Name: Ein heterotopisches Mausmodell zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00.000+00:00
Duration: 14 min 15 s
Description: Erfahren Sie die mikrochirurgische Technik der heterotopen Kehlkopftransplantation bei Mäusen. Dieses kostengünstige Modell ermöglicht einfache immunologische Studien zur Untersuchung von Transplantatabstoßung.

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Wir danken Randall Raish für seine hervorragende Videographie und Bearbeitungshilfe.

Diese Forschung wurde in Übereinstimmung mit dem Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt. BalbC-Mäuse (10-12 Wochen alt) wurden als Spender verwendet und C57/BL6-Mäuse (10-12 Wochen alt) wurden als Empfänger verwendet, da ihre Haupthistokompatibilitätskomplexe H-2Db bzw. H-2Kb immunologisch inkompatibel sind und daher die Immunantwort auf das Transplantat weiter untersucht werden kann. Alle Instrumente, die während der Operation verwendet wurden, wurden sterilisiert (siehe Ergänzende Abbildung S1 und Ergänzende Abbildung S2), und das Operationsfeld wurde während des gesamten Protokolls gemäß den IACUC-Anweisungen steril gehalten.
1. Spenderchirurgie und Transplantatbeschaffung
<ol><li>Injizieren Sie dem Spender 30 Minuten vor Beginn des Verfahrens Buprenorphin mit verlängerter Freisetzung (3,25 mg/kg Körpergewicht subkutan). Legen Sie die Maus in den Nagetieranästhesiekasten zur Anästhesieinduktion bei 3% Isofluran, abgegeben mit 1 L / minO2-Fluss . Nachdem das Tier vollständig betäubt wurde, bringen Sie die Maus in den Rasierbereich und verabreichen Sie 1,5% Isofluran mit 1 L / min O2-Fluss zur Aufrechterhaltung der Anästhesie. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme.</li>
	<li>Rasieren Sie Brust und Hals der Maus bis zum Kiefer und tragen Sie Enthaarungscreme auf. Nach 30 s wischen Sie die Creme mit einem sterilen, mit Wasser benetzten Mullkissen ab und bringen Sie die Maus in den Operationsbereich.</li>
	<li>Tragen Sie Augengleitmittel auf die Augen der Maus auf. Legen Sie die Maus auf ein drapiertes zusätzliches Heizkissen, um die richtige Körpertemperatur zu gewährleisten.</li>
	<li>Immobilisieren Sie die Maus, bereiten Sie den Operationsbereich dreimal mit Povidonjod und Alkohol vor und drapieren Sie dann die Maus. HINWEIS: Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch eine Zehenklemme und halten Sie die Anästhesie während des gesamten Verfahrens bei 1,5% Isofluran und 1 L / min O2 Fluss über eine Gesichtsmaske.</li>
	<li>Machen Sie einen kleinen horizontalen Einschnitt, der der suprasternalen Kerbe knapp überlegen ist. Mit einer feinen Schere heben Sie die Haut bilateral durch diesen Schnitt bis zum Unterkiefer an. Schneiden Sie ein trapezförmiges Hautsegment heraus, das zu einer Exposition der bilateralen Speicheldrüsen, der sternomastoiden Muskeln, der Digastriummuskulatur und des oberen Aspekts des Brustbeins führt (Abbildung 2A).</li>
	<li>Schneiden Sie die bilateralen Speicheldrüsen mit Kauterisation im oberen Teil heraus, wo eine kleine Vene sichtbar ist, die durch die Drüse verläuft (Abbildung 2A). HINWEIS: Wenn nicht darauf geachtet wird, das Gefäß vor dem Entfernen der Drüse zu kauterisieren, kann bei diesem Schritt eine signifikante Blutung auftreten.</li>
	<li>Ziehen Sie das lymphatische und Fettgewebe vorsichtig seitlich zurück, um die sternomastoide und die Gurtmuskulatur freizulegen. Sezieren Sie die bilateralen sternomastoiden Muskeln aus dem umgebenden Gewebe und ziehen Sie sie seitlich mit Retraktoren zurück. HINWEIS: Dieses Manöver legt den LTE-Komplex mit den Gurtmuskeln vollständig frei und bietet einen komfortablen Arbeitsraum für die Dissektion der Halsschlagadern (Abbildung 2B).</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinienschnitt zwischen den Gurtmuskeln und schneiden Sie sie bilateral aus, achten Sie darauf, die darunter liegende Schilddrüse nicht zu beschädigen und sie auf dem LTE-Komplex zu belassen. HINWEIS: Nach diesem Schritt sollten die bilateralen Halsschlagadern sichtbar sein (Abbildung 2C).</li>
	<li>Circumferentiell sezieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf die Ebene des Schlüsselbeins inferior und auf die Ebene der Carotisbifurkation superior. Sezieren Sie den Vagusnerv und die Vena jugularis interna von den Halsschlagadern. Fügen Sie sie nicht in das beschaffte Transplantat ein. HINWEIS: Die obere Schilddrüsenarterie kann direkt über der medial reisenden Bifurkation gesehen werden. Lassen Sie die dünne Faszie, die dieses Gefäß umgibt, intakt und versuchen Sie nicht, es umlaufend zu sezieren. Dieses Gefäß versorgt den LTE-Komplex mit dem Blutfluss und dient nach der Transplantation als Pedikel. Die Erhaltung dieses Schiffes ist von größter Bedeutung.</li>
	<li>Sezieren Sie die inneren und äußeren Halsschlagadern weit genug überlegen, um ligieren und teilen zu können. Wenn es Schwierigkeiten mit der Visualisierung der Gefäße gibt, verwenden Sie einen separaten Retraktor, um die Digastruskulatur seitlich zurückzuziehen. HINWEIS: Vermeiden Sie es, die äußere Halsschlagader näher an der Bifurkation zu sezieren, um Schäden an der oberen Schilddrüsenarterie zu vermeiden. Bei diesem Schritt kann die Arteria occipitalis angetroffen werden, die von der äußeren Halsschlagader abzweigt und parallel zur Arteria carotis interna verläuft, und sollte nicht mit der Arteria carotis interna verwechselt werden, die größer ist und tiefer liegt (Abbildung 2D).</li>
	<li>Verwenden von 8-0 Nylonnähte, ligieren die inneren Halsschlagadern 2 bis 3 mm oberhalb der Karotisbifurkation. Ligieren Sie die äußeren Halsschlagadern mindestens 3 mm oberhalb des Verzweigungspunkts der oberen Schilddrüsenarterie. HINWEIS: Nach diesen Ligaturen wird der LTE-Komplex über die oberen Schilddrüsenarterien zu den bilateralen Halsschlagadern gestielt.</li>
	<li>Ligieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf Höhe des Brustbeins und schneiden Sie alle ligierten Gefäße bilateral ab. Halten Sie die Gefäßstiele auf dem LTE-Komplex, um versehentliche Schäden während der weiteren Dissektion zu vermeiden. Um Gasleckagen oder versehentlichen Verlust der Anästhesie zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass das Tier abgelaufen ist, bevor Sie Atemwegsschnitte vornehmen.</li>
	<li>Teilen Sie die infrahyoiden Muskeln auf Höhe des Zungenbeinmuskels. Erstellen Sie eine vordere Pharyngotomie, die dem Zungenbein unterlegen ist. Tragen Sie den Schnitt bis zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex besser zu befreien.</li>
	<li>Transektieren Sie die Luftröhre unterhalb des fünften Trachealrings und tragen Sie den Schnitt durch die Speiseröhre hinunter zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex minderwertig zu befreien. Befreien Sie die Luftröhre und die Speiseröhre von der darunter liegenden prävertebralen Faszie aus einer niedrigeren bis überlegenen Richtung. HINWEIS: Halten Sie die Gefäßstiele auf dem LTE-Komplex, um versehentliche Schäden während der weiteren Dissektion zu vermeiden.</li>
	<li>Erstellen Sie eine vordere Pharyngotomie, die dem Zungenbein unterlegen ist. Tragen Sie den Schnitt bis zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex besser zu befreien. Teilen Sie alle verbleibenden lymphatischen oder Bindegewebsansätze zwischen dem LTE-Komplex und dem umgebenden Gewebe auf. Entfernen Sie das Transplantat. HINWEIS: Das Transplantat enthält den Spenderkehlkopf, die Luftröhre, die Schilddrüse, die Nebenschilddrüsen, die Speiseröhre und die Kehlkopfmuskulatur als zusammengesetzte Einheit (Abbildung 2E).</li>
</ol>2. Transplantatvorbereitung
<ol><li>Legen Sie das beschaffte Transplantat in eine sterile Petrischale und waschen Sie es mit normaler Kochsalzlösung, um Blutgerinnsel loszuwerden. Mit einer Mikrozange das Blut und die Blutgerinnsel sanft aus den beidseitigen Halsschlagadern melken. Erweitern Sie die bilateralen Halsschlagadern mit 1 mm Mikrodilatatoren.</li>
	<li>Injizieren Sie mit einer 30 G stumpfen Nadel etwa 2 ml heparinisierte Kochsalzlösung in jede Halsschlagader, um das Transplantat zu spülen. HINWEIS: Blut und Kochsalzlösung können aus der kontralateralen Halsschlagader und den kleinen freien Gefäßenden gespült werden, was die intakten oberen Schilddrüsenarterien bestätigt.</li>
	<li>Schneiden Sie die Adventitia von den arteriellen Enden weg, damit sie saubere Kanten für Anastomose haben. HINWEIS: Das Transplantat kann in heparinisierter Kochsalzlösung belassen werden und eine kurze Pause kann bis zu 3 h eingelegt werden, bevor es in den Empfänger transplantiertwird 9.</li>
</ol>3. Empfängeroperation und Anastomose der Gefäße
<ol><li>Bereiten Sie die Empfängermaus auf die gleiche Weise vor, wie sie für den Spender nach der Anästhesieeinleitung, der Rasur und der chirurgischen Vorbereitung beschrieben ist. Injizieren Sie der Empfängermaus 30 Minuten vor Beginn der Operation subkutan ein Analgetikum mit verlängerter Freisetzung.</li>
	<li>Machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinien-Halsschnitt, der sich von der Kieferlinie überlegen bis zum Brustbein unterlegen erstreckt. Heben Sie die Haut auf der linken Seite an und ziehen Sie sie seitlich zurück.</li>
	<li>Schneiden Sie die linke Speicheldrüse heraus und kauterisieren Sie die oberen Gefäße wie zuvor beschrieben. Entfernen Sie das Fett- und lymphatische Gewebe, indem Sie alle sichtbaren Gefäße mit Niedertemperaturkauterisation teilen, wobei darauf zu achten ist, dass die darunter liegende Vena jugularis externa nicht beschädigt wird (Abbildung 3A).</li>
	<li>Sezieren Sie die äußere Halsvene umlaufend. Verwenden Sie mindestens 5 mm lichte Länge des Gefäßes für Anastomose. Verwenden Sie Niedertemperatur-Kauterisation oder Ligat und teilen Sie alle relativ großen Venen, die von der Halsvene verzweigen.</li>
	<li>Sezieren Sie den Sternomastoideusmuskel und ziehen Sie ihn seitlich zurück. Halten Sie die sezierte Vene geschützt hinter dem Muskel, um direkten Kontakt mit dem Retraktor zu vermeiden.</li>
	<li>Schneiden Sie die linken Gurtmuskeln heraus, um Zugang zur Halsschlagader des Empfängers zu erhalten. Die Arteria carotis communis wird vom Schlüsselbein inferior bis zur Carotisbifurkation superior umlaufend präpariert (Abbildung 3B).</li>
	<li>Führen Sie das Hintergrundmaterial unter die äußere Halsvene und legen Sie die doppelt annähernden V3-Gefäßklemmen an.</li>
	<li>Legen Sie eine 10-0-Nylonnaht durch die Vorderwand der äußeren Halsvene an der Stelle der gewünschten Venotomie und verwenden Sie diese Naht, um das Gefäß anterior zu ziehen und zu zelten.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer Mikroschere gerade tief genug in die Naht, um die richtige Größe einer eingeschlitzten Venotomie zu erzeugen und sicherzustellen, dass der Schnitt vollständig durch die Venenwand erfolgt.</li>
	<li>Mit einer 30 G stumpfen Nadel das Innere der Vene mit heparinisierter Kochsalzlösung spülen.</li>
	<li>Platzieren Sie den Spender-LTE-Komplex zwischen der linken Halsschlagader des Empfängers und der linken äußeren Halsvene. Richten Sie das freie Ende der linken Halsschlagader des Spenders auf die linke äußere Halsvene des Empfängers aus und schrägen Sie die Enden der Gefäße mit einer scharfen Schere ab.</li>
	<li>Mit vier unterbrochenen 10-0-Nylonnähten anastomosierte der Spender die linke Halsschlagader und der Empfänger die äußere Halsvene Ende-zu-Seite.</li>
	<li>Schieben Sie das Hintergrundmaterial unter die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und platzieren Sie die doppelten A3-Gefäßklemmen auf der gemeinsamen Halsschlagader des Empfängers. Erstellen Sie eine Arteriotomie auf die gleiche Weise wie die Venotomie. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Arterriotomie die gleiche Größe wie das Lumen der Spender-Halsschlagader hat. Wenn es zu groß ist, kommt es nach dem Entfernen der Klemmen zu starken Blutungen. Wenn es zu klein ist, wird der Blutfluss zum Transplantat behindert.</li>
	<li>Anastomose der rechten Halsschlagader des Spenders zum Empfänger linke Halsschlagader in einer End-to-Side-Weise mit sechs 10-0 Nylon unterbrochenen Nähten. HINWEIS: Die korrekte mikrovaskuläre Technik sollte während der gesamten Gefäßanastomose eingehalten werden. Der Durchgang durch die Rückwand führt zu einer erheblich eingeschränkten Durchblutung und gefährdet das Überleben des Transplantats. Aufgrund der geringen Größe der Gefäße ist der Versuch, die Nähte zu wiederholen, sehr schwierig.</li>
	<li>Entfernen Sie die Klemmen auf der Venenseite. Wenn Blutungen auftreten, üben Sie sanften Druck mit Baumwollspitzen aus.</li>
	<li>Entfernen Sie die Klemmen an der Arterie und üben Sie sofort sanften Druck mit Baumwollspitzen aus. HINWEIS: Bei diesem Schritt wird eine gewisse Blutung erwartet, die normalerweise nach 1 Minute mit leichtem Druck aufhört.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Integrität des Blutflusses in der Arterie und der Vene. HINWEIS: Bei intaktem arteriellen Fluss ist normalerweise eine Pulsation der Spender-Halsschlagader zu sehen, und die Spender-Schilddrüse ändert sich von ihrer geröteten transparenten Farbe zurück zu ihrer ursprünglichen rötlichen Farbe. Auch eine rote Färbung der kleinen Gefäße auf dem LTE-Komplex ist zu beobachten.</li>
	<li>Spülen Sie das Operationsfeld mit heparinisierter Kochsalzlösung und schließen Sie den Hautschnitt mit einer 5-0-Monofilamentnaht laufend. Tragen Sie eine antibiotische Salbe oder einen Hautkleber auf den Schnitt auf.</li>
	<li>Injizieren Sie 1 ml warme Kochsalzlösung subkutan, um den Flüssigkeitsverlust während der Operation zu berücksichtigen.</li>
	<li>Stoppen Sie die Anästhesie und bringen Sie die Maus in einen Erholungskäfig. Beobachten Sie die Maus auf einem Heizkissen, bis sie vollständig wach ist, um Unterkühlung zu vermeiden.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben. Egehan Salepcis Reise- und Lebenshaltungskosten für die Forschung wurden vom Rat für wissenschaftliche und technologische Forschung der Türkei (TUBITAK) finanziert.

Die Inzidenz und Prävalenz von Kehlkopfkrebs ist in den letzten drei Jahrzehnten um 12% bzw. 24% gestiegen, und viele dieser Patienten unterziehen sich einer Laryngektomie zur Behandlung10. Dieses Verfahren verschlechtert die Lebensqualität einer Person erheblich, und daher ist eine alternative Behandlung wünschenswert. Vaskularisierte Komposit-Allotransplantation des Kehlkopfes kann die Fähigkeit eines Patienten zu atmen und zu sprechen verbessern; Es ist jedoch noch Forschung erforderlich, bevor...

Bei Patienten mit irreparablen Kehlkopfschäden oder Kehlkopfkrebs ist eine totale Laryngektomie oft die einzige Option1. Die totale Laryngektomie lässt Patienten ohne die Fähigkeit, selbstständig zu atmen und zu sprechen, zusätzlich zu sozialer und psychischer Belastung2. Patienten mit Kehlkopfkrebs, die eine totale Laryngektomie benötigen, sind ausgezeichnete potenzielle Kandidaten für eine Kehlkopftransplantation. Während eine menschliche Kehlkopftransplantation im Rahmen irreparabler Kehlkopfschäden durchgeführt wurde, wird bei diesen Patienten derzeit eine Allotransplantation des Kehlkopfes aufgrund der Angst vor einem erneuten Tumorauftreten, der Möglichkeit einer chronischen Abstoßung und von Spendern abgeleiteten Infektionen vermieden3. Immunsuppression ist die Hauptursache für diese Bedenken. Der dramatische Verlust des ersten partiellen Kehlkopftransplantationspatienten aufgrund eines Tumorrezidivs nach konventioneller immunsuppressiver Behandlung ist ein Beweis dafür, dass ein geeignetes immunsuppressives Regime entwickelt werden sollte, bevor weitere Versuche zur Transplantation bei Kehlkopfkrebspatienten unternommen werden 4,5.
Um die Immunantwort des Wirts auf einen transplantierten Kehlkopf besser zu verstehen, wurde 1992 von Strome das erste Kehlkopftransplantationsmodell bei Ratten entwickelt, und 2002 wurden Verbesserungen an der Operationstechnik vorgenommen 6,7. Obwohl dieses Modell für die Untersuchung der Kehlkopftransplantation wirksam ist, führten der Mangel an rattenspezifischen immunologischen Wirkstoffen und die höheren Kosten, die mit Rattenmodellen verbunden sind, 2009 zur Entwicklung eines neuen Mausmodells zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation8.
Die Hauptanwendung der beschriebenen Technik besteht darin, verschiedene immunsuppressive Medikamentenregime bei der Kehlkopftransplantation zu untersuchen. Die Verbesserung der derzeitigen immunsuppressiven Therapien könnte den Kandidatenpool erweitern und zu einer sicheren Transplantation bei Krebspatienten führen. Die Vorteile dieses Mausmodells sind seine Kosteneffizienz und die breite Verfügbarkeit immunologischer Daten und Reagenzien.
Teams, die an immunsuppressiven Behandlungsschemata für Kehlkopftransplantationen arbeiten, können diese Methode verwenden, um eine große Menge immunologischer Daten zu sammeln, und verschiedene Medikamentenregime können schnell getestet und verglichen werden. Andere mögliche Behandlungsmodalitäten, die die Immunantwort auf das Transplantat modulieren können, wie Stammzellinjektionen, können ebenfalls mit diesem Modell getestet werden. Schließlich können Experimente entwickelt werden, um langfristige systemische Effekte der Kehlkopftransplantation durch Verlängerung der Nachbeobachtungszeit zu beobachten.
Die hier beschriebene Technik verwendet End-to-Side-Anastomosen, um einen arteriellen und venösen Fluss zu einem heterotopen Kehlkopftransplantat bereitzustellen. Das Transplantat ist ein Laryngotracheoösophageal (LTE) -Komplex, der den Kehlkopf, die Schilddrüsen, die Nebenschilddrüsen, die Luftröhre und die Speiseröhre des Spenders umfasst, wobei die beidseitigen Halsschlagadern und Stiele intakt sind. Eine Spender-Halsschlagader ist zur Empfänger-Halsschlagader anastomosiert und sorgt für den arteriellen Blutfluss, während die andere Spender-Halsschlagader zur äußeren Jugularvene des Empfängers anastomosiert ist und venösen Blutfluss gewährleistet (Abbildung 1).
Mehrere Modifikationen wurden an der Operationstechnik des Rattenmodells vorgenommen, um den Erfolg im Mausmodell sicherzustellen. Zum Beispiel wurde ein inhalatives Anästhetikum anstelle eines injizierbaren Mittels verwendet, um die Kontrolle über die Tiefe der Anästhesie zu erhöhen und Komplikationen zu reduzieren. Kontinuierliches Nähen wird bei der arteriell-arteriellen Anastomose bei Ratten verwendet; Aufgrund der geringeren Größe der Mausgefäße ist dies jedoch technisch schwierig und kann zu einer Verengung des Gefäßlumensführen 7. Dadurch werden im Mausmodell unterbrochene Nähte verwendet, die zu einer verbesserten Gefäßdurchgängigkeit führen. Zusätzlich wird im Rattenmodell der Pedikel der Schilddrüsenarterie superior (STA) seziert und visualisiert. Angesichts der geringeren Größe der STA bei Mäusen könnte diese Dissektion zu einer Schädigung und sogar Durchtrennung der STA führen. Daher wird es im Mausmodell nicht seziert. Stattdessen bleibt die nahe gelegene Faszie erhalten, um sicherzustellen, dass die STA intakt bleibt.
Zu den wichtigsten möglichen Fallstricken dieser Technik gehören die Beschädigung der LTE-Komplexstiele des Spenders, eine falsch dimensionierte Arteriotomie oder Venotomie, ein Gefäßverschluss an den Anastomosestellen oder das Hinterlassen von Lücken an den Anastomosestellen, die Blutungen verursachen können. Um diese Fehltritte zu vermeiden, ist bei der Beschaffung des Spendertransplantats Vorsicht geboten, indem eine Gewebemanschette um den STA-Stiel herum belassen wird. Die Arteriotomie und Venotomie sollte groß genug sein, um den Blutfluss zu ermöglichen, aber klein genug, um ein Auslaufen zu verhindern. Eine angemessene Anzahl von Nähten sollte für die Anastomosen verwendet werden, um Lücken zu schließen, aber nicht zu viele, um die Gefäße zu verschließen.
Wenn Sie mit den mikrochirurgischen Techniken vertraut sind, kann dieses Verfahren in ca. 3 h durchgeführt werden. Dieses Kehlkopftransplantationsmodell kann zuverlässig an Mäusen durchgeführt und zur Untersuchung der Immunantwort des Wirts nach vaskularisierter Komposit-Allotransplantation verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>#1 Büroklammern</td><td>Heftklammern</td><td>OP-7404</td><td>Klammern sind manuell geformt und können als Aufroller verwendet werden</td></tr><tr><td>1 cc Insulinspritzen&nbsp;</td><td>BD&nbsp;</td><td>329412</td><td>27 G 5/8</td></tr><tr><td>10-0 Ethilon Nylon Nahtnadel</td><td>Ethicon</td><td>2870G</td><td></td></tr><tr><td>25 G Präzisions-Gleitnadel</td><td>BD&nbsp;</td><td>305125</td><td>1 Zoll</td></tr><tr><td>3 mL Luer-Lok Spitzenspritze</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>309657</tr><tr><td>30 g sterile stumpfe Standardnadeln</td><td>Cellink</td><td>NZ5300505001</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Monocryl Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>Y822G</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Ethilon Nylon Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>2815G</td><td></td></tr><tr><td>Adson Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11027-12</td><td>Gerade, 1 x 2 Zähne</td></tr><tr><td>Adventitia Schere</td><td>S& T</td><td>SAS-10</td><td>19 mm, 10 cm, gerade</td></tr><tr><td>abgewinkelte Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>00109-11</td><td>45/11 cm</td></tr><tr><td>Künstliche Tränen Gleitmittel Augensalbe</td><td>Akorn Tiergesundheit</td><td>59399-162-35</td><td></td></tr><tr><td>Pflasterstoff Fingerkuppe</td><td>Kardinal Gesundheitswesen</td><td>299399</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Lösung Tupfstäbchen</td><td>Purdue Products</td><td>67618-153-01</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex Injektion</td><td>CIII</td><td>12495-0757-1</td><td>0,3 mg/ml</td></tr><tr><td>Klemme zum Anlegen einer Pinzette ohne Verriegelung</td><td>Präzise chirurgische & Wissenschaftliche Instrumente</td><td>ASSI. CAF5</td><td>14 cm</td></tr><tr><td>Wattestäbchen</td><td>Puritan</td><td>10806-001-PK</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey Pinzette</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dermabond Mini</td><td>Cardinal Healthcare</td><td>315999</td><td></td></tr><tr><td>Präparierbretter</td><td>Mopec</td><td>22-444-314</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Sterile Einweg-Petrischale&nbsp;</td><td>Corning</td><td>25373-041</td><td>35 mm</td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14029-10</td><td>Gebogen Scharf-Stumpf 10 cm</td></tr><tr><td>Golden A5 2-fach Klingenschere&nbsp;</td><td>Oster</td><td>008OST-78005-140</td><td>#10</td></tr><tr><td>Haarentferner Sensitive Formula</td><td>Nair</td><td>2260000033</td><td></td></tr><tr><td>Heparin&nbsp;</td><td>Meitheal Pharmaceuticals</td><td>71288-4O2-10</td><td>10.000 USP-Einheiten pro 10 ml</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal Healthcare</td><td>66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Low-Temp Micro Fine Tip Cautery</td><td>Bovie Medical</td><td>AA90</td><td></td></tr><tr><td>Mercian Visibility Hintergrundmaterial</td><td>Synovis Micro Companies</td><td>VB3</td><td>Green</td></tr><tr><td>Microvascular Approximator Clamp ohne Rahmen</td><td>Präzise chirurgische & Ampere; Wissenschaftliche Instrumente</td><td>ASSI. ABB11V</td><td>0,4-1 mm Gefäßdurchmesser</td></tr><tr><td>Maus-Gesichtsmasken-Kit</td><td>Xenotec</td><td>XRK-S</td><td>Kleiner</td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>S& T</td><td>C-14 W</td><td>5.5", 8 mm, 0.4 mm</td></tr><tr><td>Press n' Seal</td><td>Glad</td><td>70441</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell</td><td>Braun</td><td>BA210</td><td>10 Klingen</td></tr><tr><td>Single Mini Vessel Clamp</td><td>Präzise Chirurgie & Wissenschaftliche Instrumente</td><td>ASSI. ABB11M.31</td> <td>(8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Schwarzes Paar</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Alkohol-Aufbereitungspads</td><td>Fisherbrand</td><td>06-669-62</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Einweg-Abdecktücher</td><td>Dynarex</td><td>DYN4410-CASE</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Mulleinlagen</td><td>Dukal</td><td>1212</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Kochsalzlösung</td><td>Hospira</td><td>236173</td><td>NaCl 0,9%</td></tr><tr><td>Sterile OP-Handschuhe</td><td>Gammex</td><td>851_A</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>00108-11</td><td>11 cm</td></tr><tr><td>Gewebezange</td><td>Präzise Chirurgische & Wissenschaftliche Instrumente</td><td>ASSI. JFLP3</td><td>13,5 cm, 8 mm, 0,3 mm</td></tr><tr><td>Vannas Musterschere&nbsp;</td><td>Präzise chirurgische & Wissenschaftliche Instrumente</td><td>ASSI. SDC15RV</td><td>15 cm, 8 mm, gebogene 7 mm Klinge</td></tr><tr><td>Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-10</td><td>3 mm Schneide, gebogen</td></tr><tr><td>Gefäßdilatator Spitze&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>00126-11</td><td>Durchmesser 0,1 mm/Abgewinkelt 10/11 cm</td></tr><tr><td>Gefäßdilatator, Classic line</td><td>S& T</td><td>D-5a.3 W</td><td>9 mm, 0,3 mm, gewinkelt 10</td></tr></tbody></table>

ein heterotopisches mausmodell zur untersuchung der kehlkopftransplantation

A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Die heterotope Larynxtransplantation ist zwar ein technisch anspruchsvolles Verfahren, bietet aber im Vergleich zu anderen Tiermodellen mehr wissenschaftliche Analyse und Kostenvorteile. Obwohl diese Technik erstmals 2009 von Shipchandler et al. beschrieben wurde, ist sie nicht weit verbreitet, möglicherweise aufgrund der Schwierigkeiten beim Erlernen der mikrochirurgischen Technik und der Zeit, die erforderlich ist, um sie zu beherrschen. Dieses Papier beschreibt die chirurgischen Schritte im Detail sowie mögliche Fallstricke, die es zu vermeiden gilt, um eine effektive Anwendung dieser Technik zu fördern.
In diesem Modell sind die bilateralen Halsschlagadern des Spenderkehlkopfes an die Empfänger-Halsschlagader und die äußere Halsvene anastomosiert, wodurch der Blutfluss durch das Transplantat ermöglicht wird. Der Blutfluss kann intraoperativ durch die Visualisierung der Blutfüllung in den bilateralen Halsschlagadern des Transplantats, der Rötung der Schilddrüsen des Transplantats und der Blutung aus Mikrogefäßen im Transplantat bestätigt werden. Zu den entscheidenden Elementen für den Erfolg gehören die schonende Konservierung der Transplantatgefäße, die richtige Arteriotomie und Venotomie sowie die Verwendung der entsprechenden Anzahl von Nähten an den arteriell-arteriellen und arteriell-venösen Anastomosen, um Gefäße ohne Leckagen zu sichern und Verschlüsse zu verhindern. 
Jeder kann dieses Modell mit ausreichender Ausbildung beherrschen und das Verfahren in ca. 3 h durchführen. Bei erfolgreicher Durchführung ermöglicht dieses Modell die einfache und kostengünstige Durchführung immunologischer Studien.

Bestätigung der erfolgreichen Transplantation Mit dem oben beschriebenen Protokoll ist es möglich, den Blutfluss zum LTE-Komplex zu beurteilen, indem die Pulsation der Spender-Halsschlagader nach Entfernung der Gefäßklemmen beobachtet wird. Die Pulsation ist typischerweise sichtbar, und die sofortige rote Färbung der Spenderarterie bestätigt den aktiven Blutfluss (Abbildung 4A). Wenn die Anastomose nicht wirksam ist, hat die Arterie keine Pulsation, sieht teilweise kollab...

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die mikrochirurgischen Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine heterotope Kehlkopftransplantation bei Mäusen durchzuführen. Die Vorteile dieses Mausmodells im Vergleich zu anderen Tiermodellen der Kehlkopftransplantation sind seine Kosteneffizienz und die Verfügbarkeit immunologischer Assays und Daten.

Ein heterotopisches Mausmodell zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Kehlkopftransplantationsmodelle wurden bei Mäusen und Ratten beschrieben. Die frühere Arbeit von Senior Alter konzentrierte sich auf die Entwicklung einer effizienteren Methode unter Verwendung der Spender-Halsschlagadern für Anastomose, wodurch die Notwendigkeit entfällt, die oberen Schilddrüsenarterien zu sezieren. In diesem Video haben wir dieses Verfahren bei Mäusen beschrieben.Dieses Maus-Kehlkopftransplantationsmodell ermöglicht die einfache und kostengünstige Durchführung immunologischer Studien. Obwohl dieses Verfahren aufgrund der geringeren Größe der Gefäße im Vergleich zu einem Rattenmodell technisch anspruchsvoller ist, kann es in etwa drei Stunden durchgeführt werden, wenn man mit den chirurgischen Schritten vertraut ist. Nachdem das Tier vollständig betäubt ist, bringen Sie die Maus in den Rasierbereich, wo 1,5% Isofluran mit einem Liter Sauerstofffluss pro Minute über eine Gesichtsmaske zur Aufrechterhaltung der Anästhesie abgegeben wird.Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme. Rasieren Sie Brust und Hals der Maus bis zum Kiefer und tragen Sie eine Haarentfernungscreme auf. Wischen Sie die Creme nach 30 Sekunden ab und übertragen Sie die Maus in den Operationsbereich.Immobilisieren Sie die Maus und bereiten Sie den chirurgischen Bereich dreimal mit Povidon-Jod und Alkohol vor, dann drapieren Sie die Maus. Machen Sie einen kleinen horizontalen Einschnitt, der der suprasternalen Kerbe knapp überlegen ist. Heben Sie die Haut mit einer feinen Schere bilateral durch diesen Schnitt bis zum Unterkiefer an und schneiden Sie ein trapezförmiges Hautsegment heraus.Schneiden Sie die bilateralen Speicheldrüsen mit Kauter am oberen Teil heraus, wo eine kleine Vene durch die Drüse verläuft. Sezieren Sie die bilateralen sternocleidomastoideus Muskeln aus dem umgebenden Gewebe und ziehen Sie sie seitlich zurück. Machen Sie einen Mittellinienschnitt an den Riemenmuskeln und schneiden Sie sie bilateral aus, achten Sie darauf, die darunter liegende Schilddrüse nicht zu beschädigen und sie auf dem Laryngotracheal-Ösophagus- oder LTE-Komplex zu belassen.Nach diesem Schritt sind bilaterale Halsschlagadern sichtbar. Circumferentiell sezieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf die Ebene des Schlüsselbeins inferior und auf die Ebene der Carotisbifurkation superior. Der Vagusnerv und die Vena jugularis interna werden frei von den Halsschlagadern seziert und nicht in das beschaffte Transplantat einbezogen.Sezieren Sie die inneren und äußeren Halsschlagadern weit genug überlegen, um ligieren und teilen zu können. Mit einer 10-0-Nylonnaht ligieren Sie die inneren Halsschlagadern zwei bis drei Millimeter über der Karotisbifurkation. Ligieren Sie die äußeren Halsschlagadern mindestens drei Millimeter über dem Verzweigungspunkt der oberen Schilddrüsenarterie und ligieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf Höhe des Brustbeins.Schneiden Sie alle Likatgefäße bilateral ab. Halten Sie die Gefäßstiele auf dem LTE-Komplex, um versehentliche Schäden während der weiteren Dissektion zu vermeiden. Um Gasleckagen oder versehentlichen Verlust der Anästhesie zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass das Tier abgelaufen ist, bevor Sie Atemwegsschnitte vornehmen.Transektieren Sie die Luftröhre unterhalb des fünften Trachealrings und tragen Sie den Schnitt durch die Speiseröhre hinunter zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex minderwertig zu befreien. Befreien Sie die Luftröhre und die Speiseröhre von der darunter liegenden prävertebralen Faszie von inferior bis superior. Erstellen Sie eine vordere Pharyngektomie, die dem Zungenbein unterlegen ist.Tragen Sie den Schnitt bis zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex besser zu befreien. Teilen Sie alle verbleibenden lymphatischen oder Bindegewebsansätze zwischen dem LTE-Komplex und dem umgebenden Gewebe auf. Und schließlich entfernen Sie das Transplantat.Legen Sie das beschaffte Transplantat in eine sterile Petrischale und waschen Sie es mit normaler Kochsalzlösung, um Blutgerinnsel loszuwerden. Erweitern Sie die bilateralen Halsschlagadern mit einem Millimeter Mikrodilatatoren. Injizieren Sie mit einer 30-Gauge-Nadel mit stumpfer Spitze etwa zwei Milliliter heparinisierte Kochsalzlösung in jede Halsschlagader, um das Transplantat zu spülen.Blut und Kochsalzlösung werden aus der kontralateralen Halsschlagader und den kleinen freien Gefäßenden gespült, was die intakten oberen Schilddrüsenarterien bestätigt. Das Transplantat kann in heparinisierter Kochsalzlösung belassen werden und eine kurze Pause kann bis zu drei Stunden eingelegt werden, bevor es in den Empfänger transplantiert wird. Bereiten Sie die Empfängermaus auf genau die gleiche Weise vor, wie sie für den Spender nach der Anästhesieeinleitung, der Rasur und der chirurgischen Vorbereitung beschrieben wurde.Injizieren Sie der Empfängermaus 30 Minuten vor Beginn der Operation subkutan ein Analgetikum mit verlängerter Freisetzung. Machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinien-Halsschnitt, der sich von der Kieferlinie überlegen bis zum Brustbein unterlegen erstreckt. Heben Sie die Haut auf der linken Seite an und ziehen Sie sie seitlich zurück.Schneiden Sie die linke Speicheldrüse heraus, die die oberen Gefäße wie zuvor beschrieben kauterisiert. Entfernen Sie das Fett- und Lymphgewebe, indem Sie alle sichtbaren Gefäße mit niedriger Temperatur kauterisieren. Achten Sie darauf, die darunter liegende äußere Halsvene nicht zu beschädigen.Sezieren Sie die äußere Halsvene umlaufend. Verwenden Sie mindestens fünf Millimeter klare Länge des Gefäßes für Anastomose. Sezieren Sie den Sternomastoideusmuskel und ziehen Sie ihn seitlich zurück.Circumferentiell sezieren Sie die Arteria carotis communis vom Schlüsselbein inferior bis zur Carotisbifurkation superior. Führen Sie das Hintergrundmaterial unter die äußere Halsvene und legen Sie die doppelt annähernden B-3-Gefäßklemmen an. Legen Sie eine 10-0-Nylonnaht durch die Vorderwand der äußeren Jugularvene an der Stelle der gewünschten Monotomie und verwenden Sie die Naht, um das Gefäß nach vorne zu ziehen.Schneiden Sie mit einer Mikroschere nur tief in die Naht, um die Erstellung der richtigen Einzelspaltvenotomie zu erleichtern und sicherzustellen, dass der Schnitt vollständig durch die Venenwand erfolgt. Spülen Sie das Innere der Vene mit einer 30-Gauge-Stumpfnadel mit heparinisierter Kochsalzlösung aus. Platzieren Sie den Spender-LTE-Komplex zwischen der linken Halsschlagader des Empfängers und der linken äußeren Halsvene.Richten Sie das freie Ende der linken Halsschlagader des Spenders auf die linke äußere Halsvene des Empfängers aus und fasen Sie das Ende mit einer scharfen Schere ab. Mit vier unterbrochenen 10-0-Nylonnähten anastomosierte der Spender die linke Halsschlagader und der Empfänger die äußere Halsvene Ende-zu-Seite. Schieben Sie das Hintergrundmaterial unter die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und wenden Sie die doppelten A-3-Gefäßklemmen an.Erstellen Sie eine Arteriotomie auf die gleiche Weise wie die Venotomie. Anastomose der rechten Halsschlagader des Spenders zur linken Halsschlagader des Empfängers in einer End-to-Side-Weise. Die Verwendung von sechs unterbrochenen Nähten mit 10-0 Nylon ist ideal für die arterielle Anastomose.Entfernen Sie die Klemmen auf der Venenseite. Wenn Blutungen auftreten, üben Sie sanften Druck mit Baumwollspitzen aus. Entfernen Sie die Klemmen an der Arterie und üben Sie sofort sanften Druck mit Baumwollspitzen aus.Es wird eine gewisse Blutung an der Stufe erwartet, die normalerweise nach einer Minute mit leichtem Druck aufhört. Überprüfen Sie die Integrität des Blutflusses in der Arterie in der Vene. Bei intaktem arteriellen Fluss ist normalerweise eine Pulsation der Spender-Halsschlagader zu sehen und die Schilddrüse des Spenders ändert sich von ihrer geröteten transparenten Farbe zurück zu ihrer ursprünglichen rötlichen Farbe.Auch eine rote Färbung der kleinen Gefäße auf dem LTE-Komplex ist zu beobachten. Schließen Sie den Hautschnitt mit 5-0 Monofilament-Naht laufend. Tragen Sie einen Hautkleber auf den Schnitt auf.Injizieren Sie einen Milliliter warme Kochsalzlösung subkutan, um den Flüssigkeitsverlust während der Operation zu berücksichtigen. Stoppen Sie die Anästhesie und bringen Sie die Maus in einen Erholungskäfig. Beobachten Sie die Maus auf einem Heizkissen, bis sie vollständig wach ist, um Unterkühlung zu vermeiden.Der Operationserfolg kann unmittelbar nach dem Entfernen der Gefäßklemmen beurteilt werden. Abbildung A ist repräsentativ für eine erfolgreiche Operation, da der Blutfluss in den Halsschlagadern des Spenderkehlkopfes sichtbar gemacht werden kann und die Schilddrüsen rot werden. Abbildung B ist repräsentativ für eine erfolglose Operation, da der Blutfluss in den Halsschlagadern des Spenderkehlkopfes nicht sichtbar ist und die Schilddrüsen blass blieben.Nach 15 Tagen ohne Immunsuppression haben die meisten Empfänger keinen Blutfluss zum Transplantat. Die Durchgängigkeit der Arterie kann makroskopisch beurteilt werden, indem der Laryngotracheal-Komplex frei vom umgebenden Empfängergewebe seziert und die End-to-Side-Anastomose sichtbar gemacht wird. Danke. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie verstehen, wie Sie einen laryngealen tracheoösophagealen Komplex in etwa drei Stunden heterotopisch von einer Maus zur anderen transplantieren können.Dieses praktikable und relativ kostengünstige Modell bietet ein erhebliches Potenzial bei der Untersuchung der Rolle des Immunsystems bei der Abstoßung des Laryngotracheal-Komplexes und bietet damit das Potenzial für neue Therapien bei der Organtransplantation.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Dieses Video zeigt und vergleicht zwei experimentellen Modellen zur Entwicklung von obliterative Atemwegserkrankung (OAD) bei Mäusen, die heterotopen und orthotopen Transplantation Tracheal-Modell zu studieren.

Heterotope und orthotopen Tracheal Transplantation in Mäuse als Modelle benutzt, um die Entwicklung von obliterans Airway Disease Study

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Transplantat Stenose stellt eine kritische Hindernis Gewebezüchtungen Atemwege Ersatz. Um zellulären Mechanismen, die Stenose zu untersuchen, verwenden wir ein Mausmodell entwickelt trachealen Gewebeersatz mit kernigen Knochenmark mononukleären Zellen (BM-MNC). Hier zeigen wir unsere Protokoll, einschließlich Gerüst Herstellung, BM-MNC Isolierung Transplantat Aussaat und Implantation.

Aussaat und Implantation von einem biosynthetischen Tissue-Engineering trachealen Transplantat in einem Mausmodell

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Das Modell der intrapulmonalen Trachealtransplantation (IPTT) ist wertvoll für die Untersuchung der obliterativen Atemwegserkrankung (OAD) nach Lungentransplantation. Es bietet Einblicke in das lungenspezifische immunologische und angiogene Verhalten bei der Atemwegsobliteration nach Allotransplantation mit hoher Reproduzierbarkeit. Hier beschreiben wir das IPTT-Verfahren und die zu erwartenden Ergebnisse.

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

Dieses Protokoll stellt eine manschettenfreie, nahtbasierte heterotope zervikale Herztransplantationstechnik bei Mäusen vor, die darauf ausgelegt ist, die zuverlässige Platzierung eines zweiten heterotopen Herztransplantats zur Bewertung der donorspezifischen Immuntoleranz unter physiologischen Bedingungen mit minimaler Interferenz durch Fremdmaterial zu ermöglichen.

Manschettenfreies, nahtbasiertes zervikales Modell für sekundäre heterotopische Herztransplantation zur Bewertung der spenderspezifischen Immuntoleranz bei Mäusen

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie die mikrochirurgische Technik der heterotopen Kehlkopftransplantation bei Mäusen. Dieses kostengünstige Modell ermöglicht einfache immunologische Studien zur Untersuchung von Transplantatabstoßung.

Ein heterotopisches Mausmodell zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation

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