Name: Transösophagus-Vorhofflimmer-Pacing für die Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: Lernen Sie die transösophageale Vorhofstimulation zur Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von AF-Pathophysiologie und die Evaluation neuer Therapiestrategien in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des rumänischen Ministeriums für Bildung und Forschung, CNCS - UEFISCDI, Projektnummer PN-III-P1-1.1-TE-2019-0370, im Rahmen von PNCDI III unterstützt.

Verfahren mit tierischen Subjekten wurden von der Ethikkommission der Universität für Medizin, Pharmazie, Wissenschaft und Technologie "George Emil Palade" von Târgu Mureș, von der rumänischen nationalen Gesundheitsbehörde für Veterinärwesen und Lebensmittelsicherheit genehmigt und entsprachen den Richtlinien des Internationalen Rates für Labortierwissenschaften (Richtlinie 2010/63/EU).
1. Transösophageales atriales Burst-Pacing-Protokoll
<ol><li>Randomisieren Sie erwachsene männliche Wistar-Ratten (200-400 g Körpergewicht) in zwei Gruppen: STIM und SHAM.</li>
	<li>Betäuben Sie die Tiere.<ol>
<li>Für die Induktion verwenden Sie 2,5% Isofluran, 4 l/min, 99,5%O2.</li>
		<li>Verwenden Sie zur Erhaltung eine Mischung aus Ketamin / Medetomidin (75,0 / 0,5 mg / kg), die intraperitoneal verabreicht wird.</li>
		<li>Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie den Hornhautreflex (5% ige Glukoselösung) und den nozizeptiven Entzugsreflex (Zehenpinch) testen. Überwachen Sie die Atemfrequenz (ein Rückgang von 50% ist während der Anästhesie akzeptabel; die normale Rate liegt zwischen 70-120 Atemzügen / Minute) und die Körpertemperatur mit einem Rektalthermometer (normale Temperatur liegt zwischen 96,5 - 99,5 ° F oder 35,9 - 37,5 ° C). HINWEIS: Setzen Sie das Verfahren erst fort, nachdem die Wirksamkeit der Anästhesie bestätigt wurde. Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie regelmäßig während des gesamten Protokolls. Wiederholen Sie bei Bedarf die intraperitoneale Ketamin-/Medetomidin-Injektion.</li>
		<li>Tragen Sie eine Augensalbe auf beide Augen auf, um Hornhautschäden zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Legen Sie das Tier in Rückenlage und legen Sie es auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur bei ~ 37 ° C zu halten.</li>
	<li>Befestigen Sie die drei Oberflächen-EKG-Elektroden in einer Blei-II-Konfiguration an den Gliedmaßen der Ratte (Abbildung 1A).<ol>
<li>Platzieren Sie die negative Elektrode auf dem rechten Vorderbein.</li>
		<li>Platzieren Sie die positive Elektrode auf dem linken Hinterbein.</li>
		<li>Platzieren Sie die Erdungselektrode auf dem linken Vorderbein.</li>
		<li>Befestigen Sie die Elektroden mit dünnen elastischen Armbandschnüren.</li>
	</ol></li>
	<li>Schalten Sie die Oberflächen-EKG-Aufzeichnung ein und führen Sie während des gesamten Vorgangs eine kontinuierliche EKG-Aufzeichnung durch (Abbildung 1B) mit einem kommerziellen oder lokal entwickelten Erfassungsprogramm10.</li>
	<li>Verwenden Sie für die elektrische Stimulation einen quadripolaren 5-6 F-Katheter, der mit einem Mikrocontroller-basierten Herzschrittmacher10 verbunden ist.</li>
	<li>Sobald das Tier betäubt ist, führen Sie den Katheter durch die Mundhöhle in die Speiseröhre ein. Messen Sie den Abstand zwischen den oberen Schneidezähnen und dem Herzen (beurteilt durch Palpation), um sich der Tiefe anzunähern, in der der Katheter in die Speiseröhre eingeführt werden sollte. VORSICHT: Achten Sie darauf, den Katheter nicht zu zwingen, da die Gefahr einer Perforation der Speiseröhre besteht.</li>
	<li>Bestätigen Sie die korrekte Position des Stimulationskatheters auf Höhe der Vorhöfe wie folgt.<ol>
<li>Wenden Sie die elektrische Stimulation mit einer Frequenz von 400 Reizen / Minute an (Reizdauer 6 ms).</li>
		<li>Überprüfen Sie, ob die EKG-Ablaufverfolgung eine konstante Erfassung der Vorhöfe zeigt (d.h. auf jeden elektrischen Reiz folgt ein schmaler QRS-Komplex) (Abbildung 2).</li>
	</ol></li>
	<li>Bestimmen Sie den diastolischen Schwellenwert, d. h. die niedrigste Spannung, die erforderlich ist, um eine Vorhoferfassung zu erhalten (im Allgemeinen zwischen 10 V und 20 V). HINWEIS: Führen Sie für die Tiere in der STIM-Gruppe die folgenden Schritte aus.</li>
	<li>Sobald die korrekte Position des Katheters bestimmt ist, stellen Sie den Stimulator auf eine Frequenz von 4.000 Reizen/Minute (Reizdauer 6 ms) bei einer Spannung 3 V über der diastolischen Schwelle ein (Abbildung 3).</li>
	<li>Wenden Sie auf jedes Tier 15 aufeinanderfolgende Stimulationszyklen an, jeweils 20 s, mit einem freien Intervall von 5 Minuten zwischen den Zyklen11. Abhängig von den Studienzielen wiederholen Sie das Protokoll für jede Ratte für 10 Tage mit einer Rate von 5 Tagen / Woche zur gleichen Zeit an jedem Tag.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Wirksamkeit der Stimulation wie folgt.<ol>
<li>Identifizieren Sie die Sinusknoten-Wiederherstellungszeit (SNRT), die am Ende des schnellen Tempos als Zeitintervall angezeigt wird, das länger ist als die während des Sinusrhythmus aufgezeichnete Zykluslänge (Abbildung 4A) und das Zeitintervall darstellt, das für die Wiederaufnahme des Sinusrhythmus nach Beendigung der Overdrive-Unterdrückung erforderlich ist. HINWEIS: Die Overdrive-Unterdrückung stellt die Hemmung der Sinusknotenaktivität dar, indem das Herz mit einer höheren Rate als der intrinsische Rhythmus elektrisch stimuliert wird.</li>
		<li>Identifizieren Sie das Auftreten der AF-Episode, die hier als das Vorhandensein von drei oder mehr aufeinanderfolgenden unregelmäßigen, supraventrikulären Schlägen (d. h. unregelmäßige ventrikuläre Reaktion mit engen QRS-Komplexen) definiert ist, wobei P-Wellen fehlen oder durch kleine, verzerrte "f" -Wellen ersetzt werden (Abbildung 4B).</li>
	</ol></li>
	<li>Wenn die AF-Episode nicht spontan endet, wenn der nächste Stimulationszyklus durchgeführt werden soll (d. h. bis zum Ende der fünf freien Minuten zwischen den Zyklen), wenden Sie die nächste Stimulation nicht an.<ol>
<li>Warten Sie weitere 5 Minuten. Wenn die AF-Episode nach diesen 10 Minuten immer noch fortgesetzt wird, beenden Sie das Protokoll für diesen Tag. HINWEIS: Wenn eine Bewertung des Schweregrads des elektrisch induzierten AF gewünscht wird, kann eine längere EKG-Überwachung durchgeführt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Wenn am Ende der Stimulation eine schwere Bradykardie oder Asystole auftritt (d. H. Aufgrund einer elektrischen Stimulation des Vagusnervs), beenden Sie das Protokoll. Wenn sich die elektrische Aktivität nicht schnell wieder normalisiert, führen Sie eine externe Herzmassage durch und verabreichen Sie Atropinsulfat (0,05 mg / kg) intraperitoneal.</li>
	<li>Am Ende des Eingriffs kehren Sie die Anästhesie mit Atipamezol (1 mg / kg) um, das intraperitoneal verabreicht wird. Unterbringen Sie die Ratten einzeln in saubere Käfige mit zusätzlicher Wärme und beobachten Sie regelmäßig, bis sie vollständig geborgen sind. Am Ende des Protokolls ist keine weitere spezifische Tierpflege erforderlich.</li>
	<li>Analysieren Sie die Oberflächen-EKG-Nachzeichnungen und bestimmen Sie Folgendes.<ol>
<li>Die Induktibilität des Vorhofflimmerns, ausgedrückt in Prozent (d. h. [Anzahl der Stimulationszyklen, gefolgt von AF-Episoden / Gesamtzahl der angewendeten Stimulationszyklen] x 100).</li>
		<li>Die Dauer jeder AF-Episode.</li>
		<li>Das Vorhandensein von "persistenten" (d.h. >10 min) AF-Episoden. HINWEIS: Führen Sie für die Tiere in der HAM-Gruppe die folgenden Schritte aus.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie für die Ratten in der HAM-Gruppe die Schritte 1.1 bis 1.7 wie oben beschrieben aus, ohne elektrische Stimulation anzuwenden.</li>
	<li>Halten Sie den Katheter 80 Minuten lang in Position (d. h. die Zeit, die für die Fertigstellung des Protokolls bei STIM-Ratten erforderlich ist), ohne elektrische Stimulation anzuwenden, während Sie das Oberflächen-EKG kontinuierlich aufzeichnen.</li>
	<li>Am Ende des Eingriffs kehren Sie die Anästhesie mit Atipamezol (1 mg / kg) um. Am Ende des Protokolls ist keine weitere spezifische Tierpflege erforderlich.</li>
	<li>Analysieren Sie die Oberflächen-EKG-Nachzeichnungen und bestimmen Sie die in Schritt 1.16 beschriebenen Parameter.</li>
</ol>

<ol><li>Kornej, J., Börschel, C. S., Benjamin, E. J., Schnabel, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+atrial+fibrillation+in+the+21st+century%3A+Novel+methods+and+new+insights%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of atrial fibrillation in the 21st century: Novel methods and new insights.</a> Circulation Research. 127 (1), 4-20 (2020).</li>
<li>Hindricks, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2020+ESC+Guidelines+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+developed+in+collaboration+with+the+European+Association+for+Cardio-Thoracic+Surgery+%28EACTS%29%3A+The+Task+Force+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+of+the+European+Society+of+Cardiology+%28ESC%29%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC).</a> European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).</li>
<li>Veenhuyzen, G. D., Simpson, C. S., Abdollah, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Medical+Association+Journal%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation.</a> Canadian Medical Association Journal. 171 (7), 755-760 (2004).</li>
<li>Lau, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+arrhythmia+in+ageing+spontaneously+hypertensive+rats%3A+unraveling+the+substrate+in+hypertension+and+ageing%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Atrial arrhythmia in ageing spontaneously hypertensive rats: unraveling the substrate in hypertension and ageing.</a> PloS One. 8 (8), 72416(2013).</li>
<li>Scridon, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unprovoked+atrial+tachyarrhythmias+in+aging+spontaneously+hypertensive+rats%3A+The+role+of+the+autonomic+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Unprovoked atrial tachyarrhythmias in aging spontaneously hypertensive rats: The role of the autonomic nervous system.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (3), 386-392 (2012).</li>
<li>Haugan, K., Lam, H. R., Knudsen, C. B., Petersen, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation+in+rats+induced+by+rapid+transesophageal+atrial+pacing+during+brief+episodes+of+asphyxia%3A+a+new+in+vivo+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation in rats induced by rapid transesophageal atrial pacing during brief episodes of asphyxia: a new in vivo model.</a> Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44 (1), 125-135 (2004).</li>
<li>Sugiyama, A., Takahara, A., Honsho, S., Nakamura, Y., Hashimoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+in+vivo+atrial+fibrillation+model+of+rat+induced+by+transesophageal+atrial+burst+pacing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A simple in vivo atrial fibrillation model of rat induced by transesophageal atrial burst pacing.</a> Journal of Pharmacological Sciences. 98 (3), 315-318 (2005).</li>
<li>Scridon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissociation+between+animal+and+clinical+studies.+where+do+we+go+wrong%5BTitle%5D)+AND+%22Romanian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Dissociation between animal and clinical studies. where do we go wrong.</a> Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 497-500 (2021).</li>
<li>Mulla, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+atrial+pacing+promotes+atrial+fibrillation+substrate+in+unanesthetized+instrumented+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Rapid atrial pacing promotes atrial fibrillation substrate in unanesthetized instrumented rats.</a> Frontiers in Physiology. 10, 1218(2019).</li>
<li>Scridon, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+atrial+fibrillation+after+long-term+transesophageal+atrial+burst+pacing+in+rats.+Technical+and+procedural+approach+to+a+new+in+vivo+atrial+fibrillation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Romanian+Journal+of+Laboratory+Medicine%22%5BJournal%5D)">Spontaneous atrial fibrillation after long-term transesophageal atrial burst pacing in rats. Technical and procedural approach to a new in vivo atrial fibrillation model.</a> Romanian Journal of Laboratory Medicine. 26 (1), 105-112 (2018).</li>
<li>Halatiu, V. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+exposure+to+high+doses+of+bisphenol+A+exhibits+significant+atrial+proarrhythmic+effects+in+healthy+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Romanian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Chronic exposure to high doses of bisphenol A exhibits significant atrial proarrhythmic effects in healthy adult rats.</a> Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 587-595 (2021).</li>
<li>Zaciragić, A., Nakas-ićindić, E., Hadzović, A., Avdagić, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Average+values+of+electrocardiograph+parameters+in+healthy%2C+adult+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Archives%22%5BJournal%5D)">Average values of electrocardiograph parameters in healthy, adult Wistar rats.</a> Medical Archives. 58 (5), 268-270 (2004).</li>
<li>Cheshire, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermoregulatory+disorders+and+illness+related+to+heat+and+cold+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Autonomic+Neuroscience%3A+Basic+and+Clinical%22%5BJournal%5D)">Thermoregulatory disorders and illness related to heat and cold stress.</a> Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 196, 91-104 (2016).</li>
<li>Șerban, R. C., Scridon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Data+linking+diabetes+mellitus+and+atrial+fibrillation-how+strong+is+the+evidence%3F+From+epidemiology+and+pathophysiology+to+therapeutic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Data linking diabetes mellitus and atrial fibrillation-how strong is the evidence? From epidemiology and pathophysiology to therapeutic implications.</a> Canadian Journal of Cardiology. 34 (11), 1492-1502 (2018).</li>
<li>Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+atrial+fibrillation%3A+clinical+insights+and+scientific+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Europace%22%5BJournal%5D)">Animal models for atrial fibrillation: clinical insights and scientific opportunities.</a> Europace. 12 (2), 160-172 (2010).</li>
<li>Qiu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DL-3-n-Butylphthalide+reduces+atrial+fibrillation+susceptibility+by+inhibiting+atrial+structural+remodeling+in+rats+with+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedeberg%27s+Archives+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">DL-3-n-Butylphthalide reduces atrial fibrillation susceptibility by inhibiting atrial structural remodeling in rats with heart failure.</a> Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 391 (3), 323-334 (2018).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte.

Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des langfristigen transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten, das sowohl für akute als auch für langfristige Vorhofflimmerstudien geeignet ist. Das hierin beschriebene 10-Tage-Stimulationsprotokoll wurde erfolgreich verwendet, um ein "sekundäres spontanes AF-Modell" zu entwickeln (d. h. ein Modell, bei dem sich der AF nach einer Periode der AF-Induktion durch elektrische Stimulation spont...

Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste anhaltende Herzrhythmusstörung, die in der klinischen Praxis auftritt, und ihre Inzidenz und Prävalenz nehmen weltweit dramatisch zu1. Diese Arrhythmie betrifft bis zu 4% der Weltbevölkerung nach neueren Studien2. Angesichts der Tatsache, dass paroxysmaler Vorhofflimmern asymptomatisch sein kann und daher der Erkennung entgehen kann, ist die tatsächliche Prävalenz von Vorhofflimmern wahrscheinlich viel höher als in der Literatur dargestellt.
Die Pathophysiologie von AF wurde intensiv untersucht. Dennoch bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen dieser komplexen Arrhythmie unvollständig aufgeklärt und dies spiegelt sich in den begrenzten therapeutischen Möglichkeiten wider, mit fragwürdiger Wirksamkeit. Tierversuche haben wichtige Erkenntnisse über unser Verständnis der AF-Pathophysiologie und des therapeutischen Managements gewonnen. Der Wiedereintritt, einer der Hauptmechanismen der AF-Pathogenese3, erfordert eine bestimmte Masse an Myokardgewebe, um auftreten zu können. Daher wurden große Tiere in AF-Studien im Allgemeinen bevorzugt, während Nagetiere aufgrund der geringen Größe ihrer Vorhöfe lange Zeit als "resistent" gegen Vorhofflimmern galten. Der Einsatz von Großtieren wird jedoch vor allem durch Schwierigkeiten beim Umgang behindert. Obwohl gezeigt wurde, dass spontanes Vorhofflimmern bei Rattenauftritt 4, ist eine langfristige Nachbeobachtung (bis zu 50 Wochen) erforderlich, damit die Arrhythmie in diesen Modellenauftreten kann 5. Es wurden auch Modelle entwickelt, die ein schnelles Auftreten von Vorhofflimmern bei kleinen Nagetieren gewährleisten. Meistens verwenden diese Modelle eine akute elektrische Stimulation, oft in Gegenwart anderer günstiger Bedingungen, wie begleitender parasympathischer Stimulation oder Asphyxie, um AF 6,7 künstlich zu induzieren. Obwohl solche Modelle effizient sind, erlauben sie weder die Bewertung kritischer AF-bezogener Merkmale, wie z. B. des progressiven elektrischen, strukturellen, autonomen oder molekularen Umbaus der Vorhöfe, noch die Auswirkungen herkömmlicher oder nichtkonventioneller Antiarrhythmika auf das Vorhofsubstrat oder auf das Risiko einer ventrikulären Proarrhythmie 8,9.
Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des langfristigen transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Das Protokoll eignet sich sowohl für akute als auch für Langzeitstudien und kann erfolgreich bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen in Gegenwart einer Vielzahl von Risikofaktoren angewendet werden, was die Untersuchung der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuartiger prophylaktischer und / oder therapeutischer Strategien ermöglicht.

<table><tbody><tr><td>Antisedan (Atipamezolhydrochlorid) 5 mg / ml, Injektionslösung</td><td>Orion Corporation</td><td>06043/4004</td><td>für Ratten verwenden 1 mg / kg</td></tr><tr><td>Dormitor (Medetomidinhydrochlorid) 1 mg / ml, Injektionslösung</td><td>Orion Corporation</td><td>06043/4003</td><td>für Ratten verwenden 0,5 mg / kg</td></tr><tr><td>E-Z Anästhesie Einzeltiersystem</td><td>E-Z Systems Inc</td><td>EZ-SA800</td><td>Ermöglicht die Manipulation eines Tieres gleichzeitig</td></tr><tr><td>Isofluran 99,9%, 100 mL</td><td>Rompharm Company</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin 10%, 25 mL</td><td></td><td></td><td>für Ratten verwenden 75 mg / kg</td></tr><tr><td>Mikrocontroller-basierter Herzschrittmacher für Kleintiere</td><td></td><td></td><td>Entwickelt in unserem Labor (siehe Referenznummer 10 im Manuskript)</td></tr><tr><td>Oberflächen-EKG-Aufzeichnungssystem</td><td></td><td></td><td>Entwickelt in unserem Labor (siehe Referenznummer 10 im Manuskript)</td></tr></tbody></table>

transösophagus-vorhofflimmer-pacing für die induktion von vorhofflimmern bei ratten

Transesophageal Atrial Burst Pacing for Atrial Fibrillation Induction in Rats

Tierstudien haben wichtige Erkenntnisse über unser Verständnis der Pathophysiologie und des therapeutischen Managements von Vorhofflimmern (AF) gewonnen. Der Wiedereintritt, einer der Hauptmechanismen der AF-Pathogenese, erfordert eine bestimmte Masse an Myokardgewebe, um auftreten zu können. Aufgrund der geringen Größe der Vorhöfe gelten Nagetiere seit langem als "resistent" gegen Vorhofflimmern. Obwohl gezeigt wurde, dass spontanes Vorhofflimmern bei Ratten auftritt, ist eine langfristige Nachbeobachtung (bis zu 50 Wochen) erforderlich, damit die Arrhythmie in diesen Modellen auftreten kann. Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des transösophagealen atrialen Burst-Pacings für eine schnelle und effiziente Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Das Protokoll kann erfolgreich bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen in Gegenwart einer Vielzahl von Risikofaktoren angewendet werden, was die Untersuchung der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuartiger prophylaktischer und / oder therapeutischer Strategien ermöglicht.

In einer Proof-of-Concept-Studie wurden 22 erwachsene männliche Wistar-Ratten (200-400 g) nach dem Zufallsprinzip in zwei Gruppen eingeteilt: STIM (n = 15) und SHAM (n = 7). Alle Tiere wurden einzeln in Polycarbonatkäfigen in einem klimatisierten Raum (21-22 °C) untergebracht und hatten während der gesamten Studie freien Zugang zu Wasser und Trockenfutter. Das oben beschriebene transösophageale Stimulationsprotokoll wurde auf alle Tiere für 10 Tage, 5 Tage pro Woche angewendet. Alle Tiere durchliefen das gleiche Protokol...

Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des transösophagealen Vorhofburst-Pacings zur effizienten Induktion von Vorhofflimmern (AF) bei Ratten. Das Protokoll kann bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen angewendet werden, was das Studium der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuer therapeutischer Strategien ermöglicht.

Transösophagus-Vorhofflimmer-Pacing für die Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten

Animal studies have brought important insights into our understanding regarding atrial fibrillation (AF) pathophysiology and therapeutic management. ...

Das vorliegende Protokoll kann erfolgreich bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen in Gegenwart einer Vielzahl von Risikofaktoren für akute oder langfristige Follow-up-Studien angewendet werden. Dieses Protokoll ermöglicht die Untersuchung von Vorhofflimmern unter verschiedenen pathophysiologischen Bedingungen, um neuartige prophylaktische und therapeutische Strategien zu bewerten. Nachdem Sie eine erwachsene Wistar-Ratte betäubt haben, legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Heizkissen, um ihre Körpertemperatur bei 37 Grad Celsius zu halten.Befestigen Sie dann drei Oberflächen-EKG-Elektroden an den Rattengliedmaßen in einer Blei-II-Konfiguration, indem Sie die negative Elektrode am rechten Vorderbein, die positive Elektrode am linken Hinterbein und die Erdungselektrode am linken Vorderglied platzieren. Befestigen Sie die Elektroden mit dünnen elastischen Armbandsaitensehnen. Schalten Sie als Nächstes die Oberflächen-EKG-Aufzeichnung ein und führen Sie während des gesamten Vorgangs eine kontinuierliche EKG-Aufzeichnung mit einem kommerziellen oder lokal entwickelten Erfassungsprogramm durch.Verwenden Sie für die elektrische Stimulation einen fünf- oder sechsfachen französi

transesophageal-atrial-burst-pacing-for-atrial-fibrillation-induction

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Programmierte elektrische Stimulation bietet die Möglichkeit, Leitungseigenschaften des Herzens zu bestimmen, und die Möglichkeit zu induzieren und zu beenden Herzrhythmusstörungen mit verschiedenen Stimulation Protokolle. Mit einem transvenösen Katheter kann intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen in Mäusen nach programmierten Elektrostimulation Protokolle arrhythmogene Substrate zu identifizieren eingeholt werden.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Wir haben ein Schweinemodell für die gezielte Verabreichung von pharmakologischen Wirkstoffen innerhalb des Perikardraums/der Perikardflüssigkeit entwickelt. Mit diesem Ansatz kann der relative Nutzen von verabreichten Mitteln bei induziertem Vorhofflimmern, relativen Refraktärperioden und/oder ischämischem Schutz untersucht werden.

Prüfung der Wirksamkeit von pharmakologischen Wirkstoffen in einem Pericardial Ziel Delivery Model in der Schweine

Die Einrichtung eines asynchronen Herzinsuffizienz (HF)-Modells durch schnelle Tempo kombiniert mit linken Bundle Branch Ablation wird vorgestellt. Zweidimensionales Speckle tracking-Bildgebung und Aorta Geschwindigkeit Zeitintegral werden angewendet, um dieses stabile HF-Modell mit linken ventricular Asynchronie und die Vorteile der kardialen Resynchronisationstherapie validiert.

Vorteile der kardialen Resynchronisationstherapie in einem asynchronen Herzinsuffizienz Modell induziert durch linke Bundle Branch Ablation und schnellen Tempo

Dieses Protokoll beschreibt die elektrophysiologische Bewertung der murinen Atrien mit Hilfe einer optischen Mapping-Systems mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung, darunter zweite Aufnahmen der Membran Spannung und Ca2 + vorübergehend unter programmiert Stimulation durch eine spezielle Elektroden-Katheter.

Elektrophysiologische Bewertung der murinen Atria mit hochauflösenden optischen Mapping

Wir beschreiben ein steriles Perikarditis-Modell bei Minischweinen, um Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern (AF) zu untersuchen. Wir präsentieren chirurgische und anästhetische Techniken, Strategien für den Gefäßzugang und ein Protokoll zur Untersuchung der Induktibilität von Vorhofflimmern.

Sterile Perikarditis bei Aachener Minipigs als Modell für Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Optimierung experimenteller Parameter bei der Verwendung der transösophagealen Vorhofstimulation zur Beurteilung der Anfälligkeit für Vorhofflimmern bei Mäusen.

Optimierung der transösophagealen Vorhofstimulation zur Beurteilung der Vorhofflimmeranfälligkeit bei Mäusen

Wir stellen ein minimalinvasives Leporinmodell der Herz-Langzeit-Stimulation vor, das für die künstliche Stimulation und die Entwicklung von Herzinsuffizienz in präklinischen Studien eingesetzt werden kann.

Translationales Kaninchenmodell der chronischen Herzschrittfrequenz

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsseitige Herzdilatation und Hypertrophie, die zu ventrikulären und atrialen Fehlfunktionen führt. Herz-Lungen-Erkrankungen im Zusammenhang mit RHF gehen mit einem erhöhten Risiko für Herzrhythmusstörungen einher. In diesem Artikel wird ein standardisiertes Modell der durch Lungenarterienbanding induzierten RHF beschrieben, das mit einer verstärkten ventrikulären und atrialen Arrhythmogenese einhergeht.

Rattenmodell des rechtsseitigen kardialen Umbaus und der Arrhythmie unter Verwendung von Lungenarterienbändern

Dieses Protokoll demonstriert den Einsatz eines implantierbaren Kardioverter-Defibrillators (ICD), um ventrikuläre Arrhythmien zuverlässig zu induzieren, eine interne Kryptoversion durchzuführen und intrakardiale EKG-Aufnahmen in einem Schweinemodell zu erhalten.

Schweine-Herzstillstandmodell mit implantierbarem Defibrillator

Dieser Bericht enthält eine detaillierte Beschreibung der Methodik und Ergebnisse der gleichzeitigen endokardiale und epikardialen optische Abbildung der elektrischen Erregung in der intakten linken Vorhof eines Langendorff-perfundierten Schafe Herzen während stretch-induzierten Vorhofflimmern.

High-Resolution Endocardial und Epikardiale Optical Mapping in ein Schaf Modell Stretch-Induced Vorhofflimmern

Lernen Sie die transösophageale Vorhofstimulation zur Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von AF-Pathophysiologie und die Evaluation neuer Therapiestrategien in vivo.

Transösophagus-Vorhofflimmer-Pacing für die Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten

Weitere Videos entdecken