käfige in einem temperaturkontrollierten Raum zurück und kümmern sich um die Tiere, indem sie Nassfutterpellets und Hydrogel in kleinen Petrischalen auf dem Käfigboden hinzufügen und alle 12 Stunden bis zum dritten Tag nach der Operation Analgesie injizieren. Sobald der Blutfluss im CCA nach der Entfernung des Filaments wiederhergestellt ist, kommt es zu einer vollständigen Reperfusion des Gehirns, die der Situation ähnelt, die nach erfolgreicher mechanischer Thrombektomie bei menschlichen Patienten beobachtet wird. Schlaganfalltiere zeigten eine signifikante Veränderung im zusammengesetzten und fokalen Neuro-Score, aber nicht im allgemeinen Neuro-Score im Vergleich zu Scheintieren.Das abgerufene Infarktvolumen wurde auch 24 Stunden nach der Schlaganfallinduktion mittels kresolvioletter Färbung koronaler serieller Hirnschnitte durchgeführt. Der Läsionsbereich umfasst den somatosensorischen und motorischen Kortex sowie subkortikale Strukturen wie das Striatum. Der Mittelwert des Infarktvolumens betrug 61 bis 62 Millimeter im Quadrat, was 48% der betroffenen Gehirnhälfte entspricht.Es ist wichtig, eine adäquate Dissektion von CCA, ECA und RCA durchzuführen, ohne das angrenzende Gewebe, insbesondere den Vagusnerv, zu schädigen, um eine gute Visualisierung aller Strukturen zu haben und das Filament einsetzen und den MCA-Ursprung verschließen zu können.

modeling-stroke-mice-transient-middle-cerebral-artery-occlusion-via

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Filamentous Verschluss der mittleren Hirnarterie ist ein gemeinsames Modell für die Untersuchung einen ischämischen Schlaganfall bei Mäusen.

Modeling Stroke in Mice - Middle Zerebralarterie mit dem Filament-Modell

Wir zeigen in dem Video ein Verfahren zur Herstellung einer mittleren Zerebralarterie in erwachsenen Mäusen mit einem intraluminalen Monofilament. Wir zeigen auch, wie man das Ausmaß der Hirninfarkt von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) Färbung zu bewerten.

Mouse Model of Middle Zerebralarterie

Die intraluminale Mitte Zerebralarterie (MCAO) Modell ist die häufigste verwendete Modell unter experimentellen Schlaganfall-Modellen. Hier zeigen wir Ihnen das gesamte Modell im Detail mit der Führung des Laser-Doppler-Flussmessung und seine repräsentative Ergebnisse.

Intraluminale Nahen Zerebralarterie (MCAO) Modell des ischämischen Schlaganfalls mit Laser-Doppler-Flussmessung Guidance in Mäuse

Der intraluminale cerebri Okklusion in Mäusen wird hier vorgestellt. Das Ausmaß der Hirninfarkt wird durch eine neurologische Partitur und Cresylviolett Färbung, eine alternative Färbung zur TTC bietet den großen Vorteil, dass sie parallel viele interessante Marker testen ausgewertet.

Maus-Modell der Intraluminal MCAO: Hirninfarkt Evaluation durch Cresylviolett Staining

Dieses Video beschreibt das Verfahren zur Entwicklung eines transienten Schlaganfalls in einem Mausmodell unter Verwendung eines siliziumbeschichteten filamentbasierten Verschlusses der mittleren Hirnarterie. Das entwickelte Modell ahmt den menschlichen Schlaganfall nach und hilft so, neue therapeutische Strategien zur Behandlung von Schlaganfällen zu untersuchen.

Filamentinsertionsbasiertes transientes Schlaganfallmodell: Ein chirurgischer Eingriff zur Durchführung eines Verschlusses der mittleren Hirnarterie im Gehirn von Mäusen

Verschiedene Mausmodellen der mittleren Hirnarterie (MCAO) sind weit verbreitet in der experimentellen Hirnforschung. Hier zeigen wir das Modell der transkraniellen Dauer distalen MCAO, die im Einklang kortikalen Infarkt von einer Größe, die von der Mehrheit der menschlichen ischämische Schlaganfälle auferlegt Schaden produziert.

Modellierung Schlaganfall bei Mäusen: Permanent Koagulation der distalen A. cerebri media

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

Mittlere zerebrale Arterie Okklusion so dass Reperfusion über gemeinsame Halsschlagader Reparatur bei Mäusen

Dieses Protokoll demonstriert ein einzigartiges Mausschlagmodell mit einem mittelgroßen Infarkt und einer ausgezeichneten Überlebensrate. Dieses Modell ermöglicht es präklinischen Schlaganfallforschern, die Dauer der Ischämie zu verlängern, gealterte Mäuse zu verwenden und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

Ein modifiziertes transkranielles Modell für den Verschluss der mittleren Hirnarterie zur Untersuchung von Schlaganfallergebnissen bei gealterten Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt das Modell der transienten fokalen zerebralen Ischämie bei Mäusen durch intraluminalen Verschluss der mittleren Hirnarterie. Darüber hinaus werden Beispiele für die Ergebnisbewertung mit Hilfe von Magnetresonanztomographie und Verhaltenstests gezeigt.

Transienter mittlerer Hirnarterienverschluss Modell des Schlaganfalls

In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines distalen Modells für einen Verschluss der mittleren Hirnarterie (dMCAO) durch transkranielle Elektrokoagulation bei C57BL/6J-Mäusen vor und bewerten das anschließende neurologische Verhalten und die histopathologischen Merkmale.

Induktion eines akuten ischämischen Schlaganfalls bei Mäusen mit der Technik des distalen Mittelarterienverschlusses

Das aktuelle Protokoll beschreibt ein Rattenmodell des Verschlusses/der Reperfusion der mittleren Hirnarterien, das die anatomische Struktur der Hirngefäße bewahrt, ohne Schäden zu verursachen.

Ein Rattenmodell für den Verschluss/die Reperfusion der mittleren Hirnarterie ohne Beschädigung der anatomischen Struktur der Hirngefäße

Lernen Sie die standardisierte Filament-Technik zur vorübergehenden Okklusion der mittleren Hirnarterie bei Mäusen. Dieses Modell ermöglicht reproduzierbare Schlaganfallforschung mit vollständiger Reperfusion.

Modellierung des Schlaganfalls bei Mäusen: Vorübergehender Verschluss der mittleren Hirnarterien über die Arteria carotis externa (Video) | JoVE Journal

Modellierung des Schlaganfalls bei Mäusen: Vorübergehender Verschluss der mittleren Hirnarterien über die Arteria carotis externa

Weitere Videos entdecken