Name: Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-10-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Erfahren Sie den Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen für Mikroalgenkulturen. Diese Methode ermöglicht kontinuierliches Sauerstoffmonitoring mit minimalem Nutzereingriff.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Diese Studie wurde vom Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC), der Canada Foundation for Innovation (CFI), dem Canada First Research Excellence Fund (CFREF), Alberta Innovates, der General Sir John Monash Foundation, der Regierung von Alberta und der University of Calgary unterstützt. Unser Dank gilt Mark Toonen für die elektrischen Arbeiten und William Richardson für die Löslichkeitsberechnungen.

1. Bau des Züchterrechtsstandes
<ol><li>Mit einer Handbügelsäge schneiden Sie fünf 380 mm Längen und zwei 200 mm Längen aus abgewinkeltem Schlitzstahl. Befestigung zusammen mit Schrauben und großen Eckstreben, um die Basis eines Ständers zu bilden (Abbildung 1A). Kleben Sie Sicherheits-Endkappen auf.</li>
	<li>Verbinden Sie zwei ungeschnittene (1220 mm) vertikale Längen aus abgewinkeltem Schlitzstahl mit der Basis. Sichern Sie mit Schrauben und Eckzwickeln aus Metall (Abbildung 1B). Kleben Sie Sicherheits-Endkappen auf.</li>
	<li>Schneiden Sie vier 65 mm flache Längen aus geschlitztem Stahl. Schrauben Sie diese in 90°-Winkeln auf die vertikalen Stützen – befestigen Sie zwei an jeder Stütze, eine 130 mm von der Basis (Abbildung 1C) und eine 60 mm von oben nach unten.</li>
	<li>Befestigen Sie vertikale Stützen über ihrer Oberseite mit einer horizontalen Länge von 140 mm aus flachem geschlitztem Stahl (Querträger), der mit der Rückseite des Rahmens verschraubt ist (Abbildung 2A).</li>
</ol>2. Bau der Lichtkammer
<ol><li>Schneiden Sie ein weißes Rohr aus Polyvinylchlorid (PVC) mit einem Durchmesser von 153 mm auf eine Länge von 1070 mm. Schneiden Sie das Rohr der Länge nach mit einer Bandsäge in zwei Hälften. Schleifen Sie alle Kanten.</li>
	<li>Gleichmäßig Raum und Mitte vier Aluminium-Kühlkörperkanäle vertikal zusammen mit dem Inneren des Rohres. Schließen Sie keine Kanäle innerhalb von 20 mm von der Schnittkante des Rohres an. Befestigen Sie die Kanäle oben und unten mit kleinen Schrauben (Abbildung 2B).</li>
	<li>Schrauben Sie eine Hälfte des Rohrs mit den in Schritt 1.3 hergestellten horizontalen Stützen an den Ständer.</li>
	<li>Legen Sie den Reaktor ab und vereinen Sie die Rohrhälften wieder, indem Sie sie zusammenkleben. Zentrieren Sie das Klavierscharnier entlang einer Schnittlinie. Verfolgen Sie die Scharnierlöcher und bohren Sie das Rohr entsprechend. Verwenden Sie eine Nietpistole und mittellange Nieten, um das Scharnier am Rohr zu befestigen.</li>
	<li>Verwenden Sie ein kleines Bungee-Kabel (siehe Materialtabelle), um das Rohr geschlossen zu halten (Abbildung 1C).</li>
	<li>Wenden Sie sich an einen Elektriker, um die LED-Leuchten einzubinden, und installieren Sie die folgenden vier Komponenten: LED-Treiber, digitaler Multiplex-Decoder (DMX), DMX-Beleuchtungscontroller und Schaltkasten (siehe Materialtabelle). Befestigen Sie alle Komponenten an der Rückseite des Züchterrechts gemäß Abbildung 2A.</li>
</ol>3. Bau der Flaschenplattformen
<ol><li>Schneiden Sie Plattformformen (Abbildung 3A) aus Hartplastik, z. B. Polyethylen hoher Dichte (HDPE) (siehe Materialtabelle), mit CNC-Fräsen (Computer Numerical Control). Machen Sie drei aus jeder Form. HINWEIS: Es wird empfohlen, überschüssige obere und untere Schichten zu schneiden.</li>
	<li>Kleben Sie die untere und obere Schicht zusammen. Markieren und bohren Sie fünf kleine Löcher mit einem Durchmesser von 6 mm durch beide Formen (Abbildung 3A). Wenn Sie einen größeren Bohrer verwenden, erweitern Sie vorsichtig die Oberfläche dieser Löcher, so dass die Bolzenköpfe versenkt werden können (Abbildung 3B).</li>
	<li>Für jede der drei Plattformen verschrauben Sie zwei kleine Eckstreben an der hinteren Hälfte des Rohres. HINWEIS: Der Abstand zwischen der Oberseite der Zahnspange sollte 350 mm betragen.</li>
	<li>Zentrieren Sie jede untere Schicht auf ihre Zahnspangen. Markieren Sie die Position der Bohrlöcher unter den Zahnspangen. Bohren Sie zwei Löcher mit einem Durchmesser von 6 mm. Verwenden Sie einen größeren Bohrer, erweitern Sie vorsichtig die Oberfläche der Löcher, so dass die Schrauben versenkt werden können.</li>
	<li>Verschrauben Sie die unteren Schichten an ihren Zahnspangen (Abbildung 3B–C).</li>
	<li>Schneiden Sie fünfzehn Stück von 12 mm langen starren Rohren mit einem Außendurchmesser (OD) von 6,35 mm. Sandwich fünf Stücke des starren Rohres zwischen jeder oberen und unteren Schicht. Befestigen Sie Schichten und Schläuche zusammen mit langen schmalen Schrauben gemäß Abbildung 3B–D.</li>
	<li>Bohren Sie ein großes Loch in das PVC-Rohr hinter jeder Plattform. Setzen Sie jeden Mikromagnetrührer in seine Plattform ein. Fädeln Sie das elektrische Kabel jedes Rührers durch diese neu geschnittenen Löcher (Abbildung 3C–E). Schließen Sie jeden Rührer an seine jeweilige Steuereinheit sowie an eine Steckdose an.</li>
	<li>Platzieren Sie eine 1-L-Flasche auf jeder Plattform. Fügen Sie Augenschrauben im hinteren Rohr auf Flaschenhalshöhe hinzu. Wickeln Sie eine kleine Bungee-Schnur um jeden Flaschenhals, um Stabilität zu verleihen (Abbildung 4A). HINWEIS: Während des gesamten Protokolls sind Farbcodierungsplattformen, Flaschen, Magnetrührer und alle zugehörigen Kabel und Sensoren hilfreich.</li>
</ol>4. Aufbau der Flüssigkeitsprobenahmeanschlüsse (optional)
<ol><li>Schneiden Sie drei 60 mm Längen von 6,35 mm OD starren Rohren. Bohren Sie mit einem 5-mm-Bohrer Löcher durch jeden Gummistopfen. Schieben Sie starre Rohrlängen durch den Stopfen.</li>
	<li>Schneiden Sie drei 60 mm Längen von 3,18 mm OD starren Rohren. Verbinden Sie diese mit einem geraden Reduzierstück mit dem hervorstehenden Rohr an der Unterseite jedes Stoppers.</li>
	<li>Setzen Sie ein Einweg-Absperrhahnventil (z. B. Anschluss 1 = weiblicher Luer, Anschluss 2 = männlicher Schlupf Luer) in das hervorstehende Rohr auf jeder Stopfenoberfläche ein (Abbildung 4A).</li>
	<li>Schneiden Sie drei 30 mm Längen von 3,18 mm OD flexiblen Schläuchen. Führen Sie an beiden Enden Luer-Armaturen ein (z. B. männliche Luer zu Schlauchbarbe und weibliche Luer zu Schlauchbarbe).</li>
	<li>Verbinden Sie die in Schritt 4.4 hergestellten Teile mit den Absperrhahnventilen auf der Oberfläche jedes Gummistopfens (Abbildung 4A). HINWEIS: Viele Kombinationen von Absperrhähnen und Luer-Armaturen können zum gleichen Ergebnis führen. Das Design sollte es ermöglichen, Flüssigkeit über eine Spritze herauszuziehen oder einzuführen.</li>
</ol>5. Anschließen volumetrischer Gassensoren
<ol><li>Bereiten Sie Gassensoren gemäß den Anweisungen des Herstellers vor. HINWEIS: Dabei handelt es sich hauptsächlich um das Befüllen von Gassensoren mit Verpackungsflüssigkeit (Abbildung 4B).</li>
	<li>Um die Gasleitungen herzustellen, schneiden Sie drei 1000 mm Längen von 3,18 mm OD flexiblen Schläuchen.</li>
	<li>Bohren Sie drei Löcher mit einem Durchmesser von 4 mm in das hintere PVC-Rohr. Positionieren Sie Löcher neben dem Scharnier in Flaschenhalshöhe. Einfädeln Sie Gasleitungen durch diese Bohrungen (Abbildung 4A).</li>
	<li>Am Ende der Gasleitung innerhalb des PVC-Rohrs fügen Sie eine Luer-Armatur hinzu (z. B. Schlauchwiderhaken zum männlichen Luer) und schließen Sie ein Einweg-Absperrhahnventil an (z. B. Port 1 = weiblicher Luer, Port 2 = männlicher Luer). HINWEIS: Das Ventil ist nur erforderlich, wenn auch Flüssigkeitsprobenahmeanschlüsse installiert sind.</li>
	<li>Verbinden Sie das andere Ende der Gasleitung mit einem geraden Reduzierstück mit dem Einlassanschluss des Gassensors. Sichern Sie diese Verbindung mit einem Reißverschluss.</li>
	<li>Schließen Sie alle Gassensoren mit Klinkensteckerkabeln an das digitale Eingangsmodul (DIM) und das DIM an einen Computer in der Nähe an.</li>
	<li>Installieren Sie die Datenerfassungssoftware (siehe Materialverzeichnis) auf einem Windows-Betriebssystem und schließen Sie den Lizenzschlüssel-Dongle an. Fügen Sie Sensorkalibrierungsdateien zum Kalibrierungsverzeichnis der Software hinzu.</li>
</ol>6. Programmierung des Lichtregimes
<ol><li>Schalten Sie mit dem hinteren Ein-/Ausschalter den PBR ein und schließen Sie den DMX-Lichtcontroller über ein Micro-USB-Kabel an einen Computer an.</li>
	<li>Laden Sie Store Upgrade Tools (SUT) und die LED-Steuerungssoftware herunter (siehe Materialverzeichnis). Registrieren Sie den DMX-Lichtcontroller online.</li>
	<li>Öffnen Sie die LED-Steuerungssoftware und wählen Sie Klicken Sie hier, um mit der USB-DMX-Schnittstelle zu arbeiten: SUSHI-RB-RJ.</li>
	<li>Wählen Sie im Feld ScanLibrary auf der Registerkarte Einrichten den Ordner Generic und Single Channel aus. Ändern Sie die ScanLibrary-Einstellungen in DMX-Universum 1, die Anzahl der Geräte in 4 und die Indexnummer in 1. Ändern Sie in der oberen rechten Ecke das Dropdownfeld in Listenansicht. Klicken Sie abschließend auf Patch (Ergänzende Abbildung 1). HINWEIS: Im DMX-Universum testet ein Feld die Steuerung jedes LED-Streifens, indem die Dimmertasten verschoben oder ein numerischer Wert in das Textfeld eingegeben wird.</li>
	<li>Erstellen Sie eine Standardkurve, die die digitale Lichteinstellung in der Lichtsteuerungssoftware mit der Lichtintensität in der Mitte des PVC-Rohrs in Beziehung setzt (Abbildung 5). Messen Sie die interne Lichtintensität mit einer kleinen kugelförmigen Sonde (siehe Materialtabelle), die in der Mitte des PVC-Rohrs aufgehängt ist.</li>
	<li>Wechseln Sie zur Registerkarte Editor . Um ein benutzerdefiniertes Lichtprogramm zu erstellen, erstellen Sie eine neue Szene und beginnen Sie mit dem Hinzufügen von Schritten. Ein Beispiel für ein tägliches Programm von 16:8 h finden Sie in der Ergänzenden Tabelle 1. Legen Sie die Szene auf Schleife fest. HINWEIS: Schritte unterteilen Szenen in Zeitblöcke, von denen jeder auf unterschiedliche Lichtintensität eingestellt werden kann. Die Schritte reichen von 1 s bis 43 min. Hier sind 30 Minuten Schritte am bequemsten. Mehrere Szenen können auf ein DMX-Lichtsteuerungsgerät geladen werden.</li>
	<li>Erstellen Sie eine zusätzliche Hilfsszene, die sofort erkennbar ist, z.B. zwei der vier LEDs eingeschaltet. HINWEIS: Szenen können manuell über die Taste an der Seite des DMX-Lichtcontrollers durchlaufen werden. Wenn das gewünschte Lichtprogramm in der Nacht beginnt, ist es unmöglich zu unterscheiden, ob das Lichtprogramm bereits gestartet wurde. Die Hilfsszene dient als Indikator dafür, dass die DMX-Lichtsteuerung korrekt funktioniert.</li>
	<li>Speichern Sie die Szenen und fahren Sie mit der Registerkarte "Eigenständig " fort. Schreiben Sie den Speicher des DMX-Beleuchtungscontrollers und trennen Sie das Gerät vom Computer.</li>
	<li>Schließen Sie den DMX-Beleuchtungscontroller über einen Micro-USB an seine Stromquelle an.</li>
	<li>Bevor Sie ein Experiment starten, testen Sie das Lichtprogramm, indem Sie die interne Lichtintensität für eine Dauer von 24 Stunden protokollieren. Wenn die Flüssigkeitstemperatur von Interesse ist, protokollieren Sie dies gleichzeitig mit einem untergetauchten Temperaturfühler (Abbildung 6).</li>
</ol>7. Starten eines Experiments
<ol><li>Sterilisieren Sie Medien, Flaschen, Rührstangen, Gummistopfen, Probenahmeanschlüsse, Gewindeöffnungsschraubverschlüsse und Schläuche. HINWEIS: Alle in diesem Design verwendeten Komponenten sind mit Ausnahme der Ventile und Luer-Armaturen autoklavierbar - es gibt autoklavierbare Alternativen von anderen Herstellern.</li>
	<li>Öffnen Sie die Datenerfassungssoftware und füllen Sie die Konfigurationsseite aus (Ergänzende Abbildung 2). Weisen Sie den jeweiligen Sensoren Kalibrierungsdateien zu.</li>
	<li>Wählen Sie unter Verzeichnisdateiname den entsprechenden Ordner für die DIM-Portnummer aus. Klicken Sie auf Aktueller Ordner und wiederholen Sie den Vorgang für alle Ports.</li>
	<li>Klicken Sie auf OK, um zur Protokollierungsseite zu gelangen.</li>
	<li>Flaschen auf das gewünschte Volumen mit Kulturmedium füllen (Ergänzungstabellen 2,3). HINWEIS: Jede dieser Flaschen fasst maximal ~ 1,1 L mit einem kleinen Kopfraum (~ 80 ml, einschließlich der Gasleitung).</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Stammkultur in drei ausbalancierten 50-ml-Röhrchen für 15 min bei 4500 x g , um drei Pellets zu erhalten. Fügen Sie ein Pellet zu jeder Flasche hinzu - waschen Sie Pellets mit einer serologischen Pipette und frischem Medium. HINWEIS: Die Kulturdichte von Tag 0 wird auch als anfängliche Biomassekonzentration (IBC) bezeichnet. Zur Messung der IBC in gAFDW. L-1, ein zusätzliches 50-ml-Rohr kann in Schritt 7.6 zentrifugiert werden. Das resultierende Pellet kann dann getrocknet und verbranntwerden 15,19. Schritt 7.6 erfordert wahrscheinlich eine Änderung, die auf den individuellen Zielen der Benutzer und ihren Experimenten basiert.</li>
	<li>Lassen Sie einen Magnetrührer, 25 x 8 mm, in jede Flasche fallen.</li>
	<li>Verschließen Sie jede Flaschenöffnung mit einem Gummistopfen und einem Schraubverschluss mit Gewindeöffnung (Abbildung 4A). Wenn optionale Probenahmeanschlüsse installiert sind, schließen Sie die Ventile.</li>
	<li>Suchen Sie das Ende jeder Gasleitung innerhalb des PVC-Rohrs (eingebaut in Schritt 5.4) und befestigen Sie eine Nadel am Luer-Außenanschluss des Ventils.</li>
	<li>Verbinden Sie jede Flasche mit ihrem Gassensor, indem Sie jeden Gummistopfen mit der entsprechenden Nadel durchstechen.</li>
	<li>Starten Sie jeden Gassensor einzeln, indem Sie das Kontrollkästchen auf der linken Seite des Bildschirms aktivieren, auf Start klicken und einen Dateinamen eingeben. Klicken Sie auf OK und wiederholen Sie den Vorgang für alle Sensoren (Ergänzende Abbildung 3). HINWEIS: Beenden Sie während der Protokollierung das Datenerfassungsfenster nicht. Legen Sie die Energie- und Standeinstellungen des Computers auf Nie fest und verschieben Sie Computeraktualisierungen für die Dauer des Experiments.</li>
	<li>Schalten Sie den PBR ein und stellen Sie sicher, dass der DMX-Lichtregler an ein Netzteil angeschlossen ist. Die erste programmierte Szene beginnt automatisch. Lesen Sie Schritt 6.7, um zu überprüfen, ob der DMX-Beleuchtungscontroller ordnungsgemäß funktioniert.</li>
</ol>8. Flaschenprobenahme (optional)
<ol><li>Bereiten Sie zusätzliche 500 ml des frischen Mediums vor, bevor Sie mit dem Experiment beginnen (Ergänzende Tabelle 2). HINWEIS: Wenn um 9 Uhr ein 24-Stunden-Lichtprogramm mit einem 16:8-stündigen Tageszyklus gestartet wurde, fielen die Abtastzeiten vor Einbruch der Dunkelheit und Morgendämmerung um 8 Uhr und 16 Uhr (Ergänzende Tabelle 1). Hier beziehen sich Morgen- und Abenddämmerung auf 30-minütige Schritte, die die Lichter von EIN nach AUS und umgekehrt überführen.</li>
	<li>Schließen Sie das Ventil an der Gasleitung.</li>
	<li>Schließen Sie eine Spritze (10 ml) an das Probenahme-Anschlussventil an (Abbildung 4A).</li>
	<li>Öffnen Sie das Probenahme-Anschlussventil und entnehmen Sie 8 ml Kultur. HINWEIS: Zwischen 5-10 ml wird empfohlen. Das Entfernen von Flüssigkeit erzeugt ein Vakuum im Kopfraum, wodurch Volumen > 10 ml schwer zu extrahieren sind.</li>
	<li>Schließen Sie das Probenahme-Anschlussventil und trennen Sie die Spritze.</li>
	<li>Schließen Sie eine Spritze mit 8 ml frischem Medium (ab Schritt 8.1) an das Probenahme-Anschlussventil an.</li>
	<li>Öffnen Sie das Probenahme-Anschlussventil und injizieren Sie frisches Medium. HINWEIS: Das Ersetzen des Volumens der beprobten Kultur durch frisches Medium dient dazu, ein gleiches Kopfraumvolumen und -druck aufrechtzuerhalten und die Probenahmeöffnungsleitung zu spülen.</li>
	<li>Schließen Sie das Probenahme-Anschlussventil, bevor Sie die Spritze abklemmen.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 8.2 bis 8.8 zu jedem Zeitpunkt der Probenahme.</li>
</ol>9. Beenden eines Experiments
<ol><li>Aktivieren Sie alle aktiven Port-Kontrollkästchen im Datenerfassungsfenster und klicken Sie auf Stop.</li>
	<li>Um Daten zu exportieren, wählen Sie Datei und Offlinedaten aus. Wählen Sie alle relevanten Protokolldateien aus. Exportieren Sie die Daten in eine Tabellenkalkulationssoftware und speichern Sie sie.</li>
	<li>Für jede Flasche wird das Gesamtvolumen des in ml gemessenen Sauerstoffs unter Verwendung des idealen Gasgesetzes in Mol umgerechnet. Prognostizieren Sie das Gewicht der angebauten Biomasse (gAFDW), wenn für jedes produzierte Mol Biomasse 1,05 MolO2 erzeugt werden. Nehmen Sie das molare Gewicht der Biomasse als 24,6 g mol-1.</li>
	<li>Kuratieren Sie die Durchflussdaten manuell. Verwenden Sie Einheiten von ml / h und einen gleitenden 3-Punkte-Durchschnitt.</li>
</ol>

<ol><li>Benemann, J. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBenemann%2C+JR+%22Opportunities+and+challenges+in+algae+biofuels+production.+A+position+paper+in+line+with+Algae+World%22">Opportunities and challenges in algae biofuels production. A position paper in line with Algae World</a>. , (2008).</li>
<li>Laurens, L. M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State+of+technology+review+-+algae+bioenergy.+An+IEA+bioenergy+inter-task+strategic+project%5BTitle%5D)+AND+%22IEA+Bioenergy%22%5BJournal%5D)">State of technology review - algae bioenergy. An IEA bioenergy inter-task strategic project.</a> IEA Bioenergy. , (2017).</li>
<li>Robertson, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+dawn+for+industrial+photosynthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynthesis+Research%22%5BJournal%5D)">A new dawn for industrial photosynthesis.</a> Photosynthesis Research. 107, 269-277 (2011).</li>
<li>Troschl, C., Meixner, K., Drosg, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyanobacterial+PHA+production-review+of+recent+advances+and+a+summary+of+three+years%27+working+experience+running+a+pilot+plant%5BTitle%5D)+AND+%22Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Cyanobacterial PHA production-review of recent advances and a summary of three years' working experience running a pilot plant.</a> Bioengineering. 4 (2), (2017).</li>
<li>Rizwan, M., Mujtaba, G., Memon, S. A., Lee, K., Rashid, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+potential+of+microalgae+for+new+biotechnology+applications+and+beyond%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Renewable+and+Sustainable+Energy+Reviews%22%5BJournal%5D)">Exploring the potential of microalgae for new biotechnology applications and beyond: a review.</a> Renewable and Sustainable Energy Reviews. 92, 394-404 (2018).</li>
<li>Niesa, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Phormidium+lacuna+strains+from+the+North+Sea+and+the+Mediterranean+Sea+for+biotechnological+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Process+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Characterization of Phormidium lacuna strains from the North Sea and the Mediterranean Sea for biotechnological applications.</a> Process Biochemistry. 59, 194-206 (2017).</li>
<li>Laurens, L. M. L., Chen-Glasser, M., McMillan, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+perspective+on+renewable+bioenergy+from+photosynthetic+algae+as+feedstock+for+biofuels+and+bioproducts%5BTitle%5D)+AND+%22Algal+Research%22%5BJournal%5D)">A perspective on renewable bioenergy from photosynthetic algae as feedstock for biofuels and bioproducts.</a> Algal Research. 24, 261-264 (2017).</li>
<li>Barreiro-Vescovo, S., Barbera, E., Bertucco, A., Sforza, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integration+of+microalgae+cultivation+in+a+biogas+production+process+from+organic+municipal+solid+waste%3A+From+laboratory+to+pilot+scale%5BTitle%5D)+AND+%22ChemEngineering%22%5BJournal%5D)">Integration of microalgae cultivation in a biogas production process from organic municipal solid waste: From laboratory to pilot scale.</a> ChemEngineering. 4 (2), 26(2020).</li>
<li>Zurano, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Year-long+assessment+of+a+pilot-scale+thin-layer+reactor+for+microalgae+wastewater+treatment.+Variation+in+the+microalgae-bacteria+consortium+and+the+impact+of+environmental+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Algal+Research%22%5BJournal%5D)">Year-long assessment of a pilot-scale thin-layer reactor for microalgae wastewater treatment. Variation in the microalgae-bacteria consortium and the impact of environmental conditions.</a> Algal Research. 50, (2020).</li>
<li>Deprá, M. C., Severo, I. A., Dias, R. R., Zepka, L. Q., Jacob-Lopes, E. Photobioreactor design for microalgae culture. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDepr%C3%A1%2C+MC+%22Microalgae%22">Microalgae</a>. , Elsevier. 35-61 (2021).</li>
<li>Osburn, F. S., Wagner, N. D., Scott, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+stoichiometry+and+growth+dynamics+of+a+diazotrophic+cyanobacteria+in+nitrogen+sufficient+and+deficient+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Harmful+Algae%22%5BJournal%5D)">Biological stoichiometry and growth dynamics of a diazotrophic cyanobacteria in nitrogen sufficient and deficient conditions.</a> Harmful Algae. 103, (2021).</li>
<li>Eustance, E., Badvipour, S., Wray, J. T., Sommerfeld, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomass+productivity+of+two+Scenedesmus+strains+cultivated+semi-continuously+in+outdoor+raceway+ponds+and+flat-panel+photobioreactors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Phycology%22%5BJournal%5D)">Biomass productivity of two Scenedesmus strains cultivated semi-continuously in outdoor raceway ponds and flat-panel photobioreactors.</a> Journal of Applied Phycology. 28 (3), 1471-1483 (2016).</li>
<li>Qiang, H., Richmond, A., Zarmi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+effects+of+light+intensity%2C+light-path+and+culture+density+on+output+rate+of+spirulina+platensis+%28cyanobacteria%29%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Phycology%22%5BJournal%5D)">Combined effects of light intensity, light-path and culture density on output rate of spirulina platensis (cyanobacteria).</a> European Journal of Phycology. 33 (2), 165-171 (1998).</li>
<li>Ooms, M. D., Dinh, C. T., Sargent, E. H., Sinton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photon+management+for+augmented+photosynthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Photon management for augmented photosynthesis.</a> Nature Communications. 7, 1-13 (2016).</li>
<li>Moheimani, N. R., Borowitzka, M. A., Isdepsky, A., Sing, S. F. Standard methods for measuring growth of algae and their composition. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMoheimani%2C+NR+%22Algae+for+biofuels+and+energy%22">Algae for biofuels and energy</a>. , Springer. Dordrecht. 265-284 (2013).</li>
<li>Griffiths, M. J., Garcin, C., van Hille, R. P., Harrison, S. T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interference+by+pigment+in+the+estimation+of+microalgal+biomass+concentration+by+optical+density%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microbiological+Methods%22%5BJournal%5D)">Interference by pigment in the estimation of microalgal biomass concentration by optical density.</a> Journal of Microbiological Methods. 85 (2), 119-123 (2011).</li>
<li>Schumann, R., Häubner, N., Klausch, S., Karsten, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chlorophyll+extraction+methods+for+the+quantification+of+green+microalgae+colonizing+building+facades%5BTitle%5D)+AND+%22International+Biodeterioration+and+Biodegradation%22%5BJournal%5D)">Chlorophyll extraction methods for the quantification of green microalgae colonizing building facades.</a> International Biodeterioration and Biodegradation. 55 (3), 213-222 (2005).</li>
<li>Pinckney, J. L., Richardson, T. L., Millie, D. F., Paerl, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+photopigment+biomarkers+for+quantifying+microalgal+community+composition+and+in+situ+growth+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Organic+Geochemistry%22%5BJournal%5D)">Application of photopigment biomarkers for quantifying microalgal community composition and in situ growth rates.</a> Organic Geochemistry. 32 (4), 585-595 (2001).</li>
<li>Van Wychen, S., Laurens, L. M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+total+solids+and+ash+in+algal+biomass%3A+laboratory+analytical+procedure+%28LAP%29%5BTitle%5D)+AND+%22National+Renewable+Energy+Laboratory%22%5BJournal%5D)">Determination of total solids and ash in algal biomass: laboratory analytical procedure (LAP).</a> National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2015).</li>
<li>Davis, R., Laurens, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Algal+biomass+production+via+open+pond+algae+farm+cultivation%3A+2019+state+of+technology+and+future+research%5BTitle%5D)+AND+%22National+Renewable+Energy+Laboratory%22%5BJournal%5D)">Algal biomass production via open pond algae farm cultivation: 2019 state of technology and future research.</a> National Renewable Energy Laboratory. , Golden, CO. (2020).</li>
<li>Borovkov, A. B., Gudvilovich, I. N., Avsiyan, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scale-up+of+Dunaliella+salina+cultivation%3A+from+strain+selection+to+open+ponds%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Phycology%22%5BJournal%5D)">Scale-up of Dunaliella salina cultivation: from strain selection to open ponds.</a> Journal of Applied Phycology. 32 (3), 1545-1558 (2020).</li>
<li>Davies, F. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbiota+associated+with+the+large-scale+outdoor+cultivation+of+the+cyanobacterium+Synechococcus+sp.+PCC+7002%5BTitle%5D)+AND+%22Algal+Research%22%5BJournal%5D)">Microbiota associated with the large-scale outdoor cultivation of the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002.</a> Algal Research. 58, (2021).</li>
<li>Ataeian, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+capture+and+conversion+of+CO2+from+air+by+growing+a+cyanobacterial+consortium+at+pH+up+to+11.2%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Direct capture and conversion of CO2 from air by growing a cyanobacterial consortium at pH up to 11.2.</a> Biotechnology and Bioengineering. 116 (7), 1604-1611 (2019).</li>
<li>Fu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+photosynthesis+and+oxygen+generation+of+microalgae-embedded+silk+fibroin+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Biomaterials+Science+%26+Engineering%22%5BJournal%5D)">Sustained photosynthesis and oxygen generation of microalgae-embedded silk fibroin hydrogels.</a> ACS Biomaterials Science & Engineering. , (2021).</li>
<li>Rearte, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photosynthetic+performance+of+Chlorella+vulgaris+R117+mass+culture+is+moderated+by+diurnal+oxygen+gradients+in+an+outdoor+thin+layer+cascade%5BTitle%5D)+AND+%22Algal+Research%22%5BJournal%5D)">Photosynthetic performance of Chlorella vulgaris R117 mass culture is moderated by diurnal oxygen gradients in an outdoor thin layer cascade.</a> Algal Research. 54, (2021).</li>
<li>Poughon, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limnospira+indica+PCC8005+growth+in+photobioreactor%3A+model+and+simulation+of+the+ISS+and+ground+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences+in+Space+Research%22%5BJournal%5D)">Limnospira indica PCC8005 growth in photobioreactor: model and simulation of the ISS and ground experiments.</a> Life Sciences in Space Research. 25, 53-65 (2020).</li>
<li>Yen, U. C., Huang, T. C., Yen, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+the+circadian+photosynthetic+rhythm+in+cyanobacteria+with+a+dissolved-oxygen+meter%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Observation of the circadian photosynthetic rhythm in cyanobacteria with a dissolved-oxygen meter.</a> Plant Science. 166 (4), 949-952 (2004).</li>
<li>Vermaas, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photosynthesis+and+respiration+in+cyanobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22eLS%22%5BJournal%5D)">Photosynthesis and respiration in cyanobacteria.</a> eLS. , (2001).</li>
<li>Ritter, <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRitter%2C++%22MilliGascounter+Type+MGC-1+Operation+Instructions+V+3.4%22">MilliGascounter Type MGC-1 Operation Instructions V 3.4</a>. , (2017).</li>
<li>Sousa, C., De Winter, L., Janssen, M., Vermuë, M. H., Wijffels, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+the+microalgae+Neochloris+oleoabundans+at+high+partial+oxygen+pressures+and+sub-saturating+light+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresource+Technology%22%5BJournal%5D)">Growth of the microalgae Neochloris oleoabundans at high partial oxygen pressures and sub-saturating light intensity.</a> Bioresource Technology. 104, 565-570 (2012).</li>
<li>Latifi, A., Ruiz, M., Zhang, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+stress+in+cyanobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+microbiology+reviews%22%5BJournal%5D)">Oxidative stress in cyanobacteria.</a> FEMS microbiology reviews. 33 (2), 258-278 (2009).</li>
<li>Morillas-España, A., Lafarga, T., Gómez-Serrano, C., Acién-Fernández, F. G., González-López, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Year-long+production+of+Scenedesmus+almeriensis+in+pilot-scale+raceway+and+thin-layer+cascade+photobioreactors%5BTitle%5D)+AND+%22Algal+Research%22%5BJournal%5D)">Year-long production of Scenedesmus almeriensis in pilot-scale raceway and thin-layer cascade photobioreactors.</a> Algal Research. 51, (2020).</li>
<li>Melis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solar+energy+conversion+efficiencies+in+photosynthesis%3A+minimizing+the+chlorophyll+antennae+to+maximize+efficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Solar energy conversion efficiencies in photosynthesis: minimizing the chlorophyll antennae to maximize efficiency.</a> Plant Science. 177 (4), 272-280 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Innerhalb dieses Protokolls erhöht der Fokus auf die folgenden Schritte die Wahrscheinlichkeit, reproduzierbare und qualitativ hochwertige Daten zu generieren. Beim Bau des Reaktorständers (Schritt 1) muss die Basis mit gut abgestimmten vertikalen Stützen stabil sein. Schlitzstahl hat scharfe Kanten, daher ist das Hinzufügen von Sicherheitskappen unerlässlich. Flaschenplattformoberflächen müssen vollständig flach sein, der Magnetrührer und die Bolzenköpfe sollten beide unter der Oberfläche der obersten Schicht sitzen (Schritte 3.2–3.6). Gemäß der Anweisung des Herstellers sollte die Gassensor-Packflüssigkeit für genaue Sauerstoffmessungen auf die "Tracing-Schraube für den Flüssigkeitsstand" aufgefüllt werden. Dieser Flüssigkeitsstand sollte regelmäßig überprüft werden, da eine Verdunstung der Packungsflüssigkeit die Messzelle kurzschließen kann. Alle drei in Schritt 5.2 hergestellten Gasleitungen sollten gleich lang sein; Dies führt dazu, dass Replikate identische Headspace-Volumes haben. Vor Beginn eines Experiments ist es ratsam, das programmierte Lichtregime zu testen, indem die Lichtintensität über einen Zeitraum von 24 Stunden aufgezeichnet wird (Schritt 6.11). Wenn Erhöhungen der Flüssigkeitstemperatur von Belang sind, sollte dieser Test auch eine versiegelte Flasche mit einem internen Temperaturfühler umfassen (Schritt 6.11). Beenden Sie bei der Protokollierung nicht das Fenster der Datenerfassungssoftware. Dadurch wird die Protokollierung beendet. Wenn Sie Kulturproben entnehmen, achten Sie darauf, dass Sie kein Headspace-Gas freisetzen, indem Sie die Ventile in der falschen Reihenfolge öffnen (Schritte 8.2-8.8). Bei der Überprüfung experimenteller Daten ist darauf hinzuweisen, dass die Datenerfassungssoftware automatisch einen gleitenden Durchschnitt der Durchflussrate generiert. Dadurch wird der Wert der ein oder zwei über Nacht erzeugten Durchflusswerte aufgebläht. Kuratieren Sie Gassensorprotokolle manuell, um dies zu beheben.
Der häufigste Rückschlag bei dieser Methode ist die Möglichkeit, den Gassensor kurzzuschließen, wenn der Flüssigkeitspackungsgrad abnimmt. Es gibt zwei Möglichkeiten, wie dies geschehen kann. Erstens kann die Verdunstung den Flüssigkeitsstand langsam reduzieren. Dies ist jedoch bei einem kurzfristigen (<7-tägigen) Experimentunwahrscheinlich 29. Zweitens können hohe Atemfrequenzen Sauerstoff in die Lösung ziehen und einen Kopfraum unter Druck erzeugen. Wenn Lichtenergie nicht verfügbar ist, nutzen Mikroalgen die aerobe Atmung, um die Energie zu liefern, die für die Wartung und Reparatur von Zellen benötigt wird28. Daher kann in dichten Kulturen während nicht beleuchteter Stunden der Sauerstoffverbrauch und der daraus resultierende Unterdruck erheblich sein. Dadurch wird Packungsflüssigkeit von den Gassensoren in die Gasleitung gesaugt. Die Strecke, die die Packflüssigkeit zurücklegt, ist proportional zur Menge der nächtlichen Atmung. Wenn die Verpackungsflüssigkeit in die Flaschen gelangt, erzeugt dies einen Ölteppich auf der Flüssigkeitsoberfläche.
Wenn hohe nächtliche Atemfrequenzen erwartet werden, können Änderungen am Protokoll vorgenommen werden. Der einfachste Weg, Unterdruck zu vermeiden, besteht darin, die Flaschenkopfräume über Nacht offen zu lassen. Dies hat auch den Vorteil, dass die DO-Werte durch Verringerung des partiellen Kopfraumdrucks vonO2 gesenkt werden. Es wird angenommen, dass hohe DO-Konzentrationen schädlich für das Wachstum sind, daO2 die Aktivität von Rubisco behindern und oxidativen Stress auslösenkann 30,31. Es ist nicht ungewöhnlich, dass Kultursuspensionen eine 4-fache Übersättigung erreichen, selbst wenn sie mit der Atmosphäre in Kontakt kommen25,32. Um den Kopfraum zu öffnen, trennen Sie die Gasleitung von der Nadel, die den Gummistopfen überspannt. Die Nachtstunden können als Fenster dienen, um die Flüssigkeit des Gassensors nachzufüllen oder kontinuierliche Experimente mit geringen Auswirkungen auf die Datenerfassung zu manipulieren. Zum Beispiel kann man die Kulturdichte verändern, Nährstoffe auffrischen, eine Änderung hinzufügen oder einen Krankheitserreger einführen. Flaschen müssen wieder verschlossen und die Gassensorleitung wieder angeschlossen werden, bevor die Lichter wieder angehen. Die Sauerstoffmessungen, die aus Experimenten mit geschlossenen und offenen nächtlichen Headspaces gesammelt wurden, werden sich unterscheiden.
Wenn die Flaschen verschlossen bleiben, reduziert der nächtliche Sauerstoffverbrauch die Anzahl der MolO2 im Kopfraum. Dies führt dazu, dass Packungsflüssigkeit die Gassensorleitung hochkriecht, um den Kopfraumdruck aufrechtzuerhalten. Wenn das Licht angeht, wird die Sauerstoffproduktion wieder aufgenommen. Packflüssigkeit muss in den Gassensor zurückgeschoben werden, bevor die Durchflussmessungen beginnen. Diese Verzögerung ist daher proportional zum Grad der nächtlichen Atmung. Auf diese Weise stellen die O2-Messwerte die Netto-O2-Produktion (photosynthetische Produktion- Atemverbrauch) dar, wenn der Headspace geschlossen bleibt. Umgekehrt, wenn der Kopfraum nachts geöffnet ist, ersetzt atmosphärisches Gas den KopfraumO2, der verbraucht wird, und keine Verpackungsflüssigkeit gelangt in die Gasleitung. Das Ergebnis ist, dass der Verbrauch von Atmungs-O2 in denO2-Produktionsdaten nicht berücksichtigt wird. Dies kann die Genauigkeit der AFDW-Biomassewachstumsschätzungen verringern. Es sollte jedoch keinen Einfluss auf den Nutzen der Verwendung derO2-Tagesproduktion als Metrik für den Vergleich des Wachstums zwischen den Behandlungen haben.
Alle Labor-PBRs unterliegen der gleichen Einschränkung; Künstliches Licht kann das Sonnenspektrum nicht replizieren. Mikroalgen nutzen Wellenlängen des Lichts zwischen 400 und 700 nm für die Photosynthese. Dieser Bereich wird als photosynthetisch aktive Strahlung (PAR)33 bezeichnet. Sonnenlicht und künstliches Licht variieren in ihrem relativen Beitrag der Wellenlängen innerhalb dieses Bereichs. Dies, zusammen mit günstigen Temperaturen und einer konstanten Lichtversorgung, bedeutet, dass Laborwachstumsdaten oft nicht zuverlässig auf die Außenbedingungen extrapoliert werden können. Diese PBRs können jedoch eine der Einschränkungen der PBR-Lichtversorgung im Labor beheben. Die Intensität des Sonnenlichts ist den ganzen Tag über sehr variabel, wobei die Wolkendecke vorübergehende Schwankungen der einfallenden PAR erzeugt. Die Lichtsteuerungssoftware und der DMX-Beleuchtungscontroller können Lichtintensitäten von 0 bis 2400 μmolPhotonen m-2 s-1 und darüber hinaus bereitstellen. Lichtregime können in einzelne Inkremente von nur 1 s unterteilt werden. Die abstimmbare Lichtintensität ermöglicht es dem Benutzer, Außenlichtmuster genauer nachzuahmen als Standard-PBR-Setups. Hier verblassen simulierte 30-minütige Dämmerungs- und Abenddämmerungsintervalle Tag- und Nachtzyklen zusammen (Ergänzende Tabelle 1).
Obwohl die AFDW-Dichte zum Standardmaß für das Wachstum geworden ist, kann diese Methode erhebliche Kulturvolumina, eine Verarbeitungsdauer von 2 bis 3 Tagen und die Generierung eines Datenpunkts nach dem anderen erfordern. Wenn die Bedingungen ungünstig werden und Zellen absterben, unterscheidet die AFDW-Dichte nicht zwischen aktiv photosynthetisierenden Zellen und denen, die sich zersetzen. Die Quantifizierung der Rate der photosynthetischen Sauerstoffproduktion dient als alternativer Wachstumsproxy. Dieses PBR-Design kann die Sauerstoffproduktion kontinuierlich mit wenig Benutzereingriff aufzeichnen und gleichzeitig das Kulturvolumen erhalten. Die Datenauflösung könnte durch die Auswahl eines Gassensors mit einem geringeren Messzellenvolumen, z. B. 1 ml, verbessert werden. Wenn die Kulturen gut gemischt sind, können Benutzer außerdem ein Spektralphotometer für kontinuierliche optische Dichtemessungen installieren. Wenn eine Temperaturregelung des Mediums gewünscht wird, könnte ein Umlaufkühler hinzugefügt werden. Diese PBRs sind eine wertvolle Ergänzung für ein Labor, das seine Mikroalgenforschungskapazität ohne hohe finanzielle Investitionen erweitern möchte. Sie eignen sich besonders für diejenigen, die mit Arten mit hoher Alkalität und hohem pH-Wert wie Spirulina arbeiten. Diese PBRs bieten Flexibilität beim leichten Regime und eignen sich für schnelle, replizierte Laborwachstumsvergleiche.

Mikroalgen und Cyanobakterien, der Einfachheit halber zusammenfassend als Mikroalgen bezeichnet, werden für ihr Potenzial in der nachhaltigen Biotechnologie eingesetzt. Sie sind attraktive Kandidaten aufgrund ihres schnellen Wachstums, ihrer Fähigkeit, auf Nicht-Ackerland angebaut zu werden, und ihrer Nutzung von Sonnenlicht, um die Umwandlung von Kohlendioxid in Biomasse voranzutreiben 1,2,3. Mikroalgenbiomasse kann in Produkte wie Bioenergie in Form von Öl oder Gas, Lebensmittelfarbstoffen und Nahrungsergänzungsmitteln sowie Materialien wie Biopolymere 1,4,5,6,7 umgewandelt werden. Darüber hinaus können sie zur Behandlung von Abwasser oder zur Sanierung von Gewässern verwendet werden, indem überschüssige Nährstoffe verbrauchtwerden 8,9. Vor diesem Hintergrund ist die Mikroalgenforschung weit verbreitet und etabliert. Das Feld wächst, da die Gesellschaft die Kohlenstoffintensität und die ökologische Nachhaltigkeit der derzeitigen Produktions- und Energieerzeugungsansätze überdenkt.
Drei grundlegende Anforderungen an laborbasierte Mikroalgenstudien sind ein Kulturgefäß, eine Lichtquelle und eine Methode zur Quantifizierung des Wachstums. Der Begriff Photobioreaktor (PBR) beschreibt einen Aufbau, bei dem Kulturgefäße10 beleuchtet werden. Üblicherweise zielen Studien an Mikroalgen darauf ab, das Wachstum zwischen zwei oder mehr Behandlungen zu vergleichen, z. B. verschiedenen Wachstumsmedien, Lichtregimen oder Spezies11,12,13. Für die statistische Relevanz sollte jede Erkrankung, z. B. Behandlung und Kontrolle, repliziert werden. Wenn Kontrolle und Behandlung gleichzeitig durchgeführt werden, bedeutet dies, dass viele PBRs für die Dauer eines Experiments überwacht und beprobt werden müssen. Die Herausforderung beim Betrieb mehrerer PBRs ist zweifach. Erstens ist die Bereitstellung einer gleichmäßigen Lichtintensität für jeden Züchterhaushalt für die Reproduzierbarkeit unerlässlich, kann aber schwierig sein. Die auf die Schiffsoberfläche einfallende Lichtmenge wird durch den Abstand von der Lichtquelle, die Beschattung benachbarter Gefäße und die Schwankungen des Hintergrundlichts beeinflusst14. Zweitens muss eine Methode zur genauen Quantifizierung des Wachstums gewählt werden.
Das Wachstum wird üblicherweise durch Zellzahl, optische Dichte (OD), Chlorophyll-A-Gehalt, Trockengewichtsdichte (DW) und aschefreie Trockengewichtsdichte (AFDW)gemessen 15. Zellzählungen, Chlorophyll-A-Gehalt und gravimetrische Methoden sind manuelle Prozesse, die diskrete Datenpunkte erzeugen. OD kann kontinuierlich und nicht-invasiv mit einem Spektralphotometer gemessen werden, vorausgesetzt, es ist gut kalibriert gegen eine andere Methode wie AFDW density15. OD-Messungen und der Chlorophyll-A-Gehalt können jedoch unzuverlässig sein, da die Ergebnisse unter verschiedenen Kulturbedingungen variieren, z. B. zwischen Arten und während des gesamten Wachstumszyklus15,16. Für Chlorophyll A kann die Extraktionsmethode auch die Pigmentausbeute beeinflussen17. Der Gehalt an Chlorophyll A ist besonders nützlich, um das Wachstum von Mikroalgen in mikrobiellen Gemeinschaften zu verfolgen, die auch nicht-photosynthetische Organismen enthalten17,18. Bei der Auswahl einer Methode zur Bestimmung des Wachstums ist es wichtig, die Morphologie der Suspension zu berücksichtigen. Wenn Organismen verklumpen und nicht gut vermischt sind, sind OD- und Zellzahlen nicht möglich15. Eine einzige Methode ist nicht für alle experimentellen Anwendungen geeignet - Forscher müssen entscheiden, welche Methoden für ihre experimentellen Ziele praktikabel und relevant sind.
AFDW ist eine zuverlässige Methode, die Wachstumsvergleiche zwischen verschiedenen Kulturbedingungen, insbesondere zwischen Arten und Kulturmedien15,19,20, ermöglicht. Zur Berechnung der AFDW wird zunächst eine Probe der Mikroalgenkultur konzentriert, entweder durch Filtration oder Zentrifugation, und getrocknet. In diesem Stadium kann die DW bestimmt werden. Normalerweise enthält die DW-Probe mindestens 8–10% ascheanorganisches Material wie Salze und Feinstaub15. DW verfolgt Wachstumstrends, kann aber verzerrt sein, wenn der Beitrag von anorganischen Stoffen variiert. Um die AFDW-Dichte zu bestimmen, wird trockene Biomasse bei hoher Temperatur verbrannt; Dadurch wird der organische oder nützliche Teil verdampft, während Asche (anorganische Stoffe) hinter19 zurückbleibt. Zur Berechnung der AFDW wird das Gewicht der Aschefraktion von dem der DW-Fraktion abgezogen. Typischerweise reicht AFDW in Mikroalgensuspensionen von 0,1–3 g/L12,21,22. Kleine Mengen verdünnter Suspensionen ergeben wenig trockene Biomasse <10 mg. Nach der Verbrennung darf Asche nur 1 mg wiegen. Daher erfordert diese Methode, abhängig von der Kulturdichte, Volumina zwischen 5-100 ml und analytische Skalen mit einer Genauigkeit von 0,1 mg 12,15,19,22. Labor-PBRs sind in der Regel klein, höchstens ein paar Liter, daher erschöpft jede flüssige Probe das Kulturvolumen. Darüber hinaus ist die AFDW-Methode manuell und dauert 2-3 Tage. Für replizierte und sich wiederholende Experimente ist ein automatisierter und kontinuierlicher Prozess vorzuziehen.
Für Mikroalgen, die Bicarbonat als Kohlenstoffquelle verwenden, können zwei zusätzliche Wachstumsmetriken kontinuierlich gemessen werden. Die Photosynthese verbraucht Bicarbonat und produziert Sauerstoff. Der Bicarbonatverbrauch treibt den mittleren pH-Wertauf 23 in die Höhe. Eine eingetauchte pH-Sonde kann diese Veränderung messen. Die photosynthetische Sauerstoffproduktion erhöht die Konzentration des Mediums an gelöstem Sauerstoff (DO), bis das Medium gesättigt ist. Jenseits der Sättigung existiert Sauerstoff als Blasen. Die Sauerstoffproduktion wird durch viele verschiedene Techniken gemessen: Sonden messen die DO-Konzentration, manometrische Geräte messen den Kopfraumdruck, die Gaschromatographie misst die Zusammensetzung des Kopfraums und volumetrische Sensoren erfassen den Gasabfluss24,25,26,27. Wenn Sauerstoff als Wachstumsproxy verwendet wird, müssen Kulturgefäße vollständig verschlossen sein oder nur Gasaustritt zulassen. Für pH- und Sauerstoffmessungen muss Kohlenstoff in Form von Bicarbonat zugeführt werden, nicht durch CO2 Sparging. CO2 Sparging senkt das Medium pH23 und kann als Gas Sauerstoffmessungen stören. Ein Vorteil von pH-Wert und Sauerstoff gegenüber der optischen Dichte besteht darin, dass die Methode nicht beeinträchtigt wird, wenn Mikroalgen Klumpen bilden. Obwohl indirekt, sind sowohl der pH-Wert als auch der Sauerstoff beim Vergleich des Wachstums zwischen den Behandlungen wirksam.
PBRs, die heute verwendet werden, variieren in ihrer Komplexität. Labore können einfache Tischkolben, kundenspezifische Prototypen oder kommerziell erhältliche Produkte verwenden. Für Forschungsgruppen, die ein Upgrade von Kolben anstreben, können die Kosten für kommerzielle PBRs oder technische Fähigkeiten und die Herstellung von Teilen, die für den Bau vieler Prototypen erforderlich sind, ein Hindernis darstellen. Dieses Manuskript zielt darauf ab, das Schritt-für-Schritt-Design, den Aufbau und den Betrieb von Labor-PBRs zu beschreiben, die diese Lücke schließen. Diese PBRs verfügen über ein anpassbares Lichtregime und überwachen das Wachstum kontinuierlich, indem sie die volumetrische Sauerstoffproduktion aufzeichnen. Dieses Design beherbergt drei Kulturgefäße für die dreifache Replikation und kann mit mäßigem Geschick und leicht zugänglichen Materialien gebaut werden. Dieser PBR ist eine wertvolle Ergänzung für ein Labor, das seine Kapazität für die Mikroalgenforschung erweitern möchte, ohne in sehr technische oder teure Produkte zu investieren. Bei der Entscheidung, ein PBR zu erwerben oder zu erstellen, müssen Forscher die Eignung eines Designs für ihre kulturellen Bedingungen, ihre finanzielle Lage und ihre Forschungsfragen berücksichtigen.

<table><tbody><tr><td>Aluminiumkanäle Imperial: 0,90" x 39,37" Metrisch: 2,3 cm x 100 cm Menge: 4</td><td>LED World</td><td>AC-AR1-1M</td><td>Erforderlich als Kühlkörper</td></tr><tr><td>Bungee-Seile, small Menge: 5</td><td></td>-<td>-</td><td>Zur Sicherung von Flaschen</td></tr><tr><td>Computer - Desktop/Laptop Menge: 1</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr> <tr><td>Datenlogger, HOBO U30 USB Wetterstation Menge</stark>: 1</td><td>HOBO, Hoskin</td><td>U30-NRC-VIA-10-S100-000</td><td>Zeichnet Lichtsensorinformationen</td></tr><tr><td>auf Digitales Schnittstellenmodul, Rigamo, 4-Kanal Menge: 1</td><td>Ritter</td><td>N/A</td><td>Dies dient zur Übertragung von Gassensordaten an den Computer</td></tr><tr><td>DMX-Decoder, 12~24 VDC, DMX-CV-4X5A Quantity: 1</td><td>LITECH, LED World</td><td>LT-840-6A</td><td>Sende Nachrichten, die das Lichtmuster verändern</td></tr><tr><td>DMX-Beleuchtungscontroller, SUSHI-RB-RJ Quantity: 1</td><td>Arcolis, Nicolaudie America Inc.</td><td>SUSHI-RB-RJ DMX</td><td>Kodiert das Beleuchtungsprogramm</td></tr><tr><td>Gassensor Packungsflüssigkeit (Silox) Menge</stark>: 1 L</td><td>Ritter</td><td>https://www.ritter.de/en/data-sheets/silox</td><td></td></tr><tr><td>Gassensor, volumetrisch Menge</stark>: 3</td><td>Ritter</td><td>MGC-1 V3.4 PMMA (https://www.ritter.de/downloads/mgc-milligascounter-en)</td><td>Misst die Sauerstoffproduktion</td></tr><tr><td>Glasflaschen, rund 1 L mit GL45 Hals Menge: 3</td><td>Corning, Capitol Scientific</td><td>1395-1L</td><td>Kulturgefäße</td></tr><tr><td>Hardware - Endkappen für geschlitzten Stahl Menge: 10</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-612</td><td>Zum Abdecken scharfer Kanten von geschlitztem Stahl</td></tr><tr><td>Hardware - Ösenhaken Menge: 6</td><td></td> <td>-</td> <td>Zum Sichern von Flaschen</td></tr><tr><td>Hardware - Metalleckstreben (groß) <stark> zöllig< / stark>: 4 "x 4" <stark> metrisch < / stark>: 10 cm x 10 cm <stark> Menge< / stark>: 8</td> <td>-</td><td></td> <td>Größere Halterungen zum Aufbau eines Metallständers</td></tr><tr><td>Hardware - Metall-Eckstreben (klein) Imperial: 2 1/2" x 2 1/2" Metrisch</stark>: 6,4 cm x 6,4 cm Menge</stark>: 6</td> <td>-</td><td></td> <td>Kleine Halterungen zum Verbinden von Flaschenplattformen mit PVC-Rohren</td></tr><tr><td>Hardware - Metalleckzwickel Imperial: 3" x 3" Metrisch</stark>: 7,6 cm x 7,6 cm Menge: 6</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-616</td><td>Flache Halterungen zum Aufbau eines Metallständers</td></tr><tr><td>Hardware - Klavierscharnier Imperial: 36" Metrisch</stark>: 91 cm Menge< / stark>: 1</td> <td>-</td><td></td> <td>Verbindet zwei Hälften PVC-Rohr</td></tr><tr><td>Hardware - Nieten Menge< / stark>: 40</td> <td>-</td><td></td> <td>Zur Befestigung des Klavierscharniers an PVC-Rohren</td></tr><tr><td>Hardware - Satz von Schrauben, Muttern, Unterlegscheiben Menge< / stark>: 60</td><td></td> <td>-</td> <td>Lange, dünne Schrauben sind erforderlich, um Flaschenplattformen um magnetische Rührstäbchen zu befestigen</td></tr><tr><td>Hardware - Satz Schrauben, Muttern, Unterlegscheiben Menge< / stark>: 30</td> <td>-</td> <td>Größere kürzere Schrauben sind erforderlich, um den</td> <td>LED-Treiber</td> für den Metallständer zu bauen</tr><tr><td>, konstante Spannung, 96 W 24 VDC UL-gelisteter IP65-Treiber Klasse 2 geregeltes Netzteil Menge< / stark>: 1</td><td>Magnitude Beleuchtung, LED-Welt</td><td>CVN96L24DC</td><td>Reguliert die Stromversorgung der Leuchten</td></tr><tr><td>LED-Leuchten, Cinco Bright LED Flex Strip Menge: 4 m Rolle</td><td>EvenBright, LED World</td><td>FA128M57-4M-24V-X</td><td>Die Rolle wird auf 4 x 1 m Länge geschnitten und im PVC-Rohr befestigt</td></tr><tr><td>Belichtungsmesser, Handgerät mit tauchfähiger sperischer Sonde Menge</stark>: 1</td><td>LI-COR</td><td>LA-250A</td><td>Kalibrieren Sie die Lichtintensität der Reaktoren</td></tr><tr><td>Lichtsensoren Photosynthetisches Licht (PAR) Smart Sensor Menge</stark>: 2</td><td>HOBO, Hoskin</td><td>S-LIA-M003</td><td>Es wird nur einer benötigt, aber zwei wären eine gute Praxis, falls einer defekt ist</td></tr><tr><td>Magnetrührer (MIXdrive 1 XS) mit externen Steuergeräten und Netzteil (MIXcontrol eco) Menge</stark>: 3</td><td>2Mag, 2MAG USA</td><td>MF 40300</td><td>Rührer sitzen in Flaschenplattformen</td></tr><tr><td>Metallplatte <stark>Imperial</stark>: 24" x 8" <stark>metrisch</stark>: 61 cm x 20,3 cm <stark>Menge</stark>: 1</td><td></td>-<td>-</td> <td>Dies ist eine Oberfläche, auf der die Elektronik befestigt werden kann. Es wird an der Rückseite des Reaktors</td></tr><tr><td>befestigt Rohr, weißes PVC Imperial: 6" Durchmesser x 42" High Metrisch</stark>: 15,2 cm x 106,7 cm Menge</stark>: 1</td> <td>-</td><td></td> <td>Längs in zwei Hälften schneiden, zur Unterbringung von Leuchten und Flaschen</td></tr><tr><td>Kunststoffplatten (HDPE) Imperial: 4" x 4" x 1/4" Metrisch: 10 cm x 10 cm x 1 cm Menge: 6</td><td>Erfindungsfähige</td><td>30291-01</td><td>Für Flaschenplattformen, die magnetische Rührstäbchen aufnehmen</td></tr><tr><td>Gummistopfen - GL45 Größe Menge</stark>: 3</td><td>Duran, VWR</td><td>76289-760</td><td>Dichtungen für Kulturgefäße</td></tr><tr><td>Schraubverschlüsse - mit Öffnung und GL45-Hals Menge: 3</td><td>Corning, Capitol Scientific</td><td>1395-45HTSC</td><td>Erzeugt Dichtung von Kulturgefäßen</td></tr> Stahllängen <tr><td>mit geschlitztem Winkel Imperial: 1-1/2" x 48" x 0,074" Metrisch</stark>: 3,8 cm x 122 cm x 0,19 cm Menge: 6</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-202</td><td>Bildet den Korpus des Metallständers</td></tr><tr><td>Geschlitzter Flachstahl Längen Imperial: 1-3/8" x 48" x 0,074" Metric: 3.5 cm x 122 cm x 0.19 cm Menge: 3</td><td>Paulin, Home Depot</td><td>142-222</td><td>Bildet den Korpus des Metallständers</td></tr><tr><td>Software - Easy Stand Alone (ESA)</td><td></td><td>https://www.dmxsoft.com/#apps</td><td>auch bekannt als LED-Steuerungssoftware</td></tr><tr><td>Software - Rigamo v3.1</td><td></td><td></td><td>AKA Datenerfassungssoftware</td></tr><tr><td>Software - Storage Upgrade Tools (SUT)</td><td></td><td>https://store.dmxsoft.com//</td><td></td></tr> <tr><td>Rührstab Imperial: 1" x 5/16" Metrisch</stark>: 2,5 cm x 0,8 cm Menge: 3</td><td>Fisherbrand</td><td>14-513-59</td><td>Rührkultur</td></tr><tr><td>Switch-Box Menge</stark>: 1</td> <td>-</td><td></td> <td>Schaltet die Reaktorspritze ein/aus</td>ein/aus</tr><tr><td>Spritze, 10 mL Menge</stark>: Mehrfach</td><td></td> <td>-</td> <td>Optional, wenn Sie Kultur extrahieren möchten</td></tr><tr><td>Schlauchadapteranschlüsse, Kunststoff - Absperrhahn 1-Wege Menge</stark>: 6</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-12023-33</td><td>Leitung</td></tr> <tr><td>für Kulturgefäße schließen/öffnenSchlauchadapterverschraubungen, Kunststoff - Vielzahl von Luer-Lock-Verschraubungen mit Stecker und Buchse Imperial: für 1/16" und 1/8" ID-Schläuche Metrisch: für 1,59 mm und 3,18 mm Schläuche Menge: Mehrere Pakete</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-30800-16; RK-30800-18; RK-45518-26; RK-45501-00; RK-45501-04</td><td>Viele verschiedene Kombinationen können das gleiche Endergebnis erzielen, am besten bestellen Sie eine Vielzahl von Verschraubungen</td></tr><tr><td>Rohradapterverschraubungen, Kunststoff - Vielzahl von geraden Anschlüssen Imperial: passend für 1/16" und 1/8" ID-Schlauch Metrisch</stark>: passend für 1,59 mm und 3,18 mm Schlauch Menge</stark>: Mehrere Pakete</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-40616-04</td><td>Viele verschiedene Kombinationen können das gleiche Endergebnis erzielen, am besten bestellen Sie eine Vielzahl von Armaturen</td></tr><tr><td>Schlauch, flexibel, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metrisch</stark>: ID = 1,59 mm, 0D = 3,18 mm Menge</stark>: 4 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06422-02</td><td>Leitung vom Kulturgefäß zum Gassensor</td></tr><tr><td>Schlauch, flexibel, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metric: ID = 3,18 mm, 0D = 6,35 mm Menge</stark>: 2 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06422-05</td><td>Gassensor Standard-Schlauchgröße</td></tr><tr><td>Schlauch, starr, transparent Imperial: ID=1/16", OD=1/8" Metric: ID = 1,59 mm, 0D = 3,18 mm Quantiy: 1 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06605-27</td><td>Spannweiten-Gummistopfen für den Gasaustritt</td></tr><tr><td>Schlauch, starr, transparent Imperial: ID=1/8", OD=1/4" Metrisch</stark>: ID = 3,18 mm, 0D = 6,35 mm Menge</stark>: 1 m</td><td>Masterflex, Cole Palmer</td><td>RK-06605-30</td><td>Spannt Gummistopfen auf, durch den Gas austreten</td></tr> kann <tr><td>Kabelbinder, klein <stark>Menge</stark>: 1 Packung</td><td></td><td></td><td>Sichere Schlauchverschraubungen</td></tr></tbody></table>

betrieb von labor-photobioreaktoren mit online-wachstumsmessungen und anpassbaren lichtregimen

Operation of Laboratory Photobioreactors with Online Growth Measurements and Customizable Light Regimes

Die Laboruntersuchung von Mikroalgen kann experimentell herausfordernd sein. Neben den Kultivierungsanforderungen von nicht-photosynthetischen Mikroorganismen benötigen Phototrophe auch eine Beleuchtung. Routinemäßig versuchen Forscher, maßgeschneiderte Lichtlieferungen bereitzustellen, d.h. die Lichtintensität und die Zeit, über die es geliefert wird, zu variieren. Eine solche Flexibilität ist bei Standard-Tischleuchten schwierig. In der Regel erfordern Kultivierungsstudien auch Wachstumsvergleiche zwischen experimentellen Behandlungen. Häufig wird das Wachstum über einen längeren Zeitraum bewertet, z. B. mehrmals täglich über eine einwöchige Studie. Manuelle Messungen können zeitaufwändig sein und es fehlt an Datenauflösung. Daher sind Photobioreaktoren (PBRs) mit automatischer Wachstumsüberwachung und anpassbarer Lichtversorgung nützlich für replizierte Experimente mit mehreren Behandlungen. Die aktuelle Arbeit stellt die Planung, den Bau und den Betrieb von Labor-PBRs vor. Die Materialien sind leicht zu beschaffen und relativ kostengünstig. Das Design konnte mit mäßigem Geschick dupliziert werden. Jede Struktur hat eine Grundfläche von ~ 40 cm2 und beherbergt drei 1-L-Glasflaschen für die dreifache Replikation. Die Flaschen ruhen auf Plattformen mit Magnetrührern und sind vertikal in einem 1 m hohen Polyvinylchlorid (PVC)-Rohr mit einem Durchmesser von 15 cm angeordnet. Der Rohrinnenraum ist mit Leuchtdioden (LEDs) ausgekleidet. Diese LEDs erzeugen kontinuierliche Lichtintensitäten von 0–2400 μmol Photonen m-2 s-1 photosynthetisch aktiver Strahlung (PAR). Benutzer entwerfen ein benutzerdefiniertes Beleuchtungsprogramm. Die Lichtintensität kann sekundengenau eingestellt oder über längere Zeit konstant gehalten werden. Der bei der Photosynthese erzeugte Sauerstoff verlässt jede Flasche über einen Einweg-Volumengassensor. Software wird verwendet, um Gassensordaten aufzuzeichnen. Die Menge an produziertem Sauerstoff kann mit dem Wachstum der Biomasse korreliert werden. Wenn Biomasseproben benötigt werden, kann eine Spritze zur Extraktion der Kultur verwendet werden. Die Methode eignet sich für Mikroalgen, die mit Bicarbonat als Kohlenstoffquelle gezüchtet werden. Diese PBRs sind wertvoll für ein Labor, das replizierte Experimente, Flexibilität des Lichtregimes und kontinuierliche hochauflösende Wachstumsdaten benötigt.

Diese Veröffentlichung beschreibt das Design von Labor-Photobioreaktoren (PBRs) mit anpassbaren Lichtregimen. Das Wachstum von Cyanobakterien oder Mikroalgen, die Bicarbonat als Kohlenstoffquelle verwenden, wird kontinuierlich überwacht, indem die volumetrische Sauerstoffproduktion gemessen wird. Diese PBRs ermöglichen schnelle, replizierte Laborwachstumsvergleiche mit wenig Benutzereingriffen während der Experimente.

Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen

The laboratory study of microalgae can be experimentally challenging. In addition to the cultivation requirements of non-photosynthetic microorganisms, ...

Dieses Protokoll ermöglicht replizierte Mikroalgenexperimente mit wenig Benutzereingaben. Es wurde für Forscher entwickelt, die von manuell überwachten auf Tischkolben aufrüsten möchten, ohne technische und teure kommerzielle Photo-Bioreaktoren zu kaufen. Dieser Photo-Bioreaktor ermöglicht Lichtverhältnis und Flexibilität, kontinuierliche Wachstumsüberwachung und dreifache Replikation.Öffnen Sie zunächst die Datenerfassungssoftware. Füllen Sie die Konfigurationsseite aus und weisen Sie den entsprechenden Sensoren Kalibrierungsdateien zu. Wählen Sie unter dem Namen der Verzeichnisdatei den entsprechenden Ordner für die Portnummer des digitalen Eingangsmoduls aus.Klicken Sie auf den aktuellen Ordner und wiederholen Sie diesen Vorgang für alle Ports. Klicken Sie dann auf OK, um zur Protokollierungsseite zu gelangen. Als nächstes füllen Sie die Glasflaschen mit dem Kultivierungsmedium auf das gewünschte Volumen und zentrifugieren Sie die Stammkultur in drei ausgewogenen 50-Milliliter-Röhrchen, um drei Pellets zu erhalten.Fügen Sie jeder Flasche ein Pellet mit einer serologischen Pipette und einem frischen Medium hinzu. Geben Sie dann einen 25 mal acht Millimeter großen Magnetrührer in jede Flasche, bevor Sie die Flaschenöffnung mit einem Gummistopfen und einem Schraubverschluss mit Gewindeöffnung verschließen. Wenn optionale Probenahmeanschlüsse installiert sind, schließen Sie die Ventile.Nachdem Sie das Ende jeder Gasleitung im PVC-Rohr gefunden haben, befestigen Sie eine Nadel am Postköderanschluss des Ventils. Verbinden Sie jede Flasche mit ihrem Gassensor, indem Sie jeden Gummistopfen mit der entsprechenden Nadel durchstechen. Starten Sie dann jeden Gassensor einzeln, indem Sie das Kontrollkästchen auf der linken Seite des Bildschirms aktivieren, auf Start klicken und einen Dateinamen eingeben.Klicken Sie auf OK und wiederholen Sie den Vorgang für alle Sensoren. Schalten Sie anschließend den Photo-Bioreaktor ein und stellen Sie sicher, dass die digitale Multiplex-Lichtsteuerung an eine Stromversorgung angeschlossen ist. Wechseln Sie mit der Taste am digitalen Multiplex-Controller zwischen der Hilfsszene und der benutzerdefinierten Lichtszene, um sicherzustellen, dass das Gerät ordnungsgemäß funktioniert.Für die Flaschenprobenahme bereiten Sie weitere 500 Milliliter des frischen Mediums vor, bevor Sie mit dem Versuch beginnen. Um die Probe zu entnehmen, schließen Sie das Ventil an der Gasleitung und schließen Sie eine 10-Milliliter-Spritze an das Probenahmeventil an. Öffnen Sie nach dem Anschließen der Spritze das Probenahmeventil und entnehmen Sie acht Milliliter Kultur.Schließen Sie dann das Probenahmeventil und trennen Sie die Spritze. Als nächstes schließen Sie eine Spritze mit acht Milliliter frischem Medium an das Probenahmeventil an. Öffnen Sie dann das Ventil und spritzen Sie das frische Medium ein.Schließen Sie abschließend das Probenahmeventil und trennen Sie die Spritze. Um die Daten zu exportieren, wählen Sie Datei- und Offlinedaten aus. Nachdem Sie alle relevanten Protokolldateien ausgewählt haben, exportieren Sie die Daten in eine Tabellenkalkulationssoftware und speichern Sie.Ein erfolgreiches Experiment zeichnet sich durch ein eng repliziertes Tagesmuster der Sauerstoffproduktion aus. Die Sauerstoffdurchflussrate fungiert als Proxy für die Wachstumsrate einer Kultur. Während der beleuchteten Stunden steigt die Gasproduktion stetig an und während der nicht beleuchteten Stunden stoppt die Gasproduktion.Das Gesamtvolumen des an vier Tagen produzierten Sauerstoffs reichte von 316 Milliliter bei Behandlung A bis 902 Milliliter bei der Behandlung C.In dem Lichtregime von 300 Mikromol pro Quadratmeter pro Sekunde stieg die Temperatur tagsüber um maximal 1,4 Grad Celsius. Die Kulturtemperaturen kehrten über Nacht auf den Ausgangswert zurück. Trotz unterschiedlicher anfänglicher Biomassekonzentrationen erzeugten die Behandlungen B und C die gleiche Menge an Gesamtbiomasse, was zu identischen Verschiebungen des mittleren pH-Werts führte.Die Online-Sauerstoffflussdaten zeigten, dass jede Behandlung unterschiedliche tägliche Wachstumsraten aufwies, was sich auch in den zweimal täglichen pH-Messungen widerspiegelte. Am ersten Tag war die Wachstumsrate von Behandlung B niedriger als die von Behandlung C.Während am dritten Tag die Wachstumsraten von Behandlung B die der Behandlung C übertrafen.Die Daten zur Sauerstoffflussrate zeigten, dass das höchste Wachstum am dritten Tag in Behandlung B auftrat.Wachstumsschätzungen auf der Grundlage des gesamten gemessenen Sauerstoffs sollten das Biomassewachstum leicht unterschätzen, was für fünf von sieben Beispielen gültig war. Zwei Beispiele überschätzten das Wachstum.Dies könnte durch Experimente beeinflusst worden sein, die am Ende der Nacht ermittelt wurden. Eine starke nächtliche Atmung erhöht den Sauerstoffverbrauch, erzeugt ein Flaschenkopfraumvakuum und saugt eine Packung mit Flüssigkeit aus Gassensoren an. Wenn die Atmung hoch sein kann, öffnen wir den Kopfraum über Nacht.

operation-laboratory-photobioreactors-with-online-growth-measurements

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Quelle: Hemmerich, J., et al. Protokoll zur Optimierung der heterologen Proteinproduktion unter Verwendung automatisierter Mikrobioreaktortechnologie. J. Vis. Exp. (2017).Dieses Video demonstriert den Einsatz eines automatisierten Mikrobioreaktors zur Überwachung des Bakterienwachstums und der Sekretion fluoreszierender Proteine als Reaktion auf unterschiedliche Medienformulierungen. Ein gentechnisch verändertes Bakterium, das ein sekretorisches fluoreszierendes Protein exprimiert, wird unter...

Überwachung des bakteriellen Wachstums in unterschiedlichen Medienformulierungen mit einem automatisierten Mikrobioreaktor

In diesem Protokoll wird die Herstellung, der Aufbau und die grundlegende Bedienung eines mikrofluidischen Pikoliter-Bioreaktors (PLBR) für die Einzelzellanalyse von prokaryotischen Mikroorganismen vorgestellt. Industriell relevante Mikroorganismen wurden als Proof of Principle analysiert, was Einblicke in die Wachstumsrate, Morphologie und phänotypische Heterogenität über bestimmte Zeiträume ermöglicht, was mit herkömmlichen Methoden kaum möglich ist.

Mikrofluidischer Picoliter-Bioreaktor für die mikrobielle Einzelzellanalyse: Herstellung, Systemaufbau und Betrieb

Rauchgas von Kraftwerken ist eine billige CO 2-Quelle für das Algenwachstum. Wir haben Prototyp "Rauchgas auf Algenanbau" gebaut Systeme und beschrieben, wie Scale-up der Algenkultivierungsprozess. Wir haben die Verwendung einer Massentransfer Bio-Reaktionsmodell, um das Wachstum von Chlorella sp simulieren und Design der optimalen Betrieb des Rauchgases gezeigt. in Algenphotobioreaktoren.

Optimieren Rauchgas Einstellungen, um Mikroalgen in Photobioreaktoren Wachstum über Computer-Simulationen fördern

Die Integration der Mikroalgenkultivierung mit industriellem Rauchgas wird letztendlich Schwermetalle und andere anorganische Verbindungen in das Wachstumsmedium einbringen. In dieser Studie wird ein Verfahren vorgestellt, mit dem das Endschicksal und die Auswirkungen von Schwermetallen und anorganischen Kontaminanten auf das Wachstum von Nannochloropsis salina bestimmt werden können, die in Photobioreaktoren gezüchtet werden.

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

Wir haben eine kontinuierliche Kultivierungsvorrichtung zur Verwendung mit optogenetische Systeme Kulturen von Mikroben zu beleuchten und regelmäßig Bildzellen in dem Abwasser mit einem umgekehrten Mikroskop. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind voll automatisiert, so dass dynamische Reaktionen auf Beleuchtung kann über mehrere Tage gemessen werden.

Design und Implementierung eines automatisierten Illuminating, Anzucht und Probenahmesystem für Mikrobielle optogenetische Anwendungen

Dieses Papier beschreibt den Montageprozess und den Betrieb eines fotosynthetischen Bioreaktors auf der Bank, der in Verbindung mit anderen Methoden verwendet werden kann, um relevante kinetische Wachstumsparameter zu schätzen. Dieses System überwacht kontinuierlich den pH-Wert, das Licht und die Temperatur mit Sensoren, einer Datenerfassungs- und Steuereinheit und einer Open-Source-Datenerfassungssoftware.

Aufbau und Aufbau eines handelsüblichen Algen-Photosynthese-Bioreaktors mit Temperatur-, Licht- und pH-Monitoring für kinetische Wachstumstests

Dieses Manuskript beschreibt einen generischen Ansatz für maßgeschneiderte Gestaltung der mikrobiellen Anbau-Medien. Ermöglicht wird das durch einen iterativen Workflow kombinieren Kriging-basierte experimentelle Design und Microbioreactor Technologie für ausreichend Anbau Durchsatz, gestützt durch Labor-Robotik, Zuverlässigkeit und Schnelligkeit in Flüssigkeit Umgang mit Medien zu erhöhen Vorbereitung.

Generischen Protokoll zur Optimierung der heterologen Proteinproduktion mit automatisierten Microbioreactor Technologie

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zur Labormaßstab Blase Spalte Photobioreaktoren zu konstruieren und zu Kultur Mikroalgen zu verwenden. Es bietet auch eine Methode zur Bestimmung der Wachstumsrate Kultur und neutrale Lipidgehalt.

Anbau von grünen Mikroalgen in Bubble Spalte Photobioreaktoren und ein Test für neutrale Lipide

Die axtische Kultivierung auf Der Bench-Skala erleichtert die Mikroalgencharakterisierung und Produktivitätsoptimierung vor dem anschließenden Prozessskalieren. Photobioreaktoren bieten die notwendige Kontrolle für zuverlässige und reproduzierbare Mikroalgenexperimente und können angepasst werden, um Mikroalgen mit den korrosiven Gasen(CO2, SO2, NO2) aus kommunalen oder industriellen Verbrennungsemissionen sicher zu kultivieren.

Mikroalgen-Anbau und Biomasse-Quantifizierung in einem Bench-Scale Photobioreaktor mit ätzenden Rauchgasen

Die optogenetische Kontrolle des mikrobiellen Stoffwechsels bietet eine flexible dynamische Kontrolle über Fermentationsprozesse. Das Protokoll zeigt hier, wie man blaulichtregulierte Fermentationen für die chemische und Proteinproduktion auf verschiedenen volumetrischen Skalen aufbaut.

Lichtgesteuerte Fermentationen für die mikrobielle Chemikalien- und Proteinproduktion

Erfahren Sie den Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen für Mikroalgenkulturen. Diese Methode ermöglicht kontinuierliches Sauerstoffmonitoring mit minimalem Nutzereingriff.

Betrieb von Labor-Photobioreaktoren mit Online-Wachstumsmessungen und anpassbaren Lichtregimen

Weitere Videos entdecken