Name: Nachweis von Plasmodium Sporozoiten in Anopheles-Mücken mit einem Enzyme-linked Immunosorbent Assay (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 4 s
Description: Lernen Sie einen Sandwich-ELISA zur Detektion von Plasmodium-Sporozoiten in Anopheles-Mücken. Diese kostengünstige Methode ermöglicht hochdurchsatzfähige Untersuchungen zur Malaria-Übertragung mit hoher Spezifität.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken Herrn Kirakorn Kiatibutr, MVRU, für die Schulung und Anleitung. Wir danken auch Frau Pinyapat Kongngen, MVRU, für ihre technische Unterstützung bei der Erstellung von Abbildung 2. Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des National Institute for Allergy and Infectious Diseases und des National Institute of Health (U19 AI089672) unterstützt.

1. Vorbereitung der Reagenzien
HINWEIS: In der Materialtabelle finden Sie eine Liste der Geräte, Reagenzien und anderen Verbrauchsmaterialien, die in diesem Protokoll verwendet werden, und in Tabelle 1 finden Sie eine Liste der Lösungen und ihrer Zusammensetzung.
<ol><li>Capture und Peroxidase-konjugierte mAbs<ol><li>Um den mAb zu rekonstituieren, resuspendieren Sie den lyophilisierten mAb in einer 1:1-Mischung aus destilliertem Wasser:Glycerin bei 0,5 mg/ml. Bei Bedarf aliquote herstellen, um wiederholtes Einfrieren und Auftauen zu vermeiden, und bei -20 °C lagern.</li>
	</ol></li>
	<li>Blockierender Puffer (BB)<ol><li>Bereiten Sie den Blockierungspuffer vor, indem Sie 5 g ELISA-Casein in 100 mL 0,1 N NaOH auflösen. Fügen Sie 900 ml phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) hinzu (siehe Tabelle 1), um das endgültige Volumen auf 1,0 l zu erhöhen.</li>
		<li>Fügen Sie 0,02 g Phenolrot als Indikator hinzu und stellen Sie den pH-Wert mit HCl auf 7,4 ein. Lagern Sie BB bis zu einer Woche bei 4 °C oder aliquotieren Sie es in 50 mL für die Langzeitlagerung bei -20 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Positivkontrollen<ol><li>Um die Positivkontrollen zu rekonstituieren, rehydrieren Sie die lyophilisierten Proteine durch Zugabe von 1.000 μl BB. Die Stamm-Positivkontrolllösungen werden nach Bedarf aliquotiert und bei -20 °C gelagert.</li>
		<li>Bei serieller Verdünnung wird jede Positivkontrolle wie folgt auf die endgültige Arbeitskonzentration in BB weiter verdünnt: Pf, 2 pg/μl; Pv (VK210), 182 (pg/μL); Pv (VK247), 89 pg/μL. HINWEIS: Die genauen Konzentrationen der Positivkontrollen können von Charge zu Charge variieren. Konsultieren Sie das Produktinformationsblatt für die genaue erforderliche Konzentration. Die Positivkontrollkonzentrationen, ausgehend von der obigen Arbeitskonzentration, betragen 2, 1, 0,5, 0,25, 0,13, 0,06 pg/μl für Pf; 182, 91, 46, 23, 11, 5,7 pg/μl für PV210; und 89, 45, 22, 11, 5,6, 2,8 pg/μL PV247.</li>
	</ol></li>
	<li>Negative Kontrollen HINWEIS: Die ideale Negativkontrolle ist das Kopf-Thorax-Homogenat weiblicher Anopheles-Mücken, das identisch mit den Testproben hergestellt wurde. BB kann aber auch als Negativkontrolle verwendet werden.<ol><li>Mit BB als Negativkontrolle verwenden Sie die 2-fache Absorptionsschwelle für zuverlässige positive Messwerte.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Vorbereitung der Mückenprobe
<ol><li>Trennen Sie den Kopf und den Brustkorb jeder gesammelten erwachsenen Mücke mit einer sterilen Rasierklinge vom Bauch. Legen Sie den Kopf und den Thorax in ein vorbeschriftetes 1,5-ml-Zentrifugenmahlröhrchen. Poolköpfe und Thoracen von bis zu 10 Mücken, falls gewünscht. HINWEIS: Für die Probenvorbereitung wird in der Regel die Speicheldrüse einer infizierten Mücke präpariert und CS-ELISA unterzogen. Der Kopf und der Thorax gesammelter Mücken können jedoch auch direkt zur Durchführung von CS-ELISA verwendet werden (ohne Präparierung für Speicheldrüsen)12,13,19.</li>
	<li>Geben Sie 50 μl Mahlpuffer (GB) in jedes Röhrchen und homogenisieren Sie die Probe mit einem sauberen Stößel (mit Seife gewaschen). Spülen Sie den gebrauchten Stößel mit 250 μl GB in das Röhrchen mit der homogenisierten Mücke(n) bis zu einem Endvolumen von ~300 μl.</li>
	<li>Bewahren Sie die Probe bis zur Verwendung in einem Gefrierschrank (-20 °C) auf oder fahren Sie sofort mit der Durchführung der ELISA fort.</li>
</ol>3. Sporozoit-ELISA
<ol><li>Füllen Sie das Sporozoiten-ELISA-Arbeitsblatt aus (siehe Zusatzmaterial 1). Bereiten Sie eine ELISA-Platte für jeden CSP (Pf, Pv-210 oder Pv-247) vor.</li>
	<li>Bereiten Sie die mAb-Arbeitslösung vor, indem Sie den Antikörper in PBS auflösen: 4 μg/mL Pf; 2 μg/ml Pv-210; 2 μg/ml Pv-247. Berechnen Sie die erforderlichen Volumina basierend auf der Zugabe von 5 mL pro Platte. Wirbeln Sie die Lösung vorsichtig ein.</li>
	<li>Pipettieren Sie 50 μl jeder mAb-Arbeitslösung aus Schritt 3.2 in jede Vertiefung der ELISA-Platte. Decken Sie die Platte mit einem Plastikdeckel ab und inkubieren Sie sie 30 Minuten oder über Nacht bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Saugen Sie den Inhalt der Vertiefung ab und klopfen Sie die Platte mindestens 5 Mal kopfüber auf Küchenpapier, um die gesamte Flüssigkeit zu entfernen. HINWEIS: Wenn kein Absaugsystem (Mehrkanal-Vakuumabsaugung, die an saubere Spitzen angeschlossen ist) verfügbar ist, schütten Sie die Antikörper in das Waschbecken und klopfen Sie dann auf die Platte auf Papiertücher.</li>
	<li>Fügen Sie 200 μl BB hinzu, um alle Vertiefungen in der Platte zu füllen. Decken Sie den Teller mit einem Plastikdeckel ab. Inkubieren Sie die Platte 1 h lang bei Raumtemperatur. Saugen Sie den Bohrlochinhalt an oder kippen Sie ihn aus. Klopfen Sie den Teller kopfüber 5 Mal auf Küchenpapier, um die gesamte Flüssigkeit zu entfernen.</li>
	<li>Laden Sie das Mückenhomogenat und die Steuerung wie folgt auf die Platte.<ol><li>50 μl der Positivkontrolle werden in die Vertiefungen H1 und H2 gegeben.</li>
		<li>Geben Sie 50 μl BB in die Vertiefungen in den Spalten 1 und 2 von Reihe C bis G. Geben Sie dann 50 μl der Positivkontrolle in die Vertiefungen G1 und G2. Die Positivkontrolle wird seriell verdünnt, beginnend mit G1 und G2, gefolgt von F1 und F2 bis C1 und C2. HINWEIS: Alle positiven Kontrollvertiefungen sollten 50 μl enthalten.</li>
		<li>Geben Sie 50 μl BB (Negativkontrolle) in die Vertiefungen A1, A2, B1 und B2.</li>
		<li>Geben Sie 50 μl jeder Homogenatprobe in eine Vertiefung mit unbekannter (Unk).</li>
		<li>Die Platte abdecken und 2 h bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach ca. 2 h beginnen Sie mit der Vorbereitung der Untergründe. Für das ABTS Substrat 2-Komponenten-Kit mischen Sie Substrat A und Substrat B im Verhältnis 1:1. HINWEIS: Für eine vollständige 96-Well-Platte sind 5 mL Substrat A und 5 mL Substrat B erforderlich.</li>
	<li>Bereiten Sie die Arbeitslösungen von Peroxidase-markierten mAbs für Pf, Pv-210 und Pv-247 vor, indem Sie BB zum rekonstituierten konjugierten mAb hinzufügen, um eine Arbeitskonzentration von 1 μg/ml zu erhalten.<ol><li>Berechnen Sie die erforderlichen Volumina basierend auf der Zugabe von 5 mL konjugierter mAb-Arbeitslösung pro Platte.</li>
		<li>Die Peroxidaseaktivität wird getestet, indem 5 μl des in Schritt 3.8 hergestellten Peroxidase-markierten mAb mit 100 μl des in Schritt 3.7 hergestellten Substrats in einem separaten 1,5-ml-Röhrchen gemischt werden. Sanft vortexen. HINWEIS: Es sollte einen schnellen Farbwechsel von klar zu grün geben, was darauf hinweist, dass das Peroxidase-Enzym und die Substrate wirken.</li>
	</ol></li>
	<li>Saugen Sie den Brunneninhalt an oder kippen Sie ihn ab und klopfen Sie die Platte 5 Mal kopfüber auf Küchenpapier, um die gesamte Flüssigkeit zu entfernen.</li>
	<li>Waschen Sie die Vertiefungen zweimal mit 200 μl PBS-Tween, saugen Sie den Vertiefungsinhalt an und klopfen Sie jeweils 5 Mal auf die Platte.</li>
	<li>Geben Sie 50 μl Peroxidase-markierten mAb, der in Schritt 3.8 hergestellt wurde, in jede Vertiefung. Decken Sie die Platte ab und inkubieren Sie sie 1 h lang bei Raumtemperatur im Dunkeln. Aspirieren oder kippen Sie den Brunneninhalt und klopfen Sie die Platte kopfüber 5 Mal auf ein Papiertuch.</li>
	<li>Waschen Sie die Vertiefungen 3 Mal mit 200 μl PBS-Tween, saugen Sie den Vertiefungsinhalt an und klopfen Sie jeweils 5 Mal auf die Platte.</li>
	<li>100 μl der in Schritt 3.7 hergestellten Substratlösung werden in jede Vertiefung gegeben. Decken Sie die Platte ab und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln.</li>
	<li>Nach 30 Minuten wird die Extinktion bei 405-414 nm mit einem ELISA-Platten-Reader abgelesen. HINWEIS: Befolgen Sie die spezifischen Anweisungen für den verwendeten ELISA-Plattenleser. Einzelheiten zu den Anweisungen für die Software, die für dieses Protokoll verwendet wird, finden Sie im Zusatzmaterial S2. In den Positivkontrollvertiefungen sollte es zu einer deutlichen Farbänderung von klar zu grün kommen.</li>
</ol>4. Analyse
<ol><li>Erkennung positiver Proben.<ol><li>Proben mit Absorptionswerten oberhalb des Cutoffs (das Doppelte des mittleren Absorptionswerts der negativen Proben) sind als positiv zu kennzeichnen.</li>
	</ol></li>
	<li>Quantifizierung von CSP<ol><li>Die CSP-Konzentration in der Probe ist unter Verwendung der Standardkurve, die aus der Kontrollverdünnungsreihe erstellt wurde, wie folgt zu schätzen.<ol><li>Erstellen Sie die Standardkurve, indem Sie die Absorptionswerte (y-Achse) der seriell verdünnten Kontrollen gegen ihre Konzentrationen (x-Achse) darstellen.</li>
			<li>Führen Sie eine lineare Regression durch, um die beste Anpassung mit y = A + Bx zu bestimmen, wobei A und B freie Parameter sind.</li>
			<li>Bestimmen Sie die CSP-Konzentration für jede positive Probe, indem Sie die Gleichung für einen gegebenen Absorptionswert lösen.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Bray, R. S., Garnham, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life-cycle+of+primate+malaria+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22British+Medical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The life-cycle of primate malaria parasites.</a> British Medical Bulletin. 38 (2), 117-122 (1982).</li>
<li>Held, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primate+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+New+York+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Primate malaria.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 162 (1), 587-593 (1969).</li>
<li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Division+of+Malaria+and+Other+Parasitic+Diseases.+Manual+on+practical+entomology+in+Malaria%2C+Part+I+and+Part+II%5BTitle%5D)+AND+%22World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">Division of Malaria and Other Parasitic Diseases. Manual on practical entomology in Malaria, Part I and Part II.</a> World Health Organization. , Geneva. (1975).</li>
<li>Robert, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+the+distribution+of+circumsporozoite+antigen+in+Anopheles+gambiae+infected+with+Plasmodium+falciparum%2C+using+the+enzyme-linked+immunosorbent+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Transactions+of+the+Royal+Society+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Study of the distribution of circumsporozoite antigen in Anopheles gambiae infected with Plasmodium falciparum, using the enzyme-linked immunosorbent assay.</a> Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 82 (3), 389-391 (1988).</li>
<li>Fontenille, D., Meunier, J. Y., Nkondjio, C. A., Tchuinkam, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+circumsporozoite+protein+enzyme-linked+immunosorbent+assay+compared+with+microscopic+examination+of+salivary+glands+for+calculation+of+malaria+infectivity+rates+in+mosquitoes+%28Diptera%3A+Culicidae%29+from+Cameroon%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Use of circumsporozoite protein enzyme-linked immunosorbent assay compared with microscopic examination of salivary glands for calculation of malaria infectivity rates in mosquitoes (Diptera: Culicidae) from Cameroon.</a> Journal of Medical Entomology. 38 (3), 451-454 (2001).</li>
<li>Echeverry, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+and+robust+single+PCR+for+Plasmodium+sporozoite+detection+in+mosquitoes+using+the+cytochrome+oxidase+I+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Malaria+Journal%22%5BJournal%5D)">Fast and robust single PCR for Plasmodium sporozoite detection in mosquitoes using the cytochrome oxidase I gene.</a> Malaria Journal. 16 (1), 230(2017).</li>
<li>Singh, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genus-+and+species-specific+nested+polymerase+chain+reaction+malaria+detection+assay+for+epidemiologic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">A genus- and species-specific nested polymerase chain reaction malaria detection assay for epidemiologic studies.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 60 (4), 687-692 (1999).</li>
<li>Snounou, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genotyping+of+Plasmodium+spp.+Nested+PCR%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Genotyping of Plasmodium spp. Nested PCR.</a> Methods in Molecular Medicine. 72, 103-116 (2002).</li>
<li>Snounou, G., Singh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nested+PCR+analysis+of+Plasmodium+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Nested PCR analysis of Plasmodium parasites.</a> Methods in Molecular Medicine. 72, 189-203 (2002).</li>
<li>Snounou, G., Viriyakosol, S., Jarra, W., Thaithong, S., Brown, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+four+human+malaria+parasite+species+in+field+samples+by+the+polymerase+chain+reaction+and+detection+of+a+high+prevalence+of+mixed+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+Biochemical+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Identification of the four human malaria parasite species in field samples by the polymerase chain reaction and detection of a high prevalence of mixed infections.</a> Molecular and Biochemical Parasitology. 58 (2), 283-292 (1993).</li>
<li>Wirtz, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Plasmodium+vivax+sporozoites+in+mosquitoes+using+an+enzyme-linked+immunosorbent+assay%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Identification of Plasmodium vivax sporozoites in mosquitoes using an enzyme-linked immunosorbent assay.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 34 (6), 1048-1054 (1985).</li>
<li>Wirtz, R. A., Burkot, T. R., Graves, P. M., Andre, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Field+evaluation+of+enzyme-linked+immunosorbent+assays+for+Plasmodium+falciparum+and+Plasmodium+vivax+sporozoites+in+mosquitoes+%28Diptera%3A+Culicidae%29+from+Papua+New+Guinea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Field evaluation of enzyme-linked immunosorbent assays for Plasmodium falciparum and Plasmodium vivax sporozoites in mosquitoes (Diptera: Culicidae) from Papua New Guinea.</a> Journal of Medical Entomology. 24 (4), 433-437 (1987).</li>
<li>Wirtz, R. A., Sattabongkot, J., Hall, T., Burkot, T. R., Rosenberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+evaluation+of+an+enzyme-linked+immunosorbent+assay+for+Plasmodium+vivax-VK247+sporozoites%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Development and evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for Plasmodium vivax-VK247 sporozoites.</a> Journal of Medical Entomology. 29 (5), 854-857 (1992).</li>
<li>Burkot, T. R., Williams, J. L., Schneider, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Plasmodium+falciparum-infected+mosquitoes+by+a+double+antibody+enzyme-linked+immunosorbent+assay%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Identification of Plasmodium falciparum-infected mosquitoes by a double antibody enzyme-linked immunosorbent assay.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 33 (5), 783-788 (1984).</li>
<li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circumsporozoite+protein+heterogeneity+in+the+human+malaria+parasite+Plasmodium+vivax%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Circumsporozoite protein heterogeneity in the human malaria parasite Plasmodium vivax.</a> Science. 245 (4921), 973-976 (1989).</li>
<li>Marie, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+real-time+quantitative+PCR+to+measure+the+wild+Plasmodium+falciparum+infectivity+rate+in+salivary+glands+of+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22Malaria+Journal%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a real-time quantitative PCR to measure the wild Plasmodium falciparum infectivity rate in salivary glands of Anopheles gambiae.</a> Malaria Journal. 12, 224(2013).</li>
<li>Arevalo-Herrera, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoreactivity+of+sera+from+low+to+moderate+malaria-eEndemic+areas+against+Plasmodium+vivax+rPvs48%2F45+proteins+produced+in+Escherichia+coli+and+chinese+hamster+ovary+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Immunoreactivity of sera from low to moderate malaria-eEndemic areas against Plasmodium vivax rPvs48/45 proteins produced in Escherichia coli and chinese hamster ovary systems.</a> Frontiers in Immunology. 12, 634738(2021).</li>
<li>Balkew, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+update+on+the+distribution%2C+bionomics%2C+and+insecticide+susceptibility+of+Anopheles+stephensi+in+Ethiopia%2C+2018-2020%5BTitle%5D)+AND+%22Malaria+Journal%22%5BJournal%5D)">An update on the distribution, bionomics, and insecticide susceptibility of Anopheles stephensi in Ethiopia, 2018-2020.</a> Malaria Journal. 20 (1), 263(2021).</li>
<li>Wirtz, R. A., Avery, M., Benedict, M., Sutcliffe, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasmodium+sporozoite+ELISA%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Anopheles+Research%22%5BJournal%5D)">Plasmodium sporozoite ELISA.</a> Methods in Anopheles Research. , 333-343 (2016).</li>
<li>Durnez, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((False+positive+circumsporozoite+protein+ELISA%3A+a+challenge+for+the+estimation+of+the+entomological+inoculation+rate+of+malaria+and+for+vector+incrimination%5BTitle%5D)+AND+%22Malaria+Journal%22%5BJournal%5D)">False positive circumsporozoite protein ELISA: a challenge for the estimation of the entomological inoculation rate of malaria and for vector incrimination.</a> Malaria Journal. 10, 195(2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Der CSP-ELISA bietet eine hochspezifische und kostengünstige Methode zum Nachweis von Plasmodium CSP. Es ermöglicht die Unterscheidung zwischen P. falciparum und P. vivax Sporozoiten sowie zwischen den beiden Subtypen VK210 und VK247 von P vivax11,13,14,15. Bestimmte kritische Punkte sollten beachtet werden, um zuverlässige und reproduzierbare Ergebnisse zu e...

Plasmodium Sporozoiten sind das infektiöse Stadium der Malariaparasiten in den Mücken. Die Sporozoiten werden über Mückenstiche auf den Menschen übertragen. In der Mücke bilden sich die Sporozoiten zunächst im Inneren der Oozysten an der Mitteldarmwand. Sobald sie fertig sind, werden sie in das Hämocoel abgegeben und wandern zu den Speicheldrüsen der Mücke. Dort reifen sie heran und sind bereit für die Übertragung auf den Menschen während der Blutfütterung. Beim Menschen lagern sich die Sporozoiten in der Dermis ab. Dann gelangen sie in das Blutgefäß und wandern entlang des Blutkreislaufs, um die Leber zu erreichen, um eine Infektion in den Hepatozyten zu etablieren 1,2.
Drei verschiedene Methoden wurden verwendet, um eine Sporozoiteninfektion der Speicheldrüsen der Mücke zu bestimmen. Die erste Methode ist die Dissektion der Speicheldrüsen mit anschließender direkter Untersuchung der Sporozoiten unter einem Lichtmikroskop. Diese Methode ist der Goldstandard zum Nachweis und zur Quantifizierung von Sporozoiten in den Speicheldrüsen der Anopheles-Mücke 3. Es erfordert jedoch einen Techniker, der sowohl in der Präparierung als auch in der mikroskopischen Untersuchung gut ausgebildet ist. Darüber hinaus kann es nicht zur Bestimmung von Plasmodium-Spezies und CSP-Subtypisierung (für P. vivax) verwendet werden4,5. Die zweite Methode verwendet die Polymerase-Kettenreaktion (PCR), um Plasmodium-DNA im oberen Teil des Mückenkörpers nachzuweisen6. Aufgrund der Spezifität der PCR sind sowohl eine Spezies als auch eine Subtypisierung des Parasiten möglich 7,8,9,10. PCR wird zwar zunehmend eingesetzt, erfordert aber relativ teure Geräte und gut ausgebildetes Personal. Die letzte Methode, der ELISA zum Nachweis des Plasmodium-spezifischen Circumsporozoiten-Proteins (CSP), ist seit drei Jahrzehnten die Hauptstütze 11,12,13. CSP ist sowohl in Oozystensporozoiten als auch in Speicheldrüsensporozoiten vorhanden12,14. Unter Verwendung spezifischer Antikörper ermöglicht diese Methode die Identifizierung von Plasmodium-Spezies und die CSP-Subtypisierung von P. vivax-Sporozoiten. Der Grund für diesen Assay ist die Notwendigkeit eines einfachen Hochdurchsatz-Assays zur Untersuchung einer großen Anzahl wilder Mücken, um die Malariaübertragung zu verstehen (d. h. die Infektionsrate der Sporozoiten zu bestimmen).
Die ELISA-Methode hat gegenüber der mikroskopischen Untersuchung zwei entscheidende Vorteile. Erstens ermöglicht es den Forschern, Mückenproben aufzubewahren, bis sie für die Probenverarbeitung bereit sind. Zweitens kann die ELISA-Methode zur Differenzierung von Plasmodium-Spezies durch speziesspezifische monoklonale Antikörper verwendet werden. Darüber hinaus kann der ELISA eine größere Anzahl von Mückenproben aufnehmen, was einen viel höheren Durchsatz ermöglicht15. Im Vergleich zur PCR, bei der Sporozoiten-DNA nachgewiesen wird, nimmt das ELISA-Verfahren mehr Zeit in Anspruch, kostet aber weniger16. Der hier beschriebene ELISA-Assay wurde entwickelt, um die Infektiosität von Mücken zu bestimmen und CSP von P. falciparum und jede der beiden CSP-Varianten von P. vivax, VK210 und VK247, separat nachzuweisen. Diese ELISA-Methode wurde in vielen Studien verwendet, um die saisonale Dynamik der Mückeninfektion zu bestimmen und die Spezies der wichtigsten Malariavektoren im Feld zu identifizieren 12,13,17,18. Für die Durchführung dieses Assays ist ein Standardlabor, das mit einem ELISA-Plattenlesegerät ausgestattet ist, ausreichend.
Der Gesamtansatz ist in Abbildung 1 zusammengefasst. Bei diesem Sandwich-ELISA wird zunächst der primäre (Capture) monoklonale Antikörper (mAb), der für jede Plasmodium-Spezies /jeden Subtyp spezifisch ist, zur Beschichtung der ELISA-Platte verwendet. Jede Platte ist mit einem einzelnen Capture-mAb beschichtet. Die Funktion des mAb besteht darin, das entsprechende CSP-Antigen in den Mückenhomogenaten einzufangen. Nach dem Antigen-Capture und den Plattenwaschungen wird ein zweiter CSP-spezifischer Antikörper, der mit Peroxidase markiert ist, verwendet, um das Vorhandensein von CSP nachzuweisen, das an den Capture-mAb gebunden ist. Die chemische Reaktion, die durch Peroxidase katalysiert wird, führt zu einer Farbentwicklung in Vertiefungen, die für CSP positiv sind.

<table><tbody><tr><td>EquipmentELISA</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Plattenleser</td><td>BioTek Instrument, Inc.</td><td>Synergy H1</td> Die <td>Extinktion wird mit dem UV-VIS-Absorptionsdetektionsmodus gemessen</td></tr><tr><td>Stößel für das Zerkleinerungswerk</td><td>Axygen</td><td>PES-15-B-SI</td><td>Zur Homogenisierung des Mückenkopfes/Thorax</td></tr><tr><td>ReagenzienABTS-Substrats</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>2-Komponenten-Substrat</td><td>KPL</td><td>50-62-00</td><td>Für die peroxidasegesteuerte Detektion</td></tr><tr><td>Blockierungspuffer (BB)</td><td></td><td></td><td>Hinweis: Lösung</td></tr><tr><td>Capture und Peroxidase-konjugierte monoklonale Antikörper (mAbs)</td><td></td><td></td><td>Hinweis: mAbs können in lyophilisierter Form als Teil der Sporozoit-ELISA-Reagenzien-Kits (MRA-890 für P. falciparum und MRA-1028K für P. vivax) von BEI Resources (https://www.beiresources.org.)</td></tr><tr><td>Casein</td><td>Sigma aldrich</td><td>9000-71-9</td><td>Zum Blockieren</td></tr> der <tr><td>Puffervorbereitung Schleifpuffer (GB)</td><td></td><td></td><td>Hinweis: Lösung</td></tr><tr><td>Igepal CA-630</td><td>Sigma aldrich</td><td>9002-93-1</td><td>Zur Aufbereitung des Schleifpuffers</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma aldrich</td><td>7447-40-7</td><td>Zur Zubereitung von Phosphatpuffer Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>KH2PO4 </td><td>Sigma aldrich</td><td>7778-77-0</td><td>Für die Phosphatpuffer-Kochsalzaufbereitung</td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>Sigma aldrich</td><td>7558-79-4</td><td>Für die Phosphatpuffer-Kochsalzaufbereitung</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma aldrich</td><td>7647-14-5</td><td>Für die Phosphatpuffer-Kochsalzaufbereitung</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma aldrich</td><td>1310-73-2</td><td>Für die Blockierung der Pufferzubereitung</td></tr><tr><td>PBS-Tween</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pf-Capture mAb</td><td>CDC</td><td>Pf-CAP</td><td>Zum Einfangen von Pf Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pf Peroxidase mAb</td><td>CDC</td><td>Pf-HRP</td><td>Zum Nachweis von Pf Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pf Positivkontrolle</td><td>CDC</td><td>Pf-PC</td><td>Pf Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Phenolrot</td><td>Sigma aldrich</td><td>143-74-8</td><td>Zum Blockieren der Puffervorbereitung</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)</td><td></td><td></td><td>Hinweis: Lösung</td></tr><tr><td>Positivkontrollen</td><td></td><td></td><td>Hinweis: Lösung</td></tr><tr><td>Pv210 Capture mAb</td><td>CDC</td><td>Pv210-CAP</td><td>Zum Capture von Pv210 Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pv210 Peroxidase mAb</td><td>CDC</td><td>Pv210-HRP</td><td>Zum Nachweis von Pv210 Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pv210 Positivkontrolle</td><td>CDC</td><td>Pv210-PC</td><td>Pv210-Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Pv247-Capture-mAb</td><td>CDC</td><td>Pv247-CAP</td><td>Zum Erfassen von Pv247-Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pv247-Peroxidase mAb</td><td>CDC</td><td>Pv247-HRP</td><td>Zum Nachweis von Pv247-Circumsporozoit-Protein</td></tr><tr><td>Pv247-Positivkontrolle</td><td>CDC</td><td>Pv247-PC</td><td>Pv247-Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Tween20</td><td>Sigma aldrich</td><td>9005-64-5</td><td>Für die PBS-Tween-Vorbereitung</td></tr><tr><td>Verbrauchsmaterialien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Einweg-Pipettierbehälter</td><td>Generisch</td><td></td><td>Für Arbeitsreagenzien</td></tr><tr><td>ELISA-Platten: 96 Well mit rundem Boden PVS</td><td>Corning Life Science</td><td>2797</td><td>Für ELISA-Handschuhe</td></tr><tr><td>: Einweghandschuhe und Gefrierhandschuhe</td><td>Generika</td><td></td><td>Für den persönlichen Schutz</td></tr><tr><td>Laborkittel</td><td>Generisch</td><td></td><td>für den persönlichen Schutz</td></tr><tr><td>Mehrkanalpipette P30-300</td><td>Generisch</td><td></td><td>Für den Lösungstransfer</td></tr><tr><td>Pipettensatz, P2, P20, P200 und P1000</td><td>Generisch</td><td></td><td>Für den Lösungstransfer</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen 10 & Mikro; L, 200 & Mikro; L und 1000 &micro; L</td><td>Generika</td><td></td><td>Für den Lösungstransfer</td></tr><tr><td>Serologische Pipetten 5 mL, 10 mL</td><td>Generika</td><td></td><td>Für den Lösungstransfer</td></tr><tr><td>Transferpipetten</td><td>Generisch</td><td></td><td>Für den Lösungstransfer</td></tr></tbody></table>

nachweis von plasmodium sporozoiten in anopheles-mücken mit einem enzyme-linked immunosorbent assay

Detection of Plasmodium Sporozoites in Anopheles Mosquitoes using an Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Plasmodium Sporozoiten sind das infektiöse Stadium von Malariaparasiten, die den Menschen infizieren. Die Sporozoiten, die sich in den Speicheldrüsen weiblicher Anopheles-Mücken befinden, werden bei der Blutfütterung über Mückenstiche auf den Menschen übertragen. Das Vorhandensein von Sporozoiten in den Speicheldrüsen der Mücke definiert somit die Infektiosität der Mücke. Um festzustellen, ob eine Anopheles-Mücke Plasmodium-Sporozoiten trägt, war die ELISA-Methode (Enzyme-linked Immunosorbent Assay) das Standardwerkzeug zum Nachweis des Plasmodium circumsporozoit-Proteins (CSP), dem wichtigsten Oberflächenprotein der Sporozoiten. Bei dieser Methode wird der Kopf zusammen mit dem Thorax jeder Mücke vom Abdomen getrennt, homogenisiert und einem Sandwich-ELISA unterzogen, um das Vorhandensein von CSP nachzuweisen, das spezifisch für Plasmodium falciparum und jeden der beiden Subtypen VK210 und VK247 von Plasmodium vivax ist. Diese Methode wurde verwendet, um die Übertragung von Malaria zu untersuchen, einschließlich der saisonalen Dynamik der Mückeninfektion und der Spezies der wichtigsten Malariavektoren in den Untersuchungszentren.

Repräsentative ELISA-Ergebnisse sind in Abbildung 2 dargestellt. In diesem Experiment konnte der P. falciparum ELISA eine Sporozoiteninfektion in Vertiefung A7 nachweisen. Die positive Vertiefung konnte visuell an ihrer schwachen grünen Farbe erkannt werden (Abbildung 2A). Der Absorptionswert dieser Vertiefung lag über der Cut-off-Schwelle (doppelt so hoch wie der Mittelwert der vier negativen Kontrollbrunnen) (Abbildung 2B...

Dieses Protokoll beschreibt einen Sandwich-Enzyme-linked Immunosorbent Assay zum Nachweis von Speicheldrüsen-Sporozoiten in Mücken. Unter Verwendung leicht verfügbarer monoklonaler Antikörper ermöglicht die Methode einen kostengünstigen Hochdurchsatznachweis von Mücken, die Plasmodium falciparum oder Plasmodium vivax tragen. Die Methode eignet sich für die Erforschung der Malariaübertragung, einschließlich Vektoruntersuchungen.

Nachweis von Plasmodium Sporozoiten in Anopheles-Mücken mit einem Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Plasmodium sporozoites are the infective stage of malaria parasites that infect humans. The sporozoites residing in the salivary glands of female ...

Die ELISA-Technik ist sehr nützlich für den Nachweis von Malariaparasiten im Mückenvektor mit hoher Empfindlichkeit und Spezifität und in der Lage, viele Proben gleichzeitig zu verarbeiten. Diese Technik ermöglicht es Forschern, Mückenproben aufzubewahren, bis sie für die Probenverarbeitung bereit sind, und sie kann zur Unterscheidung von Plasmodium-Spezies mit speziesspezifischen monoklonalen Antikörpern durchgeführt werden. Bereiten Sie die Probe vor, indem Sie den Kopf und den Thorax der Mücken vom Bauch trennen und sie in ein vorbeschriftetes 1,5-Milliliter-Zentrifugenmahlröhrchen geben.Geben Sie 50 Mikroliter Mahlpuffer in jedes Röhrchen und homogenisieren Sie die Probe mit einem Stößel. Spülen Sie den Stößel mit 250 Mikrolitern Mahlpuffer ab und geben Sie die Lösung in das Röhrchen, um das endgültige Volumen auf 300 Mikroliter zu bringen. Bereiten Sie eine ELISA-Platte für das Zirkumsporozoitenprotein vor und füllen Sie das Sporozoit-ELISA-Arbeitsblatt aus.Bereiten Sie die Antikörperlösung in PBS vor und fügen Sie fünf Milliliter der Lösung pro Platte hinzu. Pipettieren Sie 50 Mikroliter der Antikörperlösung in jede Vertiefung der ELISA-Platte. Legen Sie einen Deckel auf die Platte und inkubieren Sie sie 30 Minuten oder über Nacht bei Raumtemperatur.Aspiriere die Lösung in der Vertiefung und klopfe fünfmal auf die Platte auf ein Papiertuch, um die Flüssigkeit zu entfernen. Geben Sie 200 Mikroliter Blockierungspuffer in die Well-Platten und decken Sie sie mit einem Deckel ab. Eine Stunde lang bei Raumtemperatur inkubieren und den Inhalt der Vertiefung ansaugen.Klopfen Sie erneut auf den Teller auf ein Papiertuch, um die Flüssigkeit zu entfernen. Geben Sie 50 Mikroliter Positivkontrolle in die Vertiefungen H eins und H zwei. Geben Sie dann 50 Mikroliter Blockierungspuffer in die Vertiefungen in den Spalten eins und zwei der Zeilen C bis G.Geben Sie 50 Mikroliter der Positivkontrolle in die Vertiefungen G eins und G zwei.Die Positivkontrolle beginnend mit G eins und G zwei wird nacheinander verdünnt, gefolgt von F eins und F zwei bis C eins und C zwei. 50 Mikroliter der Negativkontrolle werden in die Vertiefungen A eins, A zwei, B eins und B zwei gegeben. Extrahieren Sie 50 Mikroliter der Homogenatlösung und geben Sie sie in eine unbekannte Vertiefung.Decken Sie die Platte ab und inkubieren Sie sie zwei Stunden lang bei Raumtemperatur. Bereiten Sie die Substratlösung vor, indem Sie Substrat A und B im Verhältnis eins zu eins mischen. Bestimmen Sie das erforderliche Volumen durch Zugabe von fünf Millilitern konjugierter Antikörperlösung zu jeder Platte.Bewerten Sie die Peroxidaseaktivität, indem Sie fünf Mikroliter der mit Peroxidase markierten Antikörperlösung zu 100 Mikrolitern der Substratlösung in einem 1,5-Milliliter-Röhrchen hinzufügen. Saugen Sie den Inhalt der Vertiefung ab und entfernen Sie die Flüssigkeit, indem Sie die Platte kopfüber auf ein Papiertuch legen. Waschen Sie die Vertiefungen zweimal mit 200 Mikrolitern PBS Tween.Saugen Sie den Inhalt der Vertiefung ab und klopfen Sie fünfmal auf die Platte. Geben Sie 50 Mikroliter Peroxidase-markierte Antikörperlösung in jede Vertiefung. Dann im Dunkeln eine Stunde lang bei Raumtemperatur inkubieren.Saugen Sie den Inhalt der Vertiefung ab und klopfen Sie fünfmal auf die Platte auf ein Papiertuch. Waschen Sie die Vertiefungen dreimal mit 200 Mikrolitern PBS Tween, saugen Sie den Inhalt an und klopfen Sie fünfmal auf die Platte. Geben Sie 100 Mikroliter der Substratlösung in jede Vertiefung.Decken Sie die Platte ab und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang im Dunkeln bei Raumtemperatur. Nach der Inkubation wird die Absorption bei 405 bis 414 Nanometern mit einem ELISA-Platten-Reader abgelesen. Kennzeichnen Sie die Proben mit einer Extinktion mit einem Wert über dem Cutoff als positiv und bestimmen Sie die CSP-Konzentration in der Probe anhand des Standards.Plotten Sie die Absorptionswerte im Vergleich zur Lösungskonzentration auf, um eine Standardkurve zu erstellen. Bestimmen Sie die beste Anpassung mit der linearen Regressionsmethode. Lösen Sie die Gleichung der einzelnen Absorptionswerte für eine positive Probe, um die CSP-Konzentration zu bestimmen.Nach 30 Minuten ELISA-Durchführung mit ABTS konnte eine Sporozoiteninfektion durch das Auftreten einer schwachen grünen Farbe in der Vertiefung nachgewiesen werden. Die Positivkontrolle zeigte keine Farbveränderung in der Vertiefung. Es wurden die Absorptionswerte für die negative und die positive Vertiefung bestimmt.Die positive Vertiefung wies einen Absorptionswert auf, der über der Cutoff-Schwelle lag, während die Negativkontrollen signifikant niedrigere Werte aufwiesen. Darüber hinaus wurden auch die Absorptionswerte der anderen 80 unbekannten Bohrungen ermittelt. Die durchgezogene Linie stellt die mittlere Absorption der negativen Kontrollvertiefungen dar, und die gestrichelte Linie stellt die Positivitätsschwelle dar.Unter Verwendung der Standardkurve wurde die CSP-Konzentration in Vertiefung A sieben auf 0,35 Pikogramm pro Mikroliter bestimmt. Dieser Schritt der ELISA-Verarbeitung sollte schnell durchgeführt werden, um unspezifische Vektoren zu vermeiden. Darüber hinaus sollten alle Proben und die Lösung im Kühlschrank aufbewahrt werden, um das mikrobielle Wachstum zu verhindern. Den Forschern wird empfohlen, die positiven Nachweise durch andere Methoden wie PCR zu bestätigen.Dies wird die Zuverlässigkeit erheblich verbessern, insbesondere wenn der einzige Messwert über dem Schwellenwert liegt. Diese Technik hat es den Forschern ermöglicht, in größerem Maßstab Erhebungen über mögliche Infektionen in den Mücken durchzuführen, was für die Identifizierung des Hauptvektors wichtig ist.

detection-plasmodium-sporozoites-anopheles-mosquitoes-using-an-enzyme

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Sobald ein Gen als potentiell feuerfesten für Malaria identifiziert wird, muss er für seine Rolle bei der Verhinderung Plasmodium-Infektionen innerhalb der Mücke ausgewertet werden. Dieses Protokoll zeigt, wie das Ausmaß der Plasmodium-Infektionen von Mücken getestet werden kann. Die Techniken für die Vorbereitung der gametocyte Kultur-, Membran-Fütterung Moskitos menschlichem Blut und Testen von viralen Titer in der Mücke Mitteldarm demonstriert.

Protokoll für Plasmodium falciparum-Infektionen in Mücken und Infektionsbiologie Phänotyp Bestimmung

Eine schnelle und kostengünstige Möglichkeit, die Qualität Malariaparasiten und Vektor-DNA aus mosquito Proben zu extrahieren beschrieben. Aufbauend auf chelatisierenden Eigenschaften der Chelex Harz, ermöglicht die einfache Methode Genotypisierung von Malaria-Parasiten in Mücken Mitte Darm und Speicheldrüsen Phasen sowie molekulare Identifizierung...

A Simple Chelex Protokoll zur DNA-Extraktion aus<em&gt; Anopheles</em&gt; Spp.

Dieses Video zeigt einen Assay zur Immunisierung eines Mausmodells mit lebenden abgeschwächten Sporozoiten. Die strahlengedämpften  Plasmodium-Sporozoiten werden in die dorsale Seite des Ohrs der Maus injiziert. Nach Injektionen an mehreren Stellen auf beiden Ohren kann sich die Maus erholen.

Intradermale Immunisierung mit lebenden abgeschwächten Sporozoiten in einem Mausmodell

Malaria übertragende Mücken haben eine Reihe von epidemiologisch wichtigen Eigenschaften, die nur mit molekularen Techniken nachgewiesen werden können. Unter Verwendung einer MALDI-TOF-basierten SNP-Genotypisierungsplattform haben wir einen Assay entwickelt, mit dem mehrere Schlüsselmerkmale (Spezies, Insektizidresistenz, Parasiteninfektion und Wirtswahl) von Malariavektoren gleichzeitig nachgewiesen werden können.

Ein Multi-Nachweistest für Malaria tragenden Mücken

Wir beschreiben hier ein Protokoll zur Isolierung myeloischer Zellen aus der Maushaut und der Drainage von Lymphknoten nach intradermaler  Injektion von Plasmodium-Sporozoiten. Die Durchflusszytometrie der gesammelten Zellen bietet einen zuverlässigen Assay zur Charakterisierung der Entzündungsreaktion der Haut und der Drainage von Lymphknoten auf den Parasiten.

Myeloischen Zellisolierung von Mäusehaut und ableitenden Lymphknoten Nach intradermale Impfung mit attenuierten Lebend<em&gt; Plasmodium</em&gt; Sporozoiten

Wir beschreiben ein Mausmodell der experimentellen zerebralen Malaria und zeigen, wie entzündliche und mikrovaskuläre Pathologien in vivo mit Hilfe der Magnetresonanztomographie verfolgt werden können.

In vivo Verfolgung von Ödementwicklung und mikrovaskulärer Pathologie in einem Modell der experimentellen zerebralen Malaria mit Magnetresonanztomographie

Aufgrund der auffälligen Ähnlichkeiten des Lebenszyklus und der Biologie von Nagetier-Malariaparasiten mit menschlichen Malariaparasiten sind Nagetier-Malariamodelle für die Malariaforschung unverzichtbar geworden. Hierbei haben wir einige der wichtigsten Techniken standardisiert, die bei der phänotypischen Analyse von wildflebenden und transgenen Nagetier-Malaria-Arten verwendet werden.

Phänotypische Analyse von Nagetier Malaria Parasiten Asexual und Sexuelle Blutstadien und Mückenstadien

Aktuellen Multiplex Diagnostik Zika, Chikungunya und Dengue-Viren erfordern komplexe Probenvorbereitung und teure Instrumentierung, und sind in geringen Ressourcen Umgebungen geeignet zu erkennen. Wir zeigen eine Diagnose, mit denen Isotherme Verstärkung mit zielgruppenspezifischer Strang verschieblich Sonden zu erkennen und diese Viren mit hoher Sensitivität und Spezifität zu unterscheiden.

Gemultiplexten isothermen Verstärkung basiert Diagnoseplattform zu erkennen, Zika, Chikungunya und Dengue-Fieber 1

Der Standard Membrane Feeding Assay (SMFA) gilt als Goldstandard für die Bewertung und Identifizierung potenzieller Malariamittel. Dieses künstliche Fütterungssystem wird verwendet, um Moskitos zu infizieren, um die Auswirkungen solcher Verbindungen auf die Intensität und Prävalenz des Parasiten Plasmodium falciparum weiter zu bewerten.

Standard-Membran-Fütterungstest zum Nachweis von Plasmodium falciparum-Infektionen in Anopheles-Mückenvektoren

Bei einer Infektion mit Mycoplasma pneumoniae können serologische Tests gute Ergebnisse liefern, jedoch aufgrund einer immunologischen Kreuzreaktion mit geringer Spezifität. Der hauseigene Antigen-Capture-ELISA, der in diesem Artikel beschrieben wird, garantiert eine hohe Speziesspezifität und hat sich als zuverlässiger Screening-Test für die genaue Diagnose von M. pneumoniae erwiesen.

Antigen-Capture Enzyme-linked Immunosorbent Assay zum spezifischen Nachweis von Mycoplasma pneumoniae

Malaria wird durch Inokulation des Sporozoitenstadiums von Plasmodium durch infizierte Stechmücken übertragen. Transgenes Plasmodium hat es uns ermöglicht, die Biologie der Malaria besser zu verstehen und hat direkt zur Entwicklung von Malaria-Impfstoffen beigetragen. In dieser Arbeit beschreiben wir eine optimierte Methodik zur Generierung transgener Plasmodium berghei-Sporozoite.

Gentechnisch veränderte Plasmodium berghei Sporozoiten

Lernen Sie einen Sandwich-ELISA zur Detektion von Plasmodium-Sporozoiten in Anopheles-Mücken. Diese kostengünstige Methode ermöglicht hochdurchsatzfähige Untersuchungen zur Malaria-Übertragung mit hoher Spezifität.

Nachweis von Plasmodium Sporozoiten in Anopheles-Mücken mit einem Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Weitere Videos entdecken