Name: Mehrgleisige Phänotypisierungsansätze zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 21 s
Description: Erfahren Sie mehrgleisige Phänotypisierungsmethoden zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen. Diese Techniken unterstützen konventionelle und molekulare Züchtung für verbesserte Stressresistenz.

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1. Feldaushub durch Probenahme von Gräben
<ol>
	<li>Züchten Sie kommerzielle Zuckerrohrhybriden (im Folgenden "Sorten" genannt) auf dem Feld aus zweiknospenartigen Beständen, die in einem Reihenabstand von 120 cm und 90 cm innerhalb der Reihen gepflanzt werden, wobei das empfohlene Maßnahmenpaket (POP) befolgt wird, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.</li>
	<li>Am Ende der Reifephase der Ernte heben Sie mit einem Bagger einen Graben (1,5 m tief und 1,0 m breit) auf dem Feld aus. Durch kontinuierliches Wasserstrahlen ist darauf zu achten, dass die Wurzelzonen von den Böden befreit werden, ohne die Wurzeln zu beschädigen (Abbildung 1).</li>
	<li>Wenn sich die anhaftende Erde lockert, entwurzeln Sie das Rohr zusammen mit dem Wurzelsystem und bringen Sie es ins Labor, um die Anzahl der Wurzeln, die Wurzellänge, das Volumen und das Gewicht manuell zu messen.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig01.jpg"> 
Abbildung 1: Methode zur Probenahme von Gräben für den Feldaushub von Wurzeln. (A) Seitlicher Graben, der entlang des Feldes ausgehoben wurde, (B) Wasserstrahlen und (C) Innenansicht, die die Tiefe des Grabens zeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
2. Wurzelkernprobenehmer zur Reduzierung von Probenahmefehlern
<ol>
	<li>Verwenden Sie einen zylindrischen Wurzelkernprobenehmer von 61 cm Höhe und 16 cm Durchmesser und einem Gewicht von 8 kg, der aus Baustahl (MS) hergestellt wurde, für die Probenahme von Zuckerrohrwurzeln im Feld. Versehen Sie den Probenehmer mit einer scharfen Kante, um ein leichtes Eindringen beim Einführen in den Boden zu ermöglichen. Versehen Sie die Oberseite mit Manschetten von 3 cm Durchmesser, um den Probenehmer anzuheben (Abbildung 2).</li>
	<li>Züchten Sie Zuckerrohrsorten auf dem Feld aus zweiknospenförmigen Beständen, die in einem Reihenabstand von 120 cm und 90 cm innerhalb der Reihen gepflanzt werden, wobei der empfohlene POP eingehalten wird, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.</li>
	<li>In der Reifephase der Pflanze die Oberkante des Probenehmers am Haupttrieb/Stock befestigen und kontinuierlich hämmern, um die gewünschte Bodentiefe (45 cm) zu erreichen. Heben Sie die gesamte Erdmasse in den Probenehmer und waschen Sie sie vorsichtig unter fließendem Wasser, um die anhaftenden Wurzeln zu trennen.</li>
	<li>Nach gründlichem Waschen der Wurzeln erfassen Sie Volumen, Oberfläche, Länge und Gewicht durch manuelle Messung sowie durch Ausbreiten der Wurzeln auf durchsichtigen Schalen, um die entsprechenden digitalisierten Bilder mit der referenzierten Software zu scannen und zu analysieren (siehe Materialtabelle).</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig02.jpg"> 
Abbildung 2: Wurzelkern-Sampler. (A) Abmessungen, (B) Draufsicht und (C) Ort der Probenahme. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Struktur der Wurzelphänotypisierung, um die Probenahme in verschiedenen Phänophasen zu erleichtern
<ol>
	<li>Konstruktion einer Wurzelphänotypisierungsstruktur, die aus drei benachbarten Kompartimenten mit den Maßen 4,5 m x 10,1 m für die Probenahme der Zuckerrohrwurzeln besteht, mit Vorkehrungen für die manuelle Demontage der Seitenwände, um das unterirdische Wurzelsystem (bis zu einer Tiefe von 80-100 cm) freizulegen (Abbildung 3). Konstruieren Sie die Seitenwände mit Fertigteilplatten mit den Abmessungen 1,8 m Länge, 30 cm Breite und 4 cm Dicke.</li>
	<li>Füllen und verdichten Sie die Struktur mit Felderde, wobei Sie einen Kopfraum von ~20 cm mit ausreichenden Drainagelöchern lassen, um die Bodenbelüftung zu erleichtern.</li>
	<li>Säen Sie die Knospenspäne von Keimplasma-Klonen aus, die aus Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb. und Saccharum robustum Brandes und Jeswiet ex Grassl bestehen. (im Folgenden "Saccharum spp.-Klone" genannt) und lassen sie 30 Tage lang in Protrays keimen, die aus Bewurzelungsmedien bestehen (rote Erde: Hofdünger: Sand = 2:2:1). Verpflanzen Sie gleichmäßige und gesunde Setzungen in der Struktur mit einem Reihenabstand von 90 cm, mit 60 cm innerhalb der Reihen, unter Beachtung des empfohlenen POP, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.</li>
	<li>Während der Formphase (60-120 Tage nach der Pflanzung [DAP]) und der großen Wachstumsphase (120-150 DAP) entfernen Sie die Seitenwände aus den Fertigteilplatten manuell, gefolgt von einem kontinuierlichen Sprühen des Wasserstrahls, um die Wurzeln freizulegen.</li>
	<li>Entwurzeln Sie das gesamte Wurzelsystem und bringen Sie es ins Labor, um die Länge, das Volumen und das Gewicht manuell zu messen, und verteilen Sie die Wurzeln auf durchsichtige Schalen, um die entsprechenden digitalisierten Bilder in der referenzierten Software zu scannen und zu analysieren (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Erzeugen Sie Trockenstress, indem Sie die Bewässerung in einem der Fächer zurückhalten, und verstopfen Sie die Abflusslöcher im zweiten Fach, um die Bodensättigung aufrechtzuerhalten und Staunässe zu simulieren. Bewässern Sie das dritte Kompartiment gemäß dem empfohlenen POP, um die Feldkapazität zu erhalten und als Kontrolle zu dienen.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig03.jpg"> 
Abbildung 3: Struktur der Phänotypisierung der Wurzel. (A) Abmessungen, (B) Überblick über die drei Kompartimente und (C) Ansicht eines Kompartiments. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
4. Hydroponische Kultur von Pflanzen zur Erforschung der Rhizosphärenbiologie
<ol>
	<li>Stellen Sie ein hauseigenes Hydrokultursystem in einem umweltkontrollierten Gewächshaus her, das für den Anbau von Zuckerrohr geeignet ist, um die feineren Details der Wurzelbiologie zu untersuchen. ~15 l modifizierte Hoagland-Nährlösung (Tabelle 1) in Glasbecken mit den Maßen 20 cm x 20 cm x 50 cm geben, wobei die Belüftung durch Aquarienpumpen gewährleistet ist (Abbildung 4).</li>
	<li>Säen Sie die Knospenchips von Zuckerrohrsorten und Saccharum spp.-Klonen aus und lassen Sie sie 30 Tage lang in Protrays aus kompostiertem Kokosmark keimen. Verpflanzen Sie gleichmäßige und gesunde Setzungen in hydroponische Tanks mit der Häufigkeit von drei Setzungen pro Tank und achten Sie darauf, die gesamte Wurzel in die Nährlösung zu legen. Decken Sie die Tanks mit einem schwarzen Tuch ab, um sicherzustellen, dass die Wurzeln nicht dem Licht ausgesetzt werden. Verwenden Sie ein Kunststoffnetz (20 cm x 20 cm) am Rand der Glastanks, um die Pflanzen aufrecht zu stützen.</li>
	<li>Am Ende der Keimphase (60 Tage) sammeln Sie die Wurzelausscheidungen, indem Sie die Wurzeln intakter Pflanzen während der Zeit der maximalen Photosyntheseaktivität 4 h lang (0800 h bis 1200 h) in 50 ml Fallenlösung (steriles doppelt destilliertes Wasser) tauchen. Filtrieren Sie die gesammelte Lösung durch Whatman-Filterpapier und leiten Sie sie dann durch Glassäulen, die mit Anionenaustauscher, gefolgt von Kationenaustauscherharzen, gefüllt sind12. Die eluierten Fraktionen bis zur Trockenheit eindampfen und bis zur Weiterverarbeitung bei -20 °C lagern.</li>
	<li>Analysieren Sie die aufbereiteten Wurzelexsudatproben mittels HPLC zur Bestimmung organischer Säuren12 und mittels Spektrophotometrie zur Abschätzung der Gesamtphenole13, Proteine14, Zucker15 und Aminosäuren16 gemäß dem Standardprotokoll.</li>
	<li>Überwachen Sie das Wurzelwachstum in wöchentlichen Abständen, um die Pigmentierung der Wurzelspitzen und die Dichte des Wurzelhaars aufzuzeichnen. Beurteilen Sie die Aktivität der Enzyme, der Peroxidase17 und der Superoxiddismutase18 sowie des Gesamtphenolgehalts19 im 3. Monat gemäß dem Standardprotokoll.</li>
	<li>Beurteilen Sie die Reaktion auf eine Wurzelverletzung, indem Sie mit einer sterilen chirurgischen Klinge einen Längsschnitt in die Primärwurzel bis zur Wurzelspitze schneiden, und überwachen Sie die Veränderungen regelmäßig.</li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemisch</td>
			<td>Endkonzentration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kaliumnitrat</td>
			<td>0,608 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calciumnitrat</td>
			<td>ca. 1.415 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kaliumdihydrogenphosphat</td>
			<td>0,164 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesiumsulfat</td>
			<td>0,560 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA-Eisen(III)-Mononatriumsalz</td>
			<td>6,00 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borsäure</td>
			<td>1,43 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manganchlorid-Tetrahydrat</td>
			<td>0,91 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zinksulfat</td>
			<td>0,11 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cupric suphate</td>
			<td>0,04 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Molybdische Säure</td>
			<td>0,01 g250L-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabelle 1: Zusammensetzung der modifizierten Nährlösung für die Hydrokultur von Zuckerrohr.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig04.jpg"> 
Abbildung 4: Hydroponik-Setup. Das Setup (A) ist auf den Anbau von Zuckerrohr zugeschnitten und (B) die 5 Monate alte Ernte (schwarzes Tuch wird nur zu Fotozwecken entfernt). Diese Abbildung wurde von Hari et al.9 modifiziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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<li>Venkatraman, T. S., Thomas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+sugarcane+roots+at+different+stages+of+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Agricultural+Journal+of+India%22%5BJournal%5D)">Studies of sugarcane roots at different stages of growth.</a> Agricultural Journal of India. 23, 166-176 (1928).</li>
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<li>Gilbert, R. A., Rainbolt, C. R., Morris, D. R., Bennet, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+responses+of+sugarcane+to+long-term+flooding%5BTitle%5D)+AND+%22Agronomy+Journal%22%5BJournal%5D)">Morphological responses of sugarcane to long-term flooding.</a> Agronomy Journal. 99 (6), 1622-1628 (2007).</li>
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<li>Koevoets, I. T., Venema, J. H., Elzenga, J. T. M., Testerink, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roots+withstanding+their+environment%3A+Exploiting+root+system+architecture+responses+to+abiotic+stress+to+improve+crop+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Roots withstanding their environment: Exploiting root system architecture responses to abiotic stress to improve crop tolerance.</a> Frontiers in Plant Science. 7, 1335(2016).</li>
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<li>Arruda, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+and+morphological+traits+of+sugarcane+roots+in+relation+to+phosphorus+uptake%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soil+Science+and+Plant+Nutrition%22%5BJournal%5D)">Biological and morphological traits of sugarcane roots in relation to phosphorus uptake.</a> Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16 (4), 901-915 (2016).</li>
<li>Sharma, S., Borah, P., Meena, M. K., Bindraban, P., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+genotypic+variation+for+growth+of+rice+seedlings+under+optimized+hydroponics+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Genetics+and+Plant+Breeding%22%5BJournal%5D)">Evaluation of genotypic variation for growth of rice seedlings under optimized hydroponics medium.</a> Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 78 (3), 292-301 (2018).</li>
<li>Soumya, P. R., Singh, D., Sharma, S., Singh, A. M., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+diverse+wheat+%28Triticum+aestivum%29+and+triticale+%28%C3%97+Triticosecale%29+genotypes+for+low+phosphorus+stress+tolerance+in+soil+and+hydroponic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soil+Science%22%5BJournal%5D)">Evaluation of diverse wheat (Triticum aestivum) and triticale (× Triticosecale) genotypes for low phosphorus stress tolerance in soil and hydroponic conditions.</a> Journal of Soil Science. 21, 1236-1251 (2021).</li>
<li>Ganie, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+and+network+analysis+reveal+coordinated+changes+in+low-N+tolerant+and+low-N+sensitive+maize+genotypes+under+nitrogen+deficiency+and+restoration+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Plants%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling and network analysis reveal coordinated changes in low-N tolerant and low-N sensitive maize genotypes under nitrogen deficiency and restoration conditions.</a> Plants. 9 (11), 1459(2020).</li>
<li>Venkatraman, T. S., Thomas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+contrivances+for+studying+root+development+in+agricultural+crops%5BTitle%5D)+AND+%22Agricultural+Journal+of+India%22%5BJournal%5D)">Simple contrivances for studying root development in agricultural crops.</a> Agricultural Journal of India. 18, 509-514 (1923).</li>
<li>Clark, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+two-dimensional+root+system+phenotyping+platform+facilitates+genetic+analysis+of+root+growth+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">High-throughput two-dimensional root system phenotyping platform facilitates genetic analysis of root growth and development.</a> Plant, Cell and Environment. 36 (2), 454-466 (2013).</li>
<li>Chopart, J. L., Rodrigues, S. R., Azevedo, M. C. B., Medina, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+sugarcane+root+length+density+through+root+mapping+and+orientation+modelling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Soil%22%5BJournal%5D)">Estimating sugarcane root length density through root mapping and orientation modelling.</a> Plant and Soil. 313, 101-112 (2008).</li>
<li>Chopart, J. L., Azevedo, M. C. B., Le Mezo, L., Marion, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+relationship+between+sugarcane+root+biomass+and+length+for+cropping+system+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Functional relationship between sugarcane root biomass and length for cropping system applications.</a> Sugar Tech. 12 (3-4), 317-321 (2010).</li>
<li>De Silva, A. L. C., De Costa, W. A. J. M., Bandara, D. M. U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+root+system+and+the+patterns+of+soil+moisture+utilization+in+sugarcane+under+rain-fed+and+irrigated+conditions+in+Sri+Lanka%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Growth of root system and the patterns of soil moisture utilization in sugarcane under rain-fed and irrigated conditions in Sri Lanka.</a> Sugar Tech. 13 (3), 198-205 (2011).</li>
<li>Otto, R., Silva, A. P., Franco, H. C. J., Oliveira, E. C. A., Trivelin, P. C. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+soil+penetration+resistance+reduces+sugarcane+root+system+development%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+and+Tillage+Research%22%5BJournal%5D)">High soil penetration resistance reduces sugarcane root system development.</a> Soil and Tillage Research. 117, 201-210 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Belüftungspumpe mit Rohrleitungszubehör</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet</td></tr><tr><td>Borsäure</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>80266</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Calciumnitrat</td><td>Central Drug House, Indien</td><td>27606</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Kompostiertes Kokosmark</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet</td></tr><tr><td>Kupfersulfat</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>38869</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>DEAE-Zellulose</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>10529</td><td>Anionenaustauscherharz zur Verarbeitung von Wurzelexsudaten</td></tr><tr><td>EDTA-Eisen(III)-Mononatriumsalz</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>59389</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Hofdünger</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet</td></tr><tr><td>Glasbehälter</td><td>Im eigenen Haus gefertigt</td><td>NA</td><td>Wird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet</td></tr><tr><td>HPLC</td><td>Agilent Technologien</td><td>1200 Unendlichkeit</td><td>Quantifizierung organischer Säuren in Wurzelexsudaten</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>29117</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Manganchlorid</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>75113</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Molybdische Säure</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>49664</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Kaliumdihydrogenphosphat</td><td>Central Drug House, Indien</td><td>29608</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Kaliumnitrat</td><td>Central Drug House, Indien</td><td>29638</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr><tr><td>Protrays</td><td>Im eigenen Haus gefertigt</td><td>NA</td><td>Wird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet</td></tr><tr><td>Rote Erde</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet</td></tr><tr><td>Wurzelkern-Probenehmer</td><td>Im eigenen Haus gefertigt</td><td>NA</td><td>Wird für die In-situ-Wurzelprobenahme verwendet</td></tr><tr><td>Sand</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet</td></tr><tr><td>Seralit-120</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>14891</td><td>Kationenaustauscherharz zur Aufbereitung von Wurzelexsudaten</td></tr><tr><td>Stützrahmen</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet</td></tr><tr><td>Wassermotorpumpe</td><td>Von lokalen Quellen bezogen</td><td>NA</td><td>Wird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet</td></tr><tr><td>Whatman Filterpapier Güteklasse 1</td><td>Universell wissenschaftlich</td><td>1001090</td><td>Aufbereitung von Wurzelexsudaten</td></tr><tr><td>WinRhizo PRO (Software)</td><td>Regent Instruments Inc., Kanada</td><td>STD4800</td><td>Zweidimensionaler Wurzelscanner mit Software zur Analyse von Wurzeln</td></tr><tr><td>Zinksulfat</td><td>Sisco Research Laboratories, Indien</td><td>76455</td><td>Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung</td></tr></tbody></table>

mehrgleisige phänotypisierungsansätze zur charakterisierung von zuckerrohrwurzelsystemen

Multipronged Phenotyping Approaches to Characterize Sugarcane Root Systems

Variation in den morphologischen Merkmalen der Wurzeln von Zuckerrohrsorten Repräsentative Bilder des Wurzelsystems in Co 62175, das durch Grabenproben vom Feld aus ausgegraben und in einer Hydrokultur gezüchtet wurde, sind in Abbildung 5A,B dargestellt. Lange Wurzeln (~100 cm) wurden bei den Sorten Co 62175 und Co 99006 beobachtet, während Co 99006 das höchste Wurzelgewicht (127 g·klump−1) aufwies. Die Wurzelmerkmale wurden mit Hilfe eines Wur...

Mehrgleisige Phänotypisierungsansätze zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen

Roots are the primary conductors of water and nutrients and play a vital role in sustaining growth and yield under stressful environments. The study of ...

multipronged-phenotyping-approaches-to-characterize-sugarcane-root

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur raschen Sammlung von Bildern von Arabidopsis Keimlingen Reaktion auf einen Reiz der Schwerkraft unter Verwendung von handelsüblichen Flachbettscanner. Die Methode ermöglicht kostengünstige, High-Volume-Erfassung von hochauflösenden Bildern zugänglich für Downstream-Analyse-Algorithmen.

Mit Flachbett-Scanner mit hoher Auflösung zeitversetzt Bilder von der Arabidopsis-Wurzel gravitropen Antwort sammeln

Dieser Artikel veranschaulicht, wie Arabidopsis Thaliana Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform Kultur, die die Hauptwurzel und Wurzelhaare zu einer optischen Ebene beschränkt. Diese Plattform kann für Echtzeit-optische Bildgebung der feinen Wurzel Morphologie als auch für hochauflösende Bildgebung mit anderen Mitteln verwendet werden.

Bildgebung der Wurzelhaare Morphologie der Arabidopsis Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform

Ein experimentelles Protokoll ist für die Beurteilung der Boden gewachsen Pflanze Wurzelsysteme mit RGB und hyperspektralen Bildgebung vorgestellt. Kombination von RGB Bild Zeit Serie mit chemometrischen Informationen aus hyperspektrale scannt optimiert Einblicke in Werk Wurzel Dynamik.

RGB und spektrale Wurzel Bildgebung für die Pflanze Phänotypisierung und physiologischen Forschung: Versuchsaufbau und Imaging-Protokolle

Ein Software-basiertes Abbild-Analyse-System bietet eine alternative Methode, um die Morphologie der Ausläufer und Seerosengewächse Arten zu studieren. Dieses Protokoll ermöglicht die Messung von Länge und Durchmesser der Stolonen und Rhizome und kann angewendet werden, um Proben mit einer großen Menge an Biomasse und eine Vielzahl von Arten.

Messen, Stolonen und Rhizome der Turfgrasses eine digitale Bild-Analyse-System

Wir bieten eine neuartige Methode zur Verbesserung der Resorption Röntgenkontrast Mais Gewebe geeignet für gewöhnliche Microcomputed Tomographie scannen. Basierend auf CT-Bilder, stellen wir eine Reihe von Bildverarbeitungs-Workflows für verschiedene Mais Materialien effektiv mikroskopische Phänotypen der Leitbündel von Mais zu extrahieren.

Mikron-Skala Phänotypisierung Techniken der Mais Leitbündel basierend auf Microcomputed Röntgentomographie

Visualisieren und Wurzel Wachstum in Situ Messung ist extrem schwierig. Wir präsentieren Ihnen eine anpassbare Rhizobox Methode um WURZELENTWICKLUNG und Verbreitung im Laufe der Zeit als Reaktion auf Nährstoffanreicherung zu verfolgen. Diese Methode wird verwendet, um Mais genotypischen Unterschiede in der Wurzel Plastizität als Reaktion auf eine organische Stickstoff-Quelle zu analysieren.

Eine optimierte Rhizobox-Protokoll zum Wurzelwachstum und Reaktionsfähigkeit auf lokalisierte Nährstoffe zu visualisieren

Parasponia andersonii ist ein schnell wachsender tropischer Baum, der zur Cannabis-Familie (Cannabaceae) gehört und in Verbindung mit dem Rhizobium stickstofffixende Wurzelknollen bilden kann. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für reverse genetische Analysen in P. andersonii basierend auf Agrobacterium tumefaciens-vermittelte stabile Transformation und CRISPR/Cas9-basierte Genombearbeitung.

Transforming, GenomEditing und Phenotypisierung der Stickstoff-fixierenden tropischen Cannabaceae Baum Parasponia andersonii

Das Protokoll beschreibt hier die Methoden zur Beurteilung der arbuskulären Mykorrhiza-Besiedlungsmuster und -Strategien in Wurzeln für zwei Arten: Zea mays und Festuca rubra. Der Einsatz der MycoPatt-Methode ermöglicht die Berechnung von Parametern, die Umwandlung von Mykorrhizastrukturen in digitale Daten und die Kartierung ihrer realen Position in Wurzeln.

Mykorrhizakarten als Werkzeug zur Erforschung von Besiedlungsmustern und Pilzstrategien in den Wurzeln von Festuca rubra und Zea mays

Wir verwenden einfache Laborwerkzeuge, um die Wurzelsystemarchitektur (RSA) von Arabidopsis und Medicago zu untersuchen. Die Pflänzchen werden hydroponisch über Mesh gezüchtet und mit einem Kunstpinsel verteilt, um die RSA freizulegen. Die Bilder werden mit Hilfe eines Scans oder einer hochauflösenden Kamera aufgenommen und dann mit ImageJ analysiert, um Merkmale zu kartieren.

Ein einfaches Protokoll zur Kartierung der Architekturmerkmale des Pflanzenwurzelsystems

Wir haben ein bildbasiertes Phänotypisierungsprotokoll entwickelt, um die morphologischen und physiologischen Reaktionen auf einfache und kombinierte Hitze-, Trockenheits- und Staunässebehandlungen zu bestimmen. Dieser Ansatz ermöglichte die Identifizierung von frühen, späten und Wiederherstellungsreaktionen auf der Ebene der gesamten Anlage, insbesondere in oberirdischen Teilen, und unterstrich die Notwendigkeit des Einsatzes mehrerer bildgebender Sensoren.

Bildbasierte Hochdurchsatz-Phänotypisierung zur Bestimmung morphologischer und physiologischer Reaktionen auf Einzel- und Kombinationsbelastungen bei Kartoffeln

Erfahren Sie mehrgleisige Phänotypisierungsmethoden zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen. Diese Techniken unterstützen konventionelle und molekulare Züchtung für verbesserte Stressresistenz.

Mehrgleisige Phänotypisierungsansätze zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen

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