Name: Automatisiertes Charting des visuellen Raums von Stubenfliegen-Facettenaugen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-31T14:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 34 s
Description: Erfahren Sie die automatisierte Kartierung visueller Achsen in Facettenaugen von Stubenfliegen mittels Bildverarbeitungsalgorithmen. Diese Methode liefert quantitative Daten zur räumlichen Organisation und unterstützt die Entwicklung künstlicher Sehsysteme.

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Diese Studie wurde vom Air Force Office of Scientific Research/European Office of Aerospace Research and Development AFOSR/EOARD finanziell unterstützt (Zuschuss FA9550-15-1-0068, an D.G.S.). Wir danken Dr. Primož Pirih für viele hilfreiche Gespräche und Kehan Satu, Hein Leertouwer und Oscar Rincón Cardeño für die Unterstützung.

Das Protokoll entspricht den Insektenpflegerichtlinien der Universität.
1. Zubereitung einer Stubenfliege, Musca domestica
<ol><li>Sammle die Fliege von der im Labor aufgezogenen Population. Legen Sie die Fliege in den Messinghalter (Abbildung 1).<ol>
<li>Schneiden Sie 6 mm aus dem oberen Teil des Rückhalterohrs (siehe Materialtabelle). Der neue obere Teil des Rohres hat einen Außendurchmesser von 4 mm und einen Innendurchmesser von 2,5 mm (Abbildung 1A). Legen Sie die lebende Fliege in das Rohr, versiegeln Sie das Rohr mit Baumwolle, um eine Beschädigung der Fliege zu verhindern, und drücken Sie die Fliege so, dass der Kopf aus dem Rohr herausragt und ihr Körper zurückgehalten wird (Abbildung 1B). Immobilisieren Sie den Kopf mit Bienenwachs, so dass die Augen unbedeckt bleiben (Abbildung 1C-E).</li>
		<li>Schneiden Sie das Rohr erneut so ab, dass die Rohrlänge 10 mm beträgt (Abbildung 1C). Legen Sie das Kunststoffrohr mit der Fliege in den Messinghalter, so dass ein Auge der Fliege nach oben zeigt, wenn der Halter auf einer Tischplatte ruht (Abbildung 1D, E).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stellen Sie die Ausrichtung der Röhre so ein, dass bei einer Goniometerhöhe bei 0° (d. h. der Azimuttisch befindet sich in einer horizontalen Position) der vertikale Beleuchtungsstrahl des Mikroskops senkrecht zur Augenoberfläche in einem zentralen Bereich, zwischen ventral und dorsal, und zwischen vorderen und hinteren Rändern des Auges steht, so dass das ganze Auge innerhalb des durch das Setup erlaubten Azimut- und Höhenbereichs gescannt werden kann.</li>
</ol>2. Ausrichtung der rotierenden Azimutachse des Goniometers auf die optische Achse des Mikroskops
<ol><li>Montieren Sie einen Ausrichtungsstift auf der Azimut-Rotationsstufe, so dass die x-y-Position der Spitze so eingestellt werden kann, dass sie mit der Azimutachse auf der motorisierten Stufe übereinstimmt. Konzentrieren Sie sich beim Betrachten mit dem Mikroskop, das mit einem 5-fachen Objektiv ausgestattet ist, mit dem Joystick der z-Achse auf die Spitze (Abbildung 2).</li>
	<li>Richten Sie die x-y-Einstellung der Azimutachse mit der optischen Achse des Mikroskops aus und stellen Sie sicher, dass die Höhen- und Azimut-Drehachsen mit den x- und y-Achsen-Joysticks mit dem zentrierten Pin vorausgerichtet sind.</li>
	<li>Manipulieren Sie die Azimut- und Höhen-Joysticks, um zu überprüfen, ob der Pin in Bezug auf beide Freiheitsgrade zentriert ist. Wenn die Stiftspitze gut zentriert ist, bleibt sie während der Azimut- und Höhenrotationen ungefähr in der gleichen Position.</li>
</ol>3. Ausrichtung des Fliegenauges mit den motorisierten Stufen
<ol><li>Wenn die Höhenstufe bei 0° ist, montieren Sie die Fliege und ihre Halterung auf der Azimutstufe. Beobachten Sie das Auge der Fliege mit dem Mikroskop.</li>
	<li>Stellen Sie bei eingeschalteter Beleuchtungs-LED die horizontale Position der Fliege so ein, dass die Mitte der Pseudopupille mit dem Mikroskop ausgerichtet ist. Passen Sie die vertikale Position der Fliege mit der rotierenden Schraube des Halters an (Abbildung 1D), so dass die tiefe Pseudopupille (DPP; Abbildung 3) 19,20,21 wird auf der Ebene der Höhenachse in den Fokus gerückt.</li>
	<li>Richten Sie den DPP in Bezug auf die Azimut- und Höhenachse aus, indem Sie ihn im Sichtfeld zentrieren (siehe Abbildung 2). Verwenden Sie die Magnete, die auf die Unterseite des Fliegenhalters geklebt sind, um ihn fest auf einer auf der Azimutstufe montierten Eisenplatte zu befestigen, während manuelle Schiebeeinstellungen möglich sind.<ol>
<li>Schalten Sie die Ansicht auf die am Mikroskop montierte Digitalkamera um. Führen Sie die Softwareinitialisierung des GRACE-Systems aus, einschließlich der Initialisierung der Motorsteuerungen und des Arduino-LED-Controllers (Abbildung 4). Öffnen Sie daher MATLAB R2020a oder eine höhere Version. Führen Sie das MATLAB-Skript Initialize_All_Systems (Supplementary File 1) aus.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Vergewissern Sie sich, ob sich die Pseudopupille der Fliege (Abbildung 3B,C) in der Mitte des projizierten Bildes auf dem Computerbildschirm befindet.</li>
</ol>4. Autofokus und Autozentrierung
<ol><li>Bringen Sie den Fokus auf die Ebene der Hornhaut-Pseudopupille (CPP; Abbildung 3B) 19,20,21 manuell mit dem Joystick der Z-Achse.</li>
	<li>Führen Sie den Autofokus-Algorithmus (Supplementary File 1, Skript AF) aus, um ein scharfes Bild auf Hornhautebene zu erhalten. Überprüfen Sie, indem Sie den Fokus auf die DPP-Ebene zurücksetzen, indem Sie die motorisierte Z-Achsenstufe einstellen. Speichern Sie den Abstand zwischen DPP und CPP (in Motorschritten).</li>
	<li>Feinabstimmung der Pseudopupillenzentrierung durch Ausführen des Autozentrieralgorithmus (Zusatzdatei 1, Skript AC). Bringen Sie den Fokus zurück auf die CPP-Ebene.</li>
	<li>Führen Sie den Autofokusalgorithmus erneut aus. Nullen Sie die motorisierten Stufen an ihren aktuellen Positionen (X,Y,Z,E,A) = (0,0,0,0,0), wobei E die Höhe und A das Azimut ist.</li>
	<li>Führen Sie den Scan-Algorithmus (Supplementary File 1, Skript Scan_Begin) aus, der Augenbilder entlang von Trajektorien in 5°-Schritten abtastet, während er die Autozentrierungs- und Autofokusalgorithmen ausführt.</li>
	<li>Schalten Sie am Ende der Probenahme den LED-Controller und die Motorsteuerungen aus.</li>
	<li>Verarbeiten Sie die Bilder unter Anwendung der Bildverarbeitungsalgorithmen (Supplementary File 1, Skript ImProcFacets).</li>
</ol>

<ol><li>Land, M. F., Nilsson, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLand%2C+MF+%22Animal+Eyes%22">Animal Eyes</a>. , Oxford University Press. (2012).</li>
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<li>Douglass, J. K., Wehling, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+mapping+of+compound+eye+visual+sampling+parameters+with+FACETS%2C+a+highly+automated+wide-field+goniometer%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Rapid mapping of compound eye visual sampling parameters with FACETS, a highly automated wide-field goniometer.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (12), 839-851 (2016).</li>
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<li>Rigosi, E., Warrant, E. J., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new%2C+fluorescence-based+method+for+visualizing+the+pseudopupil+and+assessing+optical+acuity+in+the+dark+compound+eyes+of+honeybees+and+other+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A new, fluorescence-based method for visualizing the pseudopupil and assessing optical acuity in the dark compound eyes of honeybees and other insects.</a> Scientific Reports. 11, 21267(2021).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu melden.

Die räumliche Verteilung der Sehachsen von Stubenfliegenaugen kann mit Hilfe des Pseudopupillenphänomens der Facettenaugen und der Reflexionsänderungen, die durch den lichtabhängigen Pupillenmechanismus verursacht werden, kartiert werden. Daher ist eine untersuchte Fliege in einem goniometrischen System montiert, das die Inspektion des lokalen Facettenmusters mit einem Mikroskop-Setup ermöglicht, das mit einer Digitalkamera ausgestattet ist, alles unter Computersteuerung. Die Bildanalyse liefert Eyemaps. Eine wesentliche...

Die Kompaktheit visueller Insektensysteme und die Agilität ihrer Besitzer, die eine hochentwickelte visuelle Informationsverarbeitung demonstrieren, haben Menschen mit wissenschaftlichem und nicht-wissenschaftlichem Hintergrund fasziniert. Insektenfacettenaugen wurden als leistungsstarke optische Geräte anerkannt, die akute und vielseitige Sehfähigkeitenermöglichen 1,2. Fliegen zum Beispiel sind bekannt für ihre schnellen Reaktionen auf sich bewegende Objekte, und Bienen sind berühmt für ihre Farb- und Polarisationsvision2.
Die Facettenaugen von Arthropoden bestehen aus zahlreichen anatomisch ähnlichen Einheiten, den Ommatidien, von denen jede von einer Facettenlinse bedeckt ist. Bei Diptera (Fliegen) nähert sich die Anordnung von Facettenlinsen, die zusammen als Hornhaut bekannt sind, oft einer Hemisphäre an. Jedes Ommatidium tastet einfallendes Licht aus einem kleinen Raumwinkel mit halber Breite in der Größenordnung von 1° ab. Die Ommatidien der beiden Augen zusammen tasten ungefähr den vollen Raumwinkel ab, aber die visuellen Achsen der Ommatidien sind nicht gleichmäßig verteilt. Bestimmte Augenpartien haben eine hohe Dichte an Sehachsen, wodurch eine Region von hoher räumlicher Schärfe entsteht, die umgangssprachlich als Fovea bezeichnet wird. Der verbleibende Teil des Auges hat dann eine gröbere räumliche Auflösungvon 3,4,5,6,7,8,9.
Eine quantitative Analyse der optischen Organisation der Facettenaugen ist entscheidend für detaillierte Untersuchungen der neuronalen Verarbeitung visueller Informationen. Untersuchungen der neuronalen Netzwerke des Gehirns eines Insekts10 erfordern oft Kenntnisse über die räumliche Verteilung der ommatidialen Achsen. Darüber hinaus haben Facettenaugen mehrere technische Innovationen inspiriert. Viele Initiativen zur Herstellung von bio-inspirierten künstlichen Augen wurden auf bestehenden quantitativen Studien von echten Facettenaugenaufgebaut 11,12,13. Zum Beispiel wurde ein halbleiterbasierter Sensor mit hoher räumlicher Auflösung basierend auf dem Modell der Insektenfacettenaugen 11,14,15,16,17 entwickelt. Die bisher entwickelten Geräte haben jedoch nicht die tatsächlichen Eigenschaften bestehender Insektenaugen umgesetzt. Genaue Darstellungen von Insektenfacettenaugen und ihrer räumlichen Organisation erfordern detaillierte und zuverlässige Daten von natürlichen Augen, die nicht umfassend verfügbar sind.
Der Hauptgrund für den Mangel an Daten ist die extreme Langeweile der verfügbaren Verfahren zur Darstellung der räumlichen Eigenschaften der Augen. Dies hat zu Versuchen geführt, ein stärker automatisiertes Eye-Mapping-Verfahren zu etablieren. In einem ersten Versuch automatisierter Analysen von Insektenfacettenaugen entwickelten Douglass undWehling 18 ein Scanverfahren zur Abbildung von Facettengrößen in der Hornhaut und demonstrierten dessen Machbarkeit für einige wenige Fliegenarten. Hier erweitern wir ihren Ansatz, indem wir Methoden entwickeln, um nicht nur die Facetten der Hornhaut zu scannen, sondern auch die visuellen Achsen der Ommatidien zu beurteilen, zu denen die Facetten gehören. Wir stellen den Fall der Stubenfliegenaugen vor, um die damit verbundenen Verfahren zu veranschaulichen.
Der Versuchsaufbau für scannende Insektenaugen ist: teilweise optisch, d.h. ein Mikroskop mit Kamera und Beleuchtungsoptik; teilweise mechanisch, d.h. ein Goniometersystem zum Drehen des untersuchten Insekts; und teilweise rechnerisch, d.h. die Verwendung von Softwaretreibern für die Instrumente und Programme zur Durchführung von Messungen und Analysen. Die entwickelten Methoden umfassen eine Reihe von Rechenverfahren, von der Aufnahme von Bildern, der Auswahl von Kamerakanälen und der Festlegung von Bildverarbeitungsschwellenwerten bis hin zur Erkennung einzelner Facettenpositionen über helle Lichtflecken, die von ihren konvexen Oberflächen reflektiert werden. Fourier-Transformationsmethoden waren in der Bildanalyse entscheidend, sowohl für die Erkennung einzelner Facetten als auch für die Analyse der Facettenmuster.
Das Papier ist wie folgt aufgebaut. Wir stellen zunächst den Versuchsaufbau und das Pseudopupillenphänomen vor - den optischen Marker, der verwendet wird, um die visuellen Achsen der Photorezeptoren in lebenden Augen zu identifizieren 19,20,21. Anschließend werden die Algorithmen skizziert, die im Scanvorgang und in der Bildanalyse verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Digitalkamera</td><td>PointGrey</td><td>BFLY-U3-23S6C-C</td><td>Erfassung von verstärkten Bildern und digitaler Kommunikation mit PC</td></tr><tr><td>Hochleistungsstern LED</td><td>Velleman</td><td>LH3WW</td><td>Lichtquelle zur Beobachtung und Abbildung des Facettenauges</td></tr><tr><td>Halterung für die untersuchte Fliege</td><td>Universität Groningen</td><td></td><td>Verschiedene Designs wurden von der Universitätswerkstatt hergestellt</td></tr><tr><td>Linearmotor</td><td>ELERO</td><td>ELERO Junior 1, Version C</td><td>Betätigt das obere Mikroskop auf und ab. (Last 300N, Hubgeschwindigkeit 15mm/s, Nennstrom 1,2A)</td></tr><tr><td>Niedertemperatur-Schmelzwachs</td><td>verschiedenes</td><td></td><td>Das Niedertemperatur-Schmelzpunktwachs dient dazu, die Fliege zu immobilisieren und an der Halterung</td></tr><tr><td>zu befestigen Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Jede andere Mikroskopmarke ist geeignet; das bevorzugte Objektiv ist ein 5x</td></tr><tr><td>Motor und LED-Controller</td><td>Universität Groningen</td><td>Z-o1</td><td>Entworfen und gebaut von der Universität Groningen und basierend auf Arduino- und Adafruit-Technologien.</td></tr><tr><td>Motorisierter Tisch</td><td>Standa (Vilnius, Litauen)</td><td>8MT175-50XYZ-8MR191-28</td><td>Ein 6-Achsen-Motortisch, modifiziert mit 5 Freiheitsgraden.</td></tr><tr><td>Optische Komponenten</td><td>LINUS</td><td></td><td>Mehrere Diagramme und Linsen, die ein Epi-Beleuchtungssystem bilden (siehe Stavenga, Journal of Experimental Biology 205, 1077-1085, 2002)</td></tr><tr><td>PC mit MATLAB</td><td>Universität Groningen</td><td></td><td>Der PC ist in der Lage, die Bilder der PointGrey-Kamera zu verarbeiten, die LED-Intensität zu steuern und Steuerkommomaten an die Motorkanäle des Systems zu senden</td></tr><tr><td>Stromversorgung (36V, 3.34A)</td><td>Standa (Vilnius, Litauen)</td><td>PUP120-17</td><td>Dediziertes Netzteil für die STANDA-Motorsteuerungen</td></tr><tr><td>Lötkolben</td><td>verschiedene</td><td></td><td>Wird zum Schmelzen des Wachses</td></tr><tr><td>verwendet Schritt- und Gleichstrommotor-Controller</td><td>Standa (Vilnius, Litauen)</td><td>8SMC4-USB-B9-B9</td><td>Dedizierte Controller für den STANDA-Motortisch, der mit MATLAB kommunizieren</td></tr><tr><td>kann Finntip-61</td><td>Finnpipette Ky, Helsinki</td><td>FINNTIP-61, 200-1000&mu; L</td><td>PIPETTENSPITZEN FÜR FINNPIPETTEN, 400/BOX. Es wird verwendet, um die Fliege zu fixieren</td></tr><tr><td>Carving Pen Shaping/Thread Burning Tool</td><td>Max Wax</td><td></td><td>Die Spitze des Carving-Stifts wurde entwickelt, um Wachs auf den Kopf der Fliege zu übertragen</td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>Mathworks, Natick, MA, USA</td><td>Hauptprogramm sowie die Toolboxen Image Acquisition, Image Analysis und Instrument Control.</td><td>Programmiersprache, die zur Implementierung der Algorithmen verwendet wird</td></tr></tbody></table>

automatisiertes charting des visuellen raums von stubenfliegen-facettenaugen

Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes

Dieses Papier beschreibt die automatische Messung der räumlichen Organisation der Sehachsen von Insektenfacettenaugen, die aus mehreren tausend visuellen Einheiten bestehen, die Ommatidien genannt werden. Jedes Ommatidium tastet die optische Information aus einem kleinen Raumwinkel ab, mit einer ungefähren Gauß-verteilten Empfindlichkeit (halbe Breite in der Größenordnung von 1°), zentriert um eine visuelle Achse. Zusammen sammeln die Ommatidien die visuellen Informationen aus einem fast panoramischen Sichtfeld. Die räumliche Verteilung der Sehachsen bestimmt somit die räumliche Auflösung des Auges. Die Kenntnis der optischen Organisation eines Facettenauges und seiner Sehschärfe ist entscheidend für quantitative Untersuchungen der neuronalen Verarbeitung der visuellen Information. Hier stellen wir ein automatisiertes Verfahren zur Abbildung der visuellen Achsen eines Facettenauges vor, wobei ein intrinsisches, in vivo optisches Phänomen, die Pseudopupille und der Pupillenmechanismus der Photorezeptorzellen verwendet werden. Wir skizzieren den optomechanischen Aufbau zum Scannen von Insektenaugen und verwenden experimentelle Ergebnisse einer Stubenfliege, Musca domestica, um die Schritte im Messverfahren zu veranschaulichen.

Tiere und optische Stimulation Die Experimente werden an Stubenfliegen (Musca domestica) durchgeführt, die aus einer Kultur stammen, die von der Abteilung für Evolutionäre Genetik der Universität Groningen unterhalten wird. Vor den Messungen wird eine Fliege immobilisiert, indem sie mit einem Low-Melting-Point-Wachs in ein gut passendes Rohr geklebt wird. Die Fliege wird anschließend auf der Bühne eines motorisierten Goniometers montiert. Die Mitte der beiden Drehtische fällt mit dem Brennpun...

Das Protokoll beschreibt hier die Messung der räumlichen Organisation der visuellen Achsen von Stubenfliegenaugen, abgebildet durch ein automatisches Gerät, unter Verwendung des Pseudopupillenphänomens und des Pupillenmechanismus der Photorezeptorzellen.

Automatisiertes Charting des visuellen Raums von Stubenfliegen-Facettenaugen

This paper describes the automatic measurement of the spatial organization of the visual axes of insect compound eyes, which consist of several thousands ...

Das System und das Protokoll wurden entwickelt, um das Physiosystem der Fliegen durch Kartierung mit minimalem menschlichem Eingriff zu analysieren. Mit dem System und dem Protokoll können wir genau wissen, wie der Sehraum einer Fliegengröße organisiert ist. Die Vorteile des Systems sind die Reproduzierbarkeit und die Geschwindigkeit des Mappings.Das Studium der Facettenaugen ist ein wichtiger Teil der Tiersehforschung und hat mehrere technische Innovationen inspiriert, die künstliche Augen hervorgebracht haben. Wir haben ein Beispiel dafür gegeben, wie man ein automatisches Gerät zum Scannen von Facettenaugen baut und testet. Details der Algorithmenentwicklung, die die Teile zusammenbringen, müssen besonders beachtet werden.Beginnen Sie mit dem Sammeln einer Fliege aus der im Labor aufgezogenen Population. Bereiten Sie ein Rückhalterohr vor, indem Sie sechs Millimeter aus dem oberen Teil schneiden, so dass das Rohr einen Außendurchmesser von vier Millimetern und einen Innendurchmesser von 2,5 Millimetern im oberen Teil hat. Legen Sie die Fliege in das geschnittene Rohr und versiegeln Sie das Rohr mit Baumwolle, um eine Beschädigung der Fliege zu vermeiden.Drücken Sie dann die Flie

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Neuronale Steuerung und kognitive Prozesse durch Augenbewegungen untersucht werden. Die Visualeyes Software ermöglicht es dem Bediener, Reize auf zwei Computer-Bildschirme unabhängig voneinander mit Hilfe eines einfachen, benutzerdefinierten Skriptsprache programmieren. Das System kann Tandemaugenbewegungen (Sakkaden und glatten Streben) oder gegenüberliegende Augenbewegungen (Konvergenz) oder eine beliebige Kombination stimulieren.

Visualeyes: ein modulares Softwaresystem für oculomotorius Experimentieren

Quelle: Wagner, K. et al., Untersuchung des Membranproteintransports in Drosophila-Photorezeptorzellen unter Verwendung von eGFP-markierten Proteinen. J. Vis. exp. (2022). Dieses Video zeigt die Visualisierung des Membranproteintransports in Drosophila-Photorezeptorzellen unter Verwendung von eGFP-markierten TRPL-Proteinen. Es beschreibt die Vorbereitung transgener Fliegen für die Bildgebung, die Aufnahme von Fluoreszenzbildern von Photorezeptorzellen und die Quantifizierung des TRPL-Transports...

Untersuchung des Transports von Membranproteinen in Drosophila-Photorezeptorzellen

Quelle: Hellerman, M. B.B.. , et al. Live-Imaging des Drosophila J. Vis. Exp. (2015){TAG_ 28}}Das Video zeigt eine Live-Imaging-Technik zur Untersuchung der Augenmusterung bei einer Drosophila melanogaster-Puppe. Grün fluoreszierendes Protein (GFP)-markierte Marker ermöglichen die Visualisierung der zellulären Organisation und Differenzierung während der Bildung der sich entwickelnden Augenstruktur.

Live-Bildgebung des Drosophila-Puppenauges mittels Fluoreszenzmikroskopie

Dieses Protokoll stellt eine effiziente Methode zur Bildgebung des lebenden Neuroepithels des Puppenaugen von Drosophila dar. Diese Methode kompensiert Gewebebewegungen und ungleichmäßige Topologie, verbessert die Visualisierung von Zellgrenzen durch die Verwendung mehrerer GFP-markierter Verbindungsproteine und verwendet ein einfach zu montierendes Bildgebungsgerät.

Live-Bilder aus dem Drosophila Pupal Augen

Hier wird ein Protokoll für die Zeitrafferbildgebung der Augenmorphogenese mit einem handelsüblichen Lightsheet-Mikroskop und einer Bildverarbeitungs-Workstation zur Analyse der resultierenden Daten bereitgestellt. Dieses Protokoll beschreibt die Verfahren für die Anästhesie des Embryos, die Einbettung in Agarose mit niedriger Schmelztemperatur, die Suspension in der Bildgebungskammer, die Einrichtung der Bildgebungsparameter und schließlich die Analyse der Bilddaten mithilfe von...

Visualisierung der Augenmorphogenese mittels Lightsheet-Mikroskopie mittels rx3:GFP Transgener Zebrafische

Hier werden nicht-invasive Methoden zur Lokalisation von Photorezeptormembranproteinen und zur Beurteilung der Netzhautdegeneration im Drosophila-Facettenauge mittels eGFP-Fluoreszenz beschrieben.

Untersuchung des Membranproteintransports in Drosophila-Photorezeptorzellen unter Verwendung von eGFP-markierten Proteinen

Das Drosophila-Augensystem ist ein nützliches Werkzeug für die Untersuchung verschiedener biologischer Prozesse, insbesondere bei neurodegenerativen Erkrankungen des Menschen. Die manuelle Quantifizierung von Phänotypen des rauen Auges kann jedoch verzerrt und unzuverlässig sein. Hier beschreiben wir eine Methode, mit der Ilastik und Flynotyper verwendet werden, um den Augenphänotyp unvoreingenommen zu quantifizieren.

Quantifizierung von Drosophila melanogaster Augenphänotypen: Ein computergestützter Ansatz zur Integration von Ilastik und Flynotyper

Hier stellen wir einen schnellen, kostengünstigen Workflow für die hochauflösende Bildgebung von erwachsenen Drosophila-Augen vor, um Musterbildung und Wachstumsdefekte zu quantifizieren. Wir beschreiben unser Protokoll für die Probenvorbereitung durch Punktmontage, hochauflösende Bildaufnahme und Bildanalyse.

Ein schneller, einfacher Workflow zur Quantifizierung externer adulter Drosophila-Strukturen

Gase, die bei atmosphärischem Druck harmlos erscheinen, können unter hyperbaren Bedingungen Verhaltensweisen wie Narkose hervorrufen. Konventionelle hyperbare Druckkammern sind kostspielig und arbeitsintensiv. Diese Studie präsentiert eine einfache, kostengünstige Methode, um die Wirkung von Xenon auf Drosophila melanogaster bei moderaten Drücken unter 4 atm zu untersuchen.

Validierung des hyperbaren Drucksystems mit Xenon-Anästhesie für Drosophila melanogaster

Testen visuelle Empfindlichkeit in Echsen mit einem operante Konditionierung, die Video-Wiedergabe von random-dot kinematograms und computer-generierte Wirbellosen beschäftigt.

Testen visueller Sensibilität für die Geschwindigkeit und Richtung der Bewegung in Lizards

Erfahren Sie die automatisierte Kartierung visueller Achsen in Facettenaugen von Stubenfliegen mittels Bildverarbeitungsalgorithmen. Diese Methode liefert quantitative Daten zur räumlichen Organisation und unterstützt die Entwicklung künstlicher Sehsysteme.

Automatisiertes Charting des visuellen Raums von Stubenfliegen-Facettenaugen

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