Name: Visualisierung der bakteriellen Motilität anhand einer Farbreaktion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 44 s
Description: Erfahren Sie die TTC-Farbreaktionsmethode zur Visualisierung bakterieller Motilität mit Staphylococcus aureus und Escherichia coli. Dieses einfache Protokoll ermöglicht klinischen Mikrobiologen die zuverlässige Unterscheidung mobiler und immobiler Bakterien.

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Diese Studie wurde durch das Priority Academic Program Development of Jiangsu Higher Education Institutions (PAPD) und das Teaching Reform Research Project der China Pharmaceutical University (2019XJYB18) unterstützt.

1. Aufbereitung des halbfesten Mediums
<ol><li>Traditioneller halbfester Agar
	<ol><li>Bereiten Sie den traditionellen halbfesten Agar gemäß der Rezeptur des bakteriellen Motilitätstestmediums unter Verwendung der Grundzutaten11 zu. 10 g Tryptose, 15 g NaCl, 4 g Agar in ausreichend destilliertem Wasser auflösen, den pH-Wert auf 7,2 ± 0,2 einstellen und das Endvolumen auf 1.000 ml auffüllen.</li>
		<li>Autoklavieren Sie den Agar bei 121 °C für 20 min und dosieren Sie ihn als 3 cm hohes halbfestes Medium in 10-ml-Reagenzgläser.</li>
	</ol></li>
	<li>Traditioneller halbfester Agar mit TTC
	<ol><li>Nach dem Autoklavieren des herkömmlichen halbfesten Mediums wird es auf 50 °C abgekühlt, 5 ml sterile 1%ige TTC-Lösung zu 100 ml Medium gegeben, gemischt und in 10 ml-Reagenzgläser dosiert, um ein 3 cm hohes halbfestes Medium zu bilden.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Bakterienstämme
ANMERKUNG: Achtzig Stämme wurden aus der aquatischen Umwelt isoliert und mit einem automatisierten Bakterienidentifikationsinstrument identifiziert (siehe Materialtabelle), darunter Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella spp., Vibrio spp., Klebsiella pneumoniae und Aeromonas hydrophila (Tabelle 1). Staphylococcus aureus (siehe Materialtabelle) wurde als negative unbewegliche Kontrolle verwendet; Als Positivkontrollstämme wurden Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa und Salmonella typhimurium ( siehe Materialtabelle) verwendet.
<ol><li>Identifizieren Sie Testbakterienstämme, die für die Motilitätsanalyse verwendet werden sollen.</li>
	<li>Negative unbewegliche Kontrollen und bewegliche Positivkontrollstämme einschließen.</li>
</ol>3. TTC-verstärkte Beobachtung der bakteriellen Motilität
<ol><li>Einzelne Kolonien von Testbakterien werden von Agarplatten entnommen und mit Impfnadeln in die beiden oben genannten halbfesten Medien (Schritte 1.1.2 und 1.2.1) geimpft.</li>
	<li>Kultivieren Sie die Röhrchen bei 37 °C im Inkubator für 24-48 h, um die Ergebnisse zu beobachten.</li>
	<li>Beobachten Sie den Wachstumszustand: Charakterisieren Sie die Bakterien als unbeweglich (-), wenn nur die Einstichlinie rot ist. Charakterisieren Sie die Bakterien als beweglich (+), wenn sich die rote Farbe entlang der Einstichlinie12 leicht nach außen ausbreitet.</li>
</ol>4. Einfluss unterschiedlicher Agarkonzentrationen auf die bakterielle Motilität
<ol><li>Bereiten Sie halbfeste Medien mit 0,3 %, 0,5 % und 0,8 % Agar vor und beimpfen Sie sie wie oben beschrieben durch Punktion. Beobachten Sie die Ergebnisse nach 24-48 h Inkubation.</li>
</ol>

<ol><li>Jordan, E. O., Caldwell, M. E., Reiter, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Bacterial motility.</a> Journal of Bacteriology. 27 (2), 165(1934).</li>
<li>Lai, S. L., Hou, H., Jiang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+motility+and+its+role+during+initial+stage+of+pathogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Bacterial motility and its role during initial stage of pathogenesis.</a> Journal of Microbiology. 26 (5), in Chinese 68-70 (2006).</li>
<li>Ding, S. S., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+flagella-dependent+motility+and+biofilm+in+bacteria+-+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Microbiologica+Sinica%22%5BJournal%5D)">Relationship between flagella-dependent motility and biofilm in bacteria - A review.</a> Acta Microbiologica Sinica. 49 (4), in Chinese 417-422 (2009).</li>
<li>Zeng, J., Wang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+the+mechanism+of+bacterial+resistance+and+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Journal+of+Antibiotics%22%5BJournal%5D)">Recent advances in the mechanism of bacterial resistance and tolerance.</a> Chinese Journal of Antibiotics. 45 (2), 113-121 (2020).</li>
<li>Xu, M., Zhou, M. X., Zhu, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+the+mechanism+of+bacterial+flagellum+motility%2C+adhesion+and+immune+escape%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Journal+of+Veterinary+Science%22%5BJournal%5D)">Progress in the mechanism of bacterial flagellum motility, adhesion and immune escape.</a> Chinese Journal of Veterinary Science. 37 (2), 369-375 (2017).</li>
<li>Leboffe, M. J., Pierce, B. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeboffe%2C+MJ+%22Microbiology%3A+laboratory+theory+and+application.+Third+edition%22">Microbiology: laboratory theory and application. Third edition</a>. , Morton Publishing Company. Colorado. (2015).</li>
<li>Ball, R. J., Sellers, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+motility+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Improved motility medium.</a> Applied Microbiology. 14, 670-673 (1966).</li>
<li>An, S., Wu, J., Zhang, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+dispersal+by+a+cyclic-di-GMP+phosphodiesterase+with+a+putative+hypoxia-sensing+domain%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Modulation of Pseudomonas aeruginosa biofilm dispersal by a cyclic-di-GMP phosphodiesterase with a putative hypoxia-sensing domain.</a> Applied and Environmental Microbiology. 76 (24), 8160-8173 (2010).</li>
<li>Chouhan, O. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+site-directed+mutagenesis+at+the+GGEEF+domain+of+the+biofilm+forming+GGEEF+protein+from+Vibrio+cholerae%5BTitle%5D)+AND+%22AMB+Express%22%5BJournal%5D)">Effect of site-directed mutagenesis at the GGEEF domain of the biofilm forming GGEEF protein from Vibrio cholerae.</a> AMB Express. 6 (1), 2(2016).</li>
<li>McLaughlin, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+colorimetric+microplate+test+of+phage+lysis+in+Salmonella+enterica%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microbiological+Methods%22%5BJournal%5D)">Simple colorimetric microplate test of phage lysis in Salmonella enterica.</a> Journal of Microbiological Methods. 69 (2), 394-398 (2007).</li>
<li>Difco Laboratories. Difco manual: Dehydrated culture media and reagents for microbiology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Difco+Laboratories%22">Difco Laboratories</a>. , Detroit. (1984).</li>
<li>Tittsler, R. P., Sandholzer, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+semi-solid+agar+for+the+detection+of+bacterial+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">The use of semi-solid agar for the detection of bacterial motility.</a> Journal of Bacteriology. 31 (6), 575(1936).</li>
<li>Qian, Y., Tian, X. Y., Zhang, S. Y., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Explore+the+influencing+factors+of+bacterial+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Health+Care+Today%22%5BJournal%5D)">Explore the influencing factors of bacterial motility.</a> Health Care Today. 6, 50-51 (2018).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filamentous+Phytophthora+pathogens+deploy+effectors+to+interfere+with+bacterial+growth+and+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Filamentous Phytophthora pathogens deploy effectors to interfere with bacterial growth and motility.</a> Frontiers in Microbiology. 11, 581511(2020).</li>
<li>Kühn, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+arrangement+of+several+flagellins+within+bacterial+flagella+improves+motility+in+different+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communication%22%5BJournal%5D)">Spatial arrangement of several flagellins within bacterial flagella improves motility in different environments.</a> Nature Communication. 9 (1), 5369(2018).</li>
<li>Mitchell, A. J., Wimpenny, J. W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+agar+concentration+on+the+growth+and+morphology+of+submerged+colonies+of+motile+and+non-motile+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The effects of agar concentration on the growth and morphology of submerged colonies of motile and non-motile bacteria.</a> Journal of Applied Microbiology. 83 (1), 76-84 (2010).</li>
<li>Xu, A., Zhang, M., Du, W., Wang, D., Ma, L. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+molecular+mechanism+for+how+sigma+factor+AlgT+and+transcriptional+regulator+AmrZ+inhibit+twitching+motility+in+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">A molecular mechanism for how sigma factor AlgT and transcriptional regulator AmrZ inhibit twitching motility in Pseudomonas aeruginosa.</a> Environmental Microbiology. 23 (2), 572-587 (2021).</li>
<li>Bartley, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attachment+and+invasion+of+Neisseria+meningitidis+to+host+cells+is+related+to+surface+hydrophobicity%2C+bacterial+cell+size+and+capsule%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Attachment and invasion of Neisseria meningitidis to host cells is related to surface hydrophobicity, bacterial cell size and capsule.</a> PLoS One. 8, 55798(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Der Nachweis der bakteriellen Motilität durch die Methode des halbfesten Mediums wird von vielen Faktoren beeinflusst13,14. Bakterielle Wachstumsbedingungen, wie z. B. Sauerstoff (aerob auf der Agaroberfläche, nicht aerob am Boden des Röhrchens mit dem halbfesten Medium), pH-Wert und Temperatur, können die Lebensfähigkeit bakterieller Flagellen beeinträchtigen, was zu einer verminderten Motilität oder sogar zu einem Verlust der Motilität führen kann<sup class="xr...

Die bakterielle Motilität spielt eine entscheidende Rolle bei der bakteriellen Pathogenität, der Biofilmbildung und der Arzneimittelresistenz1. Die bakterielle Motilität ist eng mit der Pathogenität verbunden und ist für die bakterielle Besiedlung während der frühen Infektion von Wirtszellen notwendig2. Die Bildung von Biofilmen steht in engem Zusammenhang mit der bakteriellen Motilität, bei der Bakterien durch Motilität an der Oberfläche fester Medien haften. Es wurde lange angenommen, dass die bakterielle Motilität positiv mit der Biofilmbildung korreliert. Ein hohes Maß an bakterieller Arzneimittelresistenz aufgrund von Biofilmen kann zu anhaltenden Infektionen führen, die eine Bedrohung für die menschliche Gesundheit darstellen 3,4,5. Daher ist es wichtig, die bakterielle Motilität nachzuweisen. Der bakterielle Motilitätstest wird hauptsächlich verwendet, um die Motilität verschiedener Bakterienformen im lebenden Zustand zu untersuchen, die indirekt das Vorhandensein oder Fehlen von Flagellen bestimmen können und somit eine wichtige Rolle bei der Identifizierung von Bakterien spielen.
Es gibt direkte und indirekte Methoden zum Nachweis der bakteriellen Motilität6. Da Bakterien mit Geißeln Motilität aufweisen, ist es möglich, indirekt festzustellen, ob Bakterien beweglich sind, indem das Vorhandensein oder Fehlen von Geißeln nachgewiesen wird. So ist es beispielsweise möglich, die Motilität indirekt durch Elektronenmikroskopie und Flagellenfärbung nachzuweisen, um anzuzeigen, dass Bakterien beweglich sind. Es ist auch möglich, durch direkte Methoden zu detektieren, wie z. B. Suspensionstropfen und halbfeste Punktionsmethoden. 
Die halbfeste Punktionsmethode, die üblicherweise in mikrobiologischen Labors verwendet wird, um die bakterielle Motilität nachzuweisen, impft die Bakterien in das Einstichmedium des halbfesten Agars, das 0,4-0,8 % Agar enthält, je nach Richtung des Bakterienwachstums. Wenn die Bakterien entlang der Einstichlinie wachsen, um sich auszubreiten, erscheinen wolkenartige (bürstenartige) Wachstumsspuren, die auf das Vorhandensein von Geißeln und damit auf Motilität hinweisen. Wenn keine Wachstumsspuren an der Einstichlinie vorhanden sind, ist das Bakterium weder gegeißelt noch beweglich. 
Diese Methode hat jedoch ihre Nachteile: Die Bakterien sind farblos und durchsichtig, die Flagellenaktivität wird durch die physiologischen Eigenschaften der lebenden Bakterien und andere Faktoren sowie die Konzentration des Agars und den geringen Durchmesser des Reagenzglases beeinflusst. Darüber hinaus sind aerobe Bakterien nur für das Wachstum auf der Agaroberfläche geeignet, was die Beobachtung der bakteriellen Motilität beeinträchtigt. Um dieses Experiment zu verbessern, wurde dem Medium daher 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) (farblos) zugesetzt, um eine zuverlässigere und intuitivere Methode zur Bestimmung der bakteriellen Motilität zu etablieren als die derzeitige direkte Punktionsmethode, bei der intrazelluläre Dehydrogenasen verwendet werden, um die Bildung eines roten Produkts von TTC 7,8,9,10 zu katalysieren.

<table><tbody><tr><td>Bacto Agar</td><td>Difco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Escherichia coli</td><td>ATCC</td><td>ATCC25922</td><td>Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Pseudomonas aeruginosa</td><td>ATCC</td><td>ATCC27853</td><td>Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Salmonella typhimurium</td><td>ATCC</td><td>ATCC14028</td><td>Positivkontrolle</td></tr><tr><td>Staphylococcus aureus</td><td>ATCC</td><td>ATCC25923</td><td>Negative unbewegliche Kontrolle</td></tr><tr><td>Tryptose</td><td>&nbsp; OXOID</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TTC</td><td>Sigma</td><td>298-96-4</td><td></td></tr><tr><td>VITEK 2 automatisiertes mikrobielles Identifizierungssystem</td><td>Bio M&eacute; Rieux</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung der bakteriellen motilität anhand einer farbreaktion

Visualizing Bacterial Motility Based on a Color Reaction

Die bakterielle Motilität ist entscheidend für die bakterielle Pathogenität, die Biofilmbildung und die Arzneimittelresistenz. Die bakterielle Motilität ist entscheidend für die Invasion und/oder Verbreitung vieler pathogener Spezies. Daher ist es wichtig, die bakterielle Motilität nachzuweisen. Bakterienwachstumsbedingungen wie Sauerstoff, pH-Wert und Temperatur können das Bakterienwachstum und die Expression von bakteriellen Flagellen beeinflussen. Dies kann zu einer verminderten Motilität oder sogar zu einem Verlust der Motilität führen, was zu einer ungenauen Bewertung der bakteriellen Motilität führt. Basierend auf der Farbreaktion von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) durch intrazelluläre Dehydrogenasen lebender Bakterien wurde TTC zu herkömmlichem halbfestem Agar zum Nachweis der bakteriellen Motilität hinzugefügt. Die Ergebnisse zeigten, dass diese TTC-Methode mit halbfestem Agar zum Nachweis der bakteriellen Motilität einfach und leicht zu bedienen ist und keine großen und teuren Instrumente erfordert. Die Ergebnisse zeigten auch, dass die höchste Motilität in halbfestem Medium beobachtet wurde, das mit 0,3%igem Agar hergestellt wurde. Im Vergleich zum herkömmlichen halbfesten Medium sind die Ergebnisse einfacher auszuwerten und genauer.

Sowohl Standardstämme als auch isolierte Stämme wurden zur Motilitätsdetektion verglichen, und die Ergebnisse sind in Tabelle 1 dargestellt. Aufgrund des Fehlens von Flagellen wuchsen Staphylococcus aureus und Klebsiella pneumoniae nur entlang der inokulierten Linie sowohl auf traditionellen als auch auf halbfesten TTC-Medien. Im Gegensatz dazu zeigten Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli und Salmonella typhimurium nach 24-stündiger Kultivierung auf halbfe...

Hier stellen wir ein Protokoll zum Nachweis der bakteriellen Motilität anhand einer Farbreaktion vor. Die Hauptvorteile dieser Methode sind, dass sie einfacher auszuwerten und genauer ist und keine spezielle Ausrüstung erfordert.

Visualisierung der bakteriellen Motilität anhand einer Farbreaktion

Bacterial motility is crucial for bacterial pathogenicity, biofilm formation, and drug resistance. Bacterial motility is crucial for the invasion and/or ...

Der Nachweis der bakteriellen Motilität ist wichtig, da die Motilität entscheidend für die Pathogenität ist. Das hier beschriebene Protokoll ist eine zuverlässige Methode zum Nachweis der bakteriellen Motilität, da es auf der Farbreaktion von TTC mit intrazellulären Dehydrogenasen lebender Bakterien basiert. Die TTC-Methode des halbfesten Agars zum Nachweis der bakteriellen Motilität ist einfach, leicht zu bedienen und erfordert keine großen und teuren Instrumente.Die Methode kann von klinischen Mikrobiologen oder Forschern zur Untersuchung pathogener Bakterien eingesetzt werden. Das Verfahren wird von Xiyi Zhuang, einem leitenden Experimentator aus meinem Labor, vorgeführt. Bereiten Sie zunächst das traditionelle halbfeste Medium vor, indem Sie 10 Gramm Tryptose, 15 Gramm Natriumchlorid und vier Gramm Agar in eine ausreichende Menge destilliertes Wasser geben.Stellen Sie den pH-Wert auf 7,2 ein und füllen Sie das endgültige Volumen auf 1.000 Milliliter auf. Autoklavieren Sie das Medium bei 121 Grad Celsius für 20 Minuten und geben Sie das Medium in 10-Milliliter-Reagenzgläser auf eine Höhe von drei Zentimetern ab. Um das TTC-Medium herzustellen, kühlen Sie das autoklavierte tradit

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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Einer mikrofluidischen Vorrichtung zur Quantifizierung von bakteriellen Chemotaxis in Stable Konzentrationsgradienten

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