Name: Absolute Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten durch Kapillarelektrophorese Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-13T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Lernen Sie die CE-ESI-MS-Methode zur absoluten Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten in Säugetierzellen. Diese schnelle und empfindliche Technik liefert strukturelle Informationen und ermöglicht neue Einblicke in zelluläre Signalwege.

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Dieses Projekt wurde vom Europäischen Forschungsrat (ERC) im Rahmen des Forschungs- und Innovationsprogramms Horizon 2020 der Europäischen Union gefördert (Finanzhilfevereinbarung Nr. 864246, an HJJ). DQ dankt der finanziellen Unterstützung durch das Brigitte-Schlieben-Lange-Programm. AS wird durch den MRC-Programmzuschuss MR/T028904/1 unterstützt.

1. Aufbau des CE-ESI-MS-Systems
<ol><li>Aufbau eines CE-ESI-MS-Systems, bestehend aus einem kommerziellen CE-System - und einem Triple-Quadrupol-Tandem-Massenspektrometer, ausgestattet mit einer Agilent Jet Stream (AJS) Elektrospray-Ionisationsquelle (ESI). Ein CE-ESI-MS-Sprühset und eine isokratische LC-Pumpe (Flüssigkeitschromatographie) sind erforderlich.</li>
	<li>Verbinden Sie den Mantelstrom-1:100-Splitter (im CE-MS-Sprühset enthalten) und den isokratischen LC-Pumpenauslass.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass sich die Durchstechflasche mit dem CE-Systemeinlass auf derselben Höhe wie die Sprühspitze des Massenanalysators befindet.</li>
	<li>Nutzen Sie die MassHunter Workstation (Version 10.1) oder eine vergleichbare MS-Software zur Steuerung des gesamten Systems sowie zur Datenerfassung und -analyse.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Puffer-, Kapillar- und CE-MS-Systems
<ol><li>CE-Laufpuffer vorbereiten: Stellen Sie den pH-Wert von 40 mM Ammoniumacetat mit Ammoniumhydroxid auf 9,0 ein. Ein 250-ml-Messkolben wird empfohlen. Filtern Sie die 250 mL Puffer mit 0,2 μm porengroßen Membranfiltern. Stellen Sie sicher, dass Sie nur ultrareines entionisiertes Wasser und MS-Reagenzien verwenden. HINWEIS: Dieser Puffer kann 2-3 Wochen oder mehrere Monate im Kühlschrank bei Raumtemperatur aufbewahrt werden.</li>
	<li>Hüllenflüssigkeit vorbereiten: Mischen Sie 100 ml Reinstwasser und 100 ml LC-MS-Isopropanol in einer 250-ml-Flasche. Wechseln Sie die Hüllenflüssigkeit mindestens einmal pro Woche. Fügen Sie der Hüllenflüssigkeit Massenreferenz hinzu, wenn Sie ein hochauflösendes Massenspektrometer verwenden.</li>
	<li>Mantelflüssigkeit installieren: Bei 5 ml/min für 5 min spülen und die Durchflussrate auf 1 mL/min einstellen (10 μL/min in das CE-MS-Sprühgerät). Der Pumpendruck wird bei ca. 180 bar liegen. Stellen Sie sicher, dass der Recyclingschlauch wieder in die Hüllenflüssigkeitsflasche integriert wird, um das Lösungsmittel wiederzuverwenden.</li>
	<li>Kapillare vorbereiten: Erwerben Sie eine CE-MS-Kapillare (50 μm i.d. und 365 μM o.d. mit einer Länge von 125 cm) mit einem UV-Detektionsfenster. Der Benutzer kann auch viel billigere Kieselsäurekapillaren von spezialisierten Händlern erhalten. Schneiden Sie eine Kapillare mit einer Länge von 100 cm. Schneiden Sie beide Kapillarenden mit einem Kapillarsäulenschneider mit einer rotierenden Diamanttrennscheibe richtig ab und entfernen Sie 2-3 cm Polyimidbeschichtung an beiden Enden mit einem Feuerzeug. Reinigen Sie die Kapillaroberfläche mit Isopropanol.</li>
	<li>Kapillare installieren: Passen Sie die Kapillare an die CE-MS-Kassette an. Klicken Sie auf die Schaltfläche Kassette wechseln und legen Sie die Kassette in das CE-Gerät ein. Das Einlassende der Kapillare ist etwa 2 mm niedriger als die Elektrode. Stellen Sie sicher, dass das Einlassende während des Injektionsvorgangs niedriger als die Probenoberfläche ist.</li>
	<li>Kapillare aktivieren: Vor dem ersten Gebrauch spülen Sie die Kapillare mit 1 M NaOH, gefolgt von Wasser für 10 min und CE-Laufpuffer für 15 min.</li>
	<li>Führen Sie das Kapillarende in die CE-MS-Spritze ein: Stecken Sie die Kapillare vorsichtig in die CE-MS-Spritze und stellen Sie sicher, dass das Kapillarende ca. 0,1 mm aus der Sprühspitze herausragt. Stellen Sie sicher, dass das Kapillarauslassende mit einer Lupe und der Einstellschraube im Sprühgerät präzise eingestellt wird. Führen Sie das Spritzgerät wieder in die Ionenquelle ein und vermeiden Sie es, die Einstellschraube zu berühren. Der MS befindet sich im Standby-Modus, wenn dieser Vorgang ausgeführt wird.</li>
	<li>ESI-Spray prüfen: Überprüfen Sie die Stabilität des ESI-Sprühgeräts im Full-Scan-Modus. Die Schwankung der Gesamtionenelektropherogramme muss innerhalb von 5% liegen.</li>
	<li>Führen Sie einen Testlauf mit InsP-Standards durch: Verwenden Sie eine Mischung aus 2 μM InsP3-InsP 8-Standards (angepasst durch quantitative 31P NMR 15,27) für Testläufe mit einer Injektion bei 50 mbar für 10 s (10 nL). Stellen Sie die detaillierten ESI- und MS-Parameter ein, wie in Tabelle 1 dargestellt. Der CE-Strom beträgt ca. 26 μA. Die Spitzenbreite beträgt ca. 0,4-0,5 min. Stellen Sie sicher, dass das Signal-Rausch-Verhältnis mindestens 400 erreicht.</li>
</ol>3. Extraktion löslicher Inositolphosphate aus Säugetierzellen
HINWEIS: HCT116NIH-Zellen waren ein freundliches Geschenk von Stephen Shears28. HCT116UCL-Zellen stammten aus Saiardis Labor26.
<ol><li>Säen von Zellen<ol><li>Kultur HCT116NIH - oder HCT116UCL-Zellen in T75-Kolben bei 37 °C in einerCO2-Atmosphäre mit 5% hoher Luftfeuchtigkeit (im Folgenden als Standardbedingungen bezeichnet) in Dulbeccos modifiziertem Adlermedium (DMEM), ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum (FBS).</li>
		<li>Die HCT116NIH - und HCT116UCL-Stammkulturen werden mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) (5 ml) gewaschen und die Zellen mit Trypsin-Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) (3 ml, 0,25%) unter Standardbedingungen inkubiert, bis sie vollständig abgelöst sind. Löschen Sie die Trypsinaktivität durch Zugabe von Medium (7 ml), sammeln Sie die Zellen in einem Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren (200 x g, 3 min).</li>
		<li>Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in Medium (10 ml). Zählen Sie die Zellen und bestimmen Sie die Lebensfähigkeit durch Trypanblau-Ausschluss.</li>
		<li>Die Zellen (6 Millionen HCT116-Zellen pro Assay) werden in eine 150-mm-Schale gesät und insgesamt 20 ml Zellkulturmedium eingestellt. Mischen Sie das Medium und die Zellen vor der Aussaat in einem Zentrifugenröhrchen, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen in der Schale zu erreichen. Bereiten Sie eine parallele Schale vor, wenn eine Normalisierung nach Zellenzahl erforderlich ist.</li>
		<li>Kultur der Zellen unter Standardbedingungen für 72 h. Die Zellen erreichen etwa 80% -90% Konfluenz.</li>
	</ol></li>
	<li>Modulation des Inositolphosphatgehalts mit NaF und Zellernte<ol><li>NaF-Behandlung: NaF (10 mM) 1 h vor der Ernte in das Medium geben. Mischen Sie das Medium, indem Sie die Platte schwenken / pipettieren und die Zellen unter Standardbedingungen 60 Minuten lang inkubieren.</li>
		<li>Entfernen Sie nach der NaF-Behandlung das Medium aus den Zellen und legen Sie die Zellen auf Eis.</li>
		<li>Waschen Sie die Zellen zweimal mit PBS (5 ml, 4 °C) und entfernen Sie das PBS vollständig aus der Schale.</li>
		<li>Perchlorsäure (PA) zugeben (1 ml, 1 M, 4 °C). Stellen Sie sicher, dass Sie die gesamte Oberfläche mit PA bedecken (die Zellen werden weiß, wenn Proteine ausfallen). Die Zellen 10 min auf einem Kipptisch bei 4 °C inkubieren.</li>
		<li>Sammeln Sie PA in einem Zentrifugenröhrchen und entfernen Sie die kontaminierenden Ablagerungen durch Zentrifugieren (17.000 x g, 5 min, 4 °C). Fügen Sie den Überstand zu den vorbereitetenTiO2-Perlen hinzu, um InsPs herunterzuziehen.</li>
		<li>Die Aufgussschale nach der Extraktion zweimal mit PBS (5 ml, r.t.) zur Entsäuerung waschen; Entfernen Sie PBS vollständig aus der Schale.</li>
		<li>Lösen Sie die Proteine auf der Platte durch Zugabe von Zelllysepuffer (1,5 ml, r.t.; 0,1% Natriumdodecylsulfat [SDS] in 0,1 M NaOH). Inkubieren Sie die Schale für 15 min auf einem Kipptisch bei r.t. Das Zelllysat in ein Zentrifugenröhrchen überführen und zentrifugieren (17.000 x g, 5 min, 4 °C). Lagern Sie den Überstand bei -80 °C, bis die Proteinkonzentration über den DC-Proteinassay unter Verwendung von Rinderserumalbumin als Kalibrierstandard bestimmt ist (normalerweise enthält eine 150-mm-Schale etwa 10 mg Proteine).</li>
		<li>Bestimmung der Zellzahlen aus parallelen Schalen: Die Zellen der Parallelschale werden wie in Schritt 3.1.2 beschrieben über Trypsin entnommen (5 ml Trypsin-EDTA für die 150-mm-Schale verwenden) und das Medium entfernen. Resuspendieren Sie das Zellpellet in PBS (5 ml), mischen Sie es richtig und zählen Sie die Zellen. Führen Sie diesen Schritt direkt vor der Ernte durch direktes Abschrecken durch, um repräsentative Zellzahlen zu erhalten. Messen Sie zusätzlich das Volumen der Zellen mit einer geeigneten Methode (z. B. mit einer Multisizer-Maschine).</li>
	</ol></li>
	<li>TiO2-Anreicherung von Inositolphosphaten HINWEIS: Um eine saure Zersetzung phosphorylierter Verbindungen zu vermeiden, führen Sie alle Anreicherungsschritte bis zur Elution auf Eis durch und kühlen Sie alle Reagenzien auf 4 °C ab. Halten Sie die Zeit für die Extraktion auf ein Minimum (1,5-2 h). Führen Sie alle Extraktionsschritte mit 1 M PA durch.<ol><li>Zubereitung der Kügelchen: TiO2 Perlen (5 mg pro Probe) mitddH2O (1 ml)und Zentrifuge (3.500 x g, 1 min, 4 °C) waschen. ddH2Oentfernen und die Perlen mit PA (1 ml) waschen. PA durch Zentrifugation entfernen (3.500 x g, 1 min, 4 °C). Resuspendieren Sie die Beads in PA (50 μL pro Probe).</li>
		<li>Der Überstand, der phosphorylierte Verbindungen enthält (vgl. Abschnitt 3.2, Schritt 3.2.5), wird in die Kugelsuspension, den Wirbel gegeben und die Probe dann 20 min bei 4 °C gedreht.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Probe (3.500 x g, 1 min, 4 °C) und verwerfen Sie den Überstand. Die Perlen mit PA (500 μL) und Zentrifuge (3.500 x g, 1 min, 4 °C) waschen. Entsorgen Sie den Überstand und wiederholen Sie den Waschschritt.</li>
		<li>NH4OH (200 μL, 3%) zu den Perlen geben und resuspendieren. Drehen Sie die Probe für 5 min bei r.t.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Probe (3.500 x g, 1 min) und überführen Sie den Überstand in ein neues Zentrifugenröhrchen.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Elutionsschritte 3.3.4 und 3.3.5 und kombinieren Sie die Eluenten. Verwerfen Sie die Perlen.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die kombinierten Eluenten (17.000 x g, 1 min, 4 °C), um unlösliche Rückstände zu entfernen.</li>
		<li>Trocknen Sie den Überstand unter Vakuumverdampfung (70 min, 60 °C, V-AQ) vollständig ab. ddH2O (50 μL) zu den getrockneten Extrakten geben, die InsPs enthalten. Wirbel, um die Probe zu mischen, bis sie vollständig aufgelöst ist. Lagern Sie die Probe bei -20 °C bis zur CE-ESI-MS-Analyse.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Durchführung der CE-ESI-MS-Läufe
<ol><li>Es wird eine Mischung interner Standards hergestellt, die 40 μM [13 C 6]1,5-(PP)2-InsP 4, 80 μM [13 C 6]5-PP-InsP 5, 80 μM [13 C 6]1-PP-InsP 5, 400 μM [13 C 6]InsP 6 und 400 μM [13C 6]Ins(1,3,4,5,6)P 5 enthalten. Bestimmung der Konzentrationen von SIL IS-Lösungen mittels quantitativer 31P und 1H NMR mit Hilfe eines zertifizierten Referenzstandards, d.h. Phosphosesigsäure. HINWEIS: Alle oben genannten SIL-internen Standards (IS) mit Reinheiten von mehr als 96% wurden von der Fiedler-Gruppe15,27 synthetisiert und bereitgestellt. Wie bei Nukleotiden könnten diese IS viele Kristallwassermoleküle und verschiedene Gegenionen tragen. Anstatt die Substanz zu wiegen und die Konzentration zu berechnen, wird die Konzentrationsbestimmung von 13C6 Standardlösungen mittels quantitativer 31P NMR empfohlen.</li>
	<li>Mischen Sie 10 μL der Probe mit 0,5 μL interner Standardmischung in einer CE-Probendurchstechflasche. 2 μM [13 C 6]1,5-(PP)2-InsP 4, 4 μM [13 C 6]5-PP-InsP 5, 4 μM [13 C 6]1-PP-InsP 5, 20 μM [13 C 6]InsP 6 und 20 μM [13 C 6]Ins(1,3,4,5,6)P 5 sind die Endkonzentrationen in den Proben.</li>
	<li>Wenn Sie das Nachschubsystem verwenden, klicken Sie auf die Schaltfläche Flasche wechseln , legen Sie den vorbereiteten 250 ml CE-Laufpuffer in die Elektrolytflasche und klicken Sie auf Saubere Röhrchen. Bewahren Sie die Nachschubnadel in einer Wasserdurchstechflasche auf.</li>
	<li>Legen Sie ESI- und MS-Parameter fest, wie in Tabelle 1 dargestellt. Optimieren Sie die Quellparameter mit einem Source Optimizer mit einer Mischung aus Inositolpolyphosphat-Standards. Erhalten Sie die Einstellungen für die Mehrfachreaktionsüberwachung (MRM) mit Masshunter Optimizer mit allen Standards. Passen Sie die ESI- und MS/MS-Einstellungen für verschiedene Instrumente an.</li>
	<li>Führen Sie einen Lauf für die InsP-Extrakte durch, und überprüfen Sie das Ergebnis (Abbildung 2). Legen Sie eine Reihenfolge fest, wenn mehr Samples vorhanden sind.</li>
	<li>Lassen Sie den MS nach den Messungen im Standby-Modus sein. Schalten Sie die LC-Pumpe nicht aus. Der Fluss der Mantelflüssigkeit schützt die Sprühnadel. Ersetzen Sie das CE-ESI-MS Sprühgerät durch ein LC-ESI-MS Sprühgerät, wenn keine Mantelflüssigkeit zugeführt wird.</li>
</ol>5. Datenanalyse
<ol><li>Öffnen Sie die Software Quantitative Analysis (für QQQ) und erstellen Sie eine Charge für alle Proben.</li>
	<li>Erstellen Sie eine neue Methode aus den erfassten MRM-Daten. Setzen Sie die [13C6]InsPs als interne Standards - (ISTD). Überprüfen Sie das MRM-Compound-Setup, das Retentionszeit-Setup, das ISTD-Setup, das Konzentrations-Setup und das Qualifier-Setup. Übergeben Sie die Validierung und beenden Sie, um die Methode auf den aktuellen Batch anzuwenden. Speichern Sie die Methode.</li>
	<li>Überprüfen Sie, ob jeder Peak in der Charge ordnungsgemäß integriert ist. Andernfalls integrieren Sie den Peak manuell.</li>
	<li>Exportieren Sie die Ergebnisse in eine Tabelle. Führen Sie die Quantifizierung von Inositol(pyro)phosphaten durch, indem Sie die Peakantwort des Analyten mit der jeweiligen Peakantwort von SIL IS mit bekannten Konzentrationen vergleichen. Theoretische und experimentelle Kalibrierkurven sind in Tabelle 2 für 5-PP-InsP 5, InsP6 und Ins(1,3,4,5,6)P5 mit dem linearen Bereich dargestellt. HINWEIS: Die Voraussetzung für die Anwendung der theoretischen Kalibrierkurve ist die Verwendung eines qualitativ hochwertigen Isotopenmusters von Zielanalyten mit glaubwürdiger Konzentration. Bewerten Sie den linearen Bereich. Eine Kalibrierkurve ist für die absolute Quantifizierung unerlässlich, wenn die vollständige Erfassung der oben genannten Isotopennormale nicht praktikabel ist.</li>
	<li>Berechnen Sie mit der gemessenen Konzentration in der InsP-Extraktlösung und deren Volumen die absoluten Mengen. Normalisieren Sie außerdem die Menge durch Zellzahl oder Proteingehalt. Berechnen Sie die Zellkonzentration basierend auf der Zellzahl und dem durchschnittlichen Zellvolumen von HCT116 (1,68 fL).</li>
</ol>

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<li>Ito, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrophilic+interaction+liquid+chromatography-tandem+mass+spectrometry+for+the+quantitative+analysis+of+mammalian-derived+inositol+poly%2Fpyrophosphates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+chromatography.+A%22%5BJournal%5D)">Hydrophilic interaction liquid chromatography-tandem mass spectrometry for the quantitative analysis of mammalian-derived inositol poly/pyrophosphates.</a> Journal of chromatography. A. 1573, 87-97 (2018).</li>
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</ol>

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Hier wird eine praktische und empfindliche Methode zur Quantifizierung hochgeladener Inositolpyrophosphate in Säugetierzellen vorgestellt. Durch die Kombination dieses Analyseansatzes mit der aktuellen InsP-Extraktion mit Perchlorsäure und anschließender Anreicherung mit TiO2 bietet die CE-ESI-MS-Analyse beispiellose Vorteile. In Bezug auf Durchsatz, Empfindlichkeit, Stabilität, absolute Quantifizierung, Isomerenidentifizierung und Matrixabhängigkeit hebt sich diese Methode von anderen Ansätzen ab. Dieses Protokoll ist auf Säugetierzellen anwendbar, aber tatsächlich gelingt diese Strategie in vielen verschiedenen Proben (z. B. Hefe, Pflanzen, Parasiten, Mausgewebe usw.).
Das angewandte Extraktionsprotokoll gewinnt PP-InsPs und InsP6 vollständig aus Säugetierzellextrakten16,19 zurück. Es wird auch viele andere anionische Metaboliten extrahieren, insbesondere phosphathaltige Spezies, z. B. Zuckerphosphate und Nukleotide. Eine Bewertung der Rückgewinnung und Zersetzung für die Analyten des Anwenders mit diesem Protokoll wäre notwendig.
Im Allgemeinen läuft das CE-ESI-MS-System reibungslos und kann mit diesem Protokoll etwa 200 Proben pro Woche aufnehmen. Im Gegensatz zur HPLC galt CE jedoch lange Zeit als Methode für Experten und Spezialisten, was ihren Markt und ihre Anwendung einschränkte. So fehlt ein CE-ESI-MS-Gerät in analytischen Fakultäten in der Regel. Personen, die eine CE-ESI-MS-Analyse durchführen möchten, haben wahrscheinlich keine CE-Erfahrung und verbringen mehr Zeit mit der Fehlerbehebung. Hier werden die kritischen Schritte hervorgehoben. An erster Stelle steht die Qualität des Kapillarschnitts. Die Empfindlichkeit und Stabilität des ESI-Sprays beruht meist auf einem erstklassigen Kapillarschnitt. Zweitens sollte das Kapillarauslassende genau 0,1 mm aus der Sprühgerätespitze entfernt sein. Die Sprühnadel und die CE-Kapillare sollten in axialer Richtung sein. Die Qualität des ESI-Sprays ist entscheidend für die Quantifizierung; Es sollten technische Läufe durchgeführt werden, um die Wiederholbarkeit zu bewerten. 
Mit dem beschriebenen Protokoll liegt die Bestimmungsgrenze (LOQ) für PP-InsPs bei 40 nM bei einer Injektion bei 50 mbar für 10 s (10 nL). Es gibt mehrere Ansätze, um die Methodensensitivität weiter zu erhöhen. Erstens führt eine Injektion bei 100 mbar für 20 s (40 nL) immer noch zu einer guten Peakform und ausreichender Auflösung für die Regioisomere 5-PP-InsP 5 und 1-PP-InsP5. Zweitens können InsP-Extrakte in einer kleineren Menge Wasser gelöst werden. Drittens könnte die Verweilzeit erhöht werden, wenn weniger MRM-Übergänge für die Quantifizierung verwendet werden. Darüber hinaus würde eine CE-MS-Ionenquelle mit extrem niedrigem Mantelflüssigkeitsfluss die Empfindlichkeit signifikant erhöhen.
Der CE-Laufpuffer mit pH 9 bietet die beste Auflösung zwischen InsP 6-InsP 8. Wenn der pH-Wert auf 9,7 erhöht wird, verbessert sich die Auflösung unter InsP3-InsP 6 signifikant. Aufgrund der hervorragenden Auflösung empfiehlt sich eine kürzere Kapillarlänge von 72 cm, um den Durchsatz weiter zu erhöhen. Außerdem verringert eine höhere CE-Kassettentemperatur bei 40 °C die Viskosität des wässrigen elektrophoretischen Puffers und beschleunigt ihre Bewegung unter EOF. Entsprechend den unterschiedlichen Forschungsanforderungen können Modifikationen dieser Methode die Analyse von InsPs und PP-InsPs weiter erleichtern. Daher haben die beschriebenen CE-ESI-MS-Protokolle das Potenzial, neue Forschungswege in dieser facettenreichen Familie von Signalmolekülen zu eröffnen.

Seit der ersten Entdeckung von myo-Inositolpyrophosphaten (PP-InsPs) im Jahr 19931,2 wurden bedeutende Fortschritte bei der Aufklärung ihrer Biosynthese, ihres Umsatzes und ihrer Funktionen erzielt3. Inositolpyrophosphate kommen ubiquitär in eukaryotischen Zellenvor 4 und dienen als metabolische Signalmoleküle, die kritisch an z. B. Phosphathomöostase5,6, Insulinsensitivität7, Kalziumoszillationen8,9, vesikulärem Transport10, Apoptose 11, DNA-Reparatur12, Immunsignalisierung13 beteiligt sind und andere. Die Fülle wichtiger Prozesse unter der Kontrolle von Inositolpyrophosphaten erfordert ein tieferes Verständnis ihrer zellulären Abundanz, Fluktuation und Lokalisation.
Obwohl InsPs und PP-InsPs disziplinübergreifend Aufmerksamkeit erregten, wird die Analyse ihrer Häufigkeit routinemäßig mit einer in den 80er Jahren entwickelten Methode durchgeführt, die aus der Markierung von Zellen mit tritiiertem Inositol besteht, wobei die extrahierten PP-InsPs durch starke Anionenaustauschchromatographie Sax-HPLC mit anschließender Szintillationszählung aufgelöst werden. Neuere Methoden, die auf Massenspektrometrie basieren, stehen noch vor großen Herausforderungen: Inositolpyrophosphate mit bis zu acht Phosphateinheiten beherbergen Phosphatester und Anhydride, was zu einer signifikanten negativen Ladung und einem möglichen Phosphatverlust während der Ionisation führt. Es gibt vier Haupttypen von PP-InsPs bei Säugetieren (Abbildung 1): 1,5-(PP)2-InsP 4 (oder 1,5-InsP8), 5-PP-InsP 5 (oder 5-InsP 7), 1-PP-InsP 5 (oder 1-InsP7) und 5-PP-Ins(1,3,4,6)P 4 (oder5-PP-InsP 4)3,14. Die physiologischen Konzentrationen von PP-InsPs liegen typischerweise im nano- bis niedrigen mikromolaren Bereich, wobei 5-PP-InsP 5 mit Zellkonzentrationen von 0,5 - 5 μM am häufigsten vorkommt. Es wird angenommen, dass 1,5-(PP)2-InsP 4 und 1-PP-InsP 5 bis zu etwa 10% des 5-PP-InsP 5-Pools ausmachen und in vielen Zellen schwer zu verfolgensind 15. 5-PP-InsP4 mit einer freien OH-Gruppe ist noch geringer und wird in der Regel erst nachweisbar, wenn Phosphathydrolasen mit Natriumfluorid (NaF)16 gehemmt werden.
Die hohe Ladungsdichte von PP-InsPs erschwert ihre Trennung, und das Auftreten von PP-InsP-Regioisomeren erschwert diese Bemühungen zusätzlich. Infolgedessen stützten sich die meisten Experimente auf die Quantifizierung durch metabolische radioaktive Markierung von Zellen unter Verwendung von [3H]-Inositol, da der Hintergrund aus der Matrix ausgeschlossen ist und eine hohe Empfindlichkeit erreicht wird17,18. Diese Methode ist jedoch kostspielig, zeitaufwendig und ermöglicht es nicht, verwandte PP-InsP-Regioisomere richtig zu unterscheiden. Darüber hinaus berücksichtigt die [3H]-Inositol-Markierung nicht die endogene Inositolsynthese aus Glukose. Eine auf Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE) basierende Methode ist eine weit verbreitete kostengünstige Alternative, aber in ihrer Empfindlichkeit begrenzt 19,20,21,22. Andere Ansätze zur Vermeidung der radioaktiven Markierung wurden veröffentlicht, darunter die Ionenchromatographie, gefolgt von der UV-Detektion nach der Säulen23, der hydrophilen Interaktionschromatographie (HILIC)24 oder dem schwachen Anionenaustausch (WAX) in Verbindung mit Massenspektrometrie (MS)25. Sie sind jedoch (noch) nicht auf Augenhöhe mit dem klassischen [3H]-Inositol SAX-HPLC-Protokoll.
Vor kurzem wurde die Kapillarelektrophorese-Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie (CE-ESI-MS) als transformative Strategie für die Analyse des InsPs- und PP-InsPs-Stoffwechsels eingeführt, die alle oben genannten Anforderungen erfüllt16. In Kombination mit der aktuellen State-of-the-Art-InsP-Extraktion durch Perchlorsäure und anschließender Anreicherung mit Titandioxidperlen26 gelang CE-ESI-MS in jedem bisher getesteten Organismus, von Hefe über Pflanzen bis hin zu Säugetieren. Die gleichzeitige Profilierung von InsPs und PP-InsPs, einschließlich aller möglichen Regioisomere, war problemlos möglich. Stabile isotopenmarkierte (SIL) interne Standards ermöglichten eine schnelle und präzise absolute Quantifizierung, unabhängig von Matrixeffekten. Da MS isotopische Massenunterschiede erfassen kann, kann CE-ESI-MS auch zur Untersuchung kompartimentierter zellulärer Synthesewege von InsPs und PP-InsPs angewendet werden, z. B. durch Fütterung von Zellen mit [13 C 6]-myo-Inositol oder [13C6]-D-Glucose.
Hier ist ein detailliertes Schritt-für-Schritt-Protokoll für die absolute Quantifizierung von PP-InsPs und InsPs aus Säugetierzellen mittels CE-ESI-MS beschrieben. Neben dem Hauptisomer 5-PP-InsP 5 werden in dieser Studie trotz ihrer geringeren Häufigkeit auch 1,5-(PP)2-InsP 4 und 1-PP-InsP5 quantifiziert. Zwei HCT116-Zelllinien aus verschiedenen Laboratorien (NIH, UCL) werden untersucht, und es wurde bestätigt, dass HCT116-UCL-Zellen 7-fach höhere Konzentrationen von 1,5-(PP)2-InsP 4 enthalten als in HCT116NIH, während 5-PP-InsP5-Konzentrationen vergleichbar sind. Darüber hinaus ist die 1-PP-InsP5-Synthese in HCT116UCL nicht signifikant erhöht. Auch die Erhöhung der PP-InsP-Spiegel durch Blockierung ihrer Dephosphorylierung mit Natriumfluorid wird quantitativ untersucht.

<table><tbody><tr><td>Materialien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen</td><td>Greiner Bio-One</td><td></td> <td>616201-15</td></tr> <tr><td>cm Gewebekulturschalen</td><td>Thermo Fisher</td> <td>168381-2,0</td><td></td></tr> <tr><td>mL Mikrozentrifugenröhrchen</td><td>Greiner Bio-One</td> <td>623201-50</td><td></td></tr> <tr><td>mL Zentrifugenröhrchen</td><td>Greiner Bio-One</td><td></td><td></td></tr><tr><td>227261-96-Well-Platten</td><td>Thermo Fisher</td><td>260836</td><td>für den DC-Protein-Assay</td></tr><tr><td>CE-Quarzglas-Kapillare</td><td>CS Chromatographie</td><td>105180</td><td>50 & micro; M i.d. 360 & Mikro; M o.d.</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td>Starlab</td><td>I1054-0001, S1111-6701, S1113-1700, S1111-3700</td><td>10 mL, 1000 & Mikro; L, 200 & Mikro; L, 10 & Mikro; L Pipettenspitzen</td></tr><tr><td>Serologische Pipetten</td><td>TPP</td><td>94550, 94525, 94010, 94005</td><td>50 mL, 25, mL, 10 mL, 5 mL serologische Pipetten</td></tr><tr><td>T75 Kolben</td><td>TPP</td><td>90076</td><td>-</td></tr><tr><td>Chemikalien und Reagenzien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>AppliChem</td><td>A6829,0500</td><td>Natriumhydroxid-Pellets für die Molekularbiologie, zur Vorbereitung von Lysepuffer</td></tr><tr><td>0,25 % Trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td></td> <td>25200056-Ammoniumacetat</td></tr> <tr><td></td><td>Thermo</td><td>Fisher 1677373</td><td>HPLC-Qualität</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Thermo Fisher</td><td>23209</td><td>Albumin Standard (2,0 mg/ml) für die Standardkurvenvorbereitung</td></tr><tr><td>DC-Protein-Assay</td><td>Biorad</td><td>5000116</td><td>DC Protein Assay Reagenzien Paket</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>41966029</td><td>hoher Glukosegehalt, Pyruvat</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>10270106, 10500064 (hitzeinaktiviert)</td><td>10270106 für HCT116UCL, 10500064 für HCT116NIH</td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Carl Roth</td><td>AE73.2</td><td>99,95 % LC-MS-Qualität</td></tr><tr><td>NH4OH, 10 %</td><td>Carl Roth</td><td>6756.1</td><td>zur Herstellung von 3 % NH4OH</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td></td> <td>10010015-Perchlorsäure</td></tr><tr><td>, 70%</td><td>Carl Roth</td><td>9216.1</td><td>zur Herstellung von 1 M Perchlorsäure</td></tr><tr><td>SDS</td><td>SERVA</td><td>20760.02</td><td>zur Herstellung von Zelllysepuffer</td></tr><tr><td>Natriumfluorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7920-TiO</td><td></td></tr><tr><td>2 Kügelchen</td><td>GL Sciences</td><td>5020-75000</td><td>5 &micro; m Partikelgröße</td></tr><tr><td>Trypanblau-Lösung</td><td>Gibco</td><td>15250061</td><td>Trypanblau-Fleck (0,4%)</td></tr><tr><td>Reinstwasser (Typ 1)</td><td>Milli-Q</td><td>ZRQSVP3WW</td><td>Modell: Direct-Q 3 UV-Wasseraufbereitungssystem</td></tr><tr><td>Ausrüstung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysenwaage</td><td>Mettler Toledo</td><td>30105893</td><td>Modell: XPE26; zum Wiegen von Kügelchen ( 5-6 mg pro Probe)</td></tr><tr><td>Automatisierter Zellzähler</td><td>Logos Biosystems</td><td>L40002</td><td>Modell: LUNA-II Automatisierter Zellzähler</td></tr><tr><td>Tischzentrifuge</td><td>Hettich</td><td>1401</td><td>Modell: UNIVERSAL 320</td></tr><tr><td>Tischzentrifuge mit Kühlung</td><td>VWR</td><td>521-1647P</td><td>Modell: Microstar 17R</td></tr><tr><td>CE System</td><td>Agilent</td><td>G7100A-CE</td><td></td></tr><tr><td>/MS Adapter</td><td>Kit Agilent</td><td>G1603A-CE</td><td></td></tr><tr><td>/MS Sprayer Kit</td><td>Agilent</td><td>G1607A-Objektträger</td><td></td></tr> <tr><td>zur Zellzählung</td><td>Logos Biosystems</td><td>L12001</td><td>LUNA Objektträger zur Zellzählung</td></tr><tr><td>Zentrifugalverdampfer</td><td>Eppendorf</td><td>5305000304</td><td>Modell: Konzentrator plus Komplettsystem</td></tr><tr><td>ESI-Quelle</td><td>Agilent</td><td>AJS ESI-Super</td><td></td></tr> <tr><td>Support Film</td><td>Nisshin EM Co. Ltd, Tokyo</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>Befeuchteter Inkubator</td><td>Binder</td><td>9040-0088</td><td>Modell: CB E6.1, für die Kultivierung von Säugetierzellen</td></tr><tr><td>Eisbox</td><td></td> <td>-</td> <td>sollte genügend Platz für Proben, Schalen usw. bieten.</td></tr><tr><td>Isokratisches LC-System</td><td>Agilent</td><td>G7110B 1260 Iso Pumpe</td><td>Modell: Infinity II Quartäres System</td></tr><tr><td>MSD</td><td>Agilent</td><td>G6495C</td><td>Triple Quadrupol</td></tr><tr><td>Multiplate Reader</td><td>Tecan</td><td>30086375</td><td>Modell: SPARK 10 M</td></tr><tr><td>Pipettenfüller</td><td>Thermo Fisher</td><td>10072332</td><td>für serologische Pipetten</td></tr><tr><td>Pipetten</td><td>Marke</td><td>705884, 705880, 705878, 705872, 705870</td><td>diverse Pipetten</td></tr><tr><td>Rotator</td><td>Labnet</td><td>H5500</td><td>Modell: Mini LabRoller Rotator</td></tr><tr><td>Shortix Kapillarsäulenschneider</td><td>SGT</td><td>S0020-Reagenzglasschüttler</td><td></td></tr> <tr><td>(Wirbelmischer)</td><td>Carl Roth</td><td>HXH6.1</td><td>Modell: Rotilabo-Mini Vortex</td></tr><tr><td>Kipptisch</td><td>Labnet</td><td>S0600</td><td>Modell: EDURO MiniMix Nutiermischer</td></tr><tr><td>Wasserbad</td><td>Thermo Fisher</td><td>FSGPD05</td><td>Modell: Isotemp GPD 05</td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MassHunter Workstation</td><td>Agilent</td><td>Version 10.1-MassHunter</td><td></td></tr> <tr><td>Workstation LC/MS Datenerfassung</td><td>Agilent</td><td>Version 10.1-MassHunter</td><td></td></tr> <tr><td>Workstation Optimizer</td><td></td><td>Agilent Version 10.1</td><td>-</td></tr><tr><td>MassHunter Workstation Qualitative Analyse</td><td>Agilent</td><td>Version 10.0-QQQ</td><td></td></tr> <tr><td>Quantitaion Analysis</td><td>Agilent</td><td>Version 10.1</td><td>-</td></tr></tbody></table>

absolute quantifizierung von inositolpyrophosphaten durch kapillarelektrophorese elektrospray-ionisations-massenspektrometrie

Absolute Quantitation of Inositol Pyrophosphates by Capillary Electrophoresis Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Inositolpyrophosphate (PP-InsPs) sind eine wichtige Gruppe intrazellulärer Signalmoleküle. Abgeleitet von Inositolphosphaten (InsPs) weisen diese Moleküle das Vorhandensein mindestens einer energetischen Pyrophosphateinheit auf dem myo-Inositolring auf. Sie existieren ubiquitär in Eukaryoten und fungieren als metabolische Botenstoffe, die die Phosphathomöostase, die Insulinsensitivität und die zelluläre Energieladung überwachen. Aufgrund des Fehlens eines Chromophors in diesen Metaboliten, einer sehr hohen Ladungsdichte und geringen Häufigkeit erfordert ihre Analyse radioaktiven Tracer und ist daher kompliziert und teuer. Hier präsentiert die Studie ein detailliertes Protokoll zur Durchführung einer absoluten und Hochdurchsatzquantifizierung von Inositolpyrophosphaten aus Säugetierzellen mittels Kapillarelektrophorese-Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie (CE-ESI-MS). Diese Methode ermöglicht die sensitive Profilierung aller biologisch relevanten PP-InsPs-Spezies in Säugetierzellen und ermöglicht so die Baseline-Trennung von Regioisomeren. Absolute zelluläre Konzentrationen von PP-InsPs, einschließlich kleinerer Isomere, und die Überwachung ihrer zeitlichen Veränderungen in HCT116-Zellen unter verschiedenen experimentellen Bedingungen werden vorgestellt.

Die hier gezeigten Ergebnisse sollen das Potenzial der CE-ESI-MS-Analyse verdeutlichen. Die gemeldeten Zahlen beschreiben einen technisch einwandfreien CE-ESI-MS-Lauf. Zunächst wird eine Mischung aus Inositolpyrophosphat-Standards (Abbildung 1) und einem Säugetierzellextrakt (Abbildung 2) vorgestellt. Zweitens wird ein Vergleich von zwei HCT116-Zelllinien (Abbildung 3) und NaF-behandelten HCT116-Zellen (Abbildung 4) bereitgestellt.
Extrahierte Ionenelektropherogramme (EIEs) von Inositol (pyro)phosphat-Standards in einer Konzentration von 2 μM sind in Abbildung 1 dargestellt. Der Metabolismus von Inositolpyrophosphaten in Säugetieren mit ihren vereinfachten Strukturen wird eingefügt. Die vier Inositolpyrophosphate in Säugetieren, 1,5-(PP)2-InsP 4, 5-PP-InsP 5, 1-PP-InsP 5 und5-PP-Ins(1,3,4,6)P4 werden mit dem beschriebenen Verfahren gut unterschieden. Ein CE-ESI-MS-Lauf von HCT116UCL ist in Abbildung 2 dargestellt. Mit Hilfe von SIL-internen Standards (Stable Isotope-Labeled) kann eine absolute Quantifizierung leicht erreicht werden, indem die Signalantwort mit dem eingespeisten SIL bekannter Konzentration verglichen wird. Die integrierten EIEs des Inositolphosphats von InsP5 bis (PP)2-InsP 4 und unintegrierte EIEs ihrer Isotopenmuster werden angezeigt. RSDs aller Analyten aus sechs technischen Wiederholungen liegen innerhalb von 4%. Mit der gemessenen Konzentration und dem Volumen der Extrakte kann die Menge der Analyten berechnet werden. Mit der Zellzahl und dem Zellvolumen oder Proteingehalt sind die absolute Zellkonzentration (μM) oder die durch den Proteingehalt normalisierte Menge (pmol/mg-Protein) üblicherweise die Endergebnisse einer solchen Analyse.
Laut einer früheren Studie haben zwei Chargen divergenter HCT116-Zellen eine Variation von InsP 8-Spiegeln, HCT116UCL-Zellen enthalten 6-fach höhere Konzentrationen von InsP8 als HCT116NIH-Zellen 29. Mit der CE-MS-Methode konnte 1,5-(PP)2-InsP 4 in HCT116 NIH leicht quantifiziert werden (Abbildung 3), und HCT116UCL-Zellen enthalten 7-fach höhere Konzentrationen von InsP8 als in HCT116NIH. Darüber hinaus geht eine signifikante Akkumulation von 1,5-(PP)2-InsP4 in HCT116UCL-Zellen mit einem signifikant erhöhten 1-PP-InsP5 einher, was nun quantitativ in Abbildung 3 dargestellt ist.
Der PP-InsPs-Gehalt steigt durch Hemmung ihrer Dephosphorylierung mit Natriumfluorid. Die CE-ESI-MS-Analyse von NaF-behandelten HCT116NIH-Zellen zeigte die -5-PP-InsP5-Erhöhung zusammen mit einer Reduktion von InsP6 und einem Auftreten von 5-PP-Ins(1,3,4,6)P 4 (Abbildung 4). Außerdem ist die Erhöhung der InsP8-Werte spürbar, während 1-PP-InsP5 bis zu einem gewissen Grad abnimmt. 1-PP-InsP5 fehlt in NaF-behandeltem HCT116NIH nicht vollständig, sondern meist entweder unter der Nachweis- oder Quantifizierungsgrenze.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62847/62847fig01.jpg"> Abbildung 1: Typische extrahierte Ionenelektropherogramme (EIEs) von Inositol(pyro)phosphat-Standards in der CE-ESI-MS-Analyse unter Verwendung des beschriebenen Protokolls. Die Konzentration jedes Analyten beträgt 2 μM. Das injizierte Probenvolumen beträgt ca. 10 nL bei einer Injektion bei 50 mbar für 10 s. Inserts zeigen den Metabolismus von Inositolpyrophosphaten bei Säugetieren. IPPK: Inositolpentakisphosphat-2-Kinase, IP6K: Inositolhexakisphosphat-Kinase, PPIP5K: Diphosphoinositolpentakisphosphat-Kinase, DIPP1: Diphosphoinositolpolyphosphat-Phosphohydrolase 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/62847fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62847/62847fig02.jpg"> Abbildung 2: Repräsentatives InsP-Profil von HCT116 UCL-Zellen. (A) EIEs der wichtigsten Inositol(pyro)phosphate in HCT116 NIH und spiked SIL ISs 2 μM [13 C 6]1,5-(PP)2-InsP 4 (1), 4 μM [13 C 6]5-PP-InsP 5 (2), 4 μM [13 C 6]1-PP-InsP5 (3), 20 μM [13C 6]InsP 6 (4), und 20 μM [13C 6]Ins(1,3,4,5,6)P5 (5). Beilagen zeigen sechs technische Wiederholungen der InsP-Analyse mittels CE-ESI-MS, die Daten werden als Mittel ± SD dargestellt. (B) Zelluläre Konzentration von PP-InsPs und InsPs in menschlichen Zelllinien HCT116UCL und (C) PP-InsPs und InsPs Menge normalisiert durch Proteingehalt. Die Daten sind Mittelwerte ± REM aus drei unabhängigen Experimenten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/62847fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62847/62847fig03.jpg"> Abbildung 3: Variation der InsP8-Spiegel zwischen zwei divergierenden HCT116-Zellen. (A) EIEs von Inositolpyrophosphat in HCT116 UCL und HCT116NIH. InsP8 in HCT116UCL ist deutlich häufiger als in HCT116NIH. (B) Verhältnis von Inositolpyrophosphat zu InsP6 (%) in beiden HCT116-Zellen. HCT116UCL-Zellen enthalten 7-fach höhere Konzentrationen von InsP8 im Vergleich zu HCT116NIH, während die 5-PP-InsP5-Spiegel gleich sind. Die Daten sind Mittelwerte ± REM aus drei unabhängigen Experimenten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/62847fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62847/62847fig04.jpg"> Abbildung 4: Inositol (pyro)phosphatspiegel in HCT116NIH-Zellen mit NaF-Behandlung. (A) EIEs von Inositol(pyro)phosphat in HCT116NIH mit Natriumfluoridbehandlung (NaF, 10 mM). Der Gehalt an Inositolpyrophosphat einschließlich 1,5-(PP)2-InsP 4, 5-PP-InsP 5 und5-PP-Ins(1,3,4,6)P4 steigt durch Blockierung ihrer Dephosphorylierung mit NaF. (B) Inositol (pyro)phosphatspiegel (Mengen werden durch Proteingehalt normalisiert) in unbehandelten und NaF-behandelten HCT116NIH-Zellen. Die Daten sind Mittelwerte ± REM aus drei unabhängigen Experimenten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/62847fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
Tabelle 1: CE-ESI-MS-Parametereinstellungen. Source-Parameter und iFunnel-Parameter werden von Source und iFunnel Optimizer optimiert. MSM-Parametereinstellungen für Inositol(pyro)phosphate werden von MassHunter Optimizer optimiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/Table1.xlsx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.</a>
Tabelle 2: Theoretische und experimentelle Regressionsgleichung. Die Konzentration von [13 C 6]5-PP-InsP 5 [13 C 6]InsP 6 und [13C 6]Ins (1, 3, 4, 5, 6)P5 beträgt 4 μM, 20 μM bzw. 20 μM. Für die Regressionsgleichung liegt die 5-PP-InsP 5-Konzentration bei 0,04 μM, 0,1 μM, 0,2 μM, 0,4 μM, 1 μM, 2 μM, 4 μM, 8 μM, 16 μM, 24 μM. InsP 6 und Ins (1, 3, 4, 5,6)P 5 Konzentration ist bei 0,2 μM,0,5 μM, 1 μM, 2 μM, 5 μM, 10 μM, 20 μM, 40 μM, 80 μM, 120 μM. x ist Konzentration, y ist (Area InsP)12C/(Area InsP)13C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62847/Table%202.xlsx" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.</a>

Ein Verfahren zur Kapillarelektrophorese Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie zur absoluten Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten aus Säugetierzellextrakten wird beschrieben.

Absolute Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten durch Kapillarelektrophorese Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie

Inositol pyrophosphates (PP-InsPs) are an important group of intracellular signaling molecules. Derived from inositol phosphates (InsPs), these molecules ...

Dies liefert qualitativ hochwertige Ergebnisse für den Inositolphosphatstoffwechsel in allen bisher getesteten Organismen. Es wird auch Einblicke in neue zelluläre Biosynthesewege geben, die uns derzeit bekannt sind. Die Analyse des Inositolphosphatstoffwechsels durch CE-ESI-MS ist schneller, hochempfindlich und in der Lage, Strukturinformationen für Inositolphosphat-Baugruppen zu liefern.Um zu beginnen, richten Sie ein Kapillarelektrophorese-Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie- oder CE-ESI-MS-System ein, das aus einem kommerziellen CE-System und einem Triple-Quadrupol-Tandem-Massenspektrometer besteht, das mit einer Agilent Jet Stream ESI-Quelle ausgestattet ist. Verbinden Sie anschließend den Mantelstrom-1:100-Splitter und den Ausgang der isokratischen Flüssigkeitschromatographie-Pumpe und stellen Sie sicher, dass sich das CE-Systemeinlassgefäß auf derselben Höhe wie die Sprühgerätespitze des Massenanalysators befindet. Verwenden Sie dann die MassHunter Workstation-Version oder eine ähnliche MS-Software, um das gesamte System und die Datenerfassung und -analyse zu steuern.Nach der Vorbereitung des CE-Laufpuffers und der Mantelflüssigkeit installieren Sie die Mantelflüssigkeit durch Spülen mit fünf Milliliter pro Minute für fünf Minuten. Stellen Sie dann den Durchfluss auf einen Milliliter pro Minute und den Pumpendruck auf 180 bar ein. Stellen Sie sicher, dass der recycelte Schlauch wieder mit der Hüllenflüssigkeitsflasche verbunden ist, um das Lösungsmittel wiederzuverwenden.Als nächstes schneiden Sie mit einem Kapillarsäulenschneider mit einer rotierenden Diamanttrennscheibe beide Enden einer CE-MS-Kapillare mit einem UV-Detektionsfenster ordnungsgemäß ab. Entfernen Sie dann zwei bis drei Zentimeter Polyimidbeschichtung an beiden Enden mit einem Feuerzeug und reinigen Sie die Kapillaroberfläche mit Isopropanol. Um die Kapillare zu installieren, passen Sie die Kapillare an die CE-MS-Kassette an.Klicken Sie dann auf die Schaltfläche Kassette wechseln und legen Sie die Kassette in das CE-Gerät ein. Um die Kapillare zu aktivieren, spülen Sie zuerst die Kapillare mit einem molaren Natriumhydroxid, gefolgt von Wasser für 10 Minuten und dann CE-Laufpuffer für 15 Minuten. Als nächstes führen Sie die Kapillare in das CE-MS-Sprühgerät ein.Stellen Sie mit einer Lupe und der Einstellschraube im Sprühgerät den Kapillarauslass präzise ein, so dass das Kapillarende ca. 0,1 Millimeter aus der Sprühspitze herausragt. Überprüfen Sie die Stabilität des ESI-Sprühgeräts im Vollscan-Modus. Die Schwankung der Gesamtionenelektropherogramme sollte innerhalb von 5% liegenDann führen Sie einen Testlauf mit Inositolphosphatstandards durch.Nach der Herstellung der internen Standardmischung mischen Sie 10 Mikroliter der Probe mit 0,5 Mikrolitern der internen Standardmischung und einem CE-Probenfläschchen. Wenn Sie das Nachschubsystem verwenden, klicken Sie auf die Schaltfläche Flasche wechseln. Geben Sie die vorbereiteten 250 Milliliter CE-Laufpuffer in die Elektrolytflasche.Klicken Sie dann auf Clean Tubes und halten Sie die Nachschubnadel in einem Wasserfläschchen. Stellen Sie die ESI- und MS-Parameter ein. Optimieren Sie dann die Quellparameter mit einem Quellenoptimierer mit einer Mischung aus Inositolpolyphosphatstandards und mehreren Reaktionsüberwachungseinstellungen mit MassHunter Optimizer mit allen Standards.Führen Sie als nächstes einen Lauf für die Inositolphosphatextrakte durch und überprüfen Sie die Ergebnisse. Legen Sie eine Reihenfolge fest, wenn mehr Samples vorhanden sind. Lassen Sie die MS nach der Messung in den Standby-Modus und schalten Sie die Flüssigkeitschromatographiepumpe nicht aus.Ersetzen Sie das CE-ESI-MS-Sprühgerät durch ein LC-ESI-MS-Sprühgerät, wenn keine Mantelflüssigkeit zugeführt wird. Öffnen Sie für die Datenanalyse die Software Quantitative Analysis und erstellen Sie einen Stapel für alle Proben. Als nächstes erstellen Sie eine neue Methode aus den erfassten Daten zur Überwachung mehrerer Reaktionen und legen die Kohlenstoff-13-Inositolphosphate als interne Standards fest.Überprüfen Sie dann die Multiple Reaction Monitoring Compound, die Retentionszeit, die internen Standards, die Konzentration und den Qualifier. Übergeben Sie die Validierung und beenden, um die Methode auf den aktuellen Batch anzuwenden. Speichern Sie die Methode.Überprüfen Sie anschließend, ob jeder Peak in der Charge korrekt integriert ist. Andernfalls integrieren Sie den Peak manuell. Exportieren Sie die Ergebnisse in eine Tabelle und quantifizieren Sie die Inositolpyrophosphate, indem Sie die Anolyt-Peak-Reaktion mit der jeweiligen Peak-Reaktion der mit stabilen Isotopen markierten internen Standards mit bekannten Konzentrationen vergleichen.Schließlich berechnen Sie mit der gemessenen Konzentration im Inositolphosphat, der Extraktlösung und ihrem Volumen die absoluten Mengen und normalisieren die Menge weiter durch Zellzahl oder Proteingehalt. Berechnen Sie die Zellkonzentration basierend auf der Zellzahl und dem durchschnittlichen Zellvolumen von HCT116-Zellen. Die extrahierten Ionenelektropherogramme von Inositolpyrophosphat-Standards in einer Konzentration von zwei Mikromol sind hier dargestellt.Der Metabolismus von Inositolpyrophosphaten in Säugetieren mit ihren vereinfachten Strukturen wird eingefügt. Ein CE-ESI-MS-Lauf von HCT116-Zellen vom University College London oder UCL ist hier gezeigt. CE-MS wurde verwendet, um die Variation der IP8-Werte zwischen HCT116-Zellen von UCL und denen von NIH zu quantifizieren.Die HCT116-Zellen von UCL enthalten siebenmal höhere IP8-Werte als die von NIH. Die signifikante Akkumulation von 1,5-IP8 in den HCT116 UCL-Zellen geht einher mit einem deutlichen Anstieg von 1-IP7. Die CE-ESI-MS-Analyse von Natriumfluorid-behandelten HCT116-Zellen aus NIH zeigte eine Erhöhung von 5-IP7 zusammen mit einer Verringerung von IP6 und einem Auftreten von 5-PPIP4.Obwohl die Werte von 1-IP7 bis zu einem gewissen Grad abnahmen, fehlt es in mit Natriumfluorid behandelten Zellen nicht vollständig, sondern meist unter der Nachweisgrenze. Es ist wichtig, eine stabile CE-ESI-MS-Klasse zu bilden. Wir empfehlen, die Wiederholbarkeit und Empfindlichkeit des Systems vor Messungen zu überprüfen.Diese Technik ermöglicht die Bereitstellung von Inositolphosphatstoffwechsel, Implantaten und Geweben und bietet auch die Möglichkeit, das biologisch relevante Inositolpyrophosphat genau zu untersuchen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Wir beschreiben eine neue quantitative Lipidomik Methode zur Identifizierung zahlreicher Lipidspezies in Hefe mit Umfrage-scan Elektrospray Massenspektrometrie (ESI / MS). Diese Methode überschreitet derzeit verfügbaren Methoden für die Lipid-Identifizierung und Quantifizierung in der Fähigkeit, verschiedene molekulare Formen von Lipiden, Empfindlichkeit und Geschwindigkeit zu lösen.

Eine quantitative Bewertung der Hefe Lipidome mit Elektrospray-Ionisation-Massenspektrometrie

Inositol Pyrophosphate spielen eine wichtige Rolle in der menschlichen Krankheiten wie Krebs, Diabetes und Fettleibigkeit, jedoch ist der genaue Wirkungsmechanismus umstritten. Das Fehlen von kommerziell erhältlichen Inosit Pyrophosphate macht detaillierte Studien problematisch. Hier beschreiben wir ein einfaches Protokoll, zu produzieren und zu isolieren Milligramm Inosit Pyrophosphate.

Erstellung von Qualitäts-Inositol Pyrophosphate

Phosphoinositiden signalisieren Lipide, deren relative Häufigkeit schnell ändert als Reaktion auf verschiedene Reize. Dieser Artikel beschreibt eine Methode, um die Fülle der Phosphoinositiden Messung durch metabolisch Markierung von Zellen mit 3 H-myo-Inositol, gefolgt von Extraktion und Deacylierung. Extrahiert glycero-inositides werden dann durch Hochleistungs-Flüssigkeits-Chromatographie getrennt und durch Strömungs Szintillations quantifiziert.

Radiomarkierung und Quantifizierung von Cellular Ebenen Phosphoinositide von High Performance Liquid Chromatography-gekoppelten Durchflussscintilla

Ein Protokoll zur metabolischen Profils von biologischen Proben mittels Kapillarelektrophorese-Massenspektrometrie eine sheathless poröse Spitze Interface-Design unter Verwendung vorgestellt.

Sheathless Kapillarelektrophorese-Massenspektrometrie zur metabolischen Profils von biologischen Proben

Kapillare isoelektrischen Fokussierung ist eine Antikörper-basierten, empfindsamen, hoher Durchsatz-Technik, ermöglicht detaillierte Charakterisierung von Proteinen und deren Isoformen von extrem kleinen biologischen Proben. Im folgenden beschreibt ein Protokoll für die Erkennung und Quantifizierung von spezifischen Proteinen und deren Isoformen robotisierte und automatisierte.

Hochsensible und quantitativen Nachweis von Proteinen und deren Isoformen durch Kapillare isoelektrischen Fokussierung Methode

Dieses Protokoll konzentriert sich auf die Identifizierung von Proteinen, die an Inositolphosphate oder Phosphoinositide binden. Es verwendet Affinitätschromatographie mit biotinylierten Inositolphosphaten oder Phosphoinositiden, die über Streptavidin zu Agarose oder magnetischen Perlen immobilisiert werden. Inositolphosphat oder Phosphoinositid-bindende Proteine werden durch western blotting oder Massenspektrometrie identifiziert.

Identifizierung von Inositolphosphat oder Phosphoinositid-Wechselwirkungsproteinen durch Affinitätschromatographie gekoppelt an Western Blot oder Massenspektrometrie

Hier beschreiben wir starke Anionenaustausch Hochleistungsflüssigkeitschromatographie von [3H]- Myo-Inositol-markierten Sämlingen, die eine hochempfindliche Methode zum Nachweis und quantifizieren von Inositolpolyphosphaten in Pflanzen...

Extraktion und Quantifizierung von löslichen, radioaktiv markierten Inositolpolyphosphaten aus verschiedenen Pflanzenarten mit SAX-HPLC

Wir präsentieren ein Protokoll zur Identifizierung und Quantifizierung der Komponenten in Mischungen von Spezies, die ähnliche Proteine besitzen. Die Massenspektrometrie detektiert Peptide zur Identifizierung und liefert eine relative Quantifizierung durch Verhältnisse der Peakflächen. Als Werkzeugfutter zur Betrugserkennung kann die Methode 1 % Pferd im Rind nachweisen.

Artbestimmung und Quantifizierung in Mischungen Mit MRM-Massenspektrometrie von Peptiden, der Fleisch-Authentifizierung

Hier präsentieren wir ein umfassendes Kapillarzonenelektrophoreseprotokoll zur Beurteilung der intrinsischen physikochemischen Heterogenität von monoklonalen Antikörpern als Qualitätsmerkmal.

Kapillarelektrophorese Trennung des monoklonalen Antikörpers Isoformen eine Neutral Kapillare

Konformationsänderungen Flexibilität spielt eine entscheidende Rolle bei der Proteinfunktion. Hier beschreiben wir die Verwendung von zeitaufgelöster Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie gekoppelt Wasserstoff-Deuterium-Austausch für die schnellen Strukturveränderungen Sondieren, die Funktion in geordneten und ungeordneten Proteinen treiben.

Zeitaufgelöste Elektrospray-Ionisations Wasserstoff-Deuterium-Austausch-Massenspektrometrie zur Struktur Protein Studium und Dynamik

Lernen Sie die CE-ESI-MS-Methode zur absoluten Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten in Säugetierzellen. Diese schnelle und empfindliche Technik liefert strukturelle Informationen und ermöglicht neue Einblicke in zelluläre Signalwege.

Absolute Quantifizierung von Inositolpyrophosphaten durch Kapillarelektrophorese Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie

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