Name: Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Erfahren Sie ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus mit modernster aseptischer Technik, Anästhesie und Analgesie. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Transplantationsimmunität und Abstoßungsmechanismen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren bedanken sich bei den hervorragenden Bemühungen der Tierpfleger der University of Western Australia und des Harry Perkins Institute of Medical Research, die mit ihrem Engagement und ihrer Expertise zur Durchführbarkeit und zum Erfolg dieser Operationen beigetragen haben.

<ol><li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li>
<li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homologous+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li>
<li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homotransplantation+of+the+dog+heart%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li>
<li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li>
<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+in+aseptic+rodent+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li>
<li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013).</li>
<li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Das orthotope Herztransplantationsmodell der Maus ist ein robustes präklinisches Modell, das in erster Linie verwendet wird, um die Auswirkungen einer MHC-Fehlanpassung auf das Ausmaß und die Art der immunologischen Abstoßung und in jüngerer Zeit die Auswirkungen der Transplantation auf den Erhalt der im Transplantatgewebe ansässigen Immunität zu untersuchen16. Während wir uns zunächst eng an das Protokoll von Corry et al.7 hielten, haben wir das Protokoll verfeinert, um Be...

Wir verdanken einen großen Teil unseres Verständnisses von Immunologie und Transplantation der Forschung, die auf experimentellen Modellen der Transplantation solider Organe an tierischen Probanden basiert. Seit der Erstbeschreibung der vaskularisierten Herztransplantation bei Säugetieren1 haben solche Modelle zum Wissen in einer Vielzahl von Bereichen beigetragen, darunter die therapeutische Anwendung der Hypothermie2, die Vorteile der Verwendung spezialisierter Nähte3 und Techniken für die Homotransplantation von Lunge und Herz4. Die Entwicklung von kardialen Transplantationsmodellen bei Ratten 5,6 bot aufgrund der Verfügbarkeit verschiedener Zuchtlinien einen breiteren Spielraum für immunologische Experimente. Das wesentlich größere Spektrum an verfügbaren Inzucht- und mutierten Mausstämmen veranlasste Corry et al.7 dazu, eine Technik der heterotopen Herztransplantation von Mäusen zu entwickeln, da diese Bandbreite erhebliche Vorteile für die Transplantationsforschung mit sich bringt. Dieses Modell ist weit verbreitet und hat zu einem besseren Verständnis der Transplantatabstoßung8 und der Therapeutika9 beigetragen. Seit ihrer Erstbeschreibung ist die Technik jedoch weitgehend unverändert geblieben, abgesehen von einigen kleineren technischen Details, wie z. B. Anpassungen der Position der Anastomosenstellen10,11.
Seit der Integration der Technik von Corry et al.7 in unsere Experimente haben wir vielversprechende Bereiche für die Verbesserung des Protokolls identifiziert, nämlich die der aseptischen Technik, der Anästhesie und der Analgesie. Es wurde erwartet, dass sich Verbesserungen in diesen Bereichen positiv auf die Versuchsergebnisse auswirken und den Tierschutz verbessern würden. Dies wurde bereits bei der Anwendung der aseptischen Technik in Kleintieroperationen gezeigt, da sie zur Reduzierung postoperativer Infektionen beiträgt12, was sich nicht nur auf die Morbidität und Mortalität auswirkt, sondern auch Experimente zur Beurteilung der Immunantwort nach einer Transplantation beeinträchtigen kann. Aus Sicht der Anästhesie und Analgetika trägt die Verwendung eines verfeinerten Schemas dazu bei, die Kosten für die Tiere zu senken und das ethische Argument dieses chirurgischen Modells auszugleichen, indem die Schmerzen und das Leiden der Versuchspersonen gelindert werden. Darüber hinaus begrenzen eine angemessene Anästhesie und Analgesie die schmerzassoziierte Stressreaktion, was die Qualität der postoperativen Genesung verbessert und letztendlich die chirurgische Erfolgsrate erhöht13.
Mit dem Ziel, sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse zu verbessern, wurde ein Protokoll mit Anpassungen entwickelt, um diese Lücken zu schließen. Dieses Protokoll wurde von dem ursprünglich von Corry et al.7 beschriebenen Protokoll unter Konsultation eines tierärztlichen Anästhesisten und unter gebührender Berücksichtigung sowohl der Wirkungen als auch der Wirkungsdauer der pharmakologischen Interventionen, die im Anästhesie- und Analgetika-Regime verwendet werden, angepasst. Der Ansatz basierte auf den Prinzipien der ausgewogenen Anästhesie und der multimodalen Analgesie, um eine angemessene perioperative Versorgung zu gewährleisten14. Neben der Anwendung der aseptischen Technik wurden präventiv das Opioid Buprenorphin und das Lokalanästhetikum Bupivacain verabreicht. Die Vollnarkose wurde mit dem Inhalationsanästhetikum Isofluran durchgeführt.

<table><tbody><tr><td>2030 Rycroft Spülkanüle 30 G</td><td>McFarlane</td><td>56005HU</td><td></td></tr><tr><td>Geflochtene chirurgische Seide 7-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bulldog-Klemme gebogen - 35 mm&nbsp;</td><td>Roboz</td><td>RS-7441-5</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacain 0.25%&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Nadelhalter Verschluss gebogen -&nbsp; 145 mm</td><td>Haag-Streit</td><td>11.62.15</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidin 5% Lösung</td><td>Ebos</td><td>JJ61371</td><td></td></tr><tr><td>Applikator mit Wattespitze - 7,5 cm</td><td>Taube</td><td>SN109510</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70% Lösung</td><td>Ebos</td><td>WH130192EE</td><td></td></tr><tr><td>Gaze 5 x 5 cm weiß</td><td>Aero</td><td>AGS50</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&nbsp;</td><td>Pfizer</td><td>7481D</td><td></td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>Wahl</td><td>9860L</td><td></td></tr><tr><td>Heparin 1.000 IE in 1 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iris SuperCut Schere gerade - 11,5 cm&nbsp; &nbsp;</td><td>Inka Chirurgie&nbsp;</td><td>11550.11</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran-Verdampfer</td><td>Darvall</td><td>9176</td><td></td></tr><tr><td>Micro Bulldog-Klemme - 3,7 cm</td><td>Greman</td><td>14119-G</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere gebogen 105 mm&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroporen-OP-Klebeband aus Normalpapier - 2,5 cm breit</td><td>Ebos</td><td>7810L</td><td></td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Schere - gebogene Spitze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monofilament-Polypropylen-Naht - 5/0</td><td>Surgipro</td><td>P-205-X</td><td></td></tr><tr><td>Myweigh i101 Präzisionswaage 100 g x 0,005 g</td><td>Myweigh</td><td>Kit00053</td><td></td></tr><tr><td>Nadel - 30 g x 0,5 Zoll</td><td>BD</td><td>BD304000</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter 15 cm gebogen "superfein"</td><td>Chirurgische Spezialisten</td><td>ST-B-15-8.2</td><td></td></tr><tr><td>Nylene 10/0 x 15 cm auf 3.8 mm 3/8 Kreis Rundkörper-Konus (Durchmesser 0.07mm) CV300</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rundkörper-Nahtzange gebogen 0.3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Rundkörper-Nahtzange gerade 0.3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD280R</td><td></td></tr><tr><td>Federschere mit rundem Griff vannas str/12.5 cm</td><td></td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Federschere-Cvd Sm Klingen</td><td></td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>Stevens Schere stumpf gerade 110 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>OP-Rückwand</td><td></td><td></td><td>Harter laminierter Karton. 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>OP-Abdecktücher</td><td></td><td></td><td>In zwei Größen geschnitten: 25 cm x 25 cm und 25 cm x 40 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spritze - 1 mL</td><td>BD</td><td>592696</td><td></td></tr><tr><td>Spritze - 3 mL</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Zahnzange</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>University of Wisconsin Lösung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warmhaltekissen</td><td></td><td></td><td>Ferninfrarot-Wärmekissen 20 x 25 cm</td></tr><tr><td>Westcott Federschere</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yasargil Clip applier Bajonett</td><td>Aesculap</td><td>FE582K</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil Titan Clip perm 6,6 mm</td><td>Aesculap</td><td>A19FT222T</td><td></td></tr><tr><td>Mouse usage</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strain/SEX/Weight</td><td>Donor</td><td>Recipent</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c, weiblich, 19-23 g</td><td>7</td><td>21</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6, weiblich, 17-20 g</td><td>7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 BALB/c, weiblich, 17-21 g</td><td>5</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ein modifiziertes heterotopes herztransplantationsprotokoll der maus, das den heutigen standards der aseptischen technik, anästhesie und analgesie entspricht

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Die Entwicklung experimenteller Modelle für die Herztransplantation bei Tieren hat zu vielen Fortschritten auf dem Gebiet der Immunologie und der Transplantation solider Organe beigetragen. Während das heterotope vaskularisierte Maus-Herztransplantationsmodell ursprünglich in Studien zur Transplantatabstoßung mit Kombinationen von nicht übereinstimmenden Inzucht-Mausstämmen verwendet wurde, kann der Zugang zu genetisch veränderten Stämmen und therapeutischen Modalitäten wichtige neue präklinische Erkenntnisse liefern. Grundsätzlich hat sich die chirurgische Methodik für diese Technik seit ihrer Entwicklung nicht geändert, insbesondere im Hinblick auf wichtige Faktoren wie aseptische Technik, Anästhesie und Analgesie, die wesentliche Auswirkungen auf die postoperative Morbidität und Mortalität haben. Darüber hinaus wird erwartet, dass Verbesserungen im perioperativen Management sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse verbessern werden. Dieser Artikel berichtet über ein Protokoll, das in Zusammenarbeit mit einem Fachexperten für Veterinäranästhesie entwickelt wurde, und beschreibt die Operationstechnik mit Schwerpunkt auf perioperativem Management. Darüber hinaus diskutieren wir die Auswirkungen dieser Verfeinerungen und geben Details zur Fehlerbehebung bei kritischen chirurgischen Schritten für dieses Verfahren.

Um die Wirksamkeit der Operationstechnik bei der Förderung guter Ergebnisse der Wundheilung und der Genesung der Maus zu bestimmen, wurden in frühen Experimenten im Labor die Überlebenseigenschaften einer Reihe von Herztransplantaten mit unterschiedlicher Immunogenität für den Empfänger bestimmt. Dazu gehörten kongene (n = 5) und syngene (n = 5) Transplantate, die die gleichen MHC-Marker (Major Histocompatibility Complex) wie der Empfänger aufweisen, und Major Mismatch-Transplantate (n = 9), bei denen das Transplantat un...

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Dies ist ein wirtschaftliches und reproduzierbares Modell der Herztransplantation. Es kann sowohl zur Verbesserung der mikrochirurgischen Fähigkeiten als auch zur Verwendung genetisch veränderter Mausstämme als Spender oder Empfänger verwendet werden. Die Technik umfasst im Großen und Ganzen die gesamte Schmerzbehandlung und Anästhesiekomplexität der normalen menschlichen Chirurgie, um die Morbidität nach der Operation zu begrenzen.Dieses Modell ist entscheidend für die Untersuchung der chirurgisch induzierten Immunität, der Auswirkungen von Mismatch auf die Transplantatabstoßung und der Langlebigkeit von Transplantaten. Die allgemeinen chirurgischen Ansätze dieses Modells können in modifizierter Form auf andere Organtransplantationen von Mäusen angewendet werden. Die mikroskopische Skala und die damit verbundenen Zeitbeschränkungen lassen eine geringe Fehlerspanne zu.Der Schlüssel zum Erfolg ist regelmäßiges Üben mit professioneller Betreuung, das spezifisches Feedback zu Problembereichen gibt. Das Verfahren wird von Frau Liu Liu, einer wissenschaftlichen Mitarbeiterin aus meinem Labor, demonstriert. Die chirurgischen Eingriffe werden von Dr. Wen Hua Huang, Frau Jas Kaur und Frau Xiao Zhang unterstützt.Nachdem Sie die Maus betäubt und aus der Induktionskammer genommen haben, entfernen Sie die Haare, indem Sie den Bauchbauch mit einer Haarschneidemaschine gründlich rasieren. Im Fall des Spenders rasieren Sie den Bereich, der sich von den Genitalien bis zum oberen Rand des ventralen Thorax erstreckt. Achten Sie darauf, dass der rasierte Bereich seitlich bis zur Mittelachsellinie reicht.Überwachen Sie die Temperatur, indem Sie eine saubere, geschmierte Rektalsonde in das Rektum des Tieres einführen und sie dann mit Mikroporenband am Operationskarton befestigen. Beurteilen Sie die Narkosetiefe, indem Sie die Reaktionen auf die Stimulation der Pfote oder des Schwanzes durch den Druck einer traumatischen Pinzette, den Lidreflex und den Muskeltonus beobachten. Messen Sie die Atemfrequenz, indem Sie die Bewegung der Brustwand beobachten, während Sie die Atemanstrengung beobachten, um das Tidalvolumen zu beurteilen, und berechnen Sie dann die Atemfrequenz, wie im Manuskript beschrieben.Sobald die Operationsstelle mit sterilen Applikatoren mit Wattestäbchen desinfiziert ist, tragen Sie Chlorhexidin dreimal in kreisenden Bewegungen von der Mitte der Operationsstelle zu den Rändern auf, gefolgt von einer Kombination aus Chlorhexidin und Ethanol im gleichen Muster. Bereiten Sie das Operationsfeld vor, indem Sie sterile OP-Abdeckungen auf beiden Seiten des Operationskartons anbringen, um sterile Instrumente zu platzieren. Nachdem Sie eine kleine ovale Öffnung in das Tuch gemacht haben, platzieren Sie das gefensterte Tuch an der vorgeschlagenen Einschnittstelle.Nachdem Sie das Tier wie zuvor gezeigt vorbereitet haben, tragen Sie Augengleitmittel auf. Injizieren Sie mit einer 29-Gauge-Insulinspritze entlang der geplanten Inzisionsstelle subkutan eine gewichtsabhängige Dosis Bupivacain in den ventralen Abdomen und achten Sie auf eine gerade Linie sichtbarer Bläschen, die das Ausmaß des geplanten Schnitts abdeckt. Verwenden Sie dann eine sterile chirurgische Skalpellklinge, um einen Hautschnitt in der ventralen Mittellinie unter achtfacher Vergrößerung vorzunehmen.Achten Sie darauf, dass die Laparotomie den Unterbauch bis zum Rippenrand überspannt. Und setzen Sie einen Retraktor ein, um das Operationsfeld zu maximieren. Befeuchten Sie das Segment der sterilen Gaze mit erwärmter 0,9%iger Natriumchloridlösung und positionieren Sie es an der oberen Seite der Operationsstelle.Verwenden Sie nun angefeuchtete, sterile Wattestäbchen, um den Darm sanft auszuweiden. Positionieren Sie sie auf dieser Gaze und wickeln Sie die Gaze um die Orgel. Befreien und mobilisieren Sie mit einer Kombination aus Applikatoren mit Wattespitze und einer Rundkörpernahtzange die Bauchschlagader und die untere Hohlvene mit einer stumpfen Dissektionstechnik vom umgebenden Gewebe.Stellen Sie sicher, dass sich der Abstandsbereich zwischen der infrarenalen Seite der Gefäße und über der Bifurkation der Aorta befindet. Nachdem Sie die hinteren Bauchgefäße identifiziert haben, ziehen Sie die Aorta mit einer Pinzette sanft in eine Richtung von der Wirbelsäule weg. Machen Sie auf beiden Seiten dieser Gefäße einen Kanal, indem Sie die gekrümmte Pinzette hinter den Bauchgefäßen führen.Jedes Gefäß wurde identifiziert und in der geplanten Anastomosenzone mobilisiert, wobei Längen aus 10-O-Nylon verwendet wurden, die mit Instrumenten mit einem zusätzlichen Wurf in die Knoten des Chirurgen gebunden wurden. Isolieren Sie die Anastomosenstelle von der Durchblutung, indem Sie eine chirurgische Klemme am Kopf und an den Enden des Bauchgefäßes anbringen. Stellen Sie sicher, dass die Klemmen beide Gefäße in ausreichendem Maße kreuzen, um einen vollständigen Verschluss zu gewährleisten.Verwenden Sie eine Pinzette in der nicht dominanten Hand, um die Aorta zu stabilisieren. Führen Sie eine Aortotomie mit einer 30-Gauge-Nadel an der vorderen Seite der Aorta durch. Verlängern Sie die Aortotomie mit einer mikrochirurgischen Schere mit gerader Spitze.Um eine Adenotomie durchzuführen, verwenden Sie eine gerade Pinzette und üben Sie eine sanfte anteriore Traktion auf die untere Hohlvene an der Stelle aus, die mit der Mitte der Aortotomie übereinstimmt. Verwenden Sie eine gebogene mikrochirurgische Schere, bei der die konkave Seite nach vorne zeigt, um ein Segment der unteren Hohlvene von gleicher Länge wie bei der Aortotomie zu entfernen. Waschen Sie das Innere der geöffneten Gefäße mit heparinisierter Natriumchloridlösung.Legen Sie das Spenderherz in den Bauchraum und achten Sie darauf, dass sich die aufsteigende Aorta direkt neben der abdominalen Aortotomie befindet und das Herz gedreht wird, damit die Pulmonalarterie für die zweite Anastomose durchgezogen werden kann. Platzieren Sie mit 10-O-Nylon eine Stay-Naht zwischen der 12:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Ende des Lumens der aufsteigenden Aorta. Binden Sie eine Pinzette mit gerader Spitze in einem mikrochirurgischen Nadelhalter mit drei aufeinanderfolgenden Würfen eines Chirurgenknotens und schneiden Sie die Enden ab, um etwa zwei Millimeter Naht zu erhalten.Platzieren Sie eine zweite Stay-Naht zwischen der 6:00-Position der Aortotomie und dem entsprechenden Aspekt der aufsteigenden Aorta. Da diese Naht auch als Basis für nachfolgende laufende Nähte dient, lassen Sie mindestens 10 Millimeter des Schwanzes für die endgültige Abbindung übrig. Platzieren Sie eine durchgehend verlaufende Naht aus 10-O-Nylon aufsteigend, um den anatomischen rechten Rand der Aortotomie und den entsprechenden freien Rand der aufsteigenden Aorta entgegenzusetzen.Führen Sie diesen Vorgang sorgfältig durch und verwenden Sie ungefähr vier Würfe für diese Schnur. Führen Sie das freie Ende der Naht um die distale Stegnaht herum, bevor Sie eine zweite durchgehend verlaufende Naht entlang der anatomisch linken Seite platzieren, um die Apposition mit der verbleibenden freien Kante der Aortotomie zu beeinflussen. Binden Sie die Naht mit einem Chirurgenknoten mit zwei zusätzlichen Würfen am Schwanz ab.Platzieren Sie eine Haltenaht zwischen der 12:00-Position der unteren Hohlvene, Venotomie, und dem entsprechenden Ende des Lumens der Pulmonalarterie. Platzieren Sie von diesem Ankerpunkt aus eine durchgehend verlaufende Naht zwischen dem anatomisch verlaufenden linken Rand der Pulmonalarterie und dem entsprechenden Rand der Venotomie. Führen Sie die Nadel durch die 6:00-Position der Venotomie und die entsprechende Extremität des Lumens der Pulmonalarterie.Führen Sie die Nadel aufsteigend durch den verbleibenden freien Rand der Pulmonalarterie und die anatomische rechte Seite der Venotomie. Verwenden Sie für diese Linie durchschnittlich vier Würfe und zeichnen Sie dann die letzten freien Ränder der Pulmonalarterie und der Venotomie zusammen. Binden Sie das freie Ende der Naht an den Anker ab und binden Sie den Chirurgenknoten mit einem Instrument mit zwei zusätzlichen Würfen und schneiden Sie den zusätzlichen Faden ab.Überprüfen Sie die Gefäße auf Verdrehungen, die den Blutfluss beeinträchtigen würden. Positionieren Sie den Gelschaum über der Nahtlinie. Legen Sie zwei Stücke ca. zwei Millimeter Gelschaum um sie herum und formen Sie sie so, dass alle sichtbaren Nahtlinien abgedeckt sind.Lösen Sie die Gefäßklemmen, beginnend mit der Coddle-Klemme und dann mit der Cephalo-Klemme. Da eine geringe Blutung zu erwarten ist, positionieren Sie präventiv Applikatoren mit Wattespitzen über den Anastomosenstellen, um Druck auszuüben. Nachdem Sie die sichtbaren Lecks behoben haben, überprüfen Sie das Herz auf Pulsation.Wenn es fehlt, überprüfen Sie die Herzgefäße auf Verdrehungen, positionieren Sie dann den Darm über und um das Herz herum und befeuchten Sie die Bauchhöhle mit erwärmter Natriumchloridlösung, wenn sie trocken erscheint. Bei der kontinuierlichen ununterbrochenen Technik wird die Bauchhöhle mit nicht resorbierbarem 6-O-Prolen-Monofilament verschlossen, indem zuerst die Muskelschicht und dann die Haut vernäht werden. Sobald der Empfänger aus dem Operationskarton und aus dem Anästhetikum entfernt wurde, verabreichen Sie einen Milliliter warme Kochsalzlösung subkutan und legen Sie den Empfänger in einen vorbereiteten Käfig mit Erwärmung zur Beobachtung gemäß den postoperativen Genesungsprotokollen.Eine vollständige Genesung und Akzeptanz wurde bei syngenen und kongenen heterotopen Mausherztransplantationen für 100 Tage nach der Operation beobachtet. Eine rasche Abstoßung wurde jedoch bereits sieben Tage nach der Operation bei größeren nicht übereinstimmenden heterotopen Mausherztransplantationen beobachtet. Bei Anastomosen müssen Sie darauf achten, wo sich Ihre Naht im Operationsfeld befindet.Andernfalls kann es zu kritischen Schäden an Strukturen oder zu Verwicklungen der Naht kommen. Diese mikrochirurgischen Techniken der Dissektion und Anastomose sind sehr gut auf andere chirurgische Modelle von Kleinsäugern anwendbar, einschließlich heterotoper Nieren- und orthotoper Lebertransplantation, und ermöglichen es Forschern, die Abstoßung von Transplantaten zu untersuchen.

a-modified-murine-heterotopic-heart-transplant-protocol-matching

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Es wird eine Technik für das mikrochirurgische Verfahren zur heterotopen Transplantation von Herzen bei Mäusen demonstriert, einschließlich vereinfachter Methoden für die Spenderentnahme und die Anastomose der Empfängergefäße.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Wir führen einen inneren Röhrenansatz zur Manschettentechnik für die heterotopische Herztransplantation der Maus ein, um das Gefäß über die Manschette zu bringen. Wir stellten fest, dass die Zusammenarbeit zwischen zwei erfahrenen Chirurgen die Operationszeit deutlich verkürzt.

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

Wir präsentieren ein Protokoll für die Verwendung eines normothermen ex vivo sanguinösen Perfusionssystems für die Abgabe von Therapeutika an ein ganzes kardiales Allotransplantat in einem porcinen heterotopen Herztransplantationsmodell.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus mit modernster aseptischer Technik, Anästhesie und Analgesie. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Transplantationsimmunität und Abstoßungsmechanismen.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht (Video) | JoVE Journal

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

Weitere Videos entdecken