Name: Generierung eines künstlichen Dezidualisierungsmodells der Maus mit Ovariektomie für die Endometrium-Dezidualisierungsforschung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 38 s
Description: Erfahren Sie die Erzeugung eines künstlichen Dezidualisierungsmodells bei ovariectomierten Mäusen für die Endometriumforschung. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zu hormonellen Einflüssen und Fehlgeburten.

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Die Autoren bedanken sich für die Unterstützung durch die National Nature Science Foundation of China (82001629, XQS), das Youth Program of Natural Science Foundation of Jiangsu Province (BK20200116, XQS) und die Postdoctoral Research Funding der Provinz Jiangsu (2021K277B, XQS).

Alle beschriebenen Tierversuche wurden vom Komitee für die Verwendung und Pflege von Tieren (Nr. 20171202) des Affiliated Drum Tower Hospital der Nanjing University Medical School genehmigt. Alle Vorgänge folgen den entsprechenden Richtlinien der Tierpflege- und -verwendungsbehörde sowie der nationalen Richtlinien.
HINWEIS: Die Mäuse wurden in einer spezifischen, pathogenfreien Umgebung (SPF) mit einer Temperatur von 22 °C ± 1 °C, einer relativen Luftfeuchtigkeit von 50 % ± 1 %, einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12 h/12 h und freiem Zugang zu Futter und Wasser aufgezogen.
1. Ovarektomie der Maus
<ol><li>Sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente 1 Tag vor der Operation mit einem Hochtemperatur- und Hochdrucksterilisator.</li>
	<li>Wiegen Sie 8 Wochen alte C57BL / 6-Mäuse und injizieren Sie intraperitoneal (i.p.) 1% Natrium-Pentobarbital entsprechend, um die Mäuse zu betäuben. Die verwendete Dosis beträgt 40 mg/kg17. Diese Dosis bietet 40-60 Minuten Sedierung, was den Anforderungen einer Ovariektomie entspricht. Für die präoperative Analgesie injizieren Sie Mäusen 5 mg/kg Meloxicam (s.c.). HINWEIS: Eine erfolgreiche Anästhesie bei Mäusen kann durch das Verschwinden tiefer Muskelreflexe und gleichmäßiger Atmung angezeigt werden. Anzeichen für eine erfolgreiche Anästhesie sind kein Blinzeln beim Berühren des inneren Canthus, kein Schlucken beim Ziehen der Zunge, kein Beinbeugen beim Einklemmen der Haut zwischen den Zehen und kein Hüpfen beim Nadeln des Schwanzes.</li>
	<li>Tragen Sie die schützende Augensalbe auf die Augäpfel auf, um Trockenheit während der Narkose zu vermeiden.</li>
	<li>Starten Sie die Operation, wenn die Mäuse vollständig betäubt sind. Platzieren und fixieren Sie die Mäuse in Bauchlage auf der Operationsfläche und rasieren Sie die Haare auf dem Rücken, nachdem Sie sie mit Seifenwasser benetzt haben. Desinfizieren Sie die Haut nach der Rasur mit 70% Ethanol.</li>
	<li>Die Operationsstelle befindet sich bei 0,5 cm (oder 1,0 cm unterhalb der Rippe) am oberen Rand der Oberschenkelwurzel beider Hinterbeine parallel zur Wirbelsäule (Abbildung 1A). HINWEIS: Eine korrekte Inzisionsstelle ist für eine schnelle Lokalisierung des Eierstocks unerlässlich.</li>
	<li>Nehmen Sie die Inzisionsstelle als Zentrum und desinfizieren Sie den Inzisionsbereich 3x mit Iodophor, dann legen Sie ein chirurgisches Tuch um den Inzisionsbereich.</li>
	<li>Machen Sie mit einer Schere einen Längsschnitt von ca. 0,5-1,0 cm. Schneiden Sie die Faszie ab und trennen Sie die Muskeln passiv mit einer Pinzette.</li>
	<li>Finden Sie ein Stück des weißen Fettpolsters im Inzisionsfeld in der Nähe des unteren Pols der Niere durch die dünne Muskelschicht (Abbildung 1B). HINWEIS: Das weiße Fettpolster ist der offensichtlichste Indikator für die Lage des Eierstocks.</li>
	<li>Klemmen Sie die Fettmasse mit hämostatischen Clips fest und ziehen Sie den vom Fettpolster umwickelten Eierstock aus dem Einschnitt.</li>
	<li>Klemmen Sie die Verbindung von Eierstock und Eileiter mit einer gebogenen Pinzette fest und entfernen Sie den Eierstock entlang des Eierstockstiels mit einer Schere. Stoppen Sie die Blutung mit einem Elektrokoagulationsstift oder einer Nadel einer 1-ml-Spritze, die auf der Alkohollampe erhitzt wird. HINWEIS: Achten Sie darauf, den Eileiter zu erhalten, der das anatomische Wahrzeichen für die anschließende Injektion von Sesamöl in die Gebärmutterhörner ist.</li>
	<li>Spülen Sie den chirurgischen Schnitt mit normaler Kochsalzlösung ab, um eine Anhaftung des Gewebes zu verhindern, verwenden Sie eine 4-0-Naht, um den Muskel bzw. die Haut zu nähen, und desinfizieren Sie den chirurgischen Schnitt erneut mit Jodophor.</li>
	<li>Setzen Sie die Mäuse in Bauchlage in den Käfig und reanimieren Sie sie in einem 25 °C warmen Inkubator, der mit einer Lichtquelle und einem Belüftungssystem ausgestattet ist, für ca. 2 h.</li>
	<li>Achten Sie nach der Operation auf die Mäuse, setzen Sie sie allein wieder an den ursprünglichen Futterplatz, bis sie sich vollständig erholt haben, und geben Sie ihnen genügend Wasser und Futter.</li>
</ol>2. Postoperative Ruhe und Östrogen- und Progesteronformulierung
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass die Mäuse nach der Ovariektomie 2 Wochen lang ruhen.</li>
	<li>In einem ultrasauberen Schrank Östrogen (2 ng/μl) und Progesteron (0,2 ng/μl) in Sesamöl in RNA-enzymfreien Zentrifugenröhrchen geben.</li>
	<li>Stellen Sie die Zentrifugenröhrchen in ein thermostatisches Wasserbad bei 37 °C und schütteln Sie die Röhrchen kontinuierlich, um die Auflösung zu beschleunigen.</li>
	<li>Teilen Sie die Sesamöllösung nach vollständiger Auflösung zur bequemen Verwendung in 100 μl Aliqouts auf. Lagern Sie die vorbereiteten Östrogen- und Progesteronlösungen im Kühlschrank bei 4 °C.</li>
</ol>3. Induziertes künstliches Dezidualisierungsmodell
<ol><li>Subkutan (s.c.) injizieren Sie 3 Tage lang 100 ng Östrogen in 50 μl Sesamöl in jede Maus, gefolgt von 2 Ruhetagen15. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Östrogen und Progesteron formuliert und an verschiedenen Stellen platziert wurden. Jede Kontamination von Östrogen durch Progesteron kann zum Versagen führen.</li>
	<li>Injizieren Sie (s.c.) 1 mg Progesteron und 10 ng Östrogen in 50 μl Sesamöl für weitere 3 Tage in jede Maus15.</li>
	<li>Betreiben Sie die Mäuse, um das künstliche Dezidualisierungsmodell15 6 h nach der dritten kombinierten Östrogen-Progesteron-Injektion zu induzieren.</li>
	<li>Suchen Sie das Uterushorn am unteren Ende der Eileiter und injizieren Sie 20 μl Sesamöl langsam zusammen mit dem Uterushorn, schieben Sie das Gewebe zurück, nähen Sie den Schnitt und lassen Sie die Maus sich erholen. Der Operationsansatz ist derselbe wie bei der Ovarektomieder Maus 15. HINWEIS: Fahren Sie mit der zweiten Operation nur im Falle einer erfolgreichen Ovarektomie fort (Hautschnitt ist gut verheilt, der Eierstock ist vollständig herausgeschnitten und das verbleibende Ende des Eileiters haftet nicht am umgebenden Gewebe). HINWEIS: Für die Induktion des AD-Modells sind 20 μl Sesamöl geeignet; mehr als 20 μl Sesamöl dringen leicht in die andere Seite ein.</li>
	<li>Injizieren Sie 50 μl Sesamöl mit 1 mg Progesteron und 10 ng Östrogen (H.) für weitere 4 Tage. Siehe Details in Abbildung 215,18.</li>
</ol>4. Probenentnahme
<ol><li>Euthanasieren Sie die Mäuse (n = 6) durch Kohlendioxid-Erstickung und sammeln Sie die Uteri. Beobachten Sie die Form der beidseitigen Uteri, machen Sie Fotos und wiegen Sie die Gebärmutterhörner (Abbildung 3A, B).</li>
	<li>Fixieren Sie 3-5 mm des Gebärmuttergewebes mit 10% Formalin, betten Sie es in Paraffin ein und schneiden Sie sie. Färben Sie die Schnitte mit Hämatoxylin und Eosin, um die morphologischen Veränderungen zu beobachten19 (Abbildung 4A).</li>
	<li>Weitere 3-5 mm des Gebärmuttergewebes in eine optimale Schnitttemperaturmischung (OCT) einbetten, in flüssigem Stickstoff einfrieren und in einem Kühlschrank bei −80 °C lagern. Gefrorener Schnitt des Gewebes auf 10 μm und Nachweis der alkalischen Phosphataseaktivität im Uterusgewebe durch die Azo-Kopplungsmethode20 (Abbildung 4B). HINWEIS: Zufriedenstellende Ergebnisse können mit gefrorenen Schnitten erzielt werden, um den ALP-Gehalt zu erkennen, nicht mit Paraffinschnitten.</li>
	<li>Extrahieren Sie die Gesamt-RNAs des Uterus mit Trizol-Reagenz und führen Sie eine quantitative Echtzeit-PCR (qPCR) auf einem Echtzeit-PCR-System (Materialtabelle) mit qPCR-Mastermix (Materialtabelle) durch, um die relative mRNA-Expression von Mitglied der Prolaktinfamilie 8 der Unterfamilie 2 (Prl8a2), der alkalischen Phosphatase Leber/Knochen/Niere (Alpl) und des insulinähnlichen Wachstumsfaktor-bindenden Proteins 1 (Igfbp1)15 durch Normalisierung auf 18S-mRNA-Spiegel nachzuweisen (Abbildung 4C-E ). Befolgen Sie die PCR-Bedingungen: Stufe 1, 95 °C für 30 s; Stufe 2, 95 °C für 10 s und 60 °C für 30 s; Wiederholen Sie den Zyklus 40x. Eine vollständige Liste der Primersequenzen ist in Tabelle 1 enthalten.</li>
	<li>Analysieren Sie qPCR-Daten mit der 2-ΔΔCT-Methode und einer t-Test-Methode zur statistischen Analyse in der entsprechenden Software. In dieser Studie wurde p < 0,05 als statistisch signifikant angesehen.</li>
</ol>

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<li>Filant, J., Spencer, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endometrial+glands+are+essential+for+blastocyst+implantation+and+decidualization+in+the+mouse+uterus%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+of+Reproduction%22%5BJournal%5D)">Endometrial glands are essential for blastocyst implantation and decidualization in the mouse uterus.</a> Biology of Reproduction. 88 (4), 93(2013).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die Dezidualisierung bei Mäusen ist ein spontaner Prozess, der von der Anwesenheit von Embryonen abhängt, die sich vom Menschen unterscheiden. Es wurde jedoch festgestellt, dass künstliche Stimulation wie die Injektion von Glasperlen in die Gebärmutter und die Verletzung der Gebärmutter eine Dezidualisierung des Endometriums anstelle von Embryonen induzieren kann. Darüber hinaus fanden die Forscher heraus, dass viele Faktoren eine Dezidualisierung induzieren oder an der Dezidualisierung teilnehmen können, wie z. B. die I...

Mit der Entwicklung der humanassistierten Reproduktionstechnologie hat die derzeitige klinische Schwangerschaftsrate der In-vitro-Fertilisation-Embryotransfer (IVF-ET) die der natürlichen Schwangerschaft erreicht oder sogar übertroffen. Trotzdem werden viele Patientinnen in der klinischen Praxis der assistierten Reproduktion immer noch mehreren Embryotransfers unterzogen, erreichen jedoch nicht die gewünschte Schwangerschaft. Sein spezifischer molekularer Mechanismus ist jedoch noch unklar, so dass klinische Interventionen unwirksam sind, was eine der größten Herausforderungen für die Reproduktionsmedizin darstellt 1,2.
Endometriumfaktoren machen etwa zwei Drittel der Ursachen für das Versagen der IVF aus3. Die Einnistung des menschlichen Embryos ist in drei Phasen unterteilt: Positionierung, Adhäsion und Invasion 4,5,6. Das mütterliche Endometrium erfährt eine Reihe von Veränderungen, um der Ankunft des Embryos gerecht zu werden. Die Bildung einer "Fensterperiode" bietet günstige Bedingungen für die Einnistung des Embryos 7,8.
Bei den meisten Säugetieren beginnen sich die Stromazellen, die die Blastozyste umgeben, schnell zu vermehren und zu differenzieren, nachdem die Blastozyste am luminalen Epithel der Gebärmutter haftet, und der schnelle Umbau des Mesenchyms verändert seine Form und Funktion, was zur Einnistung des Embryos führt 5,9,10. Die rasche Zunahme des Stellenvolumens und des Gewichts ermöglicht es der Blastozyste, in das Uterusstroma eingebettet zu werden, ein Prozess, der als Dezidualisierungbekannt ist 11. Das endometriale Stroma differenziert und rekonstruiert sich in Vorbereitung auf die Schwangerschaft, während der Übergang der Stromazellen Raum und neue Signalverbindungen für Dezidualzellen bietet, um ihre Funktionen zu erfüllen12,13. Stromazellen wandeln sich in Dezidualzellen um und sezernieren viele ikonische Faktoren wie Prolaktin (PRL), insulinähnliches Wachstumsfaktor-bindendes Protein 1 (Igfbp1) und so weiter. Studien haben gezeigt, dass eine abnorme Dezidualisierung einer der Hauptgründe für das Versagen der Embryonenimplantation ist, aber die Ursache der abnormalen Dezidualisierung ist noch unklar und muss weiter aufgeklärt werden 1,14.
Das künstliche Dezidualisierungsmodell der Maus ist unerlässlich für die Untersuchung des physiologischen Prozesses und der molekularen Mechanismen, die der Dezidualisierung zugrunde liegen. Künstliche Dezidualisierung (AD) bezieht sich hauptsächlich auf den Prozess der Endometrium-Dezidualisierung, der durch künstliche Methoden zur Simulation einer Schwangerschaft oder des Menstruationszyklus etabliert wird. In Bezug auf die Morphologie gibt es insgesamt kaum einen Unterschied zwischen Schwangerschaftsdezidualisierung und künstlicher Dezidualisierung15,16. Die Uterusdrüsen existieren im Endometrium, bevor sich Decidua bilden und verschwinden nach der Dezidualisierung. In Bezug auf die Genexpression wird nur ein geringer Unterschied zwischen der natürlichen Schwangerschaftsdezidualisierung (NPD) und AD15 festgestellt. Folglich kann das künstliche Dezidualisierungsmodell in Mäusen die Dezidualisierung der Schwangerschaft simulieren, um die unbekannte Pathogenese und neue Behandlung menschlicher Fortpflanzungskrankheiten zu erforschen.
NPD, AD und In-vitro-Dezidualisierung (IVD) sind drei Methoden, um eine Maus-Dezidualisierung zu erreichen. Das NPD-Modell hängt von der natürlichen Schwangerschaft ab und kommt dem physiologischen Zustand der Mutter, einschließlich der Auswirkungen von Embryonen, am nächsten. Der Vergleich der Unterschiede zwischen Implantations- und Nicht-Implantationsstellen ist ein physiologischerer und bequemerer Ansatz zur Untersuchung der Dezidualisierung. Das AD-Modell wurde entwickelt, indem eine intrauterine Injektion von Sesamöl als Stimulans verwendet wurde, um eine Dezidualisierung bei einer pseudoschwangeren weiblichen Maus zu induzieren, die mit vasektomierten Männchen gepaart war, um die Auswirkungen von Embryonen zu vermeiden. Sowohl NPD- als auch AD-Modelle spielen eine wesentliche Rolle bei verschiedenen Forschungszwecken, aber sie können Paarungsfehler und Unterschiede innerhalb der Gruppe, die durch die unterschiedlichen Aktivitäten des mütterlichen Hormonstoffwechsels verursacht werden, nicht vermeiden. IVD ist eine Methode, die von der Behandlung von kombiniertem Östrogen und Progesteron auf zellulärer Ebene abhängt und strengere experimentelle Bedingungen und Operationsfähigkeiten erfordert. Das In-vitro-Modell kann die Dezidualantwort jedoch unter physiologischen Bedingungen nicht vollständig simulieren15. Daher schlagen wir eine einfache und verbesserte Induktionsmethode vor, die von der traditionellen AD modifiziert wurde, um die Wirkung endogener Hormone auf die Dezidualisierung zu reduzieren. Basierend auf der Sicherstellung des Erfolgs der Dezidualisierungsinduktion ist es näher am physiologischen Zustand und eignet sich besser für Experimente, bei denen Embryofaktoren ausgeschlossen werden müssen.

<table><tbody><tr><td>Östrogen</td><td>Sigma</td><td>E2758</td><td>Hormonergänzung</td></tr><tr><td>Progesteron</td><td>Sigma</td><td>P0130</td><td>Hormonergänzung</td></tr><tr><td>Sesamöl&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>S3547</td><td>Hormonergänzung</td></tr><tr><td>Natrium-Pentobarbital&nbsp;</td><td>Verifizierter Lieferant - Dainippon Sumitomo Pharma Co.,Ltd.</td><td></td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Meloxicam Injektion</td><td>Qilu Animal Health Products Co., Ltd</td><td></td><td>Analgesie</td></tr><tr><td>Alkalisches Phophatase Färbekit (Kaplow's/Azo-Kopplungsmethode)</td><td>Solarbio</td><td>G1480</td><td>Alkalische Phophatase Färbung</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Servicebio</td><td>G1005-2</td><td>HE Färbung</td></tr><tr><td>Hämatoxylin</td><td>Servicebio</td><td>G1005-1</td><td>HE</td></tr><tr><td>Färbung ChamQ Universal SYBR qPCR Master Mix</td><td>Vazyme</td><td>Q711-02</td><td>qPCR</td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td>Lircon</td><td>ZH1120090</td><td>Desinfektion</td></tr><tr><td>Iodophor</td><td>Runzekang</td><td>RZK-DF</td><td>Desinfektion</td></tr><tr><td>Erythromycin Augensalbe</td><td>Guangzhou Baiyunshan</td><td></td><td>Mäuse Augapfel schützen</td></tr><tr><td>4-0 Naht</td><td>Ethicon</td><td>W329</td><td>Schnittnaht</td></tr><tr><td>10% Formalin</td><td>Yulu</td><td>L25010118</td><td>Tissue fix</td></tr><tr><td>Verbindung mit optimaler Schnitttemperatur</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>Ssection</td></tr><tr><td>Trizol Reagenz</td><td>Ambion</td><td>15596018</td><td>qPCR</td></tr></tbody></table>

generierung eines künstlichen dezidualisierungsmodells der maus mit ovariektomie für die endometrium-dezidualisierungsforschung

Generation of a Mouse Artificial Decidualization Model with Ovariectomy for Endometrial Decidualization Research

Die Endometriumdezidualisierung ist ein einzigartiger Differenzierungsprozess des Endometriums, der eng mit Menstruation und Schwangerschaft zusammenhängt. Eine Beeinträchtigung der Dezidualisierung führt zu verschiedenen Endometriumstörungen wie Unfruchtbarkeit, wiederholten Fehlgeburten und Frühgeburten. Die Entwicklung und Anwendung des Endometriumdezidualisierungsmodells in Reproduktionsstudien ist seit langem ein Highlight für Reproduktionsforscher. Die Maus wurde ausgiebig bei der Untersuchung der Reproduktion und Dezidualisierung eingesetzt. Es gibt drei gut etablierte Mausmodelle zur Dezidualisierung, nämlich die natürliche Schwangerschaftsdezidualisierung (NPD), die künstliche Dezidualisierung (AD) und die In-vitro-Dezidualisierung (IVD). Unter ihnen gilt AD als zuverlässiges Modell für die Dezidualisierung von Mäusen, das einfach zu implementieren und nahe an NPD ist. Diese Arbeit konzentriert sich auf eine modifizierte Methode des Generierungs- und Anwendungsprozesses des künstlichen Dezidualisierungsmodells der Maus mit Ovarektomie, um ovarielle Effekte zu vermeiden, die mit kleinen Varianzen innerhalb der Gruppe hochreproduzierbare Ergebnisse erzielen können. Diese Methode bietet ein gutes und zuverlässiges Tiermodell für die Untersuchung der Endometriumdezidualisierung.

Die Indizes des Maus-Dezidualisierungsmodells umfassen die allgemeine Morphologie des Uterus, das Massenverhältnis des dezidualisierten und nicht dezidualisierten Uterus, die histologische Morphologie des Endometriums und das Expressionsniveau der Dezidualisierungsmarkermoleküle. Die allgemeine Morphologie des künstlichen dezidualisierten Uterus von Mäusen, die durch Öl induziert werden, ist näher an der des Uterus in der Schwangerschaft. Der Uteruskörper wird dick und die Gebärmutterhöhle wird kleiner als die nicht indu...

Hier beschreiben wir die Methode zur Erzeugung eines künstlichen Dezidualisierungsmodells mit der ovariektomierten Maus, ein klassisches Endometrium-Dezidualisierungsexperiment im Forschungsgebiet der Endometrium-Dezidualisierung.

Generierung eines künstlichen Dezidualisierungsmodells der Maus mit Ovariektomie für die Endometrium-Dezidualisierungsforschung

Endometrial decidualization is a unique differentiation process of the endometrium, closely related to menstruation and pregnancy. Impairment of ...

Eine Beeinträchtigung der Dezentralisierung führt zu Viruserkrankungen des Endometriums, wie z. B. bei Todesfällen, einer wiederkehrenden Fehlgeburt. Diese Methode bietet ein gutes und zuverlässiges Tiermodell für die Untersuchung der Dezentralisierung des Endometriums. Dieses künstliche Dezentralisierungsmodell mit Ovarektomie kann den Einfluss von Angelina auf Hormone vermeiden, die oft sehr reproduzierbare Ergebnisse mit geringfügigen Unterschieden innerhalb der Gruppe erzielen können.Zu Beginn sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente einen Tag vor der Operation mit einem Hochtemperatur- und Hochdrucksterilisator. Tragen Sie die schützende Augensalbe auf die Augäpfel auf, um Trockenheit während der Narkose zu vermeiden. Starten Sie die Operation, wenn die Mäuse vollständig betäubt sind.Platzieren Sie die Mäuse in Bauchlage auf der Operationsfläche und rasieren Sie die Haare auf dem Rücken, nachdem Sie sie mit Seifenwasser benetzt haben. Desinfizieren Sie die Haut mit 70% Ethanol. Die Operationsstelle befindet sich 0,5 Zentimeter am oberen Rand der Oberschenkelwurzel beider Hinterbeine parallel zur Wirbelsäule.Nehmen Sie die Inzisionsstelle als Mitte und desinfizieren Sie den Inzisionsbereich dreimal mit Jodophor. Machen Sie mit einer Schere einen Längsschnitt von etwa 0,5 bis einem Zentimeter. Schneiden Sie die Faszie ab und trennen Sie die Muskeln passiv mit einer Pinzette.Finden Sie ein Stück des weißen Fettpolsters im Schnittfeld in der Nähe des unteren Pols der Niere durch die dünne Muskelschicht. Klemmen Sie die Fettmasse mit hämostatischen Clips fest und ziehen Sie den vom Fettpolster umwickelten Eierstock aus dem Einschnitt. Klemmen Sie die Verbindung von Eierstock und Eileiter mit einer gebogenen Pinzette fest und entfernen Sie den Eierstock entlang des Eierstockstiels mit einer Schere.Stoppen Sie die Blutung mit einem Elektrokoagulationsstift oder einer Nadel einer Ein-Milliliter-Spritze, die auf der Alkohollampe erhitzt wird. Spülen Sie den chirurgischen Schnitt mit normaler Kochsalzlösung ab, um eine Anhaftung des Gewebes zu verhindern. Verwenden Sie eine 4-0-Naht, um den Muskel bzw. die Haut zu säen, und desinfizieren Sie den chirurgischen Schnitt erneut mit Jodophor.Platzieren Sie die Mäuse in Bauchlage im Käfig und reanimieren Sie sie in einem 25 Grad Celsius heißen Inkubator. Ausgestattet mit einer Lichtquelle und einem Belüftungssystem für ca. zwei Stunden. Achten Sie nach der Operation auf die Mäuse.Setzen Sie sie alleine wieder an den ursprünglichen Futterplatz, bis sie sich vollständig erholt haben, und geben Sie ihnen genügend Wasser und Futter. Injizieren Sie subkutan 100 Nanogramm Östrogen in 50 Mikroliter Sesamöl für drei Tage in jede Maus, gefolgt von zwei Tagen Ruhe. Injizieren Sie ein Milligramm Progesteron und 10 Nanogramm Östrogen in 50 Mikroliter Sesamöl für weitere drei Tage in jede Maus.Betreiben Sie die Mäuse, um das künstliche Residualisierungsmodell sechs Stunden nach der dritten kombinierten Östrogen-Progesteron-Injektion zu induzieren. Finden Sie das Uterushorn am unteren Ende der Eileiter und injizieren Sie 20 Mikroliter Sesamöl langsam entlang des Gebärmutterhorns. Schieben Sie das Gewebe zurück, nähen Sie den Schnitt und lassen Sie die Maus sich erholen.Fixieren Sie drei bis fünf Milliliter des Gebärmuttergewebes mit 10%igem Formalin, das in Paraffin eingebettet ist, und schneiden Sie sie. Färben Sie die Schnitte mit Hämatoxylin und Eosin, um die morphologischen Veränderungen zu beobachten. Weitere drei bis fünf Millimeter des Gebärmuttergewebes in optimale Schnitttemperatur einbetten, in flüssigem Stickstoff einfrieren und in einem Gefrierschrank bei minus 80 Grad Celsius lagern.Gefrorener Schnitt des Gewebes in 10 Mikrometern und Nachweis der alkalischen Phosphataseaktivität im Uterusgewebe durch die Azo-Kopplungsmethode. Die allgemeine Morphologie des künstlichen dezentralen Uterus von Mäusen, die durch Öl induziert werden, ist näher an der des Uterus in der Schwangerschaft. Der Uteruskörper wird dick und die Gebärmutterhöhle wird kleiner als die nicht induzierte Seite.Das Volumen und das Gewicht des induzierten Uterushorns sind signifikant höher als das der nicht induzierten Seite. Die Hämatoxylin- und Eosin-Färbung des Uterusgewebes zeigte, dass die Drüsen verschwinden und die Endendometrialstromazellen auf dem induzierten Zerriss in große runde zytoplasmatische und mehrkernige Dezidualzellen mit unklaren Zellgrenzen differenziert werden. Die nicht induzierten Seitenschnitte zeigen die Morphologie des Endometriumgewebes in einem normalen physiologischen Zustand.Das Ergebnis der Azo-Kopplungsmethode zeigte, dass der alkalische Phosphatasegehalt der ölinduzierten Seite signifikant höher war als der der nicht induzierten Seite. Die QPCR-Ergebnisse zeigten, dass die mRNA-Expression von PRL-8-A-2, ALPL und IGFBP-1 im induzierten Horn signifikant höher war als die im nicht induzierten Horn, was darauf hindeutet, dass Öl bei Mäusen eine künstliche Dezentralisierung induzieren kann. Die Homo-Supplementierung ist ein langwieriger Prozess, der besondere Aufmerksamkeit erfordert: Kontamination zwischen Homos, die der Schlüssel zum Erfolg ist.Auf der Grundlage dieses Modells kann eine Uterushorninjektion von Adenovirus durchgeführt werden, die den relevanten Mechanismus spezifischer Moleküle untersuchen kann, die die Residualisierung regulieren.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Eine Beschreibung der chirurgischen Induktion von Endometriose bei Mäusen und Ratten durch auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe auf die arterielle Kaskade der Darm Mesenterium.

Maus-Modell der chirurgisch-induzierten Endometriose durch Auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe

In diesem Video beschreiben wir einen chirurgischen Eingriff, um intakte Eierstöcke aus einem Mausmodell zu gewinnen.

Intakte Eierstockentnahme aus der Maus: Ein chirurgischer Eingriff zur Isolierung des kompletten Eierstocks aus dem Mausmodell

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