Name: Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-08T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 9 s
Description: Lernen Sie die kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei wachen Ratten für Hypertonie-Forschung. Diese Methode ermöglicht chronische Studien im natürlichen Lebensraum der Tiere.

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Diese Studie wurde durch Zuschüsse für wissenschaftliche Forschung unterstützt (P01 HL116264, RO1 HL137748). Die Autoren danken Theresa Kurth für ihren Rat und ihre Hilfe bei der Aufrechterhaltung der experimentellen Umgebung als Laborleiterin.

Das Protokoll ist vom Medical College of Wisconsin Institutional Animal Care and Use genehmigt. Für die Experimente wurden Dahl-salzempfindliche Ratten (Männchen und Weibchen), ~8 Wochen alt, 200-350 g, verwendet.
1. Tierische Zubereitung
<ol><li>Installieren Sie ein Bewegungsreaktionskäfigsystem für die Ratte, ein perivaskuläres Durchflussmodul, eine Spritzenpumpe, ein Aufzeichnungsgerät und Software (siehe Materialtabelle) im Tierraum.</li>
	<li>Setzen Sie die Ratten in den Käfig, um sich mindestens in der Woche vor der Operation mit der Umgebung, dem Futter und dem Wassersystem vertraut zu machen. Beschleunigen Sie die Ratten vom Tag vor der Operation, da ein hoher Mageninhalt die Platzierung der Durchflusssonde in die linke Nierenarterie stören und eine Trachealaspiration verursachen kann.</li>
	<li>Verbinden Sie einen 5 cm Polyurethanschlauch (Innendurchmesser 0,30 mm und Außendurchmesser 0,64 mm) mit dem Ende des 90 cm Polyurethanschlauchs (Innendurchmesser 0,64 mm und Außendurchmesser 1,02 mm) mit PVC-Zement, um einen Oberschenkelarterienkatheter herzustellen (siehe Materialtabelle).<ol><li>Sterilisieren Sie die Katheter mit einem Ethylenoxid-Sterilisator, die Durchflusssonde mit 2,5% Glutaraldehyd und die chirurgischen Instrumente in einem Dampfautoklaven. Wischen Sie OP-Tische, Mikroskopie und Lichter mit 1% Natriumhypochlorit ab.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Chirurgie
<ol><li>Platzieren Sie die RBF-Sonde, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.<ol><li>Betäuben Sie die Ratten mit 2,0% -2,5% Isofluran in dem Maße, dass die Ratten nicht auf den Schmerzreiz reagieren. Legen Sie es auf den bei 37 °C eingestellten Operationstisch und injizieren Sie vor der Operation 0,09 mg/kg Buprenorphin SR und 15 mg/kg Cefazolin (siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Rasieren Sie den gesamten Bauch mit einem elektrischen Haarschneider und einer Region im Nacken um die 7. Halswirbel, wo Katheter und Durchfluss beweisen, dass Drähte austreten.</li>
		<li>Wischen Sie den Bereich nach der Rasur mit 70% Ethanol, 10% Povidon-Jod und erneut mit 70% Ethanol ab.</li>
		<li>Stellen Sie die Ratte in die Bauchlage. Machen Sie einen 1 cm großen Schnitt mit einem Skalpell am Nacken und an der linken Flanke. Führen Sie dann eine stumpfe Dissektion mit einer hämostatischen Pinzette durch und reinigen Sie einen subkutanen Raum vom Flankenschnitt bis zum Nacken.</li>
		<li>Führen Sie die Strömungssonde mit einer hämostatischen Pinzette durch diesen subkutanen Tunnel vom Hals bis zum Flankenschnitt.</li>
		<li>Stellen Sie die Ratte in Rückenlage. Machen Sie einen 4-5 cm Mittellinien-Bauchschnitt.</li>
		<li>Sezieren Sie den Bereich um die Nierenarterie mit einer gebogenen Pinzette, um einen Platz freizulegen, der ausreicht, um die Durchflusssonde zu platzieren (siehe Materialtabelle). Dann den linken Musculus quadratus lumborum stumpf mit der hämostatischen Pinzette durchstechen und den Kopf der Strömungssonde in die Bauchhöhle ziehen.</li>
		<li>Haken Sie die Spitze der Durchflusssonde an die linke Nierenarterie und verbinden Sie sie mit dem Durchflussmesser (siehe Materialtabelle). Fügen Sie etwas Gel um die Sondenspitze hinzu, und der Wert der Durchflussrate wird auf dem Durchflussmesser angezeigt. HINWEIS: Obwohl es von der Größe der Ratte abhängt, wird bei einer 230 g Ratte ein Fluss von etwa 3-5 ml / min beobachtet.</li>
		<li>Kleben Sie das an der Sonde befestigte Polyesterfasernetz mit Gewebekleber an die Bauchdecke und halten Sie es, bis es trocken und verklebt ist (~1-2 min). Sobald der Durchfluss vorhanden ist, trennen Sie die Durchflusssonde vom Durchflussmesser, bedecken Sie den Bauch mit salzhaltiger Gaze und fahren Sie mit dem Einführen des Katheters fort.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie den Femurkatheter wie folgt ein. HINWEIS: Die Methode zum Einführen eines flüssigkeitsgefüllten Katheters ist die gleiche wie bei normalen Telemetrieinstallationen. Obwohl Telemetrie bevorzugt wird, ermöglicht der arterielle Katheter die Drucküberwachung und die Blutentnahme der bewussten Ratte.<ol><li>Füllen Sie zuerst den Katheter mit Kochsalzlösung und klemmen Sie ihn mit einer Gefäßzange, bevor Sie einen 1 cm langen Hautschnitt mit einem Skalpell am linken Oberschenkel machen, um die Oberschenkelarterie zu sezieren und freizulegen. Während Sie den Fluss an der proximalen Seite der Oberschenkelarterie mit einem Faden blockieren, führen Sie den Katheter ein.</li>
		<li>Mit einer kleinen Menge Kochsalzlösung bündig verschließen, mit Edelstahldraht der entsprechenden Größe verschließen und den Katheter mit einem Faden binden, um ihn zu fixieren.</li>
		<li>Sobald die Ligatur um den Katheter gebunden ist, erstellen Sie einen subkutanen Tunnel, indem Sie einen Trokar aus Edelstahl vom Oberschenkel bis zum Nacken verwenden, um den Katheter in die Halsregion zu bringen. Sichern Sie es mit 3-0 Seidennähten, die in den Trapezmuskel gelegt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Vernähen Sie die Sonde.<ol><li>Drehen Sie die Ratte in die Bauchlage und nähen Sie die kreisförmige Schlaufe der Strömungssonde subkutan an der Flanke. Nähen Sie den Schnitt an der Flanke und am Hals mit 4-0 chirurgischer Naht (siehe Materialtabelle).</li>
		<li>Befestigen Sie einen Hautknopf an der Durchflusssonde und nähen Sie sie mit 3-0 Seide am Nacken.</li>
		<li>Schließen Sie die Durchflusssonde wieder an den Durchflussmesser an, drehen Sie die Ratte zurück in die dorsale Position, um die RBF zu überprüfen, und nehmen Sie letzte Anpassungen an der Durchflusssonde vor, um ihre Position auf der Nierenarterie zu optimieren.</li>
		<li>Zum Schluss nähen Sie den Muskel mit 3-0 Seide und die Haut mit 4-0 chirurgischer Naht.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Bergung des Tieres
<ol><li>Nach sorgfältiger Beobachtung, bis sich die Ratten vollständig von der Anästhesie erholt haben, bringen Sie die Ratten in ein Bewegungsreaktionskäfigsystem zurück, verbinden Sie die Durchflusssonde mit dem Blutflussmesser und lassen Sie eine Erholungsphase von etwa einer Woche, um die Sonde und die Durchflussmessung zu stabilisieren. HINWEIS: Die Aufzeichnung muss in diesem Zeitraum nicht durchgeführt werden.</li>
	<li>Gießen Sie während der gesamten Studie kontinuierlich 3% heparinisierte Kochsalzlösung aus dem arteriellen Katheter mit einer Rate von 100 μL/h, um die Gerinnung zu verhindern.</li>
	<li>Wenn sich der Durchfluss nach 5-6 Tagen stabilisiert hat, stellen Sie die Durchflussmesserkalibrierung so ein, dass der Blutfluss bei 0-20 ml / min gemessen wird, und beginnen Sie mit der kontinuierlichen Aufzeichnung von RBF.</li>
</ol>

<ol><li>Chonchol, M., Smogorzewski, M., Stubbs, J., Yu, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChonchol%2C+M+%22Brenner+%26+Rector%27s+The+Kidney%22">Brenner & Rector's The Kidney</a>. 11, Elsevier Inc. Philadelphia, PA. (2019).</li>
<li>Chen, J. -K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylinositol+3-kinase+signaling+determines+kidney+size%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylinositol 3-kinase signaling determines kidney size.</a> Journal of Clinical Investigation. 125 (6), 2429-2444 (2015).</li>
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<li>Romero, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+renal+blood+flow+by+magnetic+resonance+imaging+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of renal blood flow by magnetic resonance imaging in rats.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 314 (1), 99-106 (2018).</li>
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<li>Regan, M. C., Young, L. S., Geraghty, J., Fitzpatrick, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+renal+blood+flow+in+normal+and+disease+states%5BTitle%5D)+AND+%22Urological+Research%22%5BJournal%5D)">Regional renal blood flow in normal and disease states.</a> Urological Research. 23 (1), 1-10 (1995).</li>
<li>Ter Wee, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+calcium+antagonists+on+renal+hemodynamics+and+progression+of+nondiabetic+chronic+renal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effects of calcium antagonists on renal hemodynamics and progression of nondiabetic chronic renal disease.</a> Archives of Internal Medicine. 154 (11), 1185(1994).</li>
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<li>Laroute, V., Lefebvre, H. P., Costes, G., Toutain, P. -L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+glomerular+filtration+rate+and+effective+renal+plasma+flow+in+the+conscious+beagle+dog+by+single+intravenous+bolus+of+iohexol+and+p-aminohippuric+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Measurement of glomerular filtration rate and effective renal plasma flow in the conscious beagle dog by single intravenous bolus of iohexol and p-aminohippuric acid.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 41 (1), 17-25 (1999).</li>
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<li>Mori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+perfusion+pressure+accelerates+renal+injury+in+salt-sensitive+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">High perfusion pressure accelerates renal injury in salt-sensitive hypertension.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 19 (8), 1472-1482 (2008).</li>
<li>Polichnowski, A. J., Cowley, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-induced+renal+injury+in+angiotensin+II+versus+norepinephrine-induced+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Pressure-induced renal injury in angiotensin II versus norepinephrine-induced hypertensive rats.</a> Hypertension. 54 (6), 1269-1277 (2009).</li>
<li>Polichnowski, A. J., Jin, C., Yang, C., Cowley, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+renal+perfusion+pressure+versus+angiotensin+II+renal+oxidative+stress+in+angiotensin+II-induced+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Role of renal perfusion pressure versus angiotensin II renal oxidative stress in angiotensin II-induced hypertensive rats.</a> Hypertension. 55 (6), 1425-1430 (2010).</li>
<li>Evans, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+perfusion+pressure+drives+renal+T-cell+infiltration+in+the+dahl+salt-sensitive+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Increased perfusion pressure drives renal T-cell infiltration in the dahl salt-sensitive rat.</a> Hypertension. 70 (3), 543-551 (2017).</li>
<li>Shimada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+perfusion+pressure+determines+infiltration+of+leukocytes+in+the+kidney+of+rats+with+angiotensin+II-induced+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Renal perfusion pressure determines infiltration of leukocytes in the kidney of rats with angiotensin II-induced hypertension.</a> Hypertension. 76 (3), 849-858 (2020).</li>
<li>Cousins, M. J., Mazze, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia%2C+surgery+and+renal+function%3A+Immediate+and+delayed+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia+and+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia, surgery and renal function: Immediate and delayed effects.</a> Anaesthesia and Intensive Care. 1 (5), 355-373 (1973).</li>
<li>Cousins, M. J., Skowronski, G., Plummer, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+the+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia+and+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and the kidney.</a> Anaesthesia and Intensive Care. 11 (4), 292-320 (1983).</li>
<li>Schiffer, T. A., Christensen, M., Gustafsson, H., Palm, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+inactin+on+kidney+mitochondrial+function+and+production+of+reactive+oxygen+species%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">The effect of inactin on kidney mitochondrial function and production of reactive oxygen species.</a> PLOS ONE. 13 (11), 0207728(2018).</li>
<li>Evans, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+renal+blood+flow+measurement+in+dogs+by+transit-time+ultrasound+flowmetry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic renal blood flow measurement in dogs by transit-time ultrasound flowmetry.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 38 (1), 33-39 (1997).</li>
<li>Bell, T. D., DiBona, G. F., Biemiller, R., Brands, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuously+measured+renal+blood+flow+does+not+increase+in+diabetes+if+nitric+oxide+synthesis+is+blocked%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Continuously measured renal blood flow does not increase in diabetes if nitric oxide synthesis is blocked.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 295 (5), 1449-1456 (2008).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine Technik, die kommerziell erhältliche Instrumente verwendet, um RBF und arteriellen Druck kontinuierlich über viele Wochen aufzuzeichnen. Darüber hinaus kann Urin mit dem in Schritt 1.1 beschriebenen Gerät gesammelt werden. Es kann auch verwendet werden, um Metaboliten im Urin und, wenn ein arterieller Katheter implantiert wird, Blutentnahme für die Analyse zu bewerten.
Traditionell wurden RBF-Messungen akut an chirurgisch präparierten anästhesierten Ti...

Die Nieren sind nur 0,5% des Körpergewichts, aber reich an Durchblutung und erhalten 20% -25% des gesamtenHerzzeitvolumens 1. Die Regulierung des renalen Blutflusses (RBF) ist von zentraler Bedeutung für die Nierenfunktion, die Körperflüssigkeit und die Elektrolythomöostase. Die Bedeutung der Regulierung des Blutflusses für die Niere wird durch den erheblichen Anstieg der RBF in der verbleibenden Niere nach einseitiger Nephrektomie 2,3,4 und durch die Reduktionen der RBF, die bei Nierenversagen auftreten 5,6,7, schön veranschaulicht. Ob solche Veränderungen der RBF als Reaktion auf Veränderungen der Nierenfunktion oder eine Abnahme der Funktion aufgrund einer Verringerung der RBF auftreten, war bei anästhesierten chirurgisch präparierten Tieren oder menschlichen Probanden schwierig festzustellen. Es sind zeitliche Untersuchungen erforderlich, in denen die Ereignisse vor und nach einer definierten Veränderung bestimmt und im selben Tier während des Fortschreitens der Ereignisse beobachtet werden können. In den Tier- und Humanstudien wurde die RBF indirekt durch die Clearance von para-Amino-Hippursäure (PAK)8,9,10 und in jüngerer Zeit durch bildgebende Verfahren wie Ultraschall 9,11,12, MRT4,13 und PET-CT 14,15 geschätzt. die hilfreiche Schnappschüsse von jeder Niere liefern und das Fortschreiten der Krankheit verfolgen können. Es ist schwierig, RBF bei Kleintieren durch Ultraschall oder MRT-Scans ohne Anästhesie zu bewerten. Es war unmöglich, RBF unter bewussten Bedingungen bei derselben Ratte über längere Zeiträume kontinuierlich zu messen.
Das vorliegende Protokoll entwickelte daher Techniken, die simultane kontinuierliche 24 h/Tag Messungen von RBF ermöglichen, die mit kontinuierlichen Blutdruckmessmethoden für sich frei bewegende Ratten kombiniert wurden, wie zuvor beschrieben 16,17,18,19,20,21 . Diese Technologie ermöglicht die zeitliche Bewertung von RBF in verschiedenen Modellen von Ratten, um in Zukunft Ursache-Wirkungs-Beziehungen bei verschiedenen Nierenerkrankungen zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>1RB Sonde</td><td>Transsonic</td><td>1RB</td><td>Ultraschall-Durchflusssonde</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Avrio Health</td><td></td><td>Povidon-Jod</td></tr><tr><td>Buprenorphin SR-LAB</td><td>ZooPharm</td><td></td><td>Buprenorphin</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>APOTEX</td><td>NDC 60505</td><td>Cefazolin</td></tr><tr><td>Crile Hämostatika</td><td>Feine chirurgische Instrumente</td><td>13004-14</td><td>Hämostatika für stumpfe Dissektion</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal</td><td>NDC 66794</td><td>Isofluran</td></tr><tr><td>Medium Clear PVC Zement</td><td>Oatey</td><td></td><td>PVC Zement</td></tr><tr><td>Mersilene Polyesterfaser</td><td>Mesh Ethicon</td><td></td><td>Polyester Faser Mesh</td></tr><tr><td>MetriCide28</td><td>Metrex</td><td>SKU 10-2805</td><td>2,5% Glutaraldehyd</td></tr><tr><td>Micro-Renathan 0,025 x 0,012</td><td>Braintree Scientific</td><td>MRE 025</td><td>verwenden für Katheter</td></tr><tr><td>MINI HYPE-WIPE</td><td>Current Technologies</td><td>#9803</td><td>1% Natriumhypochlorit</td></tr><tr><td>Oatey Medium Clear PVC Cement</td><td>Oatey</td><td>#31018</td><td>PVC Zement</td></tr><tr><td>PHD2000 Spritzenpumpe</td><td>Harvard apparat</td><td>71-2000</td><td>Spritzenpumpe</td></tr><tr><td>Ponemah Software</td><td>DSI</td><td></td><td>Aufzeichnungssoftware</td></tr><tr><td>Precision 3630 Tower</td><td>Dell</td><td></td><td>Computer zur Aufzeichnung</td></tr><tr><td>Raturn Stand-Alone System</td><td>BASi</td><td>MD-1407</td><td>ein Käfigsystem mit Bewegungsreaktion</td></tr><tr><td>RenaPulse High Fidelity Pressure Tubing 0,040 x 0,025</td><td>Braintree Scientific</td><td>RPT 040</td><td>Verwendung für Katheter</td></tr><tr><td>Silikonmanschette</td><td>Transsonische</td><td>AAPC102</td><td>Hautknopf</td></tr><tr><td>Chirurgisches Gleitmittel steril bakteriostatisch</td><td>Fougera</td><td>0168-0205-36</td><td>gell für Durchflusssonde</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td></td><td>Protease enthielt anionisches Reinigungsmittel</td></tr><tr><td>TS420 Perivaskuläres Flussmodul</td><td>Transsonic</td><td>TS420</td><td>perivaskuläres Flussmodul</td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>Gewebekleber</td></tr><tr><td>WinDaq-Software</td><td>DATAQ-Aufnahmesoftware</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

kontinuierliche langzeitmessung des renalen blutflusses bei bewussten ratten

Long-Term Continuous Measurement of Renal Blood Flow in Conscious Rats

Die Nieren spielen eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase von Körperflüssigkeiten. Die Regulierung des renalen Blutflusses (RBF) ist essentiell für die lebenswichtigen Funktionen der Filtration und des Stoffwechsels in der Nierenfunktion. Viele akute Studien wurden an anästhesierten Tieren durchgeführt, um RBF unter verschiedenen Bedingungen zu messen, um Mechanismen zu bestimmen, die für die Regulation der Nierenperfusion verantwortlich sind. Aus technischen Gründen war es jedoch nicht möglich, RBF kontinuierlich (24 h/Tag) bei ungehemmten, nicht anästhesierten Ratten über längere Zeiträume zu messen. Diese Methoden ermöglichen die kontinuierliche Bestimmung der RBF über viele Wochen bei gleichzeitiger Erfassung des Blutdrucks (BP) mit implantierten Kathetern (flüssigkeitsgefüllt oder telemetrisch). Die RBF-Überwachung wird mit Ratten durchgeführt, die in einem kreisförmigen, servogesteuerten Rattenkäfig untergebracht sind, der die uneingeschränkte Bewegung der Ratte während der gesamten Studie ermöglicht. Gleichzeitig wird das Verheddern von Kabeln aus Strömungssonde und Arterienkathetern verhindert. Ratten werden zunächst mit einer Ultraschall-Durchflusssonde an der linken Nierenarterie und einem arteriellen Katheter instrumentiert, der in die rechte Oberschenkelarterie implantiert wird. Diese werden subkutan zum Nacken geführt und mit dem Durchflussmesser bzw. dem Druckmessumformer verbunden, um RBF und BP zu messen. Nach der chirurgischen Implantation werden Ratten sofort in den Käfig gesetzt, um sich für mindestens eine Woche zu erholen und die Ultraschallsondenaufnahmen zu stabilisieren. Auch die Urinsammlung ist in diesem System möglich. Die chirurgischen und postoperativen Verfahren zur kontinuierlichen Überwachung werden in diesem Protokoll demonstriert.

Die mittleren arteriellen Druckdaten (Abbildung 1A) und Blutflussdaten (Abbildung 1B) einer repräsentativen männlichen Dahl-Salz-empfindlichen Ratte werden gezeigt. Die Dahl-Salz-empfindlichen Ratten werden in einer Kolonie gehalten und am Medical College of Wisconsin gezüchtet. Die Operation wurde im Alter von 8 Wochen durchgeführt und das Körpergewicht betrug zum Zeitpunkt der Operation 249 g. Ratten wurden mit einer 0,4% NaCl-Diät gefüttert, und die Diät wurd...

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine langfristige kontinuierliche Messung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten und die gleichzeitige Erfassung des Blutdrucks mit implantierten Kathetern (flüssigkeitsgefüllt oder telemetrisch).

Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital ...

Die kontinuierliche Aufzeichnung des renalen Blutflusses bei instrumentierten Ratten ermöglicht es uns, die Abfolge von Ereignissen, die zu dem von uns untersuchten Krankheitsprozess führen, vorübergehend zu bestimmen. In unserem Fall ist es Bluthochdruck und wir versuchen festzustellen, ob eine Verringerung des renalen Blutflusses, die bei Bluthochdruck auftritt, dem Bluthochdruck vorausgeht oder eine Folge davon ist. Das System, das wir heute demonstrieren werden, und die Vorbereitung des Tieres ist wirklich darauf ausgelegt, eine kontinuierliche 24-Stunden-Bestimmung des renalen Blutflusses für viele Wochen zu ermöglichen, um chronische Ereignisse zu untersuchen und die Ratte in ihrer häuslichen Umgebung, Käfigen, zu untersuchen.Wie bei allen chirurgischen Techniken, Übung, Geduld und Liebe zum Detail müssen wir diese Verfahren beherrschen, bis das Gerät pünktlich ausgeführt werden kann. Um zu beginnen, rasieren Sie den gesamten Bauch in einer Region auf dem Nickerchen um die siebten Halswirbel einer anästhesierten Ratte mit einem elektrischen Haarschneider. Wischen Sie den Bereich nach der Rasur dreimal abwechselnd mit 10% Povidon-Jod und 70% Ethanol ab.Stellen Sie die Ratte in

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Forschung

JoVE Journal

Medicine

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Chronische Katheterisierung von Blutgefäßen in der Ratte ist oft für die Verwaltung von Stoffen erforderlich, erhalten Blutprobe über einen Zeitraum oder für den direkten bewussten Blutdruckmessungen. Femoralarterie Katheterisierung der Ratte und entsprechende Messungen des Blutdrucks in der bewussten Tier nachgewiesen werden.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der Goldstandard für die Beurteilung der Nierenfunktion. Hier beschreiben wir ein Verfahren mit hohem Durchsatz, die die Bestimmung der GFR bei wachen Mäusen unter Verwendung einer einzigen Bolusinjektion Bestimmung Fluoresceinisothiocyanat (FITC)-Inulin in Plasma und Berechnung der GFR durch eine Zwei-Phasen-exponentiellen Modell ermöglicht.

Ein High-Throughput-Verfahren zur Messung der glomerulären Filtrationsrate in Conscious Mäuse

Es wird eine Methode vorgestellt, um die mikrozirkulatorische Blutflussgeschwindigkeit bei Lungenkrebsmetastasen der Pleuraoberfläche bei Ratten automatisiert unter Verwendung der geschlossenen Lungen-Intravitalmikroskopie zu messen. Dieses Modell hat das Potenzial, als weit verbreitetes Werkzeug für die physiologische Forschung an Lungenmetastasen bei Nagetieren eingesetzt zu werden.

Automatisierte Messung der Mikrozirkulation Blutflußgeschwindigkeit in Lungenmetastasen von Ratten

Eine hämodynamische Dysfunktion im Frühstadium ist entscheidend für die Entwicklung von Nierenerkrankungen. Die Nachweismethoden sind jedoch begrenzt. Jüngste Fortschritte in der Sonographie bieten eine nicht-invasive, genaue Option zur Früherkennung von Nierenschäden. Diese Studie skizziert eine schrittweise sonographische Methodik zum Nachweis von Nierenfunktionsstörungen unter Verwendung eines medikamenteninduzierten Nephrotoxizitätsmodells an Ratten.

Früherkennung von Medikamenten-induzierten Nieren hämodynamischen Dysfunktion Mit sonographische Technologie bei Ratten

Der Zweck dieses Protokolls besteht darin, die Prinzipien und Techniken zur Messung und Berechnung der glomerulären Filtrationsrate, der Urinflussrate und der Ausscheidung von Natrium und Kalium bei einer Ratte zu demonstrieren. Diese Demonstration kann verwendet werden, um den Schülern ein allgemeines konzeptionelles Verständnis dafür zu vermitteln, wie die Nierenfunktion gemessen werden kann.

Physiology Lab Demonstration: glomeruläre Filtrationsrate in einem Ratten-

Die Bestimmung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der Goldstandard zur Beurteilung der allgemeinen Nierenfunktion. Herkömmliche Verfahren zur Messung dieses Parameters sind jedoch umständlich und erfordern einen großen Zeitaufwand. Hier beschreiben wir eine schnellere und minimalinvasive Methode, um die GFR transkutan zu bestimmen.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Narkotisierten Mäuse zeigen unphysiologischen systemischen Blutdruck, die aussagekräftige Beurteilung der autonomen Ton gegeben die intime Beziehung zwischen Blutdruck und das vegetative Nervensystem ausschließt. Somit ist eine neuartige Methode zur gleichzeitig aufzeichnen renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in bewusste Mäuse skizziert.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) in dem Bewusstsein, frei beweglichen Mäuse mit einem transdermalen GFR Monitor.

Transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate bei Mäusen

Hier beschreiben wir eine Einrichtung zur gleichzeitigen Erfassung von Elektrokardiographie und intra-arterielle Blutdruck (BP) in experimentellen Ratten, die mit standard-Ausrüstung in Tierhaltung möglich ist und können auch auf physiologische oder pharmakologische Studien zur Pathogene oder therapeutische Mechanismen in der Herz-Kreislauf-Medizin zu untersuchen.

Gleichzeitige Elektrokardiographie Aufnahme und Invasive Blut Druckmessung bei Ratten

Hier wird ein Protokoll zur kontinuierlichen Blutentnahme während der PET/CT-Bildgebung von Ratten zur Messung der arteriellen Eingangsfunktion (AIF) beschrieben. Gezeigt werden die Katheterisierung, die Kalibrierung und Einrichtung des Systems sowie die Datenanalyse der Blutradioaktivität. Die generierten Daten liefern Eingabeparameter für die nachfolgende biokinetische Modellierung.

Kontinuierliche Blutentnahme in der Kleintier-Positronen-Emissionstomographie/Computertomographie ermöglicht die Messung der arteriellen Eingabefunktion

Lernen Sie die kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei wachen Ratten für Hypertonie-Forschung. Diese Methode ermöglicht chronische Studien im natürlichen Lebensraum der Tiere.

Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten

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