Name: Erfassung von funktionellen Magnetresonanztomographiedaten im Ruhezustand bei ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 41 s
Description: Erfahren Sie die rs-fMRI-Datenerfassung bei Ratten mit Isofluran und Dexmedetomidin für präklinische Neurowissenschaften. Dieses Protokoll ermöglicht hochwertige Bildgebung bei stabiler Physiologie.

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Diese Arbeit wurde durch Mittel des National Institute on Drug Abuse (NIDA) des National Institute of Health (NIH) unterstützt [DJW, EDKS und EMB wurden durch Grant R21DA044501 unterstützt, der alan I. Green und DJW wurde durch Grant T32DA037202 an Alan J. Budney] und das National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism (NIAAA) [Grant F31AA028413 an Emily D. K. Sullivan] unterstützt. Zusätzliche Unterstützung wurde durch Alan I. Greens Fonds als Raymond Sobel Professor für Psychiatrie in Dartmouth bereitgestellt.
Hanbing Lu wird vom National Institute on Drug Abuse Intramural Research Program, NIH, unterstützt.
Die Autoren möchten dem verstorbenen Alan I. Green danken und ihm danken. Sein unerschütterliches Engagement auf dem Gebiet der gleichzeitig auftretenden Störungen trug dazu bei, die Zusammenarbeit zwischen den Autoren zu etablieren. Wir danken ihm für seine Mentorschaft und Führung, die sehr vermisst werden wird.

Alle Experimente wurden mit einem 9,4 T MRT-Scanner durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee am Dartmouth College genehmigt. Zusätzliche Genehmigungen wurden eingeholt, um die im Video und in den folgenden Abbildungen verwendeten Tiere aufzuzeichnen und zu zeigen.
1. Vorbereitungen vor dem Scannen
<ol><li>Subkutane Infusionsleitung<ol>
<li>Entfernen Sie eine 23 G Nadel teilweise aus der Verpackung, damit die Nadelspitze steril bleibt.</li>
		<li>Halten Sie die Nabe der Nadel sicher und verwenden Sie eine Rasierklinge, um den Nadelschaft dort zu treffen, wo er auf die Nabe trifft.</li>
		<li>Klemmen Sie einen Nadelhalter um die Welle direkt unter der Ausbeute und brechen Sie die Welle vorsichtig von der Nabe ab.</li>
		<li>Führen Sie 1/3 des Nadelschaftes (stumpfes Ende) in die zuvor sterilisierte PE50-Leitung mit genügend Leitungslänge ein, um sich von der Medikamentenpumpe bis zum Tier in der Magnetbohrung zu erstrecken.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verdünnung von Dexmedetomidin und Atipamezol<ol>
<li>Bereiten Sie eine Lösung von verdünntem Dexmedetomidinhydrochlorid mit 0,5 ml 0,5 mg / ml Brühe gemischt mit 9,5 ml steriler Kochsalzlösung in einer klaren, sterilen Glasflasche (verdünnte Konzentration = 0,025 mg / ml) vor.</li>
		<li>Bereiten Sie eine Lösung von verdünntem Atipamezol mit 0,1 ml 5 mg / ml Brühe gemischt mit 9,9 ml steriler Kochsalzlösung in einer klaren, sterilen Glasflasche vor (verdünnte Konzentration = 0,05 mg / ml).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Scanparameter<ol>
<li>Verwenden Sie die in Tabelle 1 dargestellten Parameter, um Scansequenzen vorzubereiten.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Phase 1 Anästhesie: Tierische Induktion und Vorbereitung
<ol><li>Einrichtung<ol>
<li>Stellen Sie sicher, dass alle Geräte eingeschaltet sind und ordnungsgemäß funktionieren, einschließlich Sauerstoff- und Luftmischer, Heizkissen und aktivem Aufraschsystem (siehe Abbildung 1).</li>
		<li>Stellen Sie den Temperatursennpunkt der Heizungsanlage auf 37,5 °C ein.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tierische Induktion<ol>
<li>Legen Sie das Tier (90 Tage alte, männliche Sprague Dawley-Ratte) in die Induktionskammer und induzieren Sie die Anästhesie mit 2,5% Isofluran in 30% sauerstoffangereicherter Luft. HINWEIS: Eine breite Palette von Tieralter und beide Geschlechter können verwendet werden.</li>
		<li>Sobald das Tier betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer, wiegen Sie das Tier und legen Sie es in den Nasenkegel (bei 2,5% Isofluran) auf das Heizkissen im Vorbereitungsraum.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tierische Vorbereitung<ol>
<li>Tragen Sie ophthalmische Schmiersalbe auf jedes Auge auf, um ein Austrocknen zu verhindern.</li>
		<li>Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch einen Mangel an Zehenquetschreaktion.</li>
		<li>Verwenden Sie Clipper, um einen quadratischen Bereich von 2 "x 2" im unteren Lendenbereich des Rückens des Tieres (dh direkt über dem Schwanz) zu rasieren.</li>
		<li>Verabreichung von 0,015 mg/kg der Dexmedetomidinlösung mit einer intraperitonealen (i.p.) Injektion (z. B. würde eine 300 g-Ratte 0,18 ml erhalten) in den unteren rechten Quadranten des Abdomens mit einer 25-G-Nadel.</li>
		<li>Wechseln Sie den Isofluranfluss vom Vorbereitungsraum zur Tierwiege.</li>
		<li>Bewegen Sie das Tier in die Tierwiege. Legen Sie die Vorderzähne der Ratte sicher über und in die Bissstange. Drücken Sie den Nasenkegel über die Nase, um eine enge Passform zu gewährleisten. HINWEIS: Wenn der Nasenkegel den Unterkiefer nicht bedeckt, verwenden Sie einen Paraffinfilm, um den Kiefer sanft geschlossen zu halten und gleichzeitig den Nasenkegel zu versiegeln.</li>
		<li>Positionieren Sie das Atmungspad unter dem Bauch der Ratte unterhalb des Brustkorbs und positionieren Sie es neu, bis die Atmungswellenform einen tiefen Trog zeigt, der auf jedem Atemzug zentriert ist (siehe Atmungswellenform in Abbildung 2).</li>
		<li>Überwachen Sie die Atmung des Tieres mit der Physiologie-Überwachungssoftware. Wechseln Sie zur nächsten Phase der Anästhesie, wenn die Atmung weniger als 40 Atemzüge / min beträgt (bpm; ca. 5 min nach Dexmedetomidin-Injektion).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Phase 2 Anästhesie: Tieraufbau
<ol><li>Setzen Sie Ohrbügel in den Gehörgang ein, um den Kopf der Ratte in der Tierwiege zu stabilisieren. Ziehen Sie nach der Positionierung an der Bissstange nach vorne und bestätigen Sie, dass sich der Kopf nicht bewegt. Stellen Sie den Nasenkegel und den Paraffinfilm nach Bedarf neu ein (siehe Abbildung 3a).</li>
	<li>Setzen Sie den Temperaturfühler in eine vorgeschmierte Einweg-Sondenabdeckung ein. Führen Sie den Temperaturfühler vorsichtig etwa 1/2 "in das Rektum ein und kleben Sie ihn mit medizinischem Klebeband an die Basis des Schwanzes.</li>
	<li>Legen Sie den Pulsoximeterclip auf den Mittelfußbereich des Hinterfußes und stellen Sie sicher, dass sich die Lichtquelle auf der Unterseite des Fußes (Handfläche) befindet. HINWEIS: Die Drehung des Clips kann das Signal beeinflussen. Daher führt die Schaffung eines Halters, um die Pfote und den Clip aufrecht zu halten, zu einer größeren Stabilität. Beachten Sie auch, dass die Sauerstoffsättigung niedrig sein kann, bis die Ratte normale Körpertemperatur hat (<95%).</li>
	<li>Verwenden Sie das Gewicht der Ratte, um die Infusionsrate zu berechnen, um 0,015 mg / kg / h Dexmedetomidin auszustoßen (eine 300 g-Ratte erhält 0,18 ml / h).</li>
	<li>Stellen Sie die Medikamentenpumpe so ein, dass die berechnete Infusionsrate ausgeworfen wird.</li>
	<li>Füllen Sie eine 3-ml-Spritze mit der sterilen, verdünnten Dexmedetomidinlösung und führen Sie die Nadelspitze in das offene Ende der sterilisierten Infusionsleitung ein (von der Arzneimittelpumpe bis zur Tierwiege mit zuvor angebrachter subkutaner Nadel). Füllen Sie die Leitung und befestigen Sie die Spritze im Spritzenhalter der Medikamentenpumpe.</li>
	<li>Bewegen Sie den Drückerblock nach vorne, bis er den Kolben berührt, und das Medikament wird an der Nadel ausgestoßen, um sicherzustellen, dass die Infusionsleitung vollständig gefüllt ist.</li>
	<li>Reinigen Sie den rasierten Bereich mit einem Alkoholtuch, um streunende Haare zu entfernen.</li>
	<li>Kneifen Sie die Haut etwa zwei Fingerbreiten über der Schwanzbasis. Führen Sie 1/3 der Infusionsliniennadel in die Zelthaut ein.</li>
	<li>Befestigen Sie die Nadel mit einem 3 "breiten Stück medizinischem Klebeband auf der Haut. Legen Sie ein zweites Stück breites medizinisches Klebeband über das erste, über die Ratte, und befestigen Sie es an beiden Seiten der Tierwiege (siehe Abbildung 4). HINWEIS: Es ist von entscheidender Bedeutung, dass die ferromagnetische Nadel gut gesichert ist, um Bewegungen während des Scans zu verhindern.</li>
	<li>Beginnen Sie mit der Infusion von subkutanem Dexmedetomidin.</li>
	<li>Legen Sie ein Stück Gaze auf den Nasenrücken der Ratte, um eine ebene Oberfläche für die Spule zu schaffen. Verwenden Sie Papierband, das das MRT-Signal nicht stört, um die Spule am Kopf der Ratte zu befestigen und über dem Gehirn zu zentrieren (siehe Abbildung 3b,c).</li>
	<li>Sichern Sie alle Leitungen und Kabel innerhalb der Tierwiege mit Laborband und prüfen Sie, ob alle physiologischen Signale stabil sind (siehe Abbildung 2).</li>
	<li>Legen Sie Papierhandtücher über das Tier und besichern Sie sie mit Laborband an der Tierwiege. Wenn Sie ein Luftheizungssystem verwenden, wickeln Sie eine Plastikfolie um die gesamte Wiege, um die warme Luft zu enthalten.</li>
	<li>Bewegen Sie das Tier in die Bohrung und stimmen Sie den Magneten ab.</li>
</ol>4. Phase 3 Anästhesie: Anatomische Scan-Erfassung
<ol><li>Reduzieren Sie Isofluran auf 1,5%, was zu einem stetigen Anstieg der Atmung auf etwa 45-50 bpm führt. Bleiben Sie für die Dauer des anatomischen Scannens auf diesem Niveau.</li>
	<li>Verwenden Sie den FLASH-Lokalisierungsscan, um sicherzustellen, dass das Gehirn mit dem Magnetisozentrum ausgerichtet ist (Abbildung 5a). Positionieren Sie das Tier neu und wiederholen Sie es bei Bedarf.</li>
	<li>Führen Sie den RARE-Lokalisierungsscan mit höherer Auflösung aus, und verwenden Sie diese Scanausgabe, um 15 sagittale Scheiben im Gehirn zentriert auszurichten (von links nach rechts, Abbildung 5b).</li>
	<li>Richten Sie die mittlere sagittale Scheibe mit der mittleren axialen Scheibe an der Deklusion der vorderen Kommissur aus, die als dunkler Fleck erscheint (Abbildung 5c). Notieren Sie sich den Slice-Offset, der später in den Ruhezustandsscans verwendet werden soll.</li>
	<li>Erfassen Sie 23 Slices mit dem axialen Flash- und RARE-Protokoll, um die Registrierung in einem gemeinsamen Raum während der Post-Scan-Analyse zu unterstützen.</li>
	<li>Shim über das gesamte Gehirn mit der PRESS-Sequenz.</li>
</ol>5. Phase 4: Erfassung des Ruhezustandsscans
<ol><li>Reduzieren Sie Isofluran nach Abschluss der anatomischen Scans auf 0,5% bis 0,75% und passen Sie sich so an, dass die Atmung des Tieres 60-65 Atemzüge pro Minute beträgt. Bleiben Sie mindestens 10 Minuten auf diesem Niveau, bevor Sie mit dem Scannen im Ruhezustand beginnen, um die Stabilität zu gewährleisten.</li>
	<li>Wenn die Physiologie stabil ist (der Atembereich beträgt 60-75 bpm ohne Keuchen oder Unregelmäßigkeiten, die Körperkerntemperatur beträgt 37,5 ± 1,0 °C und die Sauerstoffsättigung 95% oder mehr), erhalten Sie einen 15-Scheiben-EPI-Scan mit dem gleichen Slice-Offset wie die anatomische axiale Serie.</li>
	<li>Überprüfen Sie nach Abschluss jedes Ruhezustandsscans die Qualität mithilfe einer unabhängigen Komponentenanalyse (ICA), um die Daten in räumliche und zeitliche Komponenten zu zerlegen.</li>
	<li>Rufen Sie mindestens drei hochwertige Ruhezustandsscans ab.</li>
</ol>6. Wiederherstellung nach dem Scan
<ol><li>Wenn der Scanvorgang abgeschlossen ist, erhöhen Sie Isofluran auf 2% und stoppen Sie die subkutane Dexmedetomidin-Infusion.</li>
	<li>Entfernen Sie die Tierwiege aus der Magnetbohrung, wickeln Sie das Tier aus und entfernen Sie Ohrbügel, Temperaturfühler, Pulsoximeterclip und die Dexmedetomidinnadel.</li>
	<li>Injizieren Sie 0,015 mg/kg der verdünnten Atipamezollösung mit einer 1-ml-Spritze mit einer 25-g-Nadel in den Hinterbeinmuskel der Ratte (d. h. eine 300-g-Ratte würde 0,09 ml erhalten).</li>
	<li>Legen Sie die Ratte wieder in den Hauskäfig auf ein Heizkissen und überwachen Sie, bis das Tier ambulant ist.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Die Stabilität des Tieres, sowohl physisch als auch physiologisch, ist der Schlüssel, um qualitativ hochwertige Ruhezustandsdaten zu erhalten. Dieses Protokoll erreicht Stabilität, indem es vier verschiedene Phasen der Anästhesie durchgeht. Es ist unerlässlich, dass das Tier die festgelegten physiologischen Schwellenwerte erreicht hat, bevor es in die nächste Phase der Anästhesie übergeht. Da diese Methode auf physiologischen Autoregulationsmechanismen beruht, können einzelne Tiere in jeder Anästhesiephase leicht untersc...

Die funktionelle Magnetresonanztomographie im Ruhezustand (rs-fMRT) ist ein Maß für das Blut-Sauerstoff-Level-abhängige (BOLD) Signal, wenn das Gehirn in Ruhe ist und keiner bestimmten Aufgabe nachliegt. Diese Signale können verwendet werden, um Korrelationen zwischen Gehirnregionen zu messen, um die funktionelle Konnektivität innerhalb neuronaler Netze zu bestimmen. rs-fMRT wird in klinischen Studien aufgrund seiner Nicht-Invasivität und des geringen Aufwands der Patienten (im Vergleich zur aufgabenbasierten fMRT) häufig eingesetzt, was es für verschiedene Patientenpopulationen optimal macht1.
Technologische Fortschritte haben es ermöglicht, rs-fMRT für den Einsatz in Nagetiermodellen anzupassen, um Mechanismen aufzudecken, die krankheitsbedingten Zuständen zugrunde liegen (siehe Referenz2 für eine Überprüfung). Präklinische Tiermodelle, einschließlich Krankheits- oder Knockout-Modelle, ermöglichen eine breite Palette von experimentellen Manipulationen, die beim Menschen nicht anwendbar sind, und Studien können auch Post-Mortem-Proben verwenden, um die Experimente weiter zu verbessern2. Aufgrund der Schwierigkeit, sowohl die Bewegung einzuschränken als auch stresslindernd zu mildern, wird die MRT-Erfassung bei Nagetieren traditionell unter Narkose durchgeführt. Anästhetika beeinflussen abhängig von ihrer Pharmakokinetik, Pharmakodynamik und molekularen Zielen den Blutfluss des Gehirns, den Gehirnstoffwechsel und beeinflussen möglicherweise die neurovaskulären Kopplungswege.
Es gab zahlreiche Bemühungen, Anästhesieprotokolle zu entwickeln, die die neurovaskuläre Kopplung und die Gehirnnetzwerkfunktion3,4,5,6,7,8erhalten. Wir berichteten zuvor über ein Anästhesieregime, bei dem eine niedrige Dosis Isofluran zusammen mit einer niedrigen Dosis des α2 adrenergen Rezeptoragonisten Dexmedetomidin9angewendet wurde. Ratten unter dieser Anästhesiemethode zeigten robuste BOLD-Reaktionen auf die Whisker-Stimulation in Regionen, die mit etablierten Projektionswegen übereinstimmen (ventrolaterale und ventromediale thalamische Kerne, primärer und sekundärer somatosensorischer Kortex); Groß angelegte Ruhezustands-Gehirnnetzwerke, einschließlich des Standardmodusnetzwerks10,11 und des Salienznetzwerks12, wurden ebenfalls konsistent erkannt. Darüber hinaus ermöglicht dieses Anästhesieprotokoll eine wiederholte Bildgebung am selben Tier, was für die Überwachung des Krankheitsverlaufs und der Wirkung experimenteller Manipulationen in Längsschnitt wichtig ist.
In der vorliegenden Studie beschreiben wir den Versuchsaufbau, die Tiervorbereitung und die physiologischen Überwachungsverfahren. Insbesondere beschreiben wir die spezifischen Anästhesiephasen und die Erfassung von Scans während jeder Phase. Die Datenqualität wird nach jedem Ruhezustandsscan bewertet. Eine kurze Zusammenfassung der Post-Scan-Analyse ist ebenfalls in der Diskussion enthalten. Labore, die daran interessiert sind, das Potenzial der Verwendung von rs-fMRT bei Ratten aufzudecken, werden dieses Protokoll nützlich finden.

<table><tbody><tr><td>9.4T MRT</td><td>Varian/Bruker</td><td></td><td>Varian aufgerüstet mit Bruker-Konsole mit Paravision 6.0.1 Software</td></tr><tr><td>Air-Oxygen Mixer</td><td>Sechrist</td><td>Model 3500CP-G</td><td></td></tr><tr><td>Analysis of Functional NeuroImages (AFNI)</td><td>NIMH/NIH</td><td>Version AFNI_18.3.03</td><td>Frei verfügbar unter: https://afni.nimh.nih.gov/</td></tr> <tr><td>Animal Cradle</td><td>RAPID Biomedical</td><td>LHRXGS-00563</td><td>Rattenhalter mit Beißstange, Nasenkonus und Ohrbügeln</td></tr><tr><td>Tierphysiologische Überwachung & Angusssystem</td><td>SAII</td><td>Modell 1025</td><td>MR-kompatibles System mit Sauerstoffsättigung, Temperatur, Atmung und faseroptischem Pulsoximetrie-Add-on</td></tr><tr><td>Antisedan (Atipamezolhydrochlorid)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-867-7097</td><td>Zoetis, Herstellerartikel #10000449</td></tr><tr><td>Keramik MRT-sichere Schere</td><td>MRIequip.com</td><td>MT-6003</td><td></td></tr><tr><td>Schermaschine</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-882-1032</td><td>Wahl Touch-Up Trimmer Combo Kit, Hersteller Artikel #09990-1201</td></tr><tr><td>Dexmedesed (Dexmedetomidinhydrochlorid)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1801</td><td>Dechra Veterinary Products, Hersteller Artikel#17033-005-10</td></tr><tr><td>Digitales Rektalthermometer Abdeckungen</td><td>Medline</td><td>MDS9608</td><td></td></tr><tr><td>FMRIB Software Library</td><td>FMRIB</td><td>MELODIC Version 3.15</td><td>Frei erhältlich bei: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Cara Inc.</td><td>Modell 50</td><td></td></tr><tr><td>Hämostat-Pinzette, gerade</td><td>Kent Scientific</td><td>INS750451-2</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td>Patterson Private Label, Herstellerartikel #14043-0704-06</td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfer</td><td>VetEquip Inc.</td><td></td><td></td>911103</tr><tr><td>Lab Tape, 3/4"</td> <td>VWR International</td><td>89097-990</td><td></td></tr><tr><td>Nadeln, 23 Gauge</td><td>BD</td><td>305145</td><td>Kunststoffnabe entfernt</td></tr><tr><td>Parafilm Laboratory Film</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-0260</td><td>Medline Industries Inc., Herstellerartikel #HSFHS234526A</td></tr><tr><td>Planar Surface Coil</td><td>Bruker</td><td>T12609</td><td>2cm</td></tr><tr><td>Polyethylen Schlauch</td><td>Braintree Scientific</td><td>PE50 50FT</td><td>0,023" (Innendurchmesser), 0,038" (Außendurchmesser)</td></tr><tr><td>Puralube Ophthalmic Salbe</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-888-2572</td><td>Dechra Veterinary Products, Hersteller Artikel #211-38</td></tr><tr><td>Sprague Dawley Rats</td><td>Charles River</td><td>400 SAS SD</td><td></td></tr><tr><td>steril 0,9% Kochsalzlösung</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-892-4348</td><td>Aspen Vet, Herstellerartikel #14208186</td></tr><tr><td>Sterile Alkoholvorbereitungspads</td><td>Medline</td><td>MDS090735</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgisches Klebeband, 1" (3M Durapore)</td><td>Medline</td><td>MMM15381Z</td><td>3M Healthcare, "breites medizinisches Klebeband</td></tr><tr><td>"Chirurgisches weißes Papierband, 1/2" (3M Mikropore)</td><td>Medline</td><td>MMM15300</td><td>3M</td></tr><tr><td>Healthcare Spritzen, 1 mL mit 25-Gauge-Nadel</td><td>BD</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>Spritzen, 3 mL</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Belüftetes Induktions- und Spülsystem</td><td>VetEquip Inc.</td><td>942102</td><td>2-Liter-Induktionskammer mit aktiver Spülung</td></tr><tr><td></td><td></td><td>411724</td><td>Omega-Durchflussmesser</td></tr><tr><td></td><td></td><td>931600</td><td>Spülwürfel, "Vakuum"</td></tr><tr><td></td><td></td><td>921616</td><td>Nasenkonus, nicht rückatmend</td></tr></tbody></table>

erfassung von funktionellen magnetresonanztomographiedaten im ruhezustand bei ratten

Acquisition of Resting-State Functional Magnetic Resonance Imaging Data in the Rat

Die funktionelle Magnetresonanztomographie im Ruhezustand (rs-fMRT) ist zu einer immer beliebteren Methode geworden, um die Gehirnfunktion in einem ruhenden, aufgabenfreien Zustand zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt eine präklinische Überlebensmethode zur Gewinnung von rs-fMRT-Daten. Die Kombination von niedrig dosiertem Isofluran mit kontinuierlicher Infusion des α2 adrenergen Rezeptoragonisten Dexmedetomidin bietet eine robuste Option für eine stabile, qualitativ hochwertige Datenerfassung bei gleichzeitiger Erhaltung der Gehirnnetzwerkfunktion. Darüber hinaus ermöglicht dieses Verfahren eine spontane Atmung und eine nahezu normale Physiologie bei der Ratte. Zusätzliche Bildsequenzen können mit der Erfassung des Ruhezustands kombiniert werden, wodurch experimentelle Protokolle mit einer Anästhesiestabilität von bis zu 5 h mit dieser Methode erstellt werden. Dieses Protokoll beschreibt den Aufbau der Ausrüstung, die Überwachung der Rattenphysiologie während vier verschiedener Phasen der Anästhesie, die Erfassung von Ruhezustandsscans, die Qualitätsbewertung der Daten, die Genesung des Tieres und eine kurze Erörterung der Datenanalyse nach der Verarbeitung. Dieses Protokoll kann für eine Vielzahl von präklinischen Nagetiermodellen verwendet werden, um die daraus resultierenden Veränderungen des Gehirnnetzwerks aufzudecken, die in Ruhe auftreten.

Nach jedem Ruhezustandsscan wird die Stabilität mithilfe einer unabhängigen Komponentenanalyse (ICA; Beispielskript in Supplementary Files enthalten)bewertet. Abbildung 6 zeigt Beispiele für Komponentenausgaben aus Ruhezustandsscans. Abbildung 6a zeigt eine Signalkomponente aus einem Scan mit hoher Stabilität. Beachten Sie, dass die Komponente räumlich eine hohe Regionalität auf hat. Innerhalb des Zeitverlaufs unterhalb der räumlichen Komponente...

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Gewinnung stabiler Ruhezustandsdaten der funktionellen Magnetresonanztomographie (rs-fMRT) von einer Ratte, die niedrig dosiertes Isofluran in Kombination mit niedrig dosiertem Dexmedetomidin verwendet.

Erfassung von funktionellen Magnetresonanztomographiedaten im Ruhezustand bei ratten

Resting-state functional magnetic resonance imaging (rs-fMRI) has become an increasingly popular method to study brain function in a resting, non-task ...

Die funktionelle Magnetresonanztomographie im Ruhezustand oder die fMRT im Ruhezustand ist zu einer immer beliebteren Methode geworden, um die Gehirnfunktion in einem Ruhezustand ohne Aufgabe zu untersuchen. Technologische Fortschritte haben es ermöglicht, die fMRT im Ruhezustand für die Verwendung in Nagetiermodellen anzupassen und kann verwendet werden, um Mechanismen aufzudecken, die krankheitsbedingten Zuständen zugrunde liegen. Das hier beschriebene Protokoll kombiniert niedrig dosiertes Isofluran mit niedrig dosiertem Dexmedetomidin, was eine qualitativ hochwertige Datenerfassung und Erhaltung der Gehirnnetzwerkfunktion ermöglicht.Diese Methode ermöglicht auch spontane Atmung und nahezu normale Physiologie für bis zu fünf Stunden. In diesem Video behandeln wir die Überwachung der Physiologie der Ratte während vier verschiedener Phasen der Anästhesie, der Induktion und Vorbereitung des Tieres, des Tieraufbaus, der anatomischen Scanerfassung und der Erfassung des Ruhezustandsscans, gefolgt von der Qualitätsbewertung der Daten. Mit einem System, das eingeatmete Anästhetika sowie Abgase aus allen benötigten Bereichen abfälscht, induzieren Sie eine Anästhesie mit 2,5% Isofluran in 30% sauerstoffangereicherter Luft.Sobald das Tier betäubt ist, entfernen Sie es aus der Kammer, wiegen Sie das Tier und legen Sie es in den Nasenkegel auf das Heizkissen im Vorbereitungsraum, wobei es bei 2,5% Isofluran verbleibt. Tragen Sie ophthalmische Schmiersalbe auf jedes Auge auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch eine fehlende Zehenquetschreaktion, Verwenden Sie Clipper, um einen zwei Zoll mal zwei Zoll großen quadratischen Bereich auf der unteren Lendengegend des Rückens des Tieres direkt über dem Schwanz zu rasieren.Verabreichen Sie 0,015 Milligramm pro Kilogramm der Dexmedetomidinlösung mit einer intraperitonealen Injektion in den unteren rechten Quadranten des Abdomens mit einer 25-Gauge-Nadel. Wechseln Sie den Isofluranfluss vom Vorbereitungsraum zur Tierwiege. Bewegen Sie das Tier in die Tierwiege.Legen Sie die Vorderzähne der Ratte sicher über und in die Bissstange. Drücken Sie den Nasenkegel über die Nase, um eine enge Passform zu gewährleisten. Wenn der Nasenkegel den Unterkiefer nicht bedeckt, kann Parafilm verwendet werden, um den Kiefer sanft geschlossen zu halten und gleichzeitig den Nasenkegel zu versiegeln.Positionieren Sie das Atmungspad unter dem Bauch des Tieres unter dem Brustkorb und positionieren Sie es neu, bis die Atmungswellenform einen tiefen Trog zeigt, der auf jedem Atemzug zentriert ist. Gehen Sie zur nächsten Phase der Anästhesie über, wenn die Atmung weniger als 40 Atemzüge pro Minute beträgt. Führen Sie diese Ohrbügel in den Gehörgang ein, um den Kopf der Ratte in der Tierwiege zu stabilisieren.Ziehen Sie nach der Positionierung an der Bissstange nach vorne und bestätigen Sie, dass sich der Kopf nicht bewegt. Nasenkegel und Parafilm nach Bedarf nachjustieren. Setzen Sie den Temperaturfühler in eine vorgeschmierte Einwegsondenabdeckung ein.Führen Sie den Temperaturfühler vorsichtig etwa 1/2 Zoll in das Rektum ein und kleben Sie ihn mit medizinischem Klebeband an die Schwanzbasis. Legen Sie den Pulsoximeterclip auf den Mittelfußbereich des Hinterfußes und stellen Sie sicher, dass sich die Lichtquelle auf der Unterseite des Fußes befindet. Die Drehung des Clips kann das Signal beeinflussen, so dass die Schaffung eines Halters, um die Pfote und den Clip aufrecht zu halten, zu einer größeren Stabilität führt.Berechnen Sie die Infusionsrate für 0,015 Milligramm pro Kilogramm pro Stunde Dexmedetomidin. Stellen Sie die Medikamentenpumpe auf die berechnete Infusionsrate ein und füllen Sie die Infusionsleitung. Reinigen Sie den rasierten Bereich mit einem Alkoholtuch, um streunende Haare zu entfernen.Kneifen Sie die Haut etwa zwei Fingerbreiten über der Schwanzbasis. Führen Sie 1/3 der Infusionsliniennadel in die Zelthaut ein. Befestigen Sie die Nadel mit einem drei Zoll breiten medizinischen Klebeband auf der Haut.Legen Sie ein zweites Stück breites medizinisches Klebeband über das erste über die Ratte und befestigen Sie es an beiden Seiten der Tierwiege. Es ist von entscheidender Bedeutung, dass die ferromagnetische Nadel gut gesichert ist, um Bewegungen während des Scans zu verhindern. Beginnen Sie mit der Infusion von subkutanem Dexmedetomidin.Legen Sie ein Stück Gaze auf den Nasenrücken der Ratte, um eine ebene Oberfläche für die Spule zu schaffen. Verwenden Sie Papierband, das das MRT-Signal nicht stört, um die Spule am Kopf der Ratte zu befestigen und über das Gehirn zu zentrieren. Legen Sie Papierhandtücher über das Tier und besichern Sie sie mit Laborband an der Tierwiege.Wenn Sie ein Luftheizungssystem verwenden, wickeln Sie eine Plastikfolie um die gesamte Wiege, um die warme Luft zu enthalten. Bewegen Sie das Tier in die Bohrung und stimmen Sie den Magneten ab. Reduzieren Sie Isofluran auf 1,5%, was zu einem stetigen Anstieg der Atmung auf etwa 45 bis 50 Atemzüge pro Minute führt.Bleiben Sie für die Dauer des anatomischen Scannens auf diesem Niveau. Verwenden Sie den FLASH-Lokalisierer-Scan, um sicherzustellen, dass das Gehirn mit dem Magnetisozentrum ausgerichtet ist. Positionieren Sie das Tier neu und wiederholen Sie es bei Bedarf.Führen Sie den RARE-Lokalisierungsscan mit höherer Auflösung aus und verwenden Sie diese Scanausgabe, um 15 sagittale Scheiben im Gehirn auszurichten. Richten Sie die mittlere sagittale Scheibe mit der mittleren axialen Scheibe an der Deklination der vorderen Kommissur aus, die als dunkler Fleck erscheint. Notieren Sie sich den Slice-Offset, der später in den Ruhezustandsscans verwendet werden soll.Erfassen Sie 23 Slices mit dem axialen Flash- und RARE-Protokoll, um die Registrierung in einem gemeinsamen Raum während der Post-Scan-Analyse zu unterstützen. Shim über das gesamte Gehirn mit der PRESS-Sequenz. Reduzieren Sie isofluran nach Abschluss der anatomischen Scans auf 0,5 bis 0,75%, so dass die Atmung des Tieres 60 bis 65 Atemzüge pro Minute beträgt.Bleiben Sie mindestens 10 Minuten auf diesem Niveau, bevor Sie mit dem Scannen im Ruhezustand beginnen, um die Stabilität zu gewährleisten. Wenn die Physiologie stabil ist, erfassen Sie einen 15-Scheiben-EPI-Scan mit dem gleichen Slice-Offset wie die anatomische axiale Serie. Überprüfen Sie nach Abschluss jedes Ruhezustandsscans die Qualität mithilfe einer unabhängigen Komponentenanalyse, um die Daten in räumliche und zeitliche Komponenten zu zerlegen.Rufen Sie mindestens drei hochwertige Ruhezustandsscans ab. Wenn der Scanvorgang abgeschlossen ist, erhöhen Sie Isofluran auf 2% und stoppen Sie die subkutane Dexmedetomidin-Infusion. Entfernen Sie die Tierwiege aus der Magnetbohrung und bringen Sie das Tier in den Vorbereitungsraum zurück.Injizieren Sie 0,015 Milligramm pro Kilogramm der verdünnten Atipamezollösung mit einer 25-Gauge-Nadel in den Hinterbeinmuskel der Ratte. Legen Sie die Ratte wieder in den Hauskäfig auf ein Heizkissen und überwachen Sie, bis das Tier ambulant ist. Bewerten Sie anhand einer unabhängigen Komponentenanalyse die Stabilität nach jedem Ruhezustandsscan.Hier ist ein Beispiel für eine sehr hohe Stabilität dargestellt. Beachten Sie, dass die Komponenten räumlich eine hohe Regionalität aufweisen. Innerhalb des im mittleren Panel gezeigten Zeitverlaufs ist das Signal stabil und nicht vorhersehbar, was auf eine echte Gehirnaktivität hinweist.Das Leistungsspektrum an der Unterseite zeigt überwiegend tiefe Frequenzen. Hier ist eine Rauschkomponente aus demselben Scan dargestellt. Beachten Sie die Nichtregionalität, den Hochfrequenzzeitverlauf und den einzelnen Hochfrequenzpeak im Leistungsspektrum.Rauschkomponenten sollten während der Analyse nach dem Scan entrauscht werden. Schließlich stammt diese Komponente aus einem Scan, bei dem die Anästhesie nicht stabil war. Der angezeigte Zeitverlauf ist variabel und unregelmäßig.Wenn dies geschieht, sind Verbesserungen des Anästhesieprotokolls erforderlich, üblicherweise an der Decke des Nasenkegels und der Abfängerung von Abgasen. Die Stabilität des Tieres, sowohl physisch als auch physiologisch, ist der Schlüssel, um qualitativ hochwertige Ruhezustandsdaten zu erhalten. Es ist unerlässlich, dass das Tier die physiologischen Schwellenwerte erreicht, bevor es in die nächste Phase der Anästhesie übergeht.Nach dieser Überlebenstechnik kann die Ruhezustands-fMRT in Längsschnittstudien, in Verbindung mit experimentellen Manipulationen und zur Erforschung von Krankheitsmodellen verwendet werden. Die Kombination von niedrig dosiertem Isofluran mit Dexmedetomidin, die in diesem Protokoll verwendet wird, ermöglicht eine Vielzahl von präklinischen Studien für Forscher, die daran interessiert sind, das Nagetiergehirn in seinem Ruhezustand abbilden zu können.

acquisition-resting-state-functional-magnetic-resonance-imaging-data

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir haben eine Methode zur gleichzeitigen funktionellen Kernspintomographie und elektrophysiologischen Aufnahme in das Nagetier Gehirn entwickelt, eine Plattform für die Untersuchung der Beziehung zwischen neuronaler Aktivität und der Blutoxygenierung level dependent (BOLD) MRT-Signal.

Gleichzeitige fMRI und Elektrophysiologie in der Nager Gehirn

Quelle: Chiu, S., et al. Phasenkontrast-Magnetresonanztomographie in der Arteria carotis communis der Ratte. J. Vis. Exp. (2018). Dieses Video zeigt die Phasenkontrast-Magnetresonanztomographie (PC-MRT) zur Messung des Blutflusses in der Arteria carotis communis einer Ratte. Nachdem eine anästhesierte Ratte auf dem MRT-Bett gesichert und stabile physiologische Parameter sichergestellt wurden, wird die Arteria carotis communis gescannt, um in definierten Intervallen Bilder aufzunehmen. Aus...

 Phasenkontrast-Magnetresonanztomographie zur Beurteilung des Blutflusses in den Arterien einer Ratte

Quelle: Blanc, J., et al. Funktionelle Magnetresonanzspektroskopie bei 7 T im Rattenfasskortex während der Whisker-Aktivierung. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die Methode zur Analyse metabolischer Veränderungen im Rattenfasskortex mit Hilfe der funktionellen Magnetresonanzspektroskopie während der Whisker-Stimulation. Die Metabolitenspektren zu Studienbeginn werden mit stimulierten Spektren verglichen, um einen Laktatanstieg im Fasskortex zu detektieren und eine erfolgreiche neuronale...

Funktionelle Magnetresonanzspektroskopie des Rattenfasskortex während der Whisker-Stimulation

Die Positronen-Emissions-Tomographie für Kleintiere ermöglicht die Beurteilung der beiden Hauptenergiesubstrate des Gehirns: Glukose und Ketone. Bei dem vorliegenden Verfahren werden 11C-Acetoacetat und 18F-Fluordesoxyglukose nacheinander in jedes Tier injiziert, und ihre Aufnahme wird quantitativ in spezifischen Gehirnregionen gemessen, die aus den Magnetresonanzbildern bestimmt werden.

Ein duales Tracer-PET-MRT-Protokoll zur quantitativen Messung der Aufnahme regionaler Energiesubstrate im Gehirn bei der Ratte

Funktionelle Untersuchungen des Gehörs bei Säugetieren haben traditionell mit räumlich konzentriert Techniken wie elektrophysiologischen Ableitungen durchgeführt. Das folgende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Visualisierung von Großmuster hervorgerufen hämodynamischen Aktivität im auditorischen Kortex der Katze mit Hilfe der funktionellen Kernspintomographie.

Funktionelle Bildgebung Auditory Cortex bei erwachsenen Katzen mit Hochfeld-fMRI

Dieses Protokoll beschreibt eine Standardmethode für den Nagetieren gleichzeitigen funktionellen Magnetresonanztomographie und der tiefen Hirnstimulation. Die kombinierte Verwendung dieser experimentellen Werkzeuge ermöglicht die Erforschung des globalen abwärts Aktivität in Reaktion auf eine elektrische Stimulation an praktisch jeder Gehirnziel.

Deep Brain Stimulation mit gleichzeitiger fMRT in Nagetiere

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den Blutfluss in der Ratte gemeinsame Halsschlagader Messen mithilfe nicht-invasive Phase Kontrast Magnetresonanz-Bildgebung.

Phase Kontrast Magnetresonanz-Bildgebung in der Ratte gemeinsame Halsschlagader

Nach der Überprüfung durch Blut-Sauerstoff-Niveau-abhängigen funktionelle Magnetresonanztomographie (BOLD fMRT), die der entsprechenden somatosensorischen Fass Feld Kortex Bereich (genannt S1BF) korrekt aktiviert, die wichtigsten Ziel dieser Studie ist es, Laktat Inhalt zu quantifizieren Schwankungen in den aktivierten Ratte Gehirnen von lokalisierten Proton Magnetische Resonanzspektroskopie (1H-MRS) bei 7 T.

Funktionelle Magnet-Resonanz-Spektroskopie bei 7 T in der Ratte Barrel Cortex während der Whisker-Aktivierung

Magnetresonanztomographie (MRT) bei hemmungslosen wachwachen Hunden ist eine neue Methode mit mehreren Vorteilen gegenüber der Bildgebung mit physikalischer oder chemischer Zurückhaltung. Dieses Protokoll führt eine kostengünstige Trainingsmethode ein, die die Schulung in der MRT-Umgebung minimiert, was teuer sein kann, und den für die funktionelle MRT von Rohren verfügbaren Themenpool maximiert.

Trainingshunde für Wache, hemmungslose funktionelle Magnetresonanztomographie

Ein detailliertes neues Verfahren zur funktionellen Bildgebung von wachen, kopffixierten Ratten wird beschrieben.

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Die Erfassung von Daten der dynamischen Positronen-Emissions-Tomographie (PET) und die Rekonstruktion in Zeitrahmen ermöglicht die Analyse der metabolischen Hirnkonnektivität auf der Ebene eines einzelnen Probanden. Wir beschreiben eine Methode zur Erfassung von [18F]FDG-dynamischen PET-Daten des Rattengehirns und erhalten eine Konnektivitätsmatrix durch die Extraktion von Zeit-Aktivitäts-Kurven der interessierenden Volumina.

Untersuchung der metabolischen Konnektivität des Gehirns mit Hilfe der dynamischen Positronen-Emissions-Tomographie von 2-Desoxy-2-[18F]Fluoro-D-Glukose auf Einzelprobenebene

Erfahren Sie die rs-fMRI-Datenerfassung bei Ratten mit Isofluran und Dexmedetomidin für präklinische Neurowissenschaften. Dieses Protokoll ermöglicht hochwertige Bildgebung bei stabiler Physiologie.

Erfassung von funktionellen Magnetresonanztomographiedaten im Ruhezustand bei ratten

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