Name: Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 20 s
Description: Lernen Sie drei reproduzierbare Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell. Dieses Protokoll ermöglicht zuverlässige intramyokardiale Arzneimittelgabe mit hoher lokaler Retention.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Health and Medical Research Council APP1194139/APP1126276 (JC), der National Stem Cell Foundation of Australia und des New South Wales Government Office of Health and Medical Research (JC) finanziert. DS wurde vom Royal Australasian College of Physicians, dem Institute of Clinical Pathology and Medical Research und dem Australian Government Research Training Program unterstützt. TD wurde vom Institute of Clinical Pathology and Medical Research, dem Penfolds Family Scholarship, dem National Health and Medical Research Council (APP2002783) und der National Heart Foundation of Australia (104615) unterstützt.

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<li>Klatt, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+nonfibrotic+left+ventricular+hypertrophy+in+an+ANG+II-induced+chronic+ovine+hypertension+model%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model.</a> Physiological Reports. 4 (17), 12897(2016).</li>
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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Transepikardiale intramyokardiale Injektion Dieses Verfahren hat den Vorteil der direkten kardialen Visualisierung und bietet nachweislich eine größere lokale Retention von Therapeutika als systemische Verabreichungsmethoden 9,10,14. Thorakotomien sind jedoch invasiv, erfordern erhebliche technische Fähigkeiten und stellen ein höheres Morbiditäts- und Mortalitätsrisiko dar als andere diskutierte Methoden10,15. Die Kenntnis der kritischen und prekären Phasen des Verfahrens kann bei der Vermittlung dieses erhöhten Risikos helfen.
Bei der Manipulation des Herzens zur Freilegung der Herzspitze ist aufgrund des hohen Risikos von Herzrhythmusstörungen und der damit verbundenen hämodynamischen Beeinträchtigung große Vorsicht geboten. Kontinuierliche invasive Blutdrucküberwachung und Elektrokardiographie ermöglichen eine schnelle Identifizierung von Hypotonie oder instabilen Arrhythmien und erleichtern ein sofortiges Eingreifen und Korrigieren. Die vorübergehende Hypotonie kann im Allgemeinen mit Metaraminol-Boli behandelt werden. Eine anhaltende Hypotonie kann durch eine Reduzierung der Inhalationsanästhesie (sorgfältige Überwachung der Narkosetiefe) und den Beginn einer Vasopressor-Infusion vorübergehend reduziert werden, während gleichzeitig die Ursache der veränderten Hämodynamik bestimmt wird. Instabile Herzrhythmusstörungen wie ventrikuläre Tachykardie oder Kammerflimmern können durch elektrische Kardioversion mit oder ohne intravenöse Antiarrhythmika behandelt werden.
Ebenso wichtig für das Überleben der Tiere ist die erfolgreiche Entfernung von freiem Gas aus der Pleurahöhle vor dem Verschluss des Brustkorbs. Geschieht dies nicht, kann dies zur Entwicklung eines Pneumothorax führen, wodurch das Tier einem großen Risiko ausgesetzt ist, die Atmung zu beeinträchtigen und zu sterben, sobald es nach der Genesung vom mechanischen Beatmungsgerät getrennt wird. Der positive Atemwegsdruck muss mindestens 30 s lang aufrechterhalten werden, bis keine Blasbildung mehr beobachtet wird. Der Silikonschlauch wird nach Beendigung der Blasbildung sofort entfernt und der Thorax wird dann schnell geschlossen. Es ist auch möglich, einen Thorakostomieschlauch chirurgisch am Verschluss zu legen, der eine manuelle Entfernung von Luft und Entzündungsflüssigkeit in den nächsten 24-72 Stunden ermöglicht. Dies ist jedoch schwer sauber und intakt zu halten, insbesondere wenn die Tiere zusammen untergebracht sind. Eine Beschädigung oder Kontamination des Eileiters kann zu Pyothorax, Pneumothorax oder Sepsis führen. Unserer Erfahrung nach ist das Einsetzen einer temporären Thoraxdrainage nicht erforderlich, wenn freies Gas vor dem Thoraxverschluss ausreichend entfernt wird.
Perkutane transendokardiale intramyokardiale Injektion Diese Methode der therapeutischen Verabreichung hat den Vorteil, dass sie eine lokale Gewebeabgabe mit geringerem Risiko ermöglicht, da sie im Vergleich zu einem chirurgischen Ansatz weniger invasiv ist10,14. Diese Technik wird bereits in Großtierstudien eingesetzt, wobei sowohl die Durchleuchtung als auch die elektromechanische Kartierung als Leitfaden dienen, wenn keine direkte Visualisierung möglich ist10,16,17.
Da das Herz nicht direkt sichtbar ist, ist es für den Verfahrenstechniker ratsam, bei der Auswahl einer Injektionsstelle orthogonale Durchleuchtungsansichten zu verwenden. Darüber hinaus ist die Injektion von verdünntem Jodkontrastmittel vor und Verabreichung des Therapeutikums äußerst wertvoll für die Bestätigung des Myokardkontakts. Ein geeigneter Kontakt kann durch die Beobachtung eines charakteristischen "myokardialen Rouge" bestätigt werden, das einer der wenigen Marker für den Injektionserfolg vor der Gewebeentnahme sein kann. Aufgrund des Risikos einer Kammerperforation wird auch empfohlen, die myokardiale Wanddicke an der gewählten Injektionsstelle größer als 9 mm zu sein14,16.
Jugularvenöse osmotische Minipumpe Die osmotische Minipumpe ist ein beliebtes Gerät, das häufig in Kleintierstudien eingesetzt wird. Es besteht ein zunehmendes Interesse an der Verwendung dieses Geräts in Großtiermodellen 7,18,19, da es den einzigartigen Vorteil hat, ein Therapeutikum über einen bestimmten Zeitraum mit einer konstanten Rate zu verabreichen. Eine mögliche Einschränkung dieser Methode ist die Unfähigkeit, die Infusionsraten des Arzneimittels zu ändern oder zu stoppen, ohne die Pumpe auszutauschen oder zu entfernen. Dies sollte berücksichtigt werden, bevor eine Therapie auf diese Weise ausprobiert wird.
Diese Studie zeigte, dass diese Methode mit einer hohen Erfolgsrate bei Schweinen mit geringer Morbidität und Mortalität durchgeführt werden kann. Es muss beachtet werden, dass viele lebenswichtige Strukturen an die Operationsstelle angrenzen, darunter Lymphknoten, der Thymus und die Halsschlagader. Es wird dringend empfohlen, sich an die Methode zu halten und anatomische Texte20 zu konsultieren, um eine unbeabsichtigte Beschädigung dieser Strukturen zu vermeiden. Die besorgniserregendste Komplikation dieser Methode ist der hämorrhagische Schock aufgrund einer unbeabsichtigten Verletzung der Halsvene oder einer umgebenden Struktur. Daher ist es wichtig, dass das Weichgewebe, das die Halsvene umgibt, vorsichtig entfernt wird. Wenn dieser Schritt nicht ordnungsgemäß ausgeführt wird, kann dies zu Schwierigkeiten beim Platzieren des Minipumpenschlauchs oder bei der Kontrolle unbeabsichtigter Blutungen führen.
In diesem Artikel wurden drei Methoden für die Verabreichung von kardioaktiven Therapeutika beschrieben. Trotz des berichteten Erfolgs jeder Technik gibt es inhärente Einschränkungen, die berücksichtigt werden müssen. Invasive Verfahren (transepikardiale Injektion) ermöglichen eine erhöhte Genauigkeit der therapeutischen Verabreichung; Sie bergen jedoch ein höheres Risiko für potenziell tödliche Komplikationen. Darüber hinaus erfordert die invasive Verabreichung mehr technische Fähigkeiten, um das Risiko von Komplikationen zu minimieren. In ähnlicher Weise erfordert die fluoroskopisch gesteuerte, transendokardiale Injektion ein gewisses Maß an technischem Geschick für die Katheterisierung und Manipulation der Hardware. Wenn diese Methode unsachgemäß durchgeführt wird, sind Injektionsfehler und tödliche Komplikationen möglich.
Die beschriebenen Direktinjektionsverfahren ermöglichen die einmalige Verabreichung eines Therapeutikums in das Zielgewebe. Die jugularvenöse osmotische Minipumpe ermöglicht die systemische Verabreichung eines Therapeutikums über einen Zeitraum von 7 Tagen. Diese Methode ist vergleichsweise einfacher und mit weniger Risiko verbunden, setzt jedoch voraus, dass ein systemisches Therapeutikum den Weg zum Herzmuskel findet. Darüber hinaus ist es nach dem Einsetzen der Pumpe unmöglich, die Verabreichung abzubrechen oder die Dosisleistung zu ändern, ohne das Tier erneut zu betäuben und die Pumpe zu entfernen.
Alle in diesem Artikel beschriebenen Methoden wurden an Tieren am Tag oder 2 Wochen nach dem Myokardinfarkt durchgeführt. Daher kann in dieser Arbeit nicht über den Erfolg der genannten Methoden bei gesunden Tieren oder Tieren, die einer alternativen Herzpathologie unterzogen wurden, berichtet werden. Schließlich müssen die Pharmakologie und Biotechnologie jedes beabsichtigten Wirkstoffs sorgfältig geprüft werden, da dies von Natur aus mit der Wirksamkeit des gewählten Verabreichungsweges verbunden ist. Eine detaillierte Erörterung dieses Manuskripts würde den Rahmen sprengen.
Umfassende Darstellungen präklinischer Methoden kommen dem Tierschutz und der breiteren wissenschaftlichen Gemeinschaft zugute. Die daraus resultierende verbesserte Reproduzierbarkeit von Verfahren und Ergebnissen führt zu weniger Komplikationen für die Tiergesundheit, einer geringeren Anzahl von Tieren, die erforderlich sind, um signifikante Ergebnisse zu erzielen, und einem größeren Vertrauen in die Versuchsergebnisse21,22. In diesem Artikel werden drei Methoden zur Verabreichung neuartiger Therapeutika zur Behandlung des Myokardinfarkts in einem Schweinemodell beschrieben. Durch die detaillierte Beschreibung der verwendeten Techniken und die Artikulation der Vorteile und Risiken jeder einzelnen wird erwartet, dass die Forscher in der Lage sein werden, konsistente und zuverlässige präklinische Modelle zu erstellen, die ihren Forschungszielen entsprechen.

Die koronare Herzkrankheit (KHK) und der damit verbundene ST-Hebungs-Myokardinfarkt (STEMI) sind weltweit die häufigsten Todesursachen. In den letzten zwei Jahrzehnten wurden große Fortschritte bei der Senkung der Krankenhaussterblichkeit von Patienten mit STEMI erzielt, und zwar durch das Aufkommen perkutaner Koronarinterventionen, fibrinolytischer Therapien und der Standardisierung von Behandlungsalgorithmen, um sicherzustellen, dass die Reperfusion rechtzeitig erreicht wird 1,2,3. Trotzdem stellt die mit STEMI verbundene Morbidität nach wie vor eine erhebliche Belastung dar, so dass ein großer Bedarf an der Entwicklung neuartiger kardioprotektiver und regenerativer Therapien besteht 2,3. Ein wesentlicher Bestandteil der Therapieentwicklung ist die Festlegung der Art und Weise, wie eine neuartige Therapie verabreicht werden soll4. Die Sicherheit, Wirksamkeit und Durchführbarkeit jeder Methode muss mit den Eigenschaften der Therapie selbst in Einklang gebracht werden.
Physiologisch relevante Großtiermodelle sind entscheidend für die Beurteilung dieser Eigenschaften verschiedener therapeutischer Verabreichungsstrategien5. Aufgrund ihrer Ähnlichkeiten mit dem Menschen in Bezug auf die kardiovaskuläre Physiologie, die koronare Gefäßanatomie und das Verhältnis von Herzgewicht zu Körpergewicht ist das Schwein eine der bevorzugten Spezies bei der präklinischen Bewertung neuer Therapien für Myokardinfarkt6. Wir haben zuvor ein porcines STEMI-Modell verwendet, um die reparative Kapazität einer rekombinanten Proteintherapie zu demonstrieren7, und untersuchen weiterhin neuartige pharmakologische, zelluläre und genetische Therapien mit diesem Modell. Hier werden drei Techniken der therapeutischen Verabreichung beschrieben, die in Schweinemodellen nach Infarktentstehung verwendet werden: Thorakotomie und transepikardiale Injektion, perkutane transendokardiale Injektion und jugularvenöse osmotische Minipumpenimplantation. Die ersten beiden Methoden ermöglichen eine lokale Gewebeabgabe, wodurch die erforderlichen Dosierungen, Off-Target-Effekte und der hepatische First-Pass-Metabolismus reduziertwerden 8,9,10. Die osmotische Minipumpe ermöglicht die kontinuierliche Verabreichung eines Medikaments mit einer kurzen Halbwertszeit, wodurch die Abhängigkeit von einer Infusionspumpe und einer patentierten intravenösen Kanüle entfällt, die beide in großen Tiermodellen schwierig zu implementieren sind.
Durch die Beschreibung dieser Techniken hofft man, dass dieser Artikel translationalen Wissenschaftlern helfen kann, neuartige kardioprotektive oder regenerative Wirkstoffe nach Myokardinfarkt in Großtiermodellen zu untersuchen.

<table><tbody><tr><td>Central Line Placement</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-0 Nähte</td><td>Ethicon</td><td>JJ9220</td><td></td></tr><tr><td>Arrow' Pädiatrisches Zwei-Lumen-Zentralvenenkatheter-Set mit blauem FlexTip-Katheter (enthält 18 G Kochnadel und 0,035" J-Tip-Draht)</td><td>Teleflex</td><td>CS-14502</td><td>Central</td></tr><tr><td>Line Green Fluorsence Protein (GFP)</td><td>Abcam</td><td>ab13970</td><td>Verdünnungsverhältnis von 1:100</td></tr><tr><td>Histology antibodies</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ku80</td><td>Cell Signalling Technology</td><td>C48E7</td><td>1:500 Verdünnungsverhältnis</td></tr><tr><td>Nr. 11 Skalpell</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Sparq' Ultraschallsystem</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Ultraschallsondenabdeckung</td><td>Atris</td><td>28041947</td><td></td></tr><tr><td>Schweinejacke mit Tasche, Größe 'Medium'Lomir</td> <td>Biomedical</td><td>SS J2YJJET</td><td></td></tr><tr><td>Jugularvenen-osmotische Minipumpenimplantation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adson Braune Gewebezange</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>Bellucci Selbsthaltender Retraktor</td><td>surgicalinstruments.net.au</td><td>Gruppe-24.26.02</td><td>Selbsthaltender Geweberetraktor</td></tr><tr><td>Elektrochirurgische Bleistifte mit 'Edge' beschichteten Elektroden</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Kauterstift</td></tr><tr><td>Metzenbaum Schere</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>Nr. 22 Skalpellklinge</td><td>Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Naht&nbsp; (2:0, 3:0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, 663G</td><td></td></tr><tr><td>Osmotische Infusion Minipumpe</td><td>Alzet</td><td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßsilikonbindungen</td><td>Vecmedical</td><td>95001</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl Naht (5-0)</td><td>Ethicon</td><td>W9982</td><td></td></tr><tr><td>Perkutane transedokardiale Injektion</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Artis Zee' C-Bogen Fluoroskopie&nbsp;</td><td>Siemens&nbsp;</td><td>IR-19-1994</td><td></td></tr><tr><td>CARTO' 3 System&nbsp; &nbsp;</td><td>Biosense Webster</td><td></td><td>Elektrophysiologische Kartierungssoftware & System</td></tr><tr><td>Cook Access Needle</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Kanülennadel</td></tr><tr><td>Fast-Cath' Introducer (6 Französisch, 8 Französisch)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Gefäßschleuse mit Einführhilfe und Führungsdraht</td></tr><tr><td>Myostar' Injektionskatheter</td><td>Biosense Webster</td><td>121117S, 121119S, 1211120S</td><td>Intramyokardialer Injektionskatheter</td></tr><tr><td>Nr. 11 Skalpell</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque' Iohexol Kontrast</td><td>GE Healthcare</td><td>AUST R 39861&nbsp;</td><td>Jodiertes Kontrastmittel</td></tr><tr><td>Sparq' Ultraschallsystem</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sedierung & Allgemeinanästhesie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Compound Natriumlaktat Hartmann's Solution</td><td>Free Flex</td><td>894451</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl 50 mcg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 107027.</td><td>Intravenöse Anästhesie und Analgesie</td></tr><tr><td>Forthane' Isofluran</td><td>Abbott</td><td>AUST R 29656&nbsp;</td><td>Inhalationsanästhetikum</td></tr><tr><td>GE Aestiva 5 Anästhesiegerät&nbsp;</td><td>Datex Ohmeda</td><td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td><td>Anästhesiemaschine&nbsp;</td></tr><tr><td>Hypnovel' Midazolam 5 mg/ml</td><td>Roche</td><td>AUST R 13726</td><td>Beruhigungsmittel</td></tr><tr><td>Intravenöse Kanüle</td><td>BD Angiocath</td><td>381137</td><td>20 Gauge Kanüle</td></tr><tr><td>Ketamil' Ketamin 10 mg/ml</td><td>Ilium</td><td>APVMA Nummer: 51188c&nbsp;</td><td>Beruhigungsmittel</td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td>Miller</td><td>VDI-6205</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidin 1 mg/ml</td><td>Ilium</td><td>APVMA Nummer 64251; ACVM-Nummer A10488&nbsp;</td><td>Beruhigungsmittel</td></tr><tr><td>Metaraminol 10 mg/ml</td><td>Phebra</td><td>AUST R 284784</td><td>Kurzwirksamer Vasopressor</td></tr><tr><td>Methadon 10 mg/ml</td><td>Darmilium</td><td>APVMA-Nummer: 63712&nbsp;</td><td>Beruhigungsmittel, eingeschränkte Droge</td></tr><tr><td>Onsetron Ondansetron 2 mg/ml</td><td>Accord Healthcare</td><td>AUST R 205593&nbsp;</td><td>Antiemetikum</td></tr><tr><td>Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/ml</td><td>Braun</td><td>AUST R 142906&nbsp;</td><td>Intravenöse Anästhesie</td></tr><tr><td>Pulsoximeter&nbsp;</td><td>Meditech</td><td>GVPMT-M3S Tragbares</td><td>Pulsoximeter</td></tr><tr><td>Shiley' Basic Endotrachealtubus mit Manschette (Größe 5,5 & 6,0)</td><td>Medtronic</td><td>86108-, 86109-Shiley</td><td></td></tr><tr><td>' Intubierendes Stilett, 10 Fr</td><td>Medtronic</td><td>85864</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid 0,9%</td><td>Freier Flex</td><td>FAH1322</td><td></td></tr><tr><td><stark>Thorakotomie und epikardiale Zellinjektion</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 g Insulinnadel</td><td>Terumo</td><td>51907</td><td></td></tr><tr><td>Adson Braune Gewebezange</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>CARTO' 3 System&nbsp; &nbsp;</td><td>Biosense Webster</td><td></td><td>Elektrophysiologische Kartierungssoftware & System</td></tr><tr><td>Cefazolin 1 g Fläschchen</td><td>AFT Pharmazeutika</td><td>9421900137367 CH2</td><td>Antibiotika-Prophylaxe&nbsp;</td></tr><tr><td>Thoraxdrainageschlauch</td><td>SurgiVet</td><td>SKU-336</td><td></td></tr><tr><td>Cook Access Nadel</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Kanülennadel</td></tr><tr><td>Cooley Sternotomie Retraktor Pädiatrisch</td><td>Millennium Surgical</td><td>9-61287</td><td></td></tr><tr><td>Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch</td><td>Janssen</td><td>AUST R 112371&nbsp;</td><td>Postoperative Analgesie</td></tr><tr><td>Elektrochirurgische Stifte mit 'Edge' beschichteten Elektroden</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Kauterstift</td></tr><tr><td>Elektrochirurgische Stifte mit 'Edge' beschichteten Elektroden</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Kauterstift</td></tr><tr><td>Fast-Cath' Einführer (6 Französisch, 8 Französisch)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Gefäßscheide mit Einführhilfe und Führungsdraht</td></tr><tr><td>Lignocain 20 mg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 und AUST R 49295.</td><td>Lokalanästhesie, antiarrhythmisch</td></tr><tr><td>Marcain' Bupivacain 0,5%</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 48328&nbsp;</td><td>Lokalanästhesie.</td></tr><tr><td>Metzenbaum Schere</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>Nr. 22 Skalpell</td><td>Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Naht&nbsp; (2:0, 3:0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, JJ76264</td><td></td></tr><tr><td>Größe 1 PDS-Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>JJ75414</td><td></td></tr><tr><td>Sparq' Ultraschallsystem</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gaze</td><td>Kerlix</td><td>KE5072</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Laparotomieschwämme</td><td>Propax</td><td>2907950</td><td></td></tr><tr><td>Thermocool Smartouch' Katheter</td><td>Biosense Webster</td><td>D133601, D133602, D133603</td><td>Epikardialer Mapping-Katheter</td></tr></tbody></table>

verabreichung kardioaktiver therapeutika in einem schweine-myokardinfarkt-modell

Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Myokardinfarkt ist weltweit eine der häufigsten Todes- und Invaliditätsursachen, und es besteht ein dringender Bedarf an neuartigen kardioprotektiven oder regenerativen Strategien. Ein wesentlicher Bestandteil der Arzneimittelentwicklung ist die Bestimmung, wie ein neuartiges Therapeutikum verabreicht werden soll. Physiologisch relevante Großtiermodelle sind von entscheidender Bedeutung für die Beurteilung der Durchführbarkeit und Wirksamkeit verschiedener therapeutischer Verabreichungsstrategien. Aufgrund ihrer Ähnlichkeiten mit dem Menschen in Bezug auf die kardiovaskuläre Physiologie, die koronare Gefäßanatomie und das Verhältnis von Herzgewicht zu Körpergewicht ist das Schwein eine der bevorzugten Spezies bei der präklinischen Bewertung neuer Therapien für Myokardinfarkt. Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Nach einem perkutan induzierten Myokardinfarkt erhielten weibliche Landrassen eine Behandlung mit neuartigen Wirkstoffen durch (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) katheterbasierte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über eine osmotische Minipumpe der Halsvene. Die für jede Technik verwendeten Verfahren sind reproduzierbar, was zu einer zuverlässigen kardioaktiven Wirkstoffabgabe führt. Diese Modelle können leicht an individuelle Studiendesigns angepasst werden, und jede dieser Verabreichungstechniken kann verwendet werden, um eine Vielzahl möglicher Interventionen zu untersuchen. Daher sind diese Methoden ein nützliches Werkzeug für translationale Wissenschaftler, die neue biologische Ansätze zur Herzreparatur nach Myokardinfarkt verfolgen.

Thorakotomie und Epikardzellinjektion Von den 29 Tieren, die sich einer Thorakotomie und einer epikardialen Injektion unterzogen, überlebten 26. Die histologische Analyse bestätigte die Transplantation menschlicher Zellen, die mit dieser Methode bei allen überlebenden Tieren verabreicht wurden (Abbildung 1E). Bei einem Tier kam es während der Zellinjektion zu tödlichen Herzrhythmusstörungen und konnte nicht wiederbelebt werden. Bei einem anderen trat während des Verschlusses und der anhaltenden Anwendung von Überdruck auf die Atemwege eine pulslose elektrische Aktivität auf und konnte nicht wiederhergestellt werden. Ein drittes Tier erbrach sich und erlitt bei der Extubation einen Atemstillstand. Dieses Tier konnte nicht wiederbelebt werden.
Bei zwei Tieren traten schwere Komplikationen auf, konnten aber geborgen werden. Ein Tier entwickelte während der intramyokardialen Injektion Kammerflimmern und konnte mit internen Defibrillationspaddeln und Herzmassage wiederbelebt werden. Das zweite Tier erbrach sich bei der Extubation und erlitt einen kurzen Atemstillstand, konnte aber schnell wieder intubiert werden und erholte sich gut. Alle diese Ereignisse traten während der frühen Experimente auf, wobei die unerwünschten Ereignisse mit zunehmender Erfahrung des Teams mit dem Protokoll zunahmen (Tabelle 1).
Implantation der osmotischen Minipumpe der Jugularvene Es wurden keine Mortalität oder größere Komplikationen mit der Implantation einer jugularosmotischen Minipumpe in Verbindung gebracht. Bei den meisten der sieben Tiere kam es innerhalb der ersten 24 Stunden zu einer leichten Schwellung an der Operationsstelle, die sich ohne Intervention zurückbildete. Ein ELISA, der am Tag 3 nach der Implantation nach der Pumpe am Serum durchgeführt wurde, zeigte die Wirksamkeit der Pumpe und erreichte im Vergleich zu Kontrollen eine signifikante Blutkonzentration des Thrombozyten-abgeleiteten Wachstumsfaktors AB human (PDGF-AB) im Blut7 (Abbildung 2E).
Perkutane transendokardiale Injektion Insgesamt erhielten 22 Tiere endokardiale Injektionen. Von diesen Injektionen wurden 17 als "erfolgreich" eingestuft, was durch Fluoreszenz- oder Tintenfärbung bestimmt wurde, die postmortal im Zielgewebe beobachtet wurde (Abbildung 3B). Es gab keine Todesfälle im Zusammenhang mit diesem Verfahren. Ein Tier entwickelte einen kleinvolumigen Perikarderguss durch rechtsventrikuläre Perforation. Dies war selbstlimitierend und führte nicht zu einer kardiovaskulären Beeinträchtigung. Dasselbe Tier starb; Dies war jedoch von einem nicht verwandten zusätzlichen Eingriff nach der intramyokardialen Injektion herrührend.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> Abbildung 1: Die transepikardiale Kardiomyozyten-Injektion ermöglicht eine direkte kardiale Visualisierung und erreicht einen hohen Anteil an lebensfähigen Zellen, die dem Myokard zugeführt werden. (A) Die Herzspitze wird durch eine angefeuchtete Mullschlinge freigelegt, die unter der Basis des Herzens geführt wird. (B) Ein epikardialer Mapping-Katheter grenzt Narben- und Randzonen ab und markiert die Injektionsstellen. (C) Eine 31-G-Nadel wird verwendet, um Zellen transepikardial in das Myokard zu injizieren. (D) Epikardiale Spannungskarte mit Annotation der Injektionsstelle. Violett: normale Spannung, gesundes Myokard; Rot: abnorme Spannung, erkranktes Myokard; Graue Punkte: Injektionsstellen. Nach der Opferung wird das Herz entnommen und für die nachgelagerte histologische Beurteilung mit Formalin fixiert. In (E) werden transplantierte menschliche Zellen durch Immunfärbung für den humanen antinukleären Antikörper Ku80 und einen Anti-GFP-Antikörper nachgewiesen. Maßstabsleiste = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> Abbildung 2: Das Einsetzen einer Jugularvenen-Minipumpe bietet eine sichere und zuverlässige Methode der PDGF-Verabreichung über einen Zeitraum von 7 Tagen . (A) Die rechte Halsvene wird freigelegt und das Weichgewebe wird aus dem Gefäß entfernt. (B) Gefäßbänder verschließen das Gefäß, während eine 14-G-Nadel verwendet wird, um eine Punktion vorzunehmen, durch die der Minipumpenschlauch gefädelt wird. (C) Der Minipumpenschlauch wird in die Vene vorgeschoben, und der Minipumpenkörper ist an angrenzendem Weichgewebe befestigt. (D) Der Minipumpenkörper und die Schläuche vor der Implantation. (E) Die Serumkonzentration des rekombinanten Proteins, das über die Minipumpe und den PDGF-AB abgegeben wurde, wurde bei jedem Tier am Tag 3 nach der Implantation mittels ELISA gemessen. Es wurde gezeigt, dass Tiere, die PDGF-AB erhielten, eine signifikant höhere Blutkonzentration von PDGF-AB aufwiesen als Kontrolltiere, was die Wirksamkeit der osmotischen Minipumpen-Verabreichungsmethode bestätigt. **bezeichnet einen statistisch signifikanten Unterschied zwischen den Gruppen (p = 0,005, Mann-Whitney-U-Test) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> Abbildung 3: Die transendokardiale intramyokardiale Injektion ermöglicht eine minimal-invasive Methode zur Verabreichung von Therapeutika. (A) Ein rechtsvorderes schräges fluoroskopisches Bild, das den Injektionskatheter (weißer Pfeil) zeigt, der Kontrastmittel (gelber Pfeil) in das Myokard verabreicht. Die Kontrastmittelinjektion geht der therapeutischen Injektion voraus und folgt ihr, so dass die Nadelplatzierung im Myokard bestätigt werden kann. (B) Der injizierte Vektor exprimierte grün fluoreszierendes Protein (GFP), so dass injiziertes Material bei der Gewebeentnahme fluoreszieren würde, wodurch der Erfolg der Injektion bestätigt wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Transepikardiale Injektion (n = 29)</td>
			<td>Transendokardiale Injektion (n = 22)</td>
			<td>Osmotische Minipumpe (n = 7)</td>
		</tr><tr><td>Sterblichkeit</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Postoperatives Erbrechen und Atemstillstand</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Kammerflimmern während der Injektion</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pulslose elektrische Aktivität während des Thoraxverschlusses</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Morbidität</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pneumothorax</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pleuraerguss</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Perforation der Herzkammer</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Blutung</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Liste der Komplikationen.

Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Weibliche Landrassenschweine erhielten die Behandlung entweder: (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) kathetergestützte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über die osmotische Minipumpe der Jugularvene.

Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

Das Protokoll beschreibt drei reproduzierbare Techniken zur Verabreichung von kardioaktiven Medikamenten an Schweine. Es ist von großem Interesse für translationale Wissenschaftler, die neue biologische Ansätze für die Herzreparatur nach Myokardinfarkt verfolgen. In diesem Video wird die Verabreichung von Medikamenten durch intramyokardiale Injektion nach chirurgischer Exposition des Herzens demonstriert.Diese Technik ermöglicht eine genaue Verabreichung des Arzneimittels unter direkter Sicht und ist mit einer hohen lokalen Retention des abgegebenen Produkts verbunden. Heute wird Juntang Lu, ein Tierarzt aus unserem Labor, mit mir das Verfahren vorführen. Ihm zur Seite stehen Dr. Alan Marcus, Tierarzt für Anästhesie, Dr. Sally Kim, Samuel Turnbull und Mr.Vu Tran.Beginnen Sie die Thorakotomie und die Injektion von Epikardzellen mit der Verabreichung von intravenösen prophylaktischen Antibiotika und setzen Sie diese während des gesamten Eingriffs alle 90 Minuten fort. Positionieren Sie das Tier in der richtigen seitlichen Liegeposition und tragen Sie ein Fentanylpflaster mit 100 Mikrogramm pro Stunde auf die flache Ebene hinter den Ohren des Schweins auf. Decken Sie es mit einem Klebeverband oder einer 2-0-Naht ab.Richten Sie das elektroanatomische Mapping-System, die Verkabelung und die Patches gemäß den Produktspezifikationen ein. Bevor Sie eine 10 Zentimeter lange horizontale Linie zwischen den Rippen vier und fünf auf dem Tier markieren. Bereiten Sie eine Mischung aus Lidocain und Bupivacain in einer Spritze mit einer 25-Gauge-Nadel vor und führen Sie das kutane Leitungsblockverfahren an einer aseptisch vorbereiteten Operationsstelle durch, wie im Manuskript beschrieben.Nachdem Sie das Tier drapiert haben, machen Sie mit einem Skalpell mit der Nummer 22 einen 10 Zentimeter langen Hautschnitt entlang der markierten Linie. Mit monopolarem Kauter vertiefen Sie den Schnitt durch die darunter liegenden Muskelschichten, bis die Interkostalmuskulatur erreicht ist. Bereiten Sie eine sterile Spritze mit Bupivacain und Lignocain vor.Befestigen Sie eine 25-Gauge-Nadel und führen Sie die Nadel am kaudalen Rand der vierten Rippe ein. Injizieren Sie langsam ein Viertel des Volumens der Spritze, ohne die Nadel durch die Interkostalvene oder Arterie zu führen. Wiederholen Sie dies an drei weiteren Stellen entlang des kaudalen Randes der vierten Rippe.Nach Bestätigung durch den Anästhesisten schneiden Sie die Zwischenrippenmuskulatur vorsichtig mit der Metzenbaumschere ein. Stellen Sie sicher, dass Sie das Beatmungsgerät ausschalten und das Brustfell einschneiden. Nachdem der Schnitt gemacht wurde, schalten Sie das Beatmungsgerät wieder ein und stellen Sie den positiven und exspiratorischen Druck auf vier Zentimeter Wasser ein.Platzieren Sie die selbsthaltenden Rippenretraktoren zwischen den Rippen und öffnen Sie sie langsam, um das Herz freizulegen. Fassen Sie mit einer Gewebezange vorsichtig das Perikard und schneiden Sie mit einer Metzenbaumschere ein, um das Herz nach außen zu zeigen. Platzieren Sie provisorische 2-0-Stay-Nähte an beiden Enden und Seiten des Perikardschnitts, um ihn an der Brustwand zu fixieren.Erstellen Sie eine Perikardvertiefung und stellen Sie sicher, dass die Seiten des Perikards gestützt werden, um die Perikardvertiefung so flach wie möglich zu machen. Wenn Sie fertig sind, verpacken Sie die Region, die das Herz umgibt, mit angefeuchteten Tupfern oder Laparotomieschwämmen, um das Austrocknen des freiliegenden Gewebes zu verhindern. Als nächstes führen Sie die Spitze des Herzens aus der Perikardhöhle mit einem Zeigefinger hinter dem linken Ventrikel ein.Achten Sie darauf, die linksventrikuläre Kompression zu minimieren. Bringen Sie das Herz sofort wieder in die Perikardhöhle zurück und ergreifen Sie die notwendigen Schritte zur Verbesserung der hämodynamischen Parameter, bevor es zu einer weiteren Luxation kommt. Verwenden Sie einen elektrophysiologischen Mapping-Katheter und erstellen Sie ein elektroanatomisches Spannungsmapping der linksventrikulären Epikardoberfläche.Identifizieren Sie Narben-, Grenz- und Remote-Zonen durch Standard-Spannungsabschaltungen. Biegen Sie die Nadel der 27-Gauge-Spritze zur therapeutischen Verabreichung in einem Winkel von etwa 80 bis 90 Grad und schieben Sie die Nadel in einem flachen Winkel in das Zielgewebe vor. Üben Sie Druck auf den Spritzenkolben aus, um ein Viertel bis ein Drittel des Gesamtvolumens abzugeben.Kommentieren Sie die Lage der Injektionsstelle auf der generierten epikardialen Spannungskarte mit dem elektrophysiologischen Mapping-Katheter. Ziehen Sie die Nadel teilweise zurück, leiten Sie sie innerhalb des Myokards um und entleeren Sie ein Viertel bis ein Drittel des Volumens der Spritze. Wiederholen Sie dies, um die gewünschte Dosis zu verabreichen.Entfernen Sie als Nächstes die Tupfer, die das Herz lösen, und entfernen Sie vorsichtig die Schlinge unter dem Herzen, damit sie wieder in ihre neutrale Position zurückkehrt. Entfernen Sie die 2-0-Stay-Nähte aus dem Perikard, bevor Sie sich entspannen und den Retraktor aus dem Thorax entfernen. Verschließen Sie den Thorax, indem Sie Polydioxanon-Nähte (PDS) der Größe eins mit einer runden Nadel mit stumpfer Spitze durch die Zwischenräume zwischen den Rippen drei und vier sowie den Rippen fünf und sechs platzieren.Führen Sie einen kurzen Silikonschlauch in den ventralen Rand des Schnittes ein, bevor Sie die rippenannähernden Nähte festziehen und abbinden. Legen Sie das freie Ende des Schlauchs in eine Schüssel mit steriler Kochsalzlösung, um die Pleurahöhle unter Wasser zu entwässern. Um die freie Luft aus dem Thorax auszustoßen, schalten Sie das Beatmungsgerät auf die Einstellung der freien Atmung.Verwenden Sie den Reservoirbeutel am Rückatmungskreislauf, um einen gleichmäßigen Überdruck auf die Atemwege auszuüben, und setzen Sie diesen Druck fort, bis in der Kochsalzschale keine Blasenbildung mehr zu beobachten ist. Entfernen Sie dann den Silikonschlauch. Schließen Sie dann die darüber liegenden Muskelschichten im einfachen kontinuierlichen Muster mit 2-0 resorbierbaren Nähten und schließen Sie die Haut in einem einfachen kontinuierlichen Muster mit einer 2-0 oder 3-0 nicht resorbierbaren Naht.Tragen Sie abschließend einen Klebeverband auf die Operationsstelle auf und platzieren Sie vereinzelte, einfache unterbrochene Nähte, um den Verband an Ort und Stelle zu halten. Von 29 Tieren, die sich einer Thorakotomie und Epikardialinjektion unterzogen hatten, überlebten 26. Die histologische Analyse bestätigte, dass die humane Zelltransplantation bei allen überlebenden Tieren erfolgreich war.Ein sorgfältiger und schonender Umgang mit dem Herzen durch den Chirurgen sowie eine strenge Einhaltung der hämodynamischen Parameter durch den Anästhesisten sind entscheidend, um die Sicherheit dieses Verfahrens zu gewährleisten. Die Verwendung von Vasopressoren kann erforderlich sein, um eine vorübergehende hämodynamische Instabilität zu korrigieren. Dieses reproduzierbare Protokoll ermöglicht eine zuverlässige intramyokardiale Verabreichung von Medikamenten und kann an individuelle Studiendesigns angepasst werden.

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Forschung

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Medicine

Medizin

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