Name: Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen, Metarhizium robertsii und Metarhizium pinghaense, zur kommerziellen Anwendung gegen Insektenschädlinge (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-31T13:10:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Lernen Sie die Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen Metarhizium robertsii und M. pinghaense zur biologischen Schädlingsbekämpfung. Diese Methode optimiert die Konidienausbeute für den kommerziellen Einsatz.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Die Autoren danken Hort Pome, Hort Stone und dem Technology and Human Resources for Industry Programme (THRIP: TP14062571871) für die Finanzierung des Projekts.
ORCID: Letodi L. Mathulwe http://orcid.org/0000-0002-5118-3578
Antoinette P. Malan http://orcid.org/0000-0002-9257-0312
Nomakholwa F. Stokwe http://orcid.org/0000-0003-2869-5652

1. Quelle von Pilzstämmen
<ol><li>Verwenden Sie südafrikanische isolierte Pilzstämme von M. pinghaense 5 HEID (GenBank Accession number: MT367414/MT895630) und M. robertsii 6EIKEN (MT378171/MT380849), die aus Apfelplantagen in der Provinz Westkap, Südafrika, gesammelt wurden.</li>
	<li>Züchten Sie Kulturen jedes EPF-Isolats auf 60 g Sabouraud-Dextrose-Agar-Medium, ergänzt mit 1 g Hefeextrakt (SDAY) und 10 μL Streptomycin. HINWEIS: Inkubieren Sie EPF-Kulturen bei einer kontrollierten Temperatur von ± 25 °C im Dunkeln.</li>
</ol>2. Metarhizium pinghaense  und M. robertsii conidial suspension inokulation
<ol><li>Aufbereitung der festen Substrate<ol>
<li>Verwenden Sie zwei landwirtschaftliche Produkte, nämlich Haferflocken und Gerstenflocken, als Wachstumsmedien für die beiden EPF-Isolate und Autoklavenbeutel (305 mm × 660 mm) als Gärbeutel.</li>
		<li>Verwenden Sie ein kleines Polyvinylchlorid-Abfallrohr (1000 mm × 50 mm), um einen Hals für den Gärbeutel am offenen Ende des Autoklavenbeutels zu erstellen, und verwenden Sie Autoklavband, um das Rohr am Beutel zu befestigen.</li>
		<li>Schließen Sie das Rohr mit einem sterilen Wattestopfen, um einen ausreichenden Gasaustausch während der Gärung zu ermöglichen.</li>
		<li>Wiegen Sie trockene Körner (200 g) von Haferflocken und Gerstenflocken und legen Sie sie in die Gärbeutel, und fügen Sie zu jedem Beutel 100 ml destilliertes Wasser hinzu und mischen Sie den Inhalt der Beutel gründlich.</li>
		<li>Lassen Sie die nassen Körner 15-30 Minuten ruhen, um Feuchtigkeit vor dem Autoklavieren und Sterilisieren aufzunehmen. Bereiten Sie sechs Beutel für jeden Getreidetyp vor, und um eine Kontamination zu vermeiden, legen Sie die Beutel in andere Autoklavbeutel und autoklavieren Sie die Substrate bei 121 ° C für 55 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Herstellung von konidialem Suspensionsinokulum<ol>
<li>Ernten Sie 2-3 Wochen alte Pilzkonidien aus Pilzkulturen von M. pinghaense und M. robertsii durch Kratzen mit einer sterilen chirurgischen Klinge.</li>
		<li>Suspendieren Sie die gesammelten Pilzkonidien in 20 ml sterilem destilliertem Wasser, ergänzt mit 0,05% Tween 20, und mischen Sie die konidiellen Suspensionen für 2 min.</li>
		<li>Bereiten Sie 20 ml konidielle Suspensionen mit einer Konzentration von 1 × 107 Konidien / ml vor und impfen Sie die Substrate für Haferflocken bzw. gefüllte Gersten. HINWEIS: Verwenden Sie ein Hämozytometer, um konidimale Konzentrationen zu bestimmen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Impfung der festen Substrate<ol>
<li>Öffnen Sie jeden Beutel, indem Sie die Nackenstöpsel aus Watte entfernen, und fügen Sie die vorbereitete 20 ml konidielle Suspension dem gekühlten autoklavierten Substrat hinzu.</li>
		<li>Schließen Sie die Beutel erneut mit den Nackenstöpseln und massieren Sie den Inhalt des Beutels ein, damit sich das Pilzinokulum gleichmäßig mit dem Getreidesubstrat vermischt.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Gärbeutel bei einer kontrollierten Temperatur von ± 25 °C und sorgen Sie für einen ausreichenden Gasaustausch zwischen Kultur und Umwelt. HINWEIS: Dieses Verfahren muss unter einem Laminar-Flow-Schrank durchgeführt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fermentationsphase<ol>
<li>Massieren Sie die Getreidesubstrate in den Gärbeuteln 2 Tage nach der Impfung und Inkubation manuell, wenn sichtbares Myzelwachstum auftritt und das Substrat durch den wachsenden Pilz verklumpt ist. HINWEIS: Dies geschieht, um das geimpfte Granulat zu mischen, damit in den ersten frühen Stadien des vegetativen Wachstums der Pilze eine myzelliche Verzweigung stattfinden kann.</li>
		<li>Verwenden Sie ein Küchen-Nudelholz, um das Substratbett zu manipulieren, um die physikalische Heterogenität der Getreidesubstratbetten und die Bettdicke der Substratmasse zu vermeiden. HINWEIS: Der Prozess fördert den Pilzstoffwechsel, der die Produktion von Pilzsporen optimiert und die Oberfläche maximiert, wodurch der konididale Ertrag gefördertwird 18.</li>
		<li>Lassen Sie den Fermentationsprozess bis zu 4-5 Wochen andauern und überprüfen Sie die Fermentationsbeutel alle 2 Tage auf das Vorhandensein von weißem vegetativem Überwuchs, der sich während des Fermentationsprozesses entwickeln kann, was den Ertrag der Pilzkonidien stark beeinflussen kann. HINWEIS: Beenden Sie sofort die Fermentation in den Gärbeuteln, die weißes vegetatives Überwuchern enthalten, und trocknen Sie die Pilzkulturen18.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Blastosporen-Impfung
<ol><li>Blastosporenproduktion und -impfung<ol>
<li>Bereiten Sie ein flüssiges Kulturmedium vor, das 1 l destilliertes Wasser, 30 g Glukose, 20 g Hefeextrakt, 4 g Kaliumphosphat-Diabasis (K2HPO4), 15 ml Maissteillauge und 10 μg / ml Antibiotikum Streptomycin sowohl für M. pinghaense als auch für M . robertsii enthält.</li>
		<li>Erhitzen Sie zuerst das destillierte Wasser, schalten Sie es aus, bevor Sie den Siedepunkt erreichen, und fügen Sie jede der Zutaten, mit Ausnahme von Streptomycin, in das heiße Wasser im Topf hinzu. Bringen Sie das Medium 3-4 min lang sanft zum Kochen und rühren Sie das Medium ständig um, um das richtige Mischen der Zutaten zu ermöglichen und das Absetzen einiger Zutaten am Boden des Topfes zu verhindern.</li>
		<li>Gießen Sie insgesamt 100 ml des Mediums in neun verschiedene 250-ml-Kolben, legen Sie einen Wattestopfen auf jeden Kolben und bedecken Sie die Watte mit Aluminiumfolie als Stopfen (Abbildung 1A).</li>
		<li>Autoklavieren Sie das Medium in den Kolben für 55 min bei 121 °C. Lassen Sie nach der Autoklavierung das Medium in den Kolben abkühlen und fügen Sie dem Medium in jedem Kolben 10 mg/ml Streptomycin hinzu (Abbildung 1B).</li>
		<li>Sammeln Sie zwei bis drei bakterielle Schleifen von Pilzkonidien von 2-3 Wochen alten Pilzkulturplatten für die EPF-Isolate, M. pinghaense und M. robertsii, und übertragen Sie sie unter sterilen Bedingungen auf jedes 100 ml flüssige Medium in den 250-ml-Kolben und verschließen Sie die Kolben.</li>
		<li>Inkubieren Sie die flüssigen Kulturkolben bei ± 25 °C, auf einem Orbitalschüttler bei 140 U / min für 3 Tage und stoppen Sie die Inkubation, sobald die Kulturen Anzeichen einer hohen Trübung mit pilzlichem Blastosporenwachstum zeigen (Abbildung 1C).</li>
		<li>Um eine mögliche bakterielle Kontamination durch die Kulturen nachzuweisen, entnehmen Sie nach 24 Stunden während der Inkubation eine 100-μL-Probe aus jedem Flüssigkulturkolben und die Platte auf drei SDA-Platten pro Isolat. Inkubieren Sie die Platten für 48 h bei einer kontrollierten Temperatur von ± 25 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Vorbereitung des festen Substrats<ol>
<li>Verwenden Sie parboiled langkörnigen weißen Reis als festes Substratmedium für die Blastosporen von M. pinghaense und M. robertsii (adaptiert von Jaronski und Jackson18).</li>
		<li>Bereiten Sie die Gärbeutel wie oben beschrieben in den Schritten 2.1.1-2.1.3 vor und fügen Sie für jeden Beutel 1 kg Reis und 300 ml steriles destilliertes Wasser hinzu.</li>
		<li>Mischen Sie vorsichtig den Inhalt der Gärbeutel und legen Sie ihn in äußere Autoklavenbeutel in aufrechter Position und Autoklav bei 121 ° C für 55 min. Lassen Sie die Substrate nach dem Autoklavieren unter sterilen Bedingungen für ± 45 Minuten abkühlen.</li>
	</ol></li>
	<li>Impfung und Gärung<ol>
<li>Entfernen Sie den Verschluss jedes der flüssigen Kulturkolben von M. pinghaense und M. robertsii unter einer laminaren Strömung und brennen Sie den Rand jedes Kolbens für 10 s.</li>
		<li>Gießen Sie die 100-ml-Flüssigkulturen in die Fermentationsbeutel, indem Sie die Wattestopfen vom Hals nehmen (Abbildung 2). Setzen Sie die Baumwollstöpsel wieder auf und bedecken Sie die Oberseite des Halses der Tasche mit chirurgischem Papier, das mit einem Gummiband gesichert ist. HINWEIS: Bestimmen Sie die Blastosporenkonzentration für jeden Kolben mit einem Hämozytometer und verwenden Sie Blastosporenkonzentrationen von 1 × 107 - 5 × 108 Blastosporen / ml, um die Substrate28 zu innokulieren.</li>
		<li>Drehen Sie den oberen Teil des Beutels und mischen Sie den Inhalt des Beutels durch Schütteln und leichte Manipulation des Substrats durch Massage und inkubieren Sie die Beutel bei ± 25 ° C, indem Sie das Substrat in den Beuteln abflachen, um die Bildung dicker Bettenzu verhindern 18.</li>
		<li>Brechen Sie das Substrat in den Gärbeuteln durch Massieren des Inhalts der Beutel, 2-3 Tage nach der Impfung und der Inkubation, wenn sichtbares Myzelwachstum und die Bindung des Substrats durch den Pilz aufgetreten sind (angepasst an die Technik von Jaronski und Jackson18). HINWEIS: Lassen Sie die Fermentation 4 Wochen lang fortsetzen.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63246/63246fig01.jpg"> Abbildung 1: Flüssiges Kulturmedium in 250-ml-Kolben. (A) Vor der Autoklavierung. (B) Nach Autoklavierung und Inokulation mit EPF-Sporen. (C) Trübes Medium mit pilzlichen Blastosporen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63246/63246fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63246/63246fig02.jpg"> Abbildung 2: Zubereitetes Blastosporen-Flüssigkulturmedium. (A) Metarhizium robertsii und (B) Metarhizium pinghaense vor der Beimpfung von Reis als festem Substrat. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63246/63246fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
4. Trocknung von Pilzkulturen
<ol><li>Trocknen Sie die Pilzkulturen für 10-12 Tage nach der Fermentation, bevor sie in Versuchen verwendet werden, indem Sie die sporulierten Kulturen in 26-30 kg (30 x 43 x15250 cm 3) braune Papiertüten umfüllen.</li>
	<li>Um die Zugfestigkeit der Papiertüten zu verbessern, schneiden Sie ein Drittel des oberen Teils jedes Beutels horizontal ab und kleiden Sie den Boden des Beutels aus (Abbildung 3A, B).</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63246/63246fig03.jpg"> Abbildung 3: Vorbereitung von Papiertüten, Trocknungsverfahren von Kulturen und Verpackung. (A,B) Die Herstellung von braunen Papiertüten. Das Trocknungsverfahren von Metarhizium-Artenkulturen, die auf (C,E) Parboiled-Reis und (D,F)-Gerstenflocken angebaut werden. (G) Papiertüten, die mit Heftklammern verschlossen sind, um eine dreieckige Zeltstruktur zu schaffen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63246/63246fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<ol start="3"><li>Zerbröckeln Sie vorsichtig das Substrat in jedem Gärbeutel, schneiden Sie die Ecke jedes Beutels ab und übertragen Sie die gesamte Kultur durch den durch die abgeschnittene Ecke verbleibenden Raum auf die Papiertüten (Abbildung 3C-F). Um das übermäßige Austreten von Pilzsporen in die Luft zu vermeiden, führen Sie diesen Prozess langsam durch. HINWEIS: Führen Sie diesen Prozess unter sterilen Bedingungen unter laminaren Strömungen durch, um eine Kontamination zu vermeiden.</li>
	<li>Beschriften Sie jede Papiertüte und falten Sie sie zweimal über das obere Ende jeder Tasche und schließen Sie sie mit Klammern, um eine dreieckige Zeltstruktur zu schaffen, und legen Sie die Taschen auf Drahttrocknungsgestelle, um eine ordnungsgemäße, gleichmäßige Trocknung bei einer kontrollierten Temperatur von ± 25 ° C und einer niedrigen Luftfeuchtigkeit von 30-40% zu ermöglichen.</li>
	<li>Drehen Sie die Beutel täglich, um eine gleichmäßige Trocknung der Kulturen zu ermöglichen und ein vegetatives Nachwachsen zu vermeiden, das den Ertrag an erntefähigen Pilzsporen verringern würde.</li>
	<li>Wiegen Sie jeden Trocknungsbeutel alle 2 Tage während des Trocknungsprozesses und setzen Sie den Trocknungsprozess für jeden Beutel fort, bis wenig bis keine Veränderung in der Masse der Beutel zwischen den aufeinanderfolgenden Tagen beobachtet wird.</li>
</ol>5. Ernte von Pilzkonidien
<ol><li>Pilzkonidien mechanisch aus den Kulturen mit drei verschachtelten Sieben ernten, einem Testsieb (ETS) Mesh Nr. 35 (mit 500-μm-Öffnung), verschachtelt auf einem Testsieb (mit 212-μm-Öffnung), verschachtelt auf ETS-Mesh Nr. 100 (mit 150-μm-Öffnung), montiert auf einer Auffangwanne.</li>
	<li>Legen Sie die Trockenkulturprobe langsam auf das ETS-Netz Nr. 35 und legen Sie einen Deckel auf das Sieb, um die Freisetzung von Pilzkonidien in die Luft zu verhindern.</li>
	<li>Fügen Sie 10-12 Glasmurmeln zu den Sieben hinzu, um den Durchgang der Pilzkonidien durch die Netzsiebe zu unterstützen und die Retention der Konidien im Sieb zu vermeiden, was zu einer verminderten Sporenausbeute führen kann.</li>
	<li>Kleben und versiegeln Sie die Siebverbindungen mit Elektroband, um das Entweichen von Staub zu verhindern.</li>
	<li>Legen Sie die Siebe auf einen Vibrationsschüttler, der mit einem klebrigen Pad ausgestattet ist, um die Auffangwanne und die Siebe für 20-25 min bei einer Bewegung von 560-640 Vibrationen pro Minute zu sichern (Abbildung 4). HINWEIS: Technik angepasst von Jaronski und Jackson18.</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63246/63246fig04.jpg"> Abbildung 4: Ernte von Pilzsporen aus getrockneten Metarhizium robertsii-Kulturen auf Reis und Gerstenflocken. (A) 10-12 Glasmurmeln, die den Sieben hinzugefügt wurden, um den Durchgang der Pilzkonidien durch die Netzsiebe zu erleichtern. M. robertsii conidia aus Kulturen auf (B) Reis geerntet und (C) kaum geflockt. (D) Siebt auf einem Vibrationsschüttler. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63246/63246fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<ol start="6"><li>Entfernen Sie die Analysensiebe aus der Auffangwanne, sammeln Sie Konidien und lagern Sie die gesammelten Konidien in luftdichten und wasserundurchlässigen Reißverschlussbeuteln zur Langzeitlagerung (3-6 Monate).</li>
</ol>6. Quantifizierung der produzierten Pilzkonidien
<ol><li>Messen und erfassen Sie die Masse jedes Getreidesubstrats vor der Ernte der Pilzkonidien von jedem Substrat.</li>
	<li>Messen Sie das Gesamtgewicht der gesammelten Konidien, indem Sie die Masse der gesammelten Sporen von der Masse des festen Substrats abziehen. HINWEIS: Der gesamte Konidienertrag umfasst nicht nur die geernteten Konidien, sondern auch die Pilzkonidien, die auf dem festen Substrat verbleiben.</li>
	<li>Wiegen Sie das Substrat und entfernen Sie 10 g aus dem gewogenen Substrat. Die 10 g des Substrats in 0,05% Tween 20 suspendieren und in 10 ml sterilem destilliertem Wasser verdünnen.</li>
	<li>Mischen Sie die Suspension für 2 min und verwenden Sie ein Hämozytometer, um die Sporenzählung durchzuführen, um die Anzahl der vom Substrat gewaschenen Konidien zu bestimmen.</li>
	<li>Führen Sie weitere Verdünnungen durch, indem Sie 1000 μL der 10 ml gewaschenen konidiellen Suspension auf 9 ml steriles destilliertes Wasser übertragen, um 10 ml Verdünnungssuspensionen zu bilden.</li>
	<li>Wirbelmischen Sie die konidiellen Suspensionen für 2 min und bestimmen Sie die konidiellen Konzentrationen. HINWEIS: Befolgen Sie das von Inglis, Enkerli und Göttel30 beschriebene Verfahren und die Formel, um die konidielle Konzentration der Suspensionen zu bestimmen.</li>
	<li>Sammeln und suspendieren Sie insgesamt 0,1 g des gesammelten konidiellen Pulvers aus jeder Kultur in 10 ml sterilem destilliertem Wasser, ergänzt mit 0,05% Tween 20, und mischen Sie die konidielle Suspension für 2 min und bestimmen Sie die konidielle Konzentration mit einem Hämozytometer.</li>
	<li>Führen Sie weitere Verdünnungen durch, indem Sie 1000 μL der 10 ml konidiellen Suspension auf 9 ml steriles destilliertes Wasser übertragen, um die 10 ml Suspensionsverdünnungen zu bilden.</li>
	<li>Mischen Sie die konidialen Suspensionen für 2 min, berechnen Sie die konidiellen Konzentrationen und bestimmen Sie die Anzahl der Konidien pro Gramm.</li>
	<li>Multiplizieren Sie die Anzahl der Konidien pro Gramm geerntetem Pulver mit der Anfangsmasse des geernteten Konidienpulvers. Multiplizieren Sie die Anzahl der aus dem Substrat gewaschenen Konidien mit dem Gesamtgewicht des verbrauchten Substrats, das das Substrat ist, von dem die Konidien geerntet wurden.</li>
	<li>Addieren Sie die beiden angegebenen Werte zusammen und dividieren Sie sie durch das anfängliche Trockengewicht des Substrats, um die Anzahl der Konidien pro kg oder g des Substrats18 zu berechnen. HINWEIS: Die Berechnungen wurden hauptsächlich für das Reissubstrat durchgeführt. Der Keimungs- oder Konidiallebensfähigkeitstest wurde sowohl für die M. pinghaense - als auch für die M. robertsii-Isolate durchgeführt, um die Lebensfähigkeit der produzierten Konidien zu bestimmen.</li>
</ol>7. Datenanalyse
<ol><li>Verwenden Sie eine geeignete Computersoftware, um die statistische Analyse der erhaltenen Ergebnisse durchzuführen. HINWEIS: Die statistische Analyse der Daten erfolgte mit STATISTICA Version 13.5.0.17.</li>
</ol>

<ol><li>Shah, P. A., Pell, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entomopathogenic+fungi+as+biological+control+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Microbiology+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Entomopathogenic fungi as biological control agents.</a> Applied Microbiology and Biotechnology. 61 (5), 413-423 (2003).</li>
<li>Mathulwe, L. L., Malan, A. P., Stokwe, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+biology+and+control+of+the+obscure+mealybug%2C+Pseudococcus+viburni+%28Hemiptera%3A+Pseudococcidae%29%2C+with+special+reference+to+biological+control+using+entomopathogenic+fungi+and+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22African+Entomology%22%5BJournal%5D)">A review of the biology and control of the obscure mealybug, Pseudococcus viburni (Hemiptera: Pseudococcidae), with special reference to biological control using entomopathogenic fungi and nematodes.</a> African Entomology. 29 (1), 1-16 (2020).</li>
<li>Ibrahim, L., Laham, L., Touma, A., Ibrahim, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production%2C+yield%2C+quality%2C+formulation+and+efficacy+of+entomopathogenic+Metarhizium+anisopliae+conidia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Journal+of+Applied+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Mass production, yield, quality, formulation and efficacy of entomopathogenic Metarhizium anisopliae conidia.</a> Current Journal of Applied Science and Technology. 9 (5), 427-440 (2015).</li>
<li>Banu, J. G., Rajalakshmi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardisation+of+media+for+mass+multiplication+of+entomopathogenic+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Plant+Protection%22%5BJournal%5D)">Standardisation of media for mass multiplication of entomopathogenic fungi.</a> Indian Journal of Plant Protection. 42 (1), 91-93 (2014).</li>
<li>Roberts, D. W., Humber, R. A. Entomogenous fungi. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRoberts%2C+DW+%22Biology+of+Conidial+Fungi%22">Biology of Conidial Fungi</a>. Cole, G. T., Kendrick, W. B. , Academic Press. New York. 201-236 (1981).</li>
<li>Feng, M. G., Poprawski, T. J., Khachatourians, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production%2C+formulation+and+application+of+the+entomopathogenic+fungus+Beauveria+bassiana+for+insect+control.+Current+status%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Production, formulation and application of the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana for insect control. Current status.</a> Biocontrol Science and Technology. 4 (1), 3-34 (1994).</li>
<li>Karanja, L. W., Phiri, N. A., Oduor, G. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+different+solid+substrates+on+mass+production+of+Beauveria+bassiana+and+Metarhizium+anisopliae+entomopathogens%5BTitle%5D)+AND+%22The+Proceedings+of+the12th+KARI+Biennial+Scientific+Conference%22%5BJournal%5D)">Effect of different solid substrates on mass production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae entomopathogens.</a> The Proceedings of the12th KARI Biennial Scientific Conference. , Nairobi, Kenya. 8-12 (2010).</li>
<li>Prasad, C. S., Pal, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+and+economics+of+entomopathogenic+fungus%2C+Beauveria+bassiana%2C+Metarhizium+anisopliae+and+Verticillium+lecanii+on+agricultural+and+industrial+waste%5BTitle%5D)+AND+%22Scholars+Journal+of+Agriculture+and+Veterinary+Sciences%22%5BJournal%5D)">Mass production and economics of entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae and Verticillium lecanii on agricultural and industrial waste.</a> Scholars Journal of Agriculture and Veterinary Sciences. 1 (1), 28-32 (2014).</li>
<li>Ehlers, R. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+entomopathogenic+nematodes+for+plant+protection%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Microbiology+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Mass production of entomopathogenic nematodes for plant protection.</a> Applied Microbiology and Biotechnology. 56 (5), 623-633 (2001).</li>
<li>Pham, T. A., Kim, J. J., Kim, S. G., Kim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+blastospore+of+entomopathogenic+Beauveria+bassiana+in+a+submerged+batch+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Mycobiology%22%5BJournal%5D)">Production of blastospore of entomopathogenic Beauveria bassiana in a submerged batch culture.</a> Mycobiology. 37 (3), 218-224 (2009).</li>
<li>Bhadauria, B. P., Puri, S., Singh, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+entomopathogenic+fungi+using+agricultural+products%5BTitle%5D)+AND+%22The+Bioscan%22%5BJournal%5D)">Mass production of entomopathogenic fungi using agricultural products.</a> The Bioscan. 7 (2), 229-232 (2012).</li>
<li>Latifian, M., Rad, B., Amani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+entomopathogenic+fungi+Metarhizium+anisopliae+by+using+agricultural+products+based+on+liquid-solid+diphasic+method+for+date+palm+pest+control%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Farming+and+Allied+Sciences%22%5BJournal%5D)">Mass production of entomopathogenic fungi Metarhizium anisopliae by using agricultural products based on liquid-solid diphasic method for date palm pest control.</a> International Journal of Farming and Allied Sciences. 3 (4), 368-372 (2014).</li>
<li>Agale, S. V., Gopalakrishnan, S., Ambhure, K. G., Chandravanshi, H., Gupta, R., Wani, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+entomopathogenic+fungi+%28Metarhizium+anisopliae%29+using+different+grains+as+a+substrate%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Current+Microbiology+and+Applied+Sciences%22%5BJournal%5D)">Mass production of entomopathogenic fungi (Metarhizium anisopliae) using different grains as a substrate.</a> International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 7 (1), 2227-2232 (2018).</li>
<li>Jackson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+nutritional+conditions+for+the+liquid+culture+production+of+effective+fungal+biological+control+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Industrial+Microbiology+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Optimizing nutritional conditions for the liquid culture production of effective fungal biological control agents.</a> Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 19 (3), 180-187 (1997).</li>
<li>Deshpande, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycopesticides+production+by+fermentation.+Potential+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Reviews+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Mycopesticides production by fermentation. Potential and challenges.</a> Critical Reviews in Microbiology. 25 (3), 229-243 (1999).</li>
<li>Sahayaraj, K., Namasivayam, S. K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+production+of+entomopathogenic+fungi+using+agricultural+products+and+by+products%5BTitle%5D)+AND+%22African+Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Mass production of entomopathogenic fungi using agricultural products and by products.</a> African Journal of Biotechnology. 7 (12), 1907-1910 (2008).</li>
<li>Feng, K. C., Liu, L. B., Tzeng, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Verticillium+lecanii+spore+production+in+solid-state+and+liquid-state+fermentations%5BTitle%5D)+AND+%22Bioprocess+Engineering%22%5BJournal%5D)">Verticillium lecanii spore production in solid-state and liquid-state fermentations.</a> Bioprocess Engineering. 23 (1), 25-29 (2000).</li>
<li>Jaronski, S. T., Jackson, M. A. Mass production of entomopathogenic Hypocreales. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJaronski%2C+ST+%22Manual+of+Techniques+in+Invertebrate+Pathology+2nd+edition%22">Manual of Techniques in Invertebrate Pathology 2nd edition</a>. Lacey, L. A. , Academic Press. London. 255-284 (2012).</li>
<li>Vega, F. E., Jackson, M. A., Mercandier, G., Poprawski, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+nutrition+on+spore+yields+for+various+fungal+entomopathogens+in+liquid+culture%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Microbiology+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">The impact of nutrition on spore yields for various fungal entomopathogens in liquid culture.</a> World Journal of Microbiology and Biotechnology. 19 (4), 363-368 (2003).</li>
<li>El Damir, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+growing+media+and+water+volume+on+conidial+production+of+Beauveria+bassiana+and+Metarhizium+anisopliae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effect of growing media and water volume on conidial production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae.</a> Journal of Biological Sciences. 6 (2), 269-274 (2006).</li>
<li>Pandey, A. K., Kanaujia, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+different+grains+as+solid+substrates+on+sporulation%2C+viability+and+pathogenicity+of+Metarhizium+anisopliae+%28Metschnikoff%29+Sorokin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Control%22%5BJournal%5D)">Effect of different grains as solid substrates on sporulation, viability and pathogenicity of Metarhizium anisopliae (Metschnikoff) Sorokin.</a> Journal of Biological Control. 22 (2), 369-374 (2008).</li>
<li>Kassa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whey+for+mass+production+of+Beauveria+bassiana+and+Metarhizium+anisopliae%5BTitle%5D)+AND+%22Mycological+Research%22%5BJournal%5D)">Whey for mass production of Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae.</a> Mycological Research. 112 (5), 583-591 (2008).</li>
<li>Sharma, S., Gupta, R. B. L., Yadavam, C. P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selection+of+a+suitable+medium+for+mass+multiplication+of+entomofungal+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Selection of a suitable medium for mass multiplication of entomofungal pathogens.</a> Indian Journal of Entomology. 64 (3), 254-261 (2002).</li>
<li>Bich, G. A., Castrillo, M. L., Villalba, L. L., Zapata, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+rice+by-products%2C+incubation+time%2C+and+photoperiod+for+solid+state+mass+multiplication+of+the+biocontrol+agents+Beauveria+bassiana+and+Metarhizium+anisopliae%5BTitle%5D)+AND+%22Agronomy+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of rice by-products, incubation time, and photoperiod for solid state mass multiplication of the biocontrol agents Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae.</a> Agronomy Research. 16 (5), 1921-1930 (2018).</li>
<li>Price, R. E., Müller, E. J., Brown, H. D., D'Uamba, P., Jone, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+first+trial+of+a+Metarhizium+anisopliae+var.+acridum+mycoinsecticide+for+the+control+of+the+red+locust+in+a+recognised+outbreak+area%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Tropical+Insect+Science%22%5BJournal%5D)">The first trial of a Metarhizium anisopliae var. acridum mycoinsecticide for the control of the red locust in a recognised outbreak area.</a> International Journal of Tropical Insect Science. 19 (4), 323-331 (1999).</li>
<li>Hatting, J. L., Moore, S. D., Malan, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+control+of+phytophagous+invertebrate+pests+in+South+Africa.+Current+status+and+future+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Invertebrate+Pathology%22%5BJournal%5D)">Microbial control of phytophagous invertebrate pests in South Africa. Current status and future prospects.</a> Journal of Invertebrate Pathology. 165, 54-66 (2019).</li>
<li>Mathulwe, L. L., Malan, A. P., Stokwe, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+screening+of+entomopathogenic+fungi+and+nematodes+for+pathogenicity+against+the+obscure+mealybug%2C+Pseudococcus+viburni+%28Hemiptera%3A+Pseudococcidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Biocontrol+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Laboratory screening of entomopathogenic fungi and nematodes for pathogenicity against the obscure mealybug, Pseudococcus viburni (Hemiptera: Pseudococcidae).</a> Biocontrol Science and Technology. , (2021).</li>
<li>Inglis, G. D., Enkerli, J., Goettel, M. S. Laboratory techniques used for entomopathogenic fungi: Hypocreales. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aInglis%2C+GD+%22Manual+of+Techniques+in+Invertebrate+Pathology%22">Manual of Techniques in Invertebrate Pathology</a>. , Academic Press, Elsevier. Chapter 7 189-253 (2012).</li>
<li>Mehta, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+carbon+%26+nitrogen+sources+on+the+Trichoderma+viride+%28Biofungicide%29+and+Beauveria+bassiana+%28entomopathogenic+fungi%29%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Impact of carbon & nitrogen sources on the Trichoderma viride (Biofungicide) and Beauveria bassiana (entomopathogenic fungi).</a> European Journal of Experimental Biology. 2 (6), 2061-2067 (2012).</li>
<li>Burges, H. D. Formulation of mycoinsecticides. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBurges%2C+HD+%22Formulation+of+Microbial+Biopesticides%22">Formulation of Microbial Biopesticides</a>. , Springer. Dordrecht. 131-185 (1998).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die erfolgreiche Integration mikrobieller Wirkstoffe zur biologischen Bekämpfung wichtiger landwirtschaftlicher Insektenschädlinge in ein Agrarökosystem hängt sowohl vom Erfolg als auch von der Leichtigkeit der Massenproduktion der Entomopathogene als erster Schritt unter Laborbedingungen ab. Die Massenproduktion von EPF ist wichtig für die großtechnische Anwendung und Verfügbarkeit von EPF-Produkten für IPM-Programme unter biologischer Kontrolle 9,10,11,12,13.<s...

Entomopathogene Pilze (EPF) haben als Pflanzenschutzmittel bei der biologischen Bekämpfung wichtiger landwirtschaftlicher Insektenschädlinge an Bedeutung gewonnen 1,2. Die Entomopathogene, die natürlicherweise im Boden vorkommen, verursachen Tierseuchen in den Populationen verschiedener Schädlingsarten3. Die Arten von EPF sind wirtsspezifisch und stellen relativ wenige Risiken in Bezug auf den Angriff auf Nichtzielarten dar, und sie sind ungiftig für die Umwelt4. EPF haben einen einzigartigen Mechanismus für das Eindringen in ihren Wirt sowie für die Ausbreitung und Persistenz in ihrer unmittelbaren Umgebung1. Sie greifen den Wirt hauptsächlich durch asexuelle Sporen an, die sich an die Nagelhaut des Wirts anheften und diese durchdringen, um in den Hämocoel des Wirts einzudringen und sich zu vermehren. Der Wirt stirbt schließlich aufgrund der Erschöpfung der Hämolymph-Nährstoffe oder als Folge der Toxämie, die durch die toxischen Metaboliten verursacht wird, die vom Pilz freigesetzt werden. Nach dem Tod tritt der Pilz unter idealen Umweltbedingungen auf der äußeren Oberfläche (offene Mykose) des Wirtskadaversaus 5,6.
Wachsende Besorgnis über die negativen Auswirkungen chemischer Rückstände auf die menschliche Gesundheit, Umweltverschmutzung und die Entwicklung von Schädlingsresistenzen haben zu dem globalen Bestreben geführt, den Einsatz von Insektiziden auf chemischer Basis zu reduzieren und alternative, neuartige und nachhaltige Strategien für Pflanzenschutz und Schädlingsbekämpfungzu finden 6,7,8 . Dies hat Möglichkeiten geschaffen, mikrobielle Insektizide für den Einsatz in Programmen für den integrierten Pflanzenschutz (IPM) zu entwickeln, die ökologisch günstigere Strategien sind als die herkömmliche chemische Kontrolle 3,8.
Um ein erfolgreiches mikrobielles Bekämpfungsmittel für einen landwirtschaftlichen Schädling zu entwickeln, muss zunächst ein geeigneter Organismus isoliert, charakterisiert, identifiziert und seine Pathogenität für den Zielschädling bestätigt werden. Es ist jedoch eine einfache und kostengünstige Methode für die großtechnische Produktion des mikrobiellen Agens erforderlich, um ein lebensfähiges Produkt für die Verwendung in biologischen Bekämpfungsprogrammen 9,10,11,12,13 herzustellen. Die Massenproduktion erheblicher Mengen hochwertiger Entomopathogene hängt vom mikrobiellen Stamm, der Umwelt, dem Zielschädling, der Formulierung, dem Markt, der Anwendungsstrategie und dem gewünschten Endproduktab 14,15,16. EPF kann unter Verwendung von flüssiger Substratfermentation zur Herstellung von Blastosporen oder des festen Substratfermentationsprozesses zur Herstellung von Luftkonidien 6,17,18 in Massenproduktion hergestellt werden. Der Massenproduktions- und Formulierungsprozess von Entomopathogenen beeinflusst jedoch direkt die Virulenz, die Kosten, die Haltbarkeit und die Feldwirksamkeit des Endprodukts. Für eine erfolgreiche Verwendung in IPM muss der Produktionsprozess der Entomopathogene einfach zu bedienen sein, minimale Arbeit erfordern, eine hohe Ausbeute an virulenten, lebensfähigen und persistenten Vermehrungen erzeugen und kostengünstigsein 4,13,14,16.
Das Verständnis des Nährstoffbedarfs von Entomopathogenen ist wichtig für die Massenkultivierung mit allen Anbaumethoden 4,12. Die Nährstoffkomponenten des Produktionsmediums haben einen signifikanten Einfluss auf die Eigenschaften der resultierenden Vermehrungen, einschließlich der Wirksamkeit der Biokontrolle, des Ertrags, der Austrocknungstoleranz und der Persistenz 8,19,20,21. Die Optimierung von Produktionsabläufen ist darauf ausgerichtet, solche Faktoren anzugehen22. Für EPF sind die Hauptanforderungen für ein gutes Wachstum, Sporulation und Massenproduktion von Pilzkonidien ausreichende Feuchtigkeit, optimale Wachstumstemperatur, pH-Wert, Gasaustausch von CO2 undO2 und Ernährung, einschließlich guter Phosphor-, Kohlenhydrat-, Kohlenstoff- und Stickstoffquellen18.
Jaronski und Jackson18 beschreiben die feste Substratfermentationsmethode als die effizienteste und engste Annäherungsmethode an den natürlichen Prozess zur EPF-Produktion im Vergleich zur Fermentationsmethode für flüssige Substrate, da das Pilzkonidium unter natürlichen Bedingungen auf festen aufrechten Strukturen wie der Oberfläche von Insektenkadavern getragen wird. Landwirtschaftliche Produkte und Nebenprodukte, die Stärke enthalten, werden hauptsächlich für die Massenproduktion von hypokrealischen Pilzen verwendet, da die Pilze Stärke leicht durch Sekretion hochkonzentrierter hydrolytischer Enzyme aus ihren Hyphenspitzen zersetzen, um in die feste Substanz einzudringen und auf die in der Substanz vorhandenen Nährstoffe zuzugreifen11,17,18,23 . Die Getreideprodukte liefern auch die Voraussetzungen für eine gesunde Biomasseproduktion, denn wenn sie hydratisiert und sterilisiert sind, können die Substrate weitere Nährstoffe aus jedem flüssigen Medium aufnehmen16,18,24.
Zuvor wurde in mehreren Studien versucht, EPF-Arten wie Beauveria bassiana (Bals.) Vuil., Cordyceps fumosorosea (Wize) Kelper B. Shrestha & Spatafora, Verticillium lecanii (Zimm.) Viegas und einige der Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin-Spezies-Komplex-Isolate auf verschiedenen Substraten 16,23,24. Zu diesen massenproduzierten und kommerziell entwickelten Isolaten gehören Green Muscle® (Stamm IMI 330189), entwickelt aus M. anisopliae var Metarhizium acridum (Driver & Milner), J.F. Bisch, Rehner & Humber, Metarhizium 69 (Meta 69 Stamm ICIPE69) und Real Metarhizium 69 (L9281), entwickelt aus M. anisopliae, und Broadband® (Stamm PPRI 5339) und Eco-Bb®, entwickelt aus B. bassiana 25,26 . Es wurden jedoch begrenzte Versuche unternommen, Metarhizium robertsii J.F. Bisch., S.A. Rehner & Humber und Metarhizium pinghaense Chen & Guo in Massenkultur zu bringen. Diese beiden Isolate wurden in einer früheren Studie als die wirksamsten für die Bekämpfung der Wollläuse ausgewählt, Pseudococcus viburni Signoret (Hemiptera: Pseudococcidae)27. Daher zielte die aktuelle Studie darauf ab, eine ausreichende Anzahl widerstandsfähiger infektiöser Vermehrungen der lokalen Isolate von M. robertsii und M. pinghaense für die kommerzielle Anwendung gegen Insektenschädlinge zu formulieren und in Massenproduktion zu produzieren. Die Festsubstratfermentationsmethode wurde verwendet, um die Pilzkonidien für beide EPF-Isolate in Massenproduktion herzustellen. Zwei EPF-Impfmethoden, bei denen konidielle Suspensionen und die flüssige Pilzkultur von Blastosporen verwendet wurden, wurden verwendet, um die festen Substrate zu impfen.

<table><tbody><tr><td>0,05 % Tween 20</td><td>Lasec</td><td></td><td>Den Konidiensuspensionen zugesetzt, damit sich Pilzsporen mit Wasser vermischen</td></tr><tr><td>können 20 mL McCartney-Flaschen</td><td>Lasec</td><td></td><td>Zur Herstellung von Konidiensuspensionen</td></tr><tr><td>Aluminiumfolie</td><td></td><td></td><td>Zur Abdeckung der Wattestopfen auf dem 250-ml-Kolben</td></tr><tr><td>Autoklav</td><td></td><td></td><td>Zur Sterilisation von Materialien und Inhaltsstoffen, die für die Konidienproduktion verwendet werden Prozess</td></tr><tr><td>Autoklavenbeutel</td><td>Lasec</td><td></td><td>Fermentationsbeutel oder Behälter mit festem Substrat</td></tr><tr><td>Autoklavenband</td><td>Lasec</td><td></td><td>Zur Befestigung von PVC-Rohren an den Fermentationsbeuteln</td></tr><tr><td>Braune Kraftpapiersäcke</td><td></td><td></td><td>Wird zum Trocknen von Konidienkulturen auf landwirtschaftlichem Getreide verwendet</td></tr><tr><td>Bunsenbrenner</td><td>Labnet (Labnet International, Inc.)</td><td></td><td>Wird zum Entflammen von Geräten verwendet (chirurgische Klingen, Impfösen und Ränder von Kolben)</td></tr><tr><td>Prüfsieb</td><td></td><td></td> mit klarer Kante <td>Wird verwendet, um Pilzkonidien von landwirtschaftlichen Getreidesubstraten zu trennen</td></tr><tr><td>Mais-Steillauge</td><td>SIGMA</td><td>66071-94-1</td><td>Bestandteil des Blastosporen-Flüssigmediums</td></tr><tr><td>Watte</td><td>Lasec</td><td></td><td>Wird als Stopfen des Halses für Fermentationsbeutel</td></tr><tr><td>Duran Labor verwendet Flaschen</td><td>Neolab</td><td></td><td>Wird zum Autoklavieren von SDA-Medium und destilliertem Wasser</td></tr><tr><td>verwendet Isolierband</td><td></td><td></td><td>Wird verwendet, um die Siebfugen abzukleben und abzudichten, um das Entweichen von Konidienstaub</td></tr><tr><td>zu verhindern ENDECOTTS Testsieb</td><td></td><td></td><td>Wird verwendet, um Pilzkonidien von landwirtschaftlichen Getreidesubstraten zu trennen</td></tr><tr><td>Erlenmeyerkolben, Enghalskolben, 250-ml-Kolben</td><td>Lasec</td><td></td><td>Träger des Blastosporen-Flüssigmediums</td></tr><tr><td>Ethanol (99%)</td><td>Lasec</td><td></td><td>Wird zur Sterilisation von chirurgischen Klingen und Impfösen</td></tr> verwendet <tr><td>Gerstenflocken</td><td>Health Connection Wholefoods</td><td></td><td>Landwirtschaftliches Getreide, das als fester Untergrund für Konidien von M. pinghaense und M. robertsii</td></tr><tr><td>Haferflocken</td><td>verwendet wird Tigermarken</td><td></td><td>Landwirtschaftliches Getreide, das als festes Substrat für Konidien von M. pinghaense und M. robertsii</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Merck</td><td></td><td>Bestandteil des Blastosporen-Flüssigmediums</td></tr><tr><td>Wachstumskammer/ Inkubatoren</td><td></td><td></td><td>Für die Züchtung von Pilzkonidienkulturen</td></tr><tr><td>Hämozytometer</td><td></td><td></td><td>Zur Bestimmung der Konidienkonzentrationen</td></tr><tr><td>Impfösen</td><td>Lasec</td><td></td><td>Für die Gewinnung von Sporen zur Inokulation von flüssigem Medium für das Wachstum von Blastosporen</td></tr><tr><td>Nudelholz</td><td></td><td></td> für <td>die Küche Wird verwendet, um das Substratbett für Festkorn zu manipulieren</td></tr><tr><td>Laminar-Flow-Schrank</td><td>ESCO Laminar-Flow-Schrank</td><td></td><td>Bietet eine sterile Umgebung während der Substratinokulation</td></tr><tr><td>Metarhizium pinghaense Konidien</td><td>Stellenbosch Universität</td><td>5HEID</td><td>Kulturen, die zur Massenkultivierung von Konidien von Metarhizium pinghaense</td></tr><tr><td>Metarhizium robertsii Konidien</td> verwendet <td>werden Stellenbosch Universität</td><td>6EIKEN</td><td>Kulturen zur Massenkultur von Konidien von Metarhizium robertsii</td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>ZEIZZ (Scope. A1)</td><td></td><td>Wird zur Bestimmung der Konidienkonzentrationen und der Konidienlebensfähigkeit</td></tr> verwendet <tr><td>Orbitalschüttler</td><td>IncoShake- LABOTEC</td><td></td><td>Wird für den Blastosporen-Produktionsprozess</td></tr><tr><td>verwendet Parboiled-Reis</td><td>Spekko</td><td></td><td>Landwirtschaftliches Getreide, das als festes Substrat für Konidien von M. pinghaense und M. robertsii</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>SIGMA</td> verwendet wird<td></td><td>Zugabe zum SDA-Medium, um eine bakterielle Kontamination zu verhindern</td></tr><tr><td>Petrischalen</td><td>Lasec</td><td></td><td>Behälter für das SDA-Medium</td></tr><tr><td>Pipetten und Pipettenspitzen</td><td>Labnet (BioPette PLUS)</td><td></td><td>Zur Messung von Flüssigkeiten Inhaltsstoffe</td></tr><tr><td>Polyvinylchlorid Marley-Abflussrohr</td><td></td><td></td><td>Zur Herstellung eines Halses für den Fermentationsbeutel</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat zweibasisch (K2HPO4)</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td></td><td>Inhaltsstoff des Blastosporen-Flüssigmediums</td></tr><tr><td>Gummiband</td><td></td><td></td><td>Wird verwendet, um das Operationspapier über dem Fermentationsbeutel zu befestigen PVC-Pfeifenhälse</td></tr><tr><td>Sabaroud Dextrose-Agar (SDA)</td><td>NEOGEN Nährmedium</td><td></td><td>Medium zur Kultivierung von Sporen sowohl von Metarhizium pinghaense als auch von Metarhizium robertsii</td></tr><tr><td>Steriles destilliertes Wasser</td><td></td><td></td><td>Zur Hydratisierung von landwirtschaftlichem Getreide zur Herstellung von konidischen Suspensionen</td></tr><tr><td>Klebriges Pad</td><td></td><td></td><td>Wird verwendet, um die Dichtungen auf dem Vibrationsschüttler zu befestigen</td></tr><tr><td>Chirurgische Klinge</td><td>Lasec</td><td></td><td>Wird verwendet, um Sporen von Pilzkulturen abzukratzen</td></tr><tr><td>Chirurgisches Papier</td><td>Lasec</td><td></td><td>Wird verwendet, um die PVC-Hälse und Wattestopfen des Fermentationsbeutels abzudecken</td></tr><tr><td>Vibrationsschüttler</td><td></td><td></td><td>Wird verwendet, um Konidien von landwirtschaftlichen Getreidesubstraten abzuschütteln</td></tr><tr><td>Vortex-Mischer</td><td>Labnet (Labnet International, Inc.)</td><td></td><td>Wird zum Mischen von Konidiensuspensionen in Mc Cartney-Flaschen verwendet</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Biolab</td><td></td><td>Wird dem SDA-Medium zugesetzt, um die Sporenkeimung und das Wachstum zu verbessern</td></tr><tr><td>Zip-Lock-Beutel</td><td>GLAD</td><td></td><td>Wird zur Lagerung von geernteten Pilzkonidien verwendet</td></tr></tbody></table>

massenproduktion von entomopathogenen pilzen, metarhizium robertsii und metarhizium pinghaense, zur kommerziellen anwendung gegen insektenschädlinge

Mass Production of Entomopathogenic Fungi, Metarhizium robertsii and Metarhizium pinghaense, for Commercial Application Against Insect Pests

Entomopathogene Pilze des Artenkomplexes Metarhizium anisopliae haben als biologische Bekämpfungsmittel für landwirtschaftliche Insektenschädlinge an Bedeutung gewonnen. Die Zunahme der Schädlingsresistenz gegen chemische Insektizide, die wachsende Besorgnis über die negativen Auswirkungen von Insektiziden auf die menschliche Gesundheit und die Umweltverschmutzung durch Pestizide haben zu einem globalen Bestreben geführt, neuartige nachhaltige Strategien für den Pflanzenschutz und die Schädlingsbekämpfung zu finden. Zuvor wurden Versuche unternommen, solche entomopathogenen Pilze (EPF) -Arten wie Beauveria bassiana in Massen zu kultivieren. Es wurden jedoch nur begrenzte Versuche unternommen, Metarhizium robertsii und M. pinghaense zur Verwendung gegen Insektenschädlinge zu kultivieren. Diese Studie zielte darauf ab, eine ausreichende Anzahl widerstandsfähiger infektiöser Propagulationen südafrikanischer Isolate von M. robertsii und M. pinghaense für kommerzielle Anwendungen in Massenproduktion herzustellen. Drei landwirtschaftliche Getreideprodukte, Haferflocken, Gerstenflocken und Reis, wurden als feste EPF-Fermentationssubstrate verwendet. Zwei Impfmethoden, konidielle Suspensionen und die flüssige Pilzkultur von Blastosporen, wurden verwendet, um die festen Substrate zu impfen. Es wurde beobachtet, dass die Impfung mit konidiellen Suspensionen relativ weniger wirksam ist, da auf den festen Substraten im Vergleich zur Verwendung der Blastosporen-Impfmethode erhöhte Kontaminationsgrade beobachtet wurden. Haferflocken erwiesen sich sowohl für M. robertsii als auch für M. pinghaense als geeignetes Wachstumssubstrat, da keine trockenen Konidien aus dem Substrat geerntet wurden. Es wurde festgestellt, dass Gerstenflocken die Produktion von M. robertsii-Konidien gegenüber der von M. pinghaense begünstigten, und durchschnittlich 1,83 g ± 1,47 g trockene M. robertsii-Konidien und null Gramm M. pinghaense-Konidien wurden aus dem Substrat geerntet. Es wurde festgestellt, dass Reiskörner die konidielle Massenproduktion von M. pinghaense- und M. robertsii-Isolaten begünstigen, wobei durchschnittlich 8,2 g ± 4,38 g bzw. 6 g ± 2 g aus dem Substrat geerntet wurden.

Ein Rückgang der Inhaltsmasse der Kulturen auf Reis sowohl für die M. pinghaense als auch für die M. robertsii wurde im Laufe der Zeit während der Trocknungsphase der Pilzkulturen beobachtet, wobei keine oder nur eine geringe Veränderung in der Masse beobachtet wurde, sobald die Kulturen trocken waren (Abbildung 5). Das geerntete trockene Pilzkonidienpulver sowohl der M. pinghaense als auch der M. robertsii ist in Abbildung 6 ...

Entomopathogene Pilze haben als biologische Bekämpfungsmittel für landwirtschaftliche Insektenschädlinge an Bedeutung gewonnen. In dieser Studie wurde die Massenproduktion einer ausreichenden Anzahl widerstandsfähiger infektiöser Vermehrungen südafrikanischer Isolate von Metarhizium robertsii und M. pinghaense für die kommerzielle Anwendung gegen Insektenschädlinge erfolgreich unter Verwendung von landwirtschaftlichen Getreideprodukten durchgeführt.

Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen, Metarhizium robertsii und Metarhizium pinghaense, zur kommerziellen Anwendung gegen Insektenschädlinge

Entomopathogenic fungi of the Metarhizium anisopliae species complex have gained importance as the biological control agents of agricultural insect pests. ...

Diese Methode liefert neue Informationen darüber, wie infektiöse Konidien entomopathogener Pilze in Massenproduktion hergestellt werden können, um wichtige Insektenschädlinge in kommerziellen Agrarökosystemen zu bekämpfen, angesichts der aktuellen Situation, in der die meisten Insektizide aufgrund von Bedenken hinsichtlich ihrer toxischen Wirkung auf die Umwelt und die menschliche Gesundheit auslaufen. Die Technik beschreibt das Verfahren, mit dem die optimale Ausbeute von EPF-Konidien während der Massenproduktion sichergestellt wird. Die Methode ist hilfreich für die integrierte Schädlingsbekämpfung und biologische Bekämpfung, indem sie Einblicke in die Wirksamkeit von massenproduzierten Konidien für das großflächige Management von schädlichen Insektizidresistenz-Insektenschädlingen in den Agrarökosystemen bietet.Dieses Verfahren wurde von Dr. Letodi Luki Mathulwe, Dr. Nomakholwa Faith Stokwe und Professor Antoinette Paula Malan entwickelt und demonstriert. Erhitzen Sie einen Liter destilliertes Wasser und schalten Sie die Hitze aus, bevor Sie den Siedepunkt erreichen. Fügen Sie nun 30 Gramm Glukose, vier Gramm Kaliumphosphat dibasisch, 20 Gramm Hefeextrakt, 15 Milliliter Maisstei

mass-production-entomopathogenic-fungi-metarhizium-robertsii

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Hier berichten wir über die verschiedenen Phasen der wissensbasierten Entwicklung eines wirksamen Mycoinsektizids, einschließlich der Isolierung, Identifizierung, Screening und Auswahl des "best-fit" entomopathogenen Pilzes, Metarhizium anisopliae , zur Bekämpfung von Insektenschädlingen in der Landwirtschaft .

Entwicklung von<em&gt; Metarhizium anisopliae</em&gt; Als Mycoinsektizid: Von der Isolation bis zur Field Performance

Hier stellen wir ein Protokoll vor, das auf dem Mehlwurm (Tenebrio molitor) -Ködersystem basiert, das zur Isolierung und Auswahl entomopathogener Pilze (EPF) aus Bodenproben verwendet wurde. Eine effektive Konidienzahlformel (ECN) wird verwendet, um einen hoch stresstoleranten EPF basierend auf physiologischen Eigenschaften für die mikrobielle Schädlingsbekämpfung im Feld auszuwählen.

Isolierung und Selektion entomopathogener Pilze aus Bodenproben und Bewertung der Pilzvirulenz gegen Schadinsekten

Entomopathogene Pilzkolonien werden aus tropischen Bodenproben mit Tenebrio-Ködern, Galleria-Ködern sowie selektivem künstlichem Medium, d. H. Kartoffeldextrose-Agar, das mit Hefeextrakt angereichert ist, das mit Chloramphenicol, Thiabendazol und Cycloheximid (CTC-Medium) angereichert ist, isoliert.

Vergleich von Methoden zur Isolierung entomopathogener Pilze aus Bodenproben

Hier stellen wir ein Protokoll zur Gewinnung entomopathogener Pilze aus einem Waldholzzünsler vor und eine substituierende Methode zur Bewertung ihrer entomopathogenen Aktivitäten anhand eines Coleoptera-Modellinsekts. Diese Methode ist effizient und praktisch, um entomopathogene Pilzressourcen von holzbohrenden Schadinsekten in natürlichen Wäldern zu erforschen.

Isolierung, Verhaltensidentifikation und Pathogenitätsbewertung von entomopathogenen Pilzen aus einem Waldholzbohrer

Wir stellen zwei Methoden vor, mit denen Landwirte entomopathogene Nematoden massenhaft als Bioinsektizide vermehren können. Die erste Methode verwendet Polyacrylamidgel als Nematoden-Kultivierungssubstrat, während die zweite polymerbeschichtete Baumwolle als Kultivierungssubstrat verwendet. Beide Methoden basieren auf der in vivo Vermehrung von Nematoden in Insektenkadaver.

Pflanzenbasierte in vivo Vermehrung entomopathogener Nematoden

Eine Methode, um Insektenzellen vorzubereiten und infizieren sie mit Baculovirus für die Zwecke der Produktion von rekombinanten mCD1d proteinand Erzeugung mCD1d Tetramere.

Ein Verfahren zur Herstellung von rekombinantem Protein in mCD1d Insektenzellen.

Kindlins sind von grundlegender Bedeutung für die Zelladhäsion durch Integrine aber Studien von ihnen von der Schwierigkeit, sie rekombinante Expression in bakteriellen Wirten angetroffen behindert. Wir beschreiben hier Methoden für die effiziente Produktion in Baculovirus-infizierten Insektenzellen.

Effizienten Herstellung und Reinigung von rekombinantem murinem Kindlin-3 von Insektenzellen für biophysikalische Studien

RNA-Seq-Analysen werden immer wichtiger, um die molekularen Grundlagen adaptiver Merkmale in Nicht-Modellorganismen zu identifizieren. In dieser Arbeit wird ein Protokoll zur Identifizierung differentiell exprimierter Gene zwischen Diapause- und Nicht-Diapause-Aedes albopictus-Mücken beschrieben, von der Mückenaufzucht über die RNA-Sequenzierung bis hin zu bioinformatischen Analysen von RNA-Seq-Daten.

Eine experimentelle und Bioinformatik-Protokoll für die RNA-seq Analysen der Photoperiodische Diapause in den asiatischen Tigermücke, Aedes albopictus

Vitale Fluoreszenzfarbstoffe sind wesentliche Werkzeuge für livezellbildende Analysen in der modernen Pilzzellbiologie. Dieses Papier beschreibt die Anwendung etablierter und weniger bekannter Fluoreszenzfarbstoffe zur Verfolgung der Plasmamembrandynamik, Endo-/Exozytose und Zellwandmorphogenese in fadenförmigen Pilzen.

Anwendung von Membran- und Zellwandselektiven Fluoreszenzfarbstoffen für die Live-Zell-Bildgebung von filamentösen Pilzen

CRISPR/Cas9 wird zunehmend zur Charakterisierung der Genfunktion in Nicht-Modellorganismen eingesetzt. Dieses Protokoll beschreibt, wie Man Knock-out-Linien von Culex pipienserzeugt, von der Vorbereitung von Injektionsmischungen über die Gewinnung und Injektion von Moskitoembryonen bis hin zur Aufzucht, Kreuzung und dem Screening injizierter Moskitos und ihrer Nachkommen auf gewünschte Mutationen.

Vorbereitung und Injektion von Embryonen von Culex-Moskitos zur Erzeugung von Nullmutationen mit CRISPR/Cas9

Lernen Sie die Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen Metarhizium robertsii und M. pinghaense zur biologischen Schädlingsbekämpfung. Diese Methode optimiert die Konidienausbeute für den kommerziellen Einsatz.

Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen, Metarhizium robertsii und Metarhizium pinghaense, zur kommerziellen Anwendung gegen Insektenschädlinge (Video) | JoVE Journal

Massenproduktion von entomopathogenen Pilzen, Metarhizium robertsii und Metarhizium pinghaense, zur kommerziellen Anwendung gegen Insektenschädlinge

Weitere Videos entdecken