Vereinfachte Ganzkörperplethysmographie zur Charakterisierung der Lungenfunktion bei respiratorischer Melioidose

Die Verwendung der vereinfachten Ganzkörperplethysmographie kann helfen, den Zusammenhang zwischen Lungenfunktion und Krankheitsverlauf bei Versuchstieren zu beleuchten. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Fähigkeit, Atemwegsdaten von nicht zurückgehaltenen Tieren zu sammeln. Beginnen Sie mit der Systemeinrichtung, indem Sie die Abtastkammer über einen achtpoligen DIN-Stecker an einen Brückenverstärker und den Brückenverstärker an das Datenerfassungsgerät anschließen.

Schließen Sie das Datenerfassungsgerät an eine Stromversorgung und einen Computer mit physiologischer Datenanalysesoftware an. Wenn die Verbindung hergestellt ist, starten Sie die Software, um eine Schnittstelle zum Datenerfassungssystem herzustellen. Laden Sie das optionale Spirometriemodul in der Software herunter und gehen Sie zur Registerkarte Spirometrie, um die Standardgeräteeinstellungen von Liter pro Sekunde in Mikroliter pro Sekunde im Einstellungsfenster zu ändern.

Für die Kalibrierung des Systems erstellen Sie ein vierkanaliges Fenster innerhalb der Software. Stellen Sie in Kanal eins die Quelldaten auf 4.000 Datenpunkte pro Sekunde Abtastrate und einen Millivolt-Bereich ein. Kanal zwei ist der digitale Filter des Kanals eins, der einen Hochpassfilter mit einem Hertz Auto-Adjust-Filter verwendet.

Erstellen Sie Kanal drei auf der Registerkarte "Glättung" der Daten von Kanal zwei, indem Sie durchschnittlich 100 Samples verwenden. Und erstellen Sie Kanal vier im Spirometriefluss von Kanal drei Daten. Als nächstes richten Sie die Datenpad-Analyse von Kanal vier mit drei Spalten ein.

Wechseln Sie in Spalte eins zu Kanal vier Daten und Kommentare, um auf den vollständigen Kommentartext zuzugreifen. Richten Sie dann Spalte zwei und Kanal vier Daten und zyklische Messungen ein, um die durchschnittliche zyklische Frequenz auszuwählen Wählen Sie für die Daten der Spalte drei und des Kanals vier zyklische Messungen und die durchschnittliche zyklische Höhe aus. Stellen Sie die Bildrate in der unteren rechten Ecke der Diagrammanzeige auf 100 zu 1 ein und speichern Sie die Fensterkonfiguration als Vorlage für zukünftige Studien.

Wenn Sie fertig sind, schließen Sie den Probenkammerdeckel und befestigen Sie eine 25-Mikroliter-gasdichte Spritze am Köderschottanschluss. Passen Sie dann die Spritze mit einem Chaney-Adapter an, um mit dem Tiefenanschlag des Chaney-Adapters 20 Mikroliter Luft in die Spritze zu saugen. Um als nächstes die Pleth in der Software auf Null zu setzen, rufen Sie die Registerkarte Setup auf und wählen Sie alle Eingaben auf Null, bevor Sie eine Aufnahme starten.

Warten Sie während der Aufnahme, bis sich eine Basislinie stabilisiert hat, und drücken Sie dann den Spritzenkolben schnell und ziehen Sie ihn für 10 Wiederholungen zurück, um die Atmung des Probanden mit einem gemessenen 20-Mikroliter-Atemzug zu replizieren. Wenn Sie fertig sind, stoppen Sie die Aufzeichnung, indem Sie mit der rechten Maustaste auf den Anfang der nummerierten Pleth-Aufzeichnung klicken und die Identität der gemessenen Probe durch Klicken auf Kommentar hinzufügen kennzeichnen. Setzen Sie die Spritze zurück, stellen Sie den Eingang auf Null und wiederholen Sie die Aufzeichnungsmessungen von 20-Mikroliter-Impulsen zweimal.

Nachdem Sie alle Messungen in drei Aufnahmesitzungen durchgeführt haben, wählen Sie mit der Computermaus einen Teil der Atemfrequenz aus, der die künstlichen 20-Mikroliter-Atemzüge genau darstellt. Überprüfen Sie als Nächstes die Daten der Spalte drei für die durchschnittliche zyklische Höhe und berechnen Sie das durchschnittlich gemessene Atemvolumen aus den drei Aufnahmen. Öffnen Sie eine Mastervorlage, die wie zuvor beschrieben beschrieben wurde.

Als nächstes legen Sie eine bewusste 4 bis 12 Wochen große, weibliche, albino C57 schwarze 6J-Maus in die Probenahmekammer und verriegeln Sie den Deckel. Lösen Sie kurz die Köderschottkappe, um den atmosphärischen Druck in der Kammer auszugleichen, und ziehen Sie die Kappe wieder fest. Beachten Sie, dass sich das Subjekt nicht aktiv innerhalb der Probenahmekammer bewegt, bevor Sie alle Eingaben auf Null setzen und eine Aufzeichnung starten.

Beschriften Sie die Identität des Subjekts, indem Sie mit der rechten Maustaste auf den Anfang der nummerierten Pleth-Aufnahme klicken und auf Kommentar hinzufügen klicken. Bringen Sie dann die Maus in den Käfig zurück. Wählen Sie einen Teil der Atempleth aus, der die Atmung des Subjekts genau darstellt.

Im Datenpad-Modul werden Daten im Vorschau-Header angezeigt, der eine temporäre Anzeige der Atemfrequenz und des Atemvolumens ermöglicht. Die Datenvorschau kann über das Symbol zum Datenpad hinzufügen in das Datenpad aufgenommen werden. Messen Sie weiterhin die Parameter für eine Probandenmaus nacheinander und zeichnen Sie repräsentative Abschnitte der Atemfläche auf dem Datenpad auf.

Nach der Datenaufzeichnung exportieren Sie die Datenpaddaten nach Excel und berechnen das Minutenvolumen. Bei der klinischen Anwendung der Ganzkörperplethysmographie beeinflussen die eigene Körpertemperatur und Umgebungstemperatur sowie die Luftfeuchtigkeit die komplexen Atemberechnungen. In der Studie kontrolliert ein vereinfachter Ganzkörperplethysmographie- oder SWBP-Ansatz die Umgebungstemperatur und Feuchtigkeitsschwankung, und es wurde beobachtet, dass der Beitrag zu Temperatur und Feuchtigkeit des Wirts selbst die Genauigkeit der Atemmessungen eines 20-Mikroliter-Kalibriervolumens nicht signifikant beeinflusst.

Die Wirkung von inhalativen Anästhetika auf die Atmung von Mäusen wurde untersucht. Die Grundatmung vor der Anästhesie und die Atmung, während sich die Maus von der Narkose erholt, sind hier dargestellt. Die Behandlung mit dem bevorzugten Anästhetikum führte dazu, dass die Mäuse eine langsame Atemfrequenz mit einem großen Tidalluftvolumen zeigten.

Wenn sich die Mäuse von der Sedierung erholen, erhöhte sich die Atemfrequenz und das Atemvolumen nahm allmählich ab. In ähnlicher Weise stieg die Atemfrequenz stetig an, bis die Grundatmung auf 2 bis 2,5 Minuten nach der Entfernung aus der Narkose wiederhergestellt ist. Das Minutenvolumen folgte eng den Auswirkungen der Atemfrequenz, die 2,5 Minuten nach der Entfernung aus der Narkose das Ausgangsminutenvolumen erreichte.

Die Atemveränderungen während respiratorischer Melioidose-Infektionen wurden bei den Wirtsmäusen überwacht. Die Atemfrequenz und die gesamte inspirierte Luft der Mäuse nahmen am ersten Tag der Infektion rapide ab und blieben für den Rest des Krankheitsverlaufs niedrig. Im Gegensatz dazu fällt das Atemvolumen in den ersten 24 Stunden nicht steil ab, sondern nimmt bis zum dreitägigen Krankheitsverlauf stetig ab.

Diese Daten deuten darauf hin, dass das Atemvolumen eine biometrische Anzeige der Schwere der Atemwegserkrankung bei Mäusen liefern kann. Das Wichtigste, was Sie beim Ausführen dieses Verfahrens beachten sollten, ist, zu warten, bis sich die Maus nicht mehr bewegt, bevor Sie mit der Aufnahme beginnen. Manchmal müssen Sie Geduld haben, während eine neugierige Maus die Probenahmekammer erkundet.

Diese Technik wird den Weg ebnen, um zu untersuchen, wie bakterielle Mutanten während ihres veränderten Krankheitsprozesses unterschiedliche Auswirkungen auf die Lungenfunktion des Wirts zeigen und wie therapeutische Interventionen die Wiederherstellung der normalen Lungenfunktion bei infizierten Mäusen beschleunigen können.