Name: In Ovo Intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Lernen Sie die in ovo intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen für Entwicklungsbiologie und Gentransfektion. Diese Methode ermöglicht die effiziente Zufuhr exogener Materialien in den Embryo.

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Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (31972547) unterstützt. Wir schätzen das Lektorat von Jing Wang und das Voiceover von Malik Donlic an der Washington State University, USA.

Alle Verfahren, die die Pflege und Verwendung von Tieren beinhalten, entsprachen den Richtlinien des U.S. National Institute of Health (NIH Pub. Nr. 85-23, überarbeitet 1996) und die Hühnerembryo-Protokolle wurden vom Laboratory Animal Management and Experimental Animal Ethics Committee der Yangzhou University, China, genehmigt (Nr. 201803124).
1. Entnahme und Aufbereitung befruchteter Eier
HINWEIS: Im Gegensatz zu Säugetieren hat das Huhn Millionen von Follikeln in einem einzigen Eierstock, aber nur wenige dieser Follikel sind reif genug, um zu ovulieren. Jeder Follikel enthält eine Eizelle oder Keimzelle. Sobald der Follikel reift und sein Eigelb freigibt, wird er in den Trichter des Eileiters eingebaut. Wenn der Follikel in den Jugularabdomen des Eileiters eintritt, bindet sich der Samen an das Ei im Körper der Henne, und das Kalzium im Körper der Henne bildet eine Schale, die das befruchtete Ei umhüllt und ein weichschaliges Ei im Körper bildet. Die Kalziumschale verdickt sich allmählich, bis das Ei produziert ist.
<ol><li>Sammeln Sie befruchtete Eier von einem lokalen Verkäufer oder einer Institution, die 1 Woche lang bei 16 ° C gelagert werden können. HINWEIS: Die hohe Lagertemperatur hilft dem Embryo, sich zu entwickeln, während die niedrige Temperatur die Lebensfähigkeit des Embryos verringert. Die Embryonen entwickeln sich nicht, wenn die Lagerzeit zu lang ist.</li>
	<li>Schrubben Sie die Eierschale sanft und langsam mit 75% Ethanol, bevor Sie die Eier in den Inkubator geben.</li>
	<li>Legen Sie die Eier seitlich, ordentlich auf ein Gestell in einem Inkubator bei 37,8 ° C und 60% Luftfeuchtigkeit. Nach 60 h Inkubation (HH-Stadium 17) entwickeln Embryonen sichtbare Blutgefäße und das Herz beginnt15 zu schlagen. HINWEIS: Nach 2 Tagen Inkubation erscheinen kleine Urpunkte, das frühe Stadium des Herzens. Dieser Vorgang wird als Kirschperlstickerei bezeichnet. Nach ~ 2,5 Tagen werden Herz- und andere Körpersegmente mit sichtbaren Gefäßen gebildet.</li>
</ol>2. Vorbereitung vor der Injektion
<ol><li>Bereiten Sie Glaskapillaren vor, die als Nadeln verwendet werden. Ziehen Sie vor der Einspritzung 90 mm Glaskapillaren mit einem Außendurchmesser von 1 mm und einem Innendurchmesser von 0,6 mm mit dem Abzieher. Brechen Sie die Spitzen mit einer Pinzette (der Winkel der Glaskapillare beträgt normalerweise 45 °) und sterilisieren Sie die Kapillaren unter UV-Licht für 2 h.</li>
	<li>Bereiten Sie exogene Materialien wie Plasmide, verpackte Lentiviren und PGCs vor.<ol>
<li>Mischen Sie vorsichtig das Plasmid pEGFP-N1 (ein verstärktes GFP-exprimierendes Plasmid, 1μg/μL) mit einem Liposom im Verhältnis 1:3 (m/v). Fügen Sie Wasser hinzu, um eine endgültige DNA-Konzentration von 10 ng / μL zu erhalten. Lassen Sie die DNA-Mischung vor der Injektion 20 Minuten lang bei 37 °C einwirken.</li>
		<li>Tauwetterviren vor der Injektion auf Eis auf. Der Titer des zur Injektion verwendeten Lentivirus sollte über 5 x 106 Tu/ml betragen.</li>
		<li>Verdünnen Sie elterliche oder modifizierte Gonaden-PGCs (E4.5, HH-Stadium 24) auf 2.000-5.000 Zellen/μL. HINWEIS: Hier haben wir das Injektionsverfahren mit Trypanblau gezeigt.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Fenstern
<ol><li>Bevor Sie die Embryonen freilegen, sterilisieren Sie sie, indem Sie die Oberfläche der Eierschalen vorsichtig und sanft mit 75% Alkohol mit einem Wattebausch abwischen, um sicherzustellen, dass der stumpfe Rand der Eier gründlich sterilisiert wird.</li>
	<li>Klopfen Sie nach der Sterilisation vorsichtig auf das stumpfe Ende mit einer Pinzette, um ein kleines Fenster (0,5 cm x 0,5 cm) auf der Eierschalenoberfläche zu schaffen, um den Embryo freizulegen. Entfernen Sie die Embryomembran und legen Sie dann das Ei auf den Halter unter dem Dissektionsmikroskop.</li>
</ol>4. Injektion
<ol><li>Suchen Sie nach Blutgefäßen unter dem Mikroskop und stellen Sie den Fokus des Dissektionsmikroskops ein, um den Embryo zu lokalisieren, und finden Sie dann das Blutgefäß für die Injektion.</li>
	<li>Füllen Sie die Glasnadel mit der exogenen Lösung (Plasmid, Lentivirus oder PGCs) mit einer Pipette langsam, um Luftblasen in der Nadel zu vermeiden.</li>
	<li>Zielen Sie die Nadel mit exogener Lösung auf das Blutgefäß, wobei die Nadel parallel zum Blutgefäß injiziert wird.</li>
	<li>Führen Sie die gefüllte Nadel vorsichtig in das Gefäß ein und schalten Sie die Pumpe ein, um die Lösung (normalerweise beträgt das injizierte Volumen ~ 1-5 μL) unter dem Mikroskop auszustoßen. Der Luftpumpendruck sollte niedrig genug sein, um die Zerstörung von Gefäßen zu verhindern, da der zu hohe Luftdruck die Blutgefäße schädigen und zu einem Hochgeschwindigkeitsfluss führen würde.<ol>
<li>Sobald die exogene Lösung in das Gefäß injiziert wurde, stellen Sie sicher, dass die Farbe des Gefäßes in die Lösungsfarbe übergeht und sich in 2-5 s rot erholt, was darauf hinweist, dass die exogene Lösung erfolgreich an das Gefäß abgegeben wurde. An diesem Punkt gelangt die Lösung in die Arterie und wird mit dem Schlagen des Herzens durch die Arterie und dann zur Vene zurück zum Embryo zirkuliert. HINWEIS: Es gibt zwei Injektionsstellen für die vaskuläre Injektion (Abbildung 1B): Eine ist der Kopf, an dem die exogene Lösung aus der Vene im Kopf des Embryos und durch den Blutfluss in das Herz injiziert wird und dann mit schlagendem Herzen zum gesamten Embryo zirkuliert (Abbildung 1B, Pfeil 1). Ein anderer ist durch die dorsale Aorta von Embryonenblut; Die exogene Lösung wird injiziert und breitet sich auf den gesamten Embryo aus (Abbildung 1B. Pfeil 2) mit dem Schlagen des embryonalen Herzens.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nach der Injektion das Ei aus dem Stereomikroskop nehmen und 200 μL Penicillinlösung in die Eierschale geben. Schneiden Sie ein 3 cm langes Stück medizinisches Klebeband ab und versiegeln Sie das Fenster. Kratzen Sie das Band vorsichtig mit einer Schere, um Luftblasen herauszuquetschen, und schneiden Sie dann ein weiteres Stück ab, um die Öffnung zu versiegeln.</li>
	<li>Beschriften und legen Sie das injizierte Ei zurück in den Inkubator und inkubieren Sie es bis zum erforderlichen Entwicklungsstadium oder Schlüpfen.</li>
</ol>

<ol><li>Bednarczyk, M., Dunislawska, A., Stadnicka, K., Grochowska, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chicken+embryo+as+a+model+in+epigenetic+research%5BTitle%5D)+AND+%22Poultry+Science%22%5BJournal%5D)">Chicken embryo as a model in epigenetic research.</a> Poultry Science. 100 (7), 101164(2021).</li>
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<li>Shi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HMGCS1+promotes+male+differentiation+of+chicken+embryos+by+regulating+the+generate+of+cholesterol%5BTitle%5D)+AND+%22All+Life%22%5BJournal%5D)">HMGCS1 promotes male differentiation of chicken embryos by regulating the generate of cholesterol.</a> All Life. 14 (1), 577-587 (2021).</li>
<li>Jiang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spin1z+induces+the+male+pathway+in+the+chicken+by+down-regulating+Tcf4%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Spin1z induces the male pathway in the chicken by down-regulating Tcf4.</a> Gene. 780, 145521(2021).</li>
<li>Zhao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+viable+chicken+by+allogeneic+transplantation+of+primordial+germ+cells+induced+from+somatic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Production of viable chicken by allogeneic transplantation of primordial germ cells induced from somatic cells.</a> Nature Communications. 12 (1), 2989(2021).</li>
</ol>

Es wurden keine Interessenkonflikte gemeldet.

Die Methode der intravaskulären In-Ovo-Injektion von Hühnerembryonen ist für exogene Materialien (Vektor-, Virus- oder PGCs) optimiert, die in den Embryo übertragen werden sollen. Basierend auf dieser Methode konstruierten wir Hühnerembryomodelle mit stabiler Genüberexpression oder -interferenz (SpinZ, JUN, UBE2I, etc.). 17,18,19. Diese etablierten Modelle belegen die Machbarkeit dieses Ansatzes. Darüber hinaus haben wi...

Hühnerembryonen werden seit Jahrhunderten in entwicklungspolitischen, immunologischen, pathologischen und anderen biologischen Anwendungen eingesetzt 1,2,3. Sie haben viele inhärente Vorteile gegenüber anderen Tiermodellen in der Erforschung der Toxikologie und Zellbiologie4. Hühnerembryonen sind leicht zugänglich und können in vitro manipuliert und in jedem Entwicklungsstadium direkt beobachtet werden, was ein praktisches Modellsystem für die Embryonenforschung bietet.
Im Allgemeinen haben aktuelle Hühnerembryo-Abgabemethoden wie Elektrotransfektion und Subkeimkavitäteninjektion Einschränkungen wie die Anforderung einer speziellen Ausrüstung und eines entworfenen Programms sowie Ineffizienz aufgrund des Vorhandenseins von Eigelb und Eiweiß 5,6,7. Hier zeigen wir eine einfache und effiziente Handhabungsmethode, um exogene Materialien in Hühnerembryonen zu bringen. Dies kann ein mächtiges Werkzeug sein, das beim Studium der Entwicklungsbiologie verwendet wird. Die injizierten Materialien breiten sich über den Blutkreislauf auf den gesamten Embryo aus. Während der frühen Entwicklung von Hühnerembryonen konnten die PGCs durch Blut wandern, den Genitalkamm besiedeln und sich dann zu Gameten entwickeln, die einen wertvollen möglichen Weg zur Abgabe exogener Materialien bieten8. Jetzt wurde diese Methode bei der Untersuchung der Genfunktion, der Embryonen- und Entwicklungsbiologie sowie der chimären und transgenen Hühnerproduktionweit verbreitet 9,10,11.
Bei der intravaskulären Injektion in Hühnerembryonen ist eine etablierte und häufig verwendete Methode12,13,14. In diesem Artikel zeigen wir eine umfassende Beschreibung dieses Protokolls, einschließlich Injektionsmaterialien, Stellen, Dosierung und repräsentativer Ergebnisse.

<table><tbody><tr><td>Fluoreszenz-Makromikroskop</td><td>OLYMPUS</td><td>MVX10</td><td></td></tr><tr><td>Glaskapillaren</td><td>Narishige</td><td>G1</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen</td><td>12566014</td><td>Liposom</td></tr><tr><td>pEGFP-N1 Vektor</td><td>Clontech</td><td>#6085-1</td><td></td></tr><tr><td>PKH26 Rot Fluoreszierender Zellverlinker Kit&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>PKH26GL</td><td></td></tr><tr><td>pLVX-EGFP Lentivirus-Vektor</td><td>Addgene</td><td>128652</td><td></td></tr><tr><td>Pneumatischer Mikroinjektor</td><td>Narishige</td><td>IM-11-2</td><td></td></tr><tr><td>Abzieher</td><td>Narishige</td><td>PC-100</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue Stain</td><td>Gibco</td><td>15250061</td><td></td></tr></tbody></table>

in ovo intravaskuläre injektion in hühnerembryonen

In Ovo Intravascular Injection in Chicken Embryos

Als klassisches Modellsystem der Embryonenbiologie wurde der Hühnerembryo verwendet, um die Entwicklung und Differenzierung von Embryonen zu untersuchen. Die Abgabe exogener Materialien in Hühnerembryonen hat einen großen Vorteil für die Untersuchung der Genfunktion, der transgenen Zucht und der Chimärenvorbereitung während der Embryonalentwicklung. Hier zeigen wir die Methode der intravaskulären In-Ovo-Injektion , bei der exogene Materialien wie Plasmidvektoren oder modifizierte primordiale Keimzellen (PGCs) in frühen Entwicklungsstadien in Spenderhühnerembryonen übertragen werden können. Die Ergebnisse zeigen, dass die intravaskuläre Injektion durch die dorsale Aorta und den Kopf es ermöglicht, injizierte Materialien durch das Blutkreislaufsystem in den gesamten Embryo zu diffundieren. Im vorgestellten Protokoll wurden die Wirksamkeit der exogenen Plasmid- und Lentiviralvektoreinführung sowie die Besiedlung injizierter exogener PGCs in der Empfängergonade durch Beobachtung der Fluoreszenz in den Embryonen bestimmt. Dieser Artikel beschreibt detaillierte Verfahren dieser Methode und bietet damit einen hervorragenden Ansatz zur Untersuchung der Genfunktion, der Embryonen- und Entwicklungsbiologie sowie der Gonaden-chimären Hühnerproduktion. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieser Artikel es den Forschern ermöglichen wird, bei der intravaskulären Injektion von exogenen Materialien in Hühnerembryonen mit großem Erfolg und Reproduzierbarkeit durchzuführen.

Wir zeigen hier die in ovo intravaskuläre Injektion von Hühnerembryonen. Ein schematischer Ablauf der intravaskulären Injektion ist in Abbildung 1 dargestellt; In unserer Studie haben wir verschiedene exogene Lösungen verwendet, um die Injektion zu testen und zu verifizieren.
Um die injizierten Materialien besser sichtbar zu machen, wurde Trypan Blue (0,4%) als Tracer in den Embryo injiziert. Es wurde beobachtet, dass der Tracer (blau) entweder d...

Das übergeordnete Ziel dieses Papiers ist es, zu beschreiben, wie bei der intrazellulären Injektion von exogenen Materialien in Hühnerembryonen durchgeführt werden kann. Dieser Ansatz ist sehr nützlich, um die Entwicklungsbiologie von Hühnerembryonen zu untersuchen.

In Ovo Intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen

As a classical model system of embryo biology, the chicken embryo has been used to investigate embryonic development and differentiation. Delivering ...

Hallo, ich bin Kai Jin von der Yangzhou University. Im Auftrag unserer Forschungsgruppe werde ich ein mächtiges Werkzeug des Hühnerembryos in der Entwicklungsforschung vorstellen. Hühnerembryo ist ein klassisches Entwicklungsmodell, das verwendet wurde, um Entwicklung und Differenzierung zu untersuchen, in der Tat sind die Fremdmessungen des Labors in Hühnerembryonen ein wertvolles Werkzeug für die Entwicklungsbiologie, wie Gentransfektion, transgene Züchtung und die gonadale transmurale Vorbereitung.In unserem Labor haben wir die Mu-Typ-Injektionsmethoden etabliert, aber für viele Forscher ist das Detail der Injektion unklar und schwer zu bestimmen. In diesem Video werden wir die Details der vaskulären Injektion in einem frühen Stadium der Entwicklung des Hühnerembryos in ovo zeigen. Zögern Sie nicht, uns zu kontaktieren, wenn Sie daran interessiert sind.Hier zeigen wir die Details des Protokolls. Entnahme und Zubereitung befruchteter Eier. Erstens, im Gegensatz zu Säugetieren hat das Huhn Millionen von Follikeln in einem einzigen Eierstock, aber nur wenige dieser Follikel sind reif genug, um zu ovulieren.Jeder Follikel enthält eine Eizelle oder Keimzelle. Sobald der Follikel reift und sein Eigelb freigibt, wird er in den Trichter des Eileiters eingebaut. Wenn der Follikel in den Jugularabdomen des Eileiters eintritt, bindet sich der Samen an das Ei im Körper der Henne und das Kalzium im Körper der Henne bildet eine Schale, die das befruchtete Ei umhüllt und ein weiches Schalenei im Körper bildet.Die Kalziumschalen verdicken sich allmählich, bis das Ei produziert ist. Sammeln Sie das befruchtete Ei, akademisch Embryoneier genannt, und legen Sie es ordentlich auf ein Gestell in einem Inkubator bei 37,8 Grad Celsius und 60% Luftfeuchtigkeit. Die Embryonen werden unter geeigneten Bedingungen inkubiert.Nach zweitägigen Inkubationen erscheinen kleine pulsierende rote Punkte, die als Urherzen bezeichnet werden. Dieser Vorgang wird als Kirschschlag bezeichnet. Nach etwa 2,5 Tagen sind die Blutgefäße sichtbar und die Herz- und Körpersegmente haben sich gebildet.Nadel- und Plasmidpräparation. Wir verwenden Glaskapillaren als Nadeln. Vor der Injektion bereiten Sie Glaskapillaren mit dem Außendurchmesser von einem Millimeter und dem Innendurchmesser von 0,6 Millimetern vor.Die exogenen Materialien sind in der Regel Plasmide, verpackte Lentiviren und primordiale Keimzellen oder PGCs. In diesem Video verwenden wir das Trypanblau, um die Spuren von eingespritzten Materialien zu zeigen. Windowing. Bevor wir die Embryonen freilegen, müssen wir die Embryonen sterilisieren, um eine Keimkontamination zu verhindern.Dies geschieht, indem die Oberfläche der Embryonen vorsichtig mit einem 75% Alkohol-Wattebausch an der Stelle der Eiöffnung abgewischt wird. Klopfen Sie nach der Desinfektion vorsichtig mit einer Pinzette auf das stumpfe Ende der Eierschale und befestigen Sie vorsichtig ein 0,5 Zentimeter mal 0,5 Zentimeter großes Loch auf der Oberfläche der Eierschale mit der Pinzette, um den Embryo freizulegen. In-ovo intravaskuläre Injektion.Schauen Sie sich die Ansicht unter dem Mikroskop an, stellen Sie den Fokus des Mikroskops ein, um zuerst den Embryo zu lokalisieren, und finden Sie dann die Blutgefäße des Hühnerembryos zur Injektion bereit. Zielen Sie die Nadel mit der exogenen Substanz auf das Blutgefäß und beachten Sie, dass die Nadel parallel zu dem zu injizierenden Blutgefäß verläuft. Führen Sie die Nadel vorsichtig in das Blutgefäß ein und schalten Sie dann die Luftpumpe ein.An diesem Punkt gelangt die Fremdsubstanz in die Arterie und zirkuliert mit dem Schlagen des Herzens zurück zum Embryo durch die Arterie und dann zur Vene. Es gibt zwei Arten von vaskulären Injektionen. Die eine ist eine Kopfinjektion, bei der die Fremdsubstanz aus einer Vene im Kopf des Embryos injiziert wird und zurück in das Herz fließt.Die andere ist eine dorsale Aorteninjektion, bei der die Fremdsubstanz mit dem Schlagen des Herzens zum Embryo zirkuliert. Mit dem Schlagen des embryonalen Herzens und der Zirkulation von Blut können wir deutlich sehen, dass das Fremdmaterial von den Kapillaren am Ende der Arterie, in die Vene aufgenommen wird und dann aus der Vene zum Embryo zurückkehrt, was darauf hindeutet, dass das injizierte Fremdmaterial effektiv an jeden Teil des Embryos abgegeben wird. Entfernen Sie nach der Injektion das Ei aus dem Stereomikroskop, schneiden Sie ein drei Zentimeter langes Stück medizinisches Klebeband mit einer kleinen Schere ab und befestigen Sie das Band an der Öffnung.Kratzen Sie das Band vorsichtig mit der Schere, um Luftblasen herauszuquetschen, und schneiden Sie dann ein weiteres Stück Klebeband, um die Öffnung zu einem Kreuz zu versiegeln. Nach dem Verschließen der Öffnung werden die injizierten Embryonen vorsichtig wieder in den Inkubator gelegt. Hier zeigen wir die repräsentativen Bilder von Hühnerembryonen nach der Injektion.Das erste Bild zeigt das Ergebnis der Lentivirus-Plasmid-Injektion. Die grüne Fluoreszenz unter einem stereoskopischen Fluoreszenzmikroskop zeigt die erfolgreiche Expression von injiziertem Plasmid in Embryonen an. Dies deutet auf die Machbarkeit der intravaskulären Injektion von Plasmiden in Hühnerembryonen hin.Das zweite Bild zeigt die Ergebnisse der PGC-Injektion. Die PGCs wurden mit RFP gekennzeichnet. Auf diesem Bild konnten wir die injizierten PGCs sehen, die hier die roten Punkte sind, die sich in der Gonade des Empfängers befinden.Dies deutet darauf hin, dass die Geber-PGCs in der Lage waren, effektiv in die Gonade der Empfänger einzudringen und zu kolonisieren. Zusammenfassend stellt dieses Protokoll den Prozess der intravaskulären In-Ovo-Injektion von exogenen Materialien, Plasmiden oder PGCs in Hühnerembryonen dar. Die hier gezeigte Methode ist leicht zu befolgen und zu erlernen und lohnt sich die Anwendung in vielen Bereichen.Das ist alles, was ich mit Ihnen teilen möchte. Ich hoffe, dass dieser Ansatz Ihre Arbeit als leistungsfähiges Forschungsinstrument beim Setzen von Hühnerembryonen und der Entwicklungsbiologie erleichtern wird. Vielen Dank, dass Sie sich dieses Video angesehen haben und viel Erfolg bei Ihrer Recherche.

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Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Küken in ovo Elektroporation ist eine Technik, die genetische Manipulation der Vogelembryo ermöglicht. Typische Anwendungen für diese Technik sind die funktionelle Analyse von Genen und vermeintlichen Enhancer-Elemente. Dieses Video zeigt Neuralrohr Elektroporation in HH 10 Hühnerembryonen. Injektionstechnik und ordnungsgemäße Eibehandlung werden diskutiert.

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In diesem Papier stellen wir eine Methode für die Transplantation menschlicher Stammzellen in verschiedene Regionen des zentralen Nervensystems des Hühnerembryo. Dies bietet...

Xenotransplantation von menschlichen Stammzellen in die Hühnerembryo

Mit feiner Spitze Mikropipetten spritzen wir Plasmid-DNA in Subdomains Huhn Somiten oder neuronale Röhren. Die Konzentration der Plasmid wird angepasst, um einzelne transfizierten Zellen zu generieren. Dann erlauben wir die Zellen in klonalen Populationen zu entwickeln.

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In ovo Elektroporation in embryonalen Hühnchenretina

Dieses Video zeigt das Verfahren der intravenösen Injektion von Krebszellen in das chorioallantoische Membrangefäßsystem des Huhns, um ein CAM-Krebsmetastasenmodell zu erstellen. Die injizierten Zellen bilden schließlich verstreute Einzelkrebszellkolonien, die die Untersuchung der Krebsinvasion und Metastasierung ermöglichen.

Intravenöse Injektion von Krebszellen in das Gefäßsystem der Chorioallantoismembran von Hühnern: Ein Verfahren zur Etablierung eines Krebsmodells der chorioallantoischen Membran zur Untersuchung der Krebsinvasion und Metastasierung

Ektopische Expression ist eine Technik, um die microRNAs Rolle in der Entwicklung des Gehirns aufzuklären. , Für bestimmte Bereiche mit in ovo Elektroporation ist jedoch eine Herausforderung. Hier zeigen wir einen effizienten Weg, um selektiv elektroporieren ventrale und dorsale Mittelhirn Regionen.

In ovo Expression von microRNA in ventralen Mittelhirn-Küken

Auditorische Hirnstamm Neuronen von Vogel und Säugetiere sind spezialisiert auf schnelle neuronale Kodierung, ein grundlegendes Verfahren für normale Hörfunktionen. Diese Neuronen entstehen aus verschiedenen Vorläufern des embryonalen Hinterhirns. Wir präsentieren Techniken, die die Elektroporation verwenden, um Gene im Hirnhirn von Hühnerembryonen zu exprimieren, um die Genfunktion während der auditorischen Entwicklung zu untersuchen.

In Ovo Electroporation im Hühnchen auditorischen Hirnstamm

Bei dieser Methode sind embryonale Herz Gewebe chirurgisch Microdissected, dissoziiert, Eindringmittel beschriftet und in Host embryonalen Gewebe implantiert. Dies bietet eine Plattform für das Studium der Einzelperson oder Gewebe Ebene Entwicklungen Organisation unter ektopische hämodynamischen Bedingungen und/oder veränderten parakrine/Juxtacrine Umgebungen.

Mikroinjektion basierenden System für In Vivo Implantation von embryonalen Kardiomyozyten des aviären Embryos

Dieses Protokoll beschreibt drei Methoden zur Gewinnung und Verwendung von 5 bis 8 Tage alten Hühnerembryonen und ihrer Chorioallanto-Membran (CAM) als In-vivo-Modell zur Untersuchung der kontrastverstärkten Ultraschallbildgebung und der Mikroblasen-vermittelten Wirkstoffabgabe.

Die Herstellung von Hühner-Ex-Ovo-Embryonen und chorioallantoischen Membrangefäßen als In-vivo-Modell für kontrastmittelverstärkte Ultraschallbildgebung und Mikroblasen-vermittelte Arzneimittelabgabestudien

Hühnerembryonen werden als klassisches Entwicklungsmodell in unserem Labor verwendet, um Entwicklungskardiotoxizitäten nach Exposition gegenüber verschiedenen Umweltkontaminanten zu bewerten. Expositionsmethoden und morphologische/funktionelle Bewertungsmethoden werden in diesem Manuskript beschrieben.

Verwendung von Hühnerembryon als leistungsfähiges Werkzeug bei der Beurteilung von Entwicklungskardiotoxizitäten

Lernen Sie die in ovo intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen für Entwicklungsbiologie und Gentransfektion. Diese Methode ermöglicht die effiziente Zufuhr exogener Materialien in den Embryo.

In Ovo Intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen

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