Name: Vollkreiskauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei chirurgisch induziertem Glaukom bei Nagetieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Lernen Sie eine 360°-Kauterisierung des limbalen Gefäßplexus zur Induktion eines Glaukom-Modells bei Ratten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie und neurodegenerativer Mechanismen im Auge.

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Wir danken unseren Labortechnikern José; Nilson dos Santos, Daianne Mandarino Torres, José Francisco Tibúrcio, Gildo Brito de Souza und Luciano Cavalcante Ferreira. Diese Forschung wurde von FAPERJ, CNPq und CAPES finanziert.

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<li>Biswas, S., Wan, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+rodent+hypertensive+glaucoma+models%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Review of rodent hypertensive glaucoma models.</a> Acta Ophthalmologica. 97 (3), 331-340 (2019).</li>
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<li>Ou, Y., Jo, R. E., Ullian, E. M., Wong, R. O. L., Della Santina, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+Vulnerability+of+Specific+Retinal+Ganglion+Cell+Types+and+Synapses+after+Transient+Ocular+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+The+Official+Journal+of+The+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Selective Vulnerability of Specific Retinal Ganglion Cell Types and Synapses after Transient Ocular Hypertension.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of The Society for Neuroscience. 36 (35), 9240-9252 (2016).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Limbus-Plexus-Kauterisation (LPC) ist ein neuartiges posttrabekuläres Modell mit dem Vorteil, dass es auf leicht zugängliche Gefäßstrukturen abzielt, die keine Konjunktival- oder Zapfendissektion erfordern17,28. Anders als beim Vortex-Venen-Kauterisierungsmodell, einem renommierten OHT-Modell, das auf der chirurgischen Beeinträchtigung der Aderhautvenendrainage basiert, ist nicht zu erwarten, dass eine venöse Stauung den IOD-Anstieg im LPC-Modell beeinflusst,...

In der medizinischen Literatur wird das Glaukom als eine heterogene Gruppe von Optikusneuropathien verstanden, die durch eine fortschreitende Degeneration von retinalen Ganglienzellen (RGCs), Dendriten, Soma und Axonen gekennzeichnet sind, was zu einem strukturellen Schröpfen (Exkavation) der Papille und einer funktionellen Verschlechterung des Sehnervs führt, was in unkontrollierten Fällen zu einer Amaurose führt, indem die Übertragung visueller Informationen vom Auge zum Gehirn unterbrochen wird1. Das Glaukom ist derzeit weltweit die häufigste Ursache für irreversible Erblindung und wird im Jahr 2040 voraussichtlich etwa 111,8 Millionen Menschen erreichen2, was die Lebensqualität der Patienten stark beeinträchtigt und zu erheblichen sozioökonomischen Problemen führt3.
Ein erhöhter Augeninnendruck (IOD) ist einer der wichtigsten und einzigen modifizierbaren Risikofaktoren für die Entstehung und das Fortschreiten des Glaukoms. Unter den verschiedenen Arten von Glaukom sind alle, mit Ausnahme des Normaldruckglaukoms (NTG), mit einem erhöhten Augeninnendruck zu einem bestimmten Zeitpunkt in der klinischen Geschichte der Krankheit verbunden. Trotz bemerkenswerter klinischer und chirurgischer Fortschritte, um den Augeninnendruck zu bekämpfen und das Fortschreiten der Krankheit zu verlangsamen oder zu stoppen, verlieren Patienten aufgrund eines Glaukoms immer noch ihr Augenlicht 4,5. Daher ist ein gründliches Verständnis der komplexen und multifaktoriellen Pathophysiologie dieser Krankheit unerlässlich für die Entwicklung wirksamerer Behandlungen, insbesondere zur Neuroprotektion von RGCs.
Unter einer Vielzahl von experimentellen Ansätzen zum Verständnis von Krankheitsmechanismen ähneln Tiermodelle, die auf okulärer Hypertonie (OHT) basieren, am ehesten dem menschlichen Glaukom. Nagetiermodelle sind besonders nützlich, da sie kostengünstig sind, einfach zu handhaben sind, genetisch manipuliert werden können, eine kurze Lebensdauer haben und anatomische und physiologische Merkmale aufweisen, die mit denen des Menschen vergleichbar sind, wie z. B. Kammerwasserproduktion und -drainage 6,7,8,9,10,11,12,13 . Zu den derzeit verwendeten Modellen gehören die Sklerose des Trabekelwerks nach Injektion von hypertoner Kochsalzlösung in episklerale Venen14, die intrakamerale Injektion von Mikrokügelchen 15 oder viskoelastischen Substanzen 16, die Kauterisierung von Wirbelvenen17, die Photokoagulation des Trabekelwerks mit dem Argonlaser 18, die zirkumlimbale Naht 19 und die Verwendung eines transgenen Modells der altersabhängigen OHT (DBA/2J-Mäuse)8. Invasivität, postoperative Trübung der Hornhaut, Störung des vorderen Augenabschnitts, umfangreiche Lernkurven, teure Geräte und stark schwankende postoperative IOPs gehören jedoch zu den berichteten Fallstricken, die mit den aktuellen Modellen verbunden sind, so dass die Entwicklung eines alternativen OHT-Modells erforderlich ist, um diese Probleme zu überwinden20,21,22.
Das vorliegende Protokoll formalisiert ein neuartiges chirurgisches Verfahren zur Induktion von OHT als Stellvertreter für das Glaukom, basierend auf der Kauterisierung des Limbusplexus (LPC) bei Nagetieren23. Dies ist ein einfaches, reproduzierbares, zugängliches und nicht-invasives Modell, das eine hohe Effizienz und geringe Variabilität der IOD-Erhöhung bietet, verbunden mit einer einzigartig hohen Rate der vollständigen klinischen Genesung, und somit eine In-vivo-Funktionsbewertung bei einer reduzierten Anzahl von Tieren ermöglicht, die in jedem Experiment verwendet werden. Die Operationstechnik induziert eine subakute OHT mit einer allmählichen Rückkehr zum Ausgangswert innerhalb weniger Tage, was den hypertensiven Anfall beim akuten Winkelverschlussglaukom modelliert. Darüber hinaus folgt auf die IOD-Erholung im Modell eine kontinuierliche glaukomatöse Neurodegeneration, die für zukünftige mechanistische Studien der sekundären Degeneration von RGCs nützlich ist, die in mehreren Fällen von humanem Glaukom trotz adäquater Kontrolle des IOD auftritt.

<table><tbody><tr><td>Aceton</td><td>Isofar</td><td>201</td><td>Wird für die Gewebevorbereitung der Elektronenmikroskopie verwendet (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Aktive Elektrode für die Elektroretinographie</td><td>Hansol Medical</td> <td>Co-Edelstahlnadel</td> <td>0,25 mm & mal 15 mm</td></tr><tr><td>Anestalcon</td><td>Novartis Bioci&ecirc; ncias S/A</td><td>MS-1.0068.1087</td><td>Proxymetacainhydrochlorid 0,5%</td></tr><tr><td>Calciumchlorid</td><td>Vetec</td><td>560</td><td>Wird für die Elektronenmikroskopie-Gewebevorbereitung verwendet (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Cautery Low Temp Fine Tip 10/bx</td><td>Bovie Medical Corporation</td><td>AA00</td><td>Low-temperature ophthalmic cautery</td></tr><tr><td>Cetamin</td><td>Syntec do Brasil Ltda</td><td>000200-3-000003</td><td>Ketaminhydrochlorid 10%</td></tr><tr><td>DAKO</td><td>Dako Nordamerika</td><td>S3023</td><td>Antifade-Eindeckmedium</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>28718-90-3</td><td>Diamidino-2-phenylindol; blau fluoreszierender nuklearer Gegenfleck; Emission bei 452&plusmn; 3 nm</td></tr><tr><td>Ecofilm</td><td>Crist&aacute; lia Produtos Qu&iacute; micos Farmac&ecirc; uticos Ltda</td><td>MS-1.0298.0487</td><td>Carmellose-Natrium 0,5%</td></tr><tr><td>EPON-Harz</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>-</td><td>Epoxidharz für die Elektronenmikroskopie, bestehend aus einer Mischung aus vier Reagenzien: Poly/Bed 812 Resin (CAT#08791); DDSA - Dodecenylbernsteinsäureanhydrid (CAT#00563); NMA - Nadic-Methylanhydrid (CAT#00886); DMP-30 - 2,4,6-tris(dimethylaminomethyl)phenol (CAT#00553)</td></tr><tr><td>Glutaraldehyd</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Sciences 16110</td><td>Wird für die Elektronenmikroskopie-Gewebepräparation verwendet (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Hyabak</td><td>Uni&atilde; o Qu&iacute; Glimmer Farmac&ecirc; utica Nacional S/A</td><td>MS-8042140002</td><td>Natriumhyaluronat 0,15%</td></tr> <tr><td>Icare Tonolab</td><td>Icare Finland Oy</td><td>TV02 (Modellnummer)</td><td>Rebound-Handheld-Tonometer</td></tr><tr><td>IgG Esel Anti-Maus-Antikörper + Alexa Fluor 555</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A31570</td><td>Sekundäre Antikörperlösung</td></tr><tr><td>LCD-Monitor 23 Zoll</td><td>Samsung Electronics Co. Ltd.</td><td>S23B550</td><td>Modell LS23B550, für Elektroretinogramm-Aufnahme</td></tr><tr><td>LSM 510 Meta</td><td>Carl Zeiss-Konfokales</td><td></td> <td>Epifluoreszenzmikroskop</td></tr><tr><td>Maxiflox</td><td>Crist&aacute; lia Produtos Qu&iacute; micos Farmac&ecirc; uticos Ltda</td><td>MS-1.0298.0489</td><td>Ciprofloxacin 3,5 mg/g</td></tr><tr><td>MEB-9400K</td><td>Nihon Kohden</td> <td>Corporation-System</td> <td>zur Aufzeichnung von Elektroretinogrammen</td></tr><tr><td>monoklonale IgG1-Maus anti-Brn3a</td><td>MilliporeSigma</td><td>MAB-1585</td><td>Brn3a primäre Antikörperlösung</td></tr><tr><td>Neuropack Manager v08.33</td><td>Nihon Kohden</td> <td>Corporation-Software</td> <td>zur Elektroretinogramm-Signalverarbeitung</td></tr><tr><td>Optometrie</td><td>CerebralMechanics-System</td><td></td> <td>zur optomotorischen Reaktionsanalyse</td></tr><tr><td>Osmiumtetroxid</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>19100</td><td>Zur Elektronenmikroskopie-Gewebepräparation (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Kaliumferrocyanid</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>20150</td><td>Zur Elektronenmikroskopie-Gewebepräparation (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Referenz- und Masseelektroden für die Elektroretinographie</td><td>Chalgren Enterprises</td><td>110-63</td><td>Edelstahlnadeln 0,4 mm & mal 37 mm</td></tr><tr><td>Natriumcacodylatpuffer</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>12300</td><td>Wird für die Elektronenmikroskopie Gewebevorbereitung (Schritt 5) verwendet</td></tr><tr><td></td><td>. o Qu&iacute; Glimmer Farmac&ecirc; utica Nacional S/A</td><td>MS-1.0497.1287</td><td>Prednisolonacetat 0,12%</td></tr><tr><td>Terolac</td><td>Crist&aacute; lia Produtos Qu&iacute; micos Farmac&ecirc; uticos Ltda</td><td>MS-1.0497.1286</td><td>Ketorolac Trometamol 0,5%</td></tr><tr><td>Terramicina</td><td>Laborat&oacute; rios Pfizer Ltda</td><td>MS-1.0216.0024</td><td>Oxytetracyclinhydrochlorid 30 mg/g + Polymyxin B 10.000 U/g</td></tr><tr><td>Tono-Pen XL</td><td>Reichert Technologies</td><td>230635</td><td>Digitales Applanations-Handheld-Tonometer</td></tr><tr><td>TO-PRO-3</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>T3605</td><td>Fernrot fluoreszierender nuklearer Gegenfleck; Emission bei 661 nm</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9036-19-5</td><td>Nichtionisches Tensid</td></tr><tr><td>Uranylacetat</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>22400</td><td>Wird für die Elektronenmikroskopie Gewebepräparation verwendet (Schritt 5)</td></tr><tr><td>Xilazin</td><td>Syntec do Brasil Ltda</td><td>7899</td><td>Xylazinhydrochlorid 2%</td></tr><tr><td></td><td>Carl Zeiss-Stereomikroskop</td><td></td> <td>für Chirurgie und Netzhautdissektion</td></tr></tbody></table>

vollkreiskauterisierung des limbalen gefäßplexus bei chirurgisch induziertem glaukom bei nagetieren

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Das Glaukom, die zweithäufigste Erblindungsursache weltweit, ist eine heterogene Gruppe von Augenerkrankungen, die durch eine strukturelle Schädigung des Sehnervs und eine Degeneration der retinalen Ganglienzellen (RGC) gekennzeichnet sind, die zu einer Sehstörung führt, indem die Übertragung visueller Informationen vom Auge zum Gehirn unterbrochen wird. Ein erhöhter Augeninnendruck ist der wichtigste Risikofaktor; Daher wurden mehrere Modelle der okulären Hypertonie bei Nagetieren entweder durch genetische oder experimentelle Ansätze entwickelt, um die Ursachen und Auswirkungen der Krankheit zu untersuchen. Unter diesen wurden einige Einschränkungen berichtet, wie z. B. chirurgische Invasivität, unzureichende funktionelle Beurteilung, die Notwendigkeit einer umfangreichen Ausbildung und eine sehr variable Ausdehnung der Netzhautschäden. Die vorliegende Arbeit charakterisiert eine einfache, kostengünstige und effiziente Methode zur Induktion von okulärer Hypertonie bei Nagetieren, die auf der Kauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei niedriger Temperatur, einer Hauptkomponente der Kammerwasserdrainage, basiert. Das neue Modell bietet eine technisch einfache, nicht-invasive und reproduzierbare subakute okuläre Hypertonie, die mit einer progressiven RGC und einer Degeneration des Sehnervs einhergeht, sowie eine einzigartige postoperative klinische Genesungsrate, die in vivo funktionelle Studien sowohl mit elektrophysiologischen als auch mit verhaltenstherapeutischen Methoden ermöglicht.

Die quantitativen Variablen werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) ausgedrückt. Mit Ausnahme des Vergleichs der IOD-Dynamik zwischen OHT- und Kontrollgruppen (Abbildung 1F) wurde die statistische Analyse mittels Zwei-Wege-ANOVA durchgeführt, gefolgt von Sidaks Mehrfachvergleichstest. Ein p-Wert &lt; 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.
Abbildung 1 zeigt die chirurgischen Schritte des Modells der Full...

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein neuartiges Modell der glaukomatösen Neurodegeneration zu charakterisieren, das auf einer thermischen 360°-Kauterisierung des limbalen Gefäßplexus basiert und eine subakute okuläre Hypertonie induziert.

Vollkreiskauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei chirurgisch induziertem Glaukom bei Nagetieren

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

Wir haben eine einfache Methode entwickelt, um eine robuste und progressive Glaukomdegeneration zu induzieren, die auf einer temporären Erhöhung des Augeninnendrucks basiert. Dies stellt eine einzigartige Gelegenheit dar, Schlüsselpunkte der Pathophysiologie des Glaukoms zu untersuchen. Dabei handelt es sich um ein leicht zu erlernendes, nicht-invasives, kostengünstiges und hochgradig reproduzierbares Modell, das eine In-vivo-Funktionsanalyse und kurzfristige Versuchspläne mit einer reduzierten Anzahl von Tieren für jedes Experiment ermöglicht.Die Netzhaut und der Sehnerv sind bewertbare Teile des zentralen Nervensystems, so dass die Modellierung der fortschreitenden Beeinträchtigung dieser Strukturen wertvolle Einblicke in andere neurodegenerative Erkrankungen liefern kann. Um den Augeninnendruck (IOD) sowohl der experimentellen als auch der kontralateralen Kontrollaugen zu messen, wird die anästhesierte Ratte in ventraler Dekubitusposition auf die Tischplatte gelegt, so dass die Hornhautoberfläche für die Spitze des Tonometers leicht zugänglich ist. Positionieren Sie die Tonometerspitze so, dass sie die zentrale Hornhautzone senkrecht leicht berührt.Erfassen Sie dann die Messung, indem Sie die Messtaste drücken. Als nächstes wird die Ratte in eine leichte seitliche Dekubitusposition unter ein Stereomikroskop gelegt und das Versuchsauger bei 40-facher Vergrößerung untersucht. Halten Sie während des Eingriffs das kontralaterale Kontrollauge befeuchtet, indem Sie einen Tropfen Carmellose-Natrium oder Natriumhyaluronat einträufeln.Schieben Sie dann mit einer gebogenen Pinzette den experimentellen Augapfel vorsichtig nach vorne, um das Gefäßsystem um den 360-Grad-Limbus herum freizulegen. Dann mit der anderen Hand mit einem Augenkauter mit niedriger Temperatur die Gefäße rund um die Hornhaut vorsichtig veröden. Achten Sie darauf, die Hornhautperipherie nicht zu verätzen.Bestätigen Sie den Erfolg des chirurgischen Eingriffs, indem Sie das Auftreten kleiner kreisförmiger Kauterisierungsspuren am Sklerallimbus, die Verödung des limbalen Gefäßsystems und die Pupillenerweiterung im operierten Auge beobachten. Überprüfen Sie nach der Operation den unmittelbaren postoperativen Augeninnendruck in beiden Augen, wie bereits gezeigt. Tragen Sie dann einen Tropfen ophthalmisches Prednisolonacetat auf die vordere Oberfläche des experimentellen Auges auf.Ersetzen Sie es nach 40 Sekunden durch eine ophthalmische antibiotische Salbe. Wenden Sie eine tägliche klinische Nachsorge des experimentellen Auges mit topischen Medikamenten an, die aus einem nichtsteroidalen entzündungshemmenden Medikament und einer antibiotischen Salbe bestehen. Für die Analyse der optomotorischen Reaktion wird die Ratte zur Gewöhnung auf eine Plattform gesetzt, die mit vier Computermonitoren in einem Viereck aufgebaut ist.Halten Sie den roten Fadenkreuz-Cursor auf dem Videobild zwischen den Augen der sich frei bewegenden Ratte, da er die Mitte des virtuellen Zylinders anzeigt. Beobachten Sie die optomotorische Reaktion, die aus einer reflexiven Verfolgung des Kopfes und Halses der Ratte besteht, die durch die rotierenden Abstufungen hervorgerufen wird. Führen Sie zunächst einen Stimulus mit niedriger Ortsfrequenz ein und erhöhen Sie dann die Frequenz schrittweise, bis die Verfolgungsbewegung nicht mehr bemerkt wird.Um das Musterelektroretinogramm aufzuzeichnen, wird nach der Anästhesie der Ratte die aktive Elektrode vorsichtig an der temporalen Peripherie der Hornhaut eingeführt. Zusätzlich wird die Referenzelektrode in das subkutane Gewebe des ipsilateralen Schläfenkanthus und die Bodenelektrode in eine der Hintergliedmaßen eingeführt. Positionieren Sie dann die Ratte 20 Zentimeter vom Stimulusbildschirm entfernt, überwachen Sie die Signalbasislinie und starten Sie die Erfassung, indem Sie die Analysetaste am Erfassungssystem drücken.Nachdem Sie die Netzhaut isoliert haben, übertragen Sie sie in eine 24-Well-Kulturplatte mit einem Milliliter PBS, wobei die innere Netzhaut nach oben zeigt. Permeabilisieren Sie das Gewebe durch Waschen mit einem 0,5%igen nichtionischen Tensid, das in PBS verdünnt ist. Inkubieren Sie dann das Gewebe und die Blockierungslösung eine Stunde lang bei Raumtemperatur mit leichtem Schütteln.Während der Inkubation Brn-3a-Primärantikörperlösung herstellen und bei vier Grad Celsius lagern. Nach der Gewebeblockierung wird die Netzhaut in 200 Mikrolitern primärer Antikörperlösung bei vier Grad Celsius für 72 Stunden mit leichtem Schütteln inkubiert. Als nächstes waschen Sie das Taschentuch mit PBS.Inkubieren Sie das Gewebe in 200 Mikrolitern der sekundären Antikörperlösung für zwei Stunden bei Raumtemperatur und dann 10 Minuten lang mit nuklearer Gegenfärbungslösung für die Fluoreszenznuklei-Färbung. Nach drei PBS-Wäschen übertragen Sie die Netzhaut mit zwei kleinen Bürsten auf einen Objektträger aus Glas, wobei die Glaskörperseite nach oben gerichtet bleibt. Positionieren Sie den dorsalen Netzhautquadranten nach oben auf dem Objektträger.Zum Schluss tragen Sie 200 Mikroliter Antifade-Eindeckmittel auf ein Deckglas auf und legen es zur mikroskopischen Analyse auf die flach aufliegende Netzhaut. Untersuchen Sie unter einem konfokalen Epifluoreszenzmikroskop mit einem 40-fachen Vergrößerungsobjektiv die flachen Halterungen, um die retinalen Ganglienzellen zu schätzen. Entfernen Sie nach der Enukleation des Augapfels das proximale Segment des intraorbitalen Teils des Sehnervs, einschließlich eines Teils des intraokularen Anteils.Geben Sie die Proben dann sofort in Fläschchen oder Röhrchen, die 200 bis 300 Mikroliter kaltes Fixiermittel enthalten. Waschen Sie das Gewebe nach zwei Stunden mit kaltem 100 Mikromol Natriumcacodylat-Puffer. Dann fixieren Sie das Gewebe eine Stunde lang in 1%igem Osmiumtetroxid und fünf nanomolaren Kalziumchloriden bei vier Grad Celsius unter leichtem Schütteln.Waschen Sie die Sehnervenfragmente nach drei Wäschen mit kaltem Natriumcacodylatpuffer vor der Inkubation über Nacht mit kaltem destilliertem Wasser und 1%igem Urinalacetat bei vier Grad Celsius. Am nächsten Tag, nach drei Wäschen mit Wasser, dehydrieren Sie das Gewebe schrittweise in steigenden Acetonkonzentrationen. Führen Sie dann drei Runden mit Einbettungs- und Epoxidharzacetonlösungen durch, bevor Sie das Gewebe 24 Stunden lang in reines Epoxidharz einbetten.Am nächsten Tag werden die Proben aus dem Probenträger entnommen und für 48 Stunden bei 60 Grad Celsius in Einbettformen überführt. Nach der Polymerisation werden mit einem Ultramikrotom transversale halbdünne Schnitte der Sehnervenfragmente geschnitten. Sammeln Sie dann die Schnitte und übertragen Sie sie auf einen Objektträger.Färben Sie die Schnitte mit Toluidinblau und fotografieren Sie sie mit einem optischen Mikroskop bei 100-facher Vergrößerung. Für die Ultrastrukturanalyse werden ultradünne Querschnitte durchgeführt und auf einem Kupfergitter gesammelt. Anschließend färben Sie die Abschnitte mit Urinalacetat und Bleicitrat für die transmissionselektronenmikroskopische Untersuchung.Die Vollkreiskauterisation induzierte unmittelbar nach der Operation eine Erhöhung des Augeninnendrucks im Vergleich zu Kontrollaugen. Der Peak für den postoperativen IOD wurde am ersten Tag beobachtet und sank am sechsten Tag allmählich auf die Ausgangswerte. Darüber hinaus wurde die Netzhautfunktion sowohl verhaltensbezogen als auch elektrophysiologisch mittels optomotorischem Reflex bzw. Musterelektroretinogramm bewertet.Nach der Operation zeigten beide Parameter zwei unterschiedliche Phasen der Beeinträchtigung: die akute Phase der okulären Hypertonie am dritten Tag und eine sekundäre Degenerationsphase am 30. Tag. Im Vergleich zu Kontrollsehnerven nahmen die axonalen Zahlen und die halbdünnen transversalen Sehnervenabschnitte nach der Operation progressiv ab. Transmissionselektronenmikroskopische Aufnahmen von Sehnerven aus dem Kontrollauge zeigten dicht gepackte myelinisierte Fasern, die durch dünne Gliazellfortsätze getrennt sind, und deutliche axonale Mikrotubuli und Neurofilamente.Im Gegensatz dazu wurden nach drei Tagen okulärer Hypertonie einige degenerierte Fasern, zytoplasmatische Vakuolisierung in Gliazellprozessen und kondensiertes Chromatin in Gliazellkernen beobachtet. Nach sieben Tagen kam es zu einer Zunahme degenerierter axonaler Fasern und hypertoner Gliazellfortsätze. Und nach 14 Tagen wurde eine weitere Störung der Sehnervenfasern beobachtet, die mit der Invasion von Gliazellfortsätzen zwischen den Axonen verbunden war.Darüber hinaus nahm die Dichte der retinalen Ganglienzellen mit der Zeit vor allem in den dorsalen und temporalen retinalen Quadranten ab. Versuchen Sie bei der Durchführung dieses Eingriffs, die limbalen Gefäße vorsichtig mit einer Kauterspitze zu berühren, um die Nabelschnurperipherie zu schonen und sicherzustellen, dass kontinuierliche Kauterisierungsspuren rund um den Skleralimbus beobachtet werden. Im Anschluss an dieses Verfahren kann eine Vielzahl von Methoden angewendet werden, wie z. B. die funktionelle biochemische und immunhistochemische Bewertung von Augenstrukturen und andere Methoden, die die Glaukom-Physiopathologie anerkennen können.

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