Name: Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-09T14:45:00.000+00:00
Duration: 5 min 48 s
Description: Erfahren Sie die chirurgische Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen zur Untersuchung von Myokardinfarkt und Entzündungsreaktion. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zur Pathophysiologie.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Institute of Health (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 und R01DK129339), den AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), den AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) und den ALA Innovation Project Award (IA-629694) (an PD) unterstützt.

Das vorliegende Studienprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Pittsburgh geprüft und genehmigt. Für diese Experimente wurden acht (schein n = 4 und MI n = 4) 1-jährige weibliche C57BL/6J-Mäuse mit einem Gewicht von 24-30 g verwendet. Ungefähr 100% und mindestens 80% der Mäuse überlebten in den ersten 24 Stunden bzw. 28 Tagen.
1. Vorbereitung und endotracheale Intubation der Mäuse
<ol><li>Einen Perlensterilisator (siehe Materialtabelle) auf 250 °C vorheizen und autoklavierte chirurgische Instrumente für einige Minuten hineinlegen.</li>
	<li>Betäuben Sie die Maus in einer Induktionskammer mit 3% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff für 5 min.</li>
	<li>Stellen Sie die Anästhesietiefe in der Maus sicher, indem Sie die Reaktion auf ein festes Zeheneinklemmen überprüfen.</li>
	<li>Wiegen Sie die Maus, um die Dosierung des präoperativen Analgetikums Buprenorphin (0,1 mg/kg) abzuschätzen. Injizieren Sie das Medikament intraperitonial.</li>
	<li>Schneiden Sie das Fell auf der linken Seite des Brustkorbs mit einem Elektrorasierer ab.</li>
	<li>Desinfizieren Sie die Operationsstelle danach dreimal mit Povidon-Jod und 70% Ethanol.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in Rückenlage auf ein geneigtes Brett. Befestigen Sie den Kopf und die Gliedmaßen der Maus mit einem Gummiband, das an den oberen Schneidezähnen bzw. dem Klebeband befestigt ist. Tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu vermeiden.</li>
	<li>Öffnen Sie den Kiefer und ziehen Sie die Zunge vorsichtig aus der Mundhöhle.</li>
	<li>Identifizieren Sie die Öffnung des Kehlkopfes, indem Sie den Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchten (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Schneiden Sie ca. 0,5 cm von einer 24 G Katheternadel ab und führen Sie die stumpfe Nadel in den Kunststoffschild ein. Richten Sie die stumpfe Nadel mit dem Kunststoffschild in die Luftröhre. Nehmen Sie die Nadel heraus und lassen Sie den Kunststoffschild in der Luftröhre.</li>
	<li>Stellen Sie das Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle) auf eine Atemfrequenz von 137 Schlägen pro Minute (optimiert für die in dieser Studie verwendeten Mäuse) und ein Atemzugvolumen von 0,18 cm³ ein. Verbinden Sie die Beatmungsschläuche mit dem Katheterschild und bestätigen Sie die korrekte Intubation, indem Sie nach einer synchronisierten Brustbewegung mit dem Beatmungsgerät suchen.</li>
	<li>Trennen Sie den Beatmungsschlauch vom Katheterschild und legen Sie das Tier in Rückenlage auf ein vorgewärmtes, temperaturgesteuertes Operationsbrett. Schließen Sie die Maus wieder an das Beatmungsgerät an.</li>
</ol>2. Permanente Ligatur der linken Koronararterie
<ol><li>Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidon-Jod und 70% Alkohol. Tragen Sie ein steriles Tuch mit einem viertelgroßen Loch in der Mitte auf, um die Operationsstelle zu sichern. Heben Sie die Haut vorsichtig mit einer Pinzette an und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen kleinen (1,5-2 cm) kutanen Querschnitt entlang der Linie zwischen dem linken Brustmuskel major und dem kleinen Muskel. HINWEIS: Für den Einschnitt wurde eine Schere verwendet, da sie die erforderliche Kontrolle über die Tiefe und Richtung des Schnitts bietet.</li>
	<li>Trennen Sie die darunter liegenden Brustmuskeln mit einer Pinzette und einer Sezierschere. Die Muskeln wurden mit Hilfe von Retraktoren, die an Gummibändern befestigt waren, getrennt.</li>
	<li>Machen Sie einen Einschnitt in den dritten Interkostalraum mit einer Mikroschere, die dem natürlichen Winkel des Brustkorbs folgt. In dieser Phase ist äußerste Vorsicht geboten, um Verletzungen von Herz und Lunge zu vermeiden.</li>
	<li>Dehnen Sie die Rippen vorsichtig mit Retraktoren auseinander, um den linken Ventrikel freizulegen. Bewegen Sie das Perikardfett beiseite und lokalisieren Sie die Ökobilanz, die vom Rand des linken Vorhofs zur Herzspitze verläuft.</li>
	<li>Pass ein 8-0 Nylonnaht unter der Ökobilanz mit Hilfe eines Nadelhalters. Ligate die LCA mit einem Doppelknoten, gefolgt von einem zweiten Knoten (ein modifizierter Chirurgenknoten). HINWEIS: Das Blanchieren des unteren linken Ventrikels bestätigt eine erfolgreiche LCA-Ligatur. Darüber hinaus werden Troponinmessungen, EKG-Überwachung (ST-Hebung), Echo-/In-vivo-Herz-gesteuerte MRT oder Mikro-CT-Bilder empfohlen, um die vergleichbaren MI-Läsionen zu bestätigen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Retraktoren und führen Sie eine 22-G-Katheternadel in die Brusthöhle ein. Entfernen Sie die Nadel und lassen Sie die Spitze des Kunststoffschildes in der Brusthöhle. Schließen Sie den Brustkorb mit einer 4-0-Nylonnaht.</li>
	<li>Schließen Sie eine Spritze an die 22-G-Kunststoffabschirmung an und entfernen Sie langsam überschüssige Luft, die in der Brusthöhle eingeschlossen ist, indem Sie vorsichtig auf die Brust drücken, um einen negativen Luftdruck herzustellen. Entfernen Sie das Plastikschild.</li>
	<li>Verschließen Sie die Haut mit einer 4-0 Nylonnaht.</li>
	<li>Schalten Sie die Isofluranzufuhr aus. In diesem Stadium befindet sich die Maus am Beatmungsgerät und liefert Sauerstoff.</li>
</ol>3. Nachsorge
<ol><li>Schalten Sie das Beatmungsgerät aus, sobald die Spontanatmung einsetzt. HINWEIS: Das Verfahren dauert etwa 30-35 Minuten pro Tier von der Vorbereitung der Mäuse bis zu diesem Schritt.</li>
	<li>Halten Sie die Maus unter eine Wärmelampe und überwachen Sie sie, bis sie wach ist. Das Tier sollte nicht unbeaufsichtigt gelassen werden, bis es genug Bewusstsein wiedererlangt hat, um das Brustbein aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Legen Sie das Tier nach der Operation in einen separaten Käfig und bringen Sie es erst dann mit anderen Tieren in den ursprünglichen Käfig zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.</li>
	<li>Überwachen Sie die Maus täglich auf Anzeichen von Schmerzen oder Beschwerden.</li>
	<li>Setzen Sie die intraperitoneale Injektion von Buprenorphin (0,1 mg/kg) alle 6-8 Stunden für weitere 2 Tage nach der Operation fort.</li>
</ol>4. Echokardiographische Auswertung
HINWEIS: Eine Echokardiographie wurde durchgeführt, um die Parameter der Herzinsuffizienz am Tag 28 nach MI zu bewerten.
<ol><li>Anästhesieren Sie die Mäuse 28 Tage nach der Operation mit 3% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff, tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf und entfernen Sie die Brusthaare mit einer Haarentfernungscreme. Desinfizieren Sie den Brustbereich dreimal mit Povidon-Jod und 70% Ethanol.</li>
	<li>Befestigen Sie die anästhesierten Mäuse auf der Bildgebungsplattform (siehe Materialtabelle) in Rückenlage und halten Sie während des gesamten Eingriffs ein konstantes Anästhesieniveau aufrecht, indem Sie einen Nasenkonus verwenden, der mit dem Anästhesiesystem verbunden ist (1%-2% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff).</li>
	<li>Kleben Sie die vier Pfoten mit Elektrodengel auf die EKG-Elektroden (siehe Materialtabelle). Überwachen Sie die Temperatur des Tieres, indem Sie eine rektale Sonde einführen (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Tragen Sie das Scan-Gel (siehe Materialtabelle) auf den Brustkorb auf, platzieren Sie den Schallkopf senkrecht, senken Sie ihn auf die parasternale Linie (parallel zum Thorax) ab und drehen Sie ihn um 35° gegen den Uhrzeigersinn, um die parasternale Längsachse des linken Ventrikels zu erhalten.</li>
	<li>Tippen Sie in der Bildgebungssoftware auf die Schaltfläche B-Modus-Bildgebung (siehe Materialtabelle), um eine vollständige Ansicht des Herzens mit langer Achse zu erhalten. Passen Sie die Größe und Helligkeit des Anschnitts an und speichern Sie die Bilder mit " Clip speichern " oder " Rahmen speichern" für spätere Messungen16.</li>
	<li>Wechseln Sie in den M-Modus (Bewegungsmodus) und platzieren Sie die M-Mode-Achse auf Höhe des Papillarmuskels. Passen Sie die Gate-Größe an und tippen Sie auf die Schaltfläche Start im M-Modus. Speichern Sie die Bilder mit "Clip speichern" oder "Rahmenspeichern 16,17".</li>
	<li>Da der Bilderfassungsprozess im 4D-Modus automatisiert ist, überprüfen Sie, ob die EKG- und Atmungssignale aktiv sind (Abbildung 1), bevor Sie die Daten erfassen.</li>
	<li>Beginnen Sie mit der Erfassung der Daten im B-Modus. Öffnen Sie das 4D-Scanfeld und starten Sie den 3D-Motor. Stellen Sie die Bildparameter im 4D Scan-Bedienfeld ein und tippen Sie auf die Schaltfläche Scannen , um den Scanvorgang zu starten. Nachdem Sie die Bilder in der 2D-Ansicht überprüft haben, laden Sie die Bilder mit der Schaltfläche In 4D laden in den 4D-Modus .</li>
</ol>

<ol><li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics-2021+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association.</a> Circulation. 143 (8), 254(2021).</li>
<li>Mendis, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((World+Health+Organization+definition+of+myocardial+infarction%3A+2008-09+revision%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Epidemiology%22%5BJournal%5D)">World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision.</a> International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).</li>
<li>Frangogiannis, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+of+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Comprehensive+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology of myocardial infarction.</a> Comprehensive Physiology. 5 (4), 1841-1875 (2011).</li>
<li>Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiology+of+myocardial+ischemia+and+perioperative+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiothoracic+and+Vascular+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction.</a> Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).</li>
<li>Johny, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet+mediated+inflammation+in+coronary+artery+disease+with+Type+2+Diabetes+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Inflammation+Research%22%5BJournal%5D)">Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients.</a> Journal of Inflammation Research. 14, 5131(2021).</li>
<li>Martin, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+models+of+myocardial+infarction%3A+from+mechanism+to+translation%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation.</a> British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).</li>
<li>De Villiers, C., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+myocardial+infarction%3A+comparing+permanent+ligation+and+ischaemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion.</a> Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).</li>
<li>Vasamsetti, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apoptosis+of+hematopoietic+progenitor-derived+adipose+tissue-resident+macrophages+contributes+to+insulin+resistance+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction.</a> Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).</li>
<li>Fernandez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryoinjury%3A+a+model+of+myocardial+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Cryoinjury: a model of myocardial regeneration.</a> Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).</li>
<li>Lam, N. T., Sadek, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+heart+regeneration%3A+comprehensive+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review.</a> Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).</li>
<li>Heusch, G., Gersh, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiology+of+acute+myocardial+infarction+and+strategies+of+protection+beyond+reperfusion%3A+a+continual+challenge%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge.</a> European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).</li>
<li>Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+rat+model+of+myocardial+infarction+with+a+high+survival+rate%3A+A+suitable+model+for+evaluation+of+efficacy+of+stem+cell+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Stem+Cells+%26+Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy.</a> Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).</li>
<li>Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+myocardial+infarction+model+using+permanent+ligation+of+left+anterior+descending+coronary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery.</a> Journal of Visualized Experiments. (150), e59591(2019).</li>
<li>Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permanent+ligation+of+the+left+anterior+descending+coronary+artery+in+mice%3A+a+model+of+post-myocardial+infarction+remodelling+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure.</a> Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).</li>
<li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+echocardiography+and+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine echocardiography and ultrasound imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (42), e2100(2010).</li>
<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cardiac+morphological+and+functional+changes+in+mouse+model+of+transverse+aortic+constriction+by+echocardiographic+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).</li>
<li>Vasamsetti, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+neuronal+activation+triggers+myeloid+progenitor+proliferation+and+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation.</a> Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).</li>
<li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+left+anterior+descending+%28LAD%29+coronary+artery+ligation%3A+an+improved+and+simplified+model+for+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).</li>
<li>Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((General+anesthesia+in+cardiac+surgery%3A+a+review+of+drugs+and+practices%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Extra-Corporeal+Technology%22%5BJournal%5D)">General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices.</a> The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).</li>
<li>Kolk, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LAD-ligation%3A+a+murine+model+of+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (32), e1438(2009).</li>
<li>Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), e2464(2011).</li>
<li>Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+six-cell+biology+of+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Cell+and+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury.</a> International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).</li>
<li>Scofield, S. L., Singh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion+injury+in+mice+using+surface+pad+electrocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography.</a> Journal of Visualized Experiments. (117), e54814(2016).</li>
<li>Yan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+dynamics+of+cardiac+immune+cell+accumulation+following+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).</li>
<li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+fentanyl+preconditioning+on+cardiomyocyte+apoptosis+induced+by+ischemia-reperfusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Medical+and+Biological+Research%22%5BJournal%5D)">Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats.</a> Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286(2017).</li>
<li>Leuschner, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+monocyte+kinetics+in+acute+myocardial+infarction+are+sustained+by+extramedullary+monocytopoiesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis.</a> Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).</li>
<li>Leuschner, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silencing+of+CCR2+in+myocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Silencing of CCR2 in myocarditis.</a> European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).</li>
<li>Dutta, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((E-selectin+inhibition+mitigates+splenic+HSC+activation+and+myelopoiesis+in+hypercholesterolemic+mice+with+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).</li>
<li>Jiang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+simple+method+for+induction+of+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63042(2021).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Das murine Modell von MI gewinnt in kardiovaskulären Forschungslabors an Popularität, und diese Studie beschreibt ein reproduzierbares und klinisch relevantes MI-Modell. Dieses Protokoll verbessert den LCA-Ligationsprozess in mehrfacher Hinsicht. Zunächst wird der Einsatz von injizierbaren präoperativen Anästhetika wie Xylazin/Ketamin oder Natrium-Pentobarbital14,15 vermieden. Es wurde nur eine Isofluran-Anästhesie verwendet, die dazu beiträgt, die Überlebensrate...

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit, das jedes Jahr 17,9 Millionen Menschenleben fordert, was 31 Prozent der weltweiten Sterblichkeit ausmacht1. Die häufigste Form der kardiovaskulären Anomalie ist die koronare Herzkrankheit, und der Myokardinfarkt (MI) ist eine der Hauptmanifestationen der koronaren Herzkrankheit2. MI wird in der Regel durch einen thrombotischen Verschluss einer Koronararterie aufgrund des Bruchs einer anfälligen Plaqueverursacht 3. Die daraus resultierende Ischämie verursacht tiefgreifende ionische und metabolische Veränderungen im betroffenen Myokard sowie eine rasche Abnahme der systolischen Funktion. MI führt zum Absterben von Kardiomyozyten, was zu ventrikulärer Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen kann4.
Die Erforschung von MI bei Patienten ist aufgrund der Knappheit von Geweben, die von Patienten mit MI5 gewonnen werden, begrenzt. Daher sind murine Modelle von MI sowohl für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen als auch für die Entwicklung potenzieller therapeutischer Ziele nützlich. Zu den derzeit verfügbaren Mausmodellen für MI gehören irreversible Ischämiemodelle (LCA und Ablationsmethoden) und Reperfusionsmodelle (Ischämie/Reperfusion, I/R)6. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist die am häufigsten verwendete Methode und imitiert die Pathophysiologie und Immunologie von MI bei Patienten 7,8,9. Permanenter MI kann auch durch Ablationsmethoden induziert werden, die elektrische Schäden oder Kryoverletzungen beinhalten. Ablationsverfahren sind in der Lage, einen Infarkt einheitlicher Größe an der genauen Stelle10 zu erzeugen. Andererseits können Narbenbildung, Infarktmorphologie und molekulare Signalmechanismen zwischen den Ablationsmethoden variieren10,11. Die murine I/R-Methode ist ein weiteres wichtiges MI-Modell, da sie das klinische Szenario der Reperfusionstherapiedarstellt 12. Das I/R-Modell ist mit Herausforderungen wie einer variablen Infarktgröße, Schwierigkeiten bei der Unterscheidung von Reaktionen auf die Erstverletzung und Reperfusion6 verbunden.
Obwohl LCA-Ligaturmethoden weit verbreitet sind, sind sie mit niedrigen Überlebensraten und postoperativen Schmerzen verbunden13. Dieses Protokoll demonstriert das murine chirurgische MI-Modell der LCA-Ligatur, das die Vorbereitung und Intubation von Mäusen, die LCA-Ligatur, die postoperative Versorgung und die Validierung von MI umfasst. Anstatt eine invasive Tracheotomie14 zu verwenden, verwendet diese Methode eine endotracheale Intubation. Das Tier wird intubiert, indem der Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchtet wird, was den Eingriff einfacher, sicherer und weniger traumatisch macht15. Die Maus wird während des gesamten Eingriffs beatmet und unter Isofluran-Anästhesie gehalten. Darüber hinaus werden die Echokardiographie und die Masson-Trichrom-Färbung durchgeführt, um die Herzfunktion bzw. die Herzfibrose nach MI zu bewerten. Insgesamt bietet diese Methode ein zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Mausmodell von MI, das zur Untersuchung der Pathophysiologie und Entzündung nach MI verwendet werden kann.

<table><tbody><tr><td>22 G Katheternadel</td><td>Exel INT</td><td>26741</td><td>Thorakozentese</td></tr><tr><td>24 G Katheternadel</td><td>Exel INT</td><td>26746</td><td>Endotracheale Intubation</td></tr><tr><td>4-0 Nylon-Naht</td><td>Covetrus</td><td>29263</td><td>Naht von Muskeln und Haut</td></tr><tr><td>8-0 Nylon-Naht</td><td>S& T</td><td>3192</td><td>Ligatur von</td>LAD-Anästhesieverdampfern</tr><tr><td></td><td>Vet equip</td><td>VE-6047</td><td>Anästhesieunterstützung</td></tr><tr><td>Tierphysiologiemonitor</td><td>Fujifilm</td><td>VEVO 3100</td><td>Überwachen Sie Herzfrequenz, Atemfrequenz und Körpertemperatur</td></tr><tr><td>Betadin-Lösung</td><td>PBS Tiergesundheit</td><td>11205</td><td>Antispetikum</td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Covetrus</td><td>55175</td><td>Analgetikum</td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td>OMANO</td><td>OM2300S-V7</td><td>Binokular</td></tr><tr><td>Elektrorasierer</td><td>Wahl</td><td>79300-1001M</td><td></td></tr><tr><td>Rasierelektrodengel</td><td>Parker Laboratories</td><td>W60698L</td><td>Elektrisch leitfähiges</td></tr><tr><td>Gel Ethanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>22-032-601</td><td></td></tr><tr><td>Desinfektionszange</td><td>FST</td><td>11065-07</td><td>Edelstahl</td></tr><tr><td></td><td>Gaze Curity</td><td>CAR-6339-PK</td><td>Sterile</td></tr><tr><td>Wärmelampe</td><td>Satco</td><td>S4998</td><td>Postoperative Pflege</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Kent scientific</td><td>Surgi-M</td><td>Temperaturregelung</td></tr><tr><td>Hot Bead Sterilisator</td><td>Germinator 500</td><td>11503</td><td>Sterilisation von chirurgischen</td></tr><tr><td>Instrumenten Isofluran</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Masson&rsquo; s trichrome Färbeset</td><td>Thermoscientific</td><td>87019</td><td>Messung von Herzfibrose</td></tr><tr><td>Mikronadelhalter</td><td>FST</td><td>12500-12</td><td>Edelstahl</td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>FST</td><td>15000-02</td><td>Edelstahl</td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Dechra</td><td>Puralube Vet</td><td>Steriles Augengleitmittel</td></tr><tr><td>Scanning Gel</td><td>Parker Laboratories</td><td>Aquasonic 100</td><td>Wässriges Ultraschall-Übertragungsgel</td></tr><tr><td>Schere</td><td>FST</td><td>14060-11</td><td></td></tr><tr><td>Edelstahl-Laryngoskop für Kleintiere</td><td>Penn-Century</td><td>Modell LS-2-M</td><td>Beleuchtung des Oropharynx</td></tr><tr><td>Beatmungsgerät für Kleintiere</td><td>Harvard-Gerät</td><td>557058</td><td>Beatmungsgerät Unterstützung für Beatmungsgeräte</td></tr><tr><td>Operationsleuchte</td><td>Cole Parmer</td><td>41723</td><td>Beleuchtung Breite (Zoll): 7</td></tr><tr><td>Vevo 3100 Plattform für präklinische Bildgebung</td><td>Fujifilm</td><td>VEVO 3100</td><td>Echokardiographie</td></tr><tr><td>VevoLAB Software</td><td>Fujifilm</td><td>VevoLAB 3.2.6</td><td>Datenanalyse für Echokardiographie</td></tr></tbody></table>

linke koronararterienligatur: ein chirurgisches mausmodell des myokardinfarkts

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischämische Herzkrankheit und anschließender Myokardinfarkt (MI) ist eine der häufigsten Todesursachen in den Vereinigten Staaten und auf der ganzen Welt. Um die pathophysiologischen Veränderungen nach einem Myokardinfarkt zu erforschen und zukünftige Behandlungen zu entwickeln, sind Forschungsmodelle von MI erforderlich. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist ein beliebtes Modell zur Untersuchung der Herzfunktion und des ventrikulären Umbaus nach MI. Hier beschreiben wir ein weniger invasives, zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Maus-MI-Modell durch permanente Ligatur der LCA. Unser chirurgisches Modell besteht aus einer leicht reversiblen Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation, die keine Tracheotomie erfordert, und einer Thorakotomie. Elektrokardiographie und Troponinmessung sollten durchgeführt werden, um MI sicherzustellen. Echokardiographie am Tag 28 nach MI erkennt Herzfunktion und Herzinsuffizienzparameter. Der Grad der Herzfibrose kann durch Massons Trichromfärbung und Herz-MRT beurteilt werden. Dieses MI-Modell ist nützlich für die Untersuchung der pathophysiologischen und immunologischen Veränderungen nach MI.

Abbildung 1 zeigt die repräsentativen aktiven EKG- und Atmungssignale während der echokardiographischen Auswertung von Scheinmäusen (Abbildung 1A) und MI (Abbildung 1B). Die Überprüfung der aktiven EKG- und Atmungssignale ist wichtig, bevor die echokardiographischen Daten erfasst werden. Abbildung 2 zeigt die echokardiographische Messung von Herzfunktionsparametern nach 28 Tagen nach d...

Hier wird ein chirurgisches Verfahren zur permanenten Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen vorgestellt. Mit diesem Modell kann die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt untersucht werden.

Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...

Das chirurgische Modell der permanenten Ligatur der linken Arterie bei Mäusen kann verwendet werden, um die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt zu untersuchen. Diese Methode liefert ein zuverlässiges und produzierbares Mausmodell von MI, das einfach, sicher und weniger invasiv ist. Heizen Sie zunächst einen Perlensterilisator auf 250 Grad Celsius vor und legen Sie einige Minuten lang autoklavierte chirurgische Instrumente hinein.Stellen Sie die Anästhesietiefe in der Maus sicher, indem Sie die Reaktion auf ein festes Zeheneinklemmen überprüfen. Wiegen Sie die Maus, um die Dosierung des präoperativen Analgetikums Buprenorphin abzuschätzen, und injizieren Sie das Medikament intraperitoneal. Schneiden Sie das Fell auf der linken Seite des Brustkorbs mit einem Elektrorasierer ab.Legen Sie die Maus nach der Desinfektion der Operationsstelle in Rückenlage auf ein geneigtes Brett. Befestigen Sie den Kopf und die Gliedmaßen der Maus mit einem Gummiband, das an den oberen Schneidezähnen bzw. Klebeband befestigt ist. Tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu vermeiden.Öffnen Sie den Kiefer und ziehen Sie die Zunge vorsichtig aus der Mundhöhle. Identifizieren Sie die Öffnung des Kehlkopfes, indem Sie den Mundpharynx mit einem Laryngoskop beleuchten. Schneiden Sie etwa 0,5 Zentimeter von einer 24-Gauge-Katheternadel ab und führen Sie die stumpfe Nadel in den Kunststoffschild ein.Richten Sie die stumpfe Nadel mit dem Kunststoffschild in die Luftröhre. Nehmen Sie die Nadel heraus und lassen Sie den Kunststoffschild in der Luftröhre. Stellen Sie das Beatmungsgerät auf eine Atemfrequenz von 137 Schlägen pro Minute ein, die für die in dieser Studie verwendeten Mäuse optimiert ist, und ein Atemzugvolumen von 0,18 Schließkapazität.Verbinden Sie die Beatmungsschläuche mit dem Katheterschild und bestätigen Sie die korrekte Intubation, indem Sie nach einer synchronisierten Brustbewegung mit dem Beatmungsgerät suchen. Trennen Sie den Beatmungsschlauch vom Katheterschutz und legen Sie das Tier in Rückenlage auf ein vorgewärmtes, temperaturgesteuertes Operationsbrett. Schließen Sie die Maus wieder an das Beatmungsgerät an.Nach der Desinfektion der Operationsstelle heben Sie die Haut vorsichtig mit einer Pinzette an und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen kleinen kutanen Querschnitt entlang der Linie zwischen den linken Brustmuskeln major und minor. Trennen Sie die darunter liegenden Brustmuskeln mit einer Pinzette und einer Sezierschere. Nachdem Sie einen Einschnitt in den dritten Interkostalraum gemacht haben, dehnen Sie die Rippen vorsichtig auseinander, indem Sie Retraktoren verwenden, um den linken Ventrikel freizulegen.Bewegen Sie das Perikardfett beiseite und lokalisieren Sie die linke Koronararterie, die vom Rand des linken Vorhofs zur Herzspitze verläuft. Pass ein 8-0 Nylonnaht unter der linken Koronararterie mit Hilfe eines Nadelhalters. Legat der linken Koronararterie mit einem Doppelknoten, gefolgt von einem zweiten Knoten.Entfernen Sie die Retraktoren und führen Sie eine 22-Gauge-Katheternadel in die Brusthöhle ein. Entfernen Sie die Nadel und lassen Sie die Spitze des Kunststoffschildes in der Brusthöhle. Schließen Sie den Brustkorb mit einer 4-0-Nylonnaht.Schließen Sie eine Spritze an den 22-Gauge-Kunststoffschild an und entfernen Sie langsam überschüssige Luft, die in der Brusthöhle eingeschlossen ist, indem Sie vorsichtig auf die Brust drücken, um einen negativen Luftdruck herzustellen. Entfernen Sie das Plastikschild. Schalten Sie die Isofluranzufuhr aus und legen Sie die Maus auf das Sauerstoffbeatmungsgerät.Eine spontane Atmung der Maus startet, das Beatmungsgerät ausschalten. Halten Sie die Maus unter einer Wärmelampe und überwachen Sie, bis sie wach ist. Das Tier sollte nicht unbeaufsichtigt gelassen werden, bis es genug Bewusstsein wiedererlangt hat, um das Brustbein aufrechtzuerhalten.Überwachen Sie die Maus täglich auf Anzeichen von Schmerzen oder Beschwerden. Setzen Sie die intraperitoneale Injektion von Buprenorphin alle 6 bis 8 Stunden für weitere zwei Tage nach der Operation fort. Aktive EKG- und Atmungssignale wurden vor der Erfassung der echokardiographischen Daten überprüft.Die echokardiographische Messung der kardialen Funktionsparameter wurde 28 Tage nach der Ligatur der linken Koronararterien festgestellt. Die M-Mode-Bilder der peronealen Kurzachsenansicht von SHAM- und MI-Herzen wurden beobachtet. Die MI-Bilder zeigten eine fehlerhafte Herzwandbewegung nach der Ligatur der linken Koronararterien.Indikatoren für Herzinsuffizienz, wie erhöhte linksventrikuläre Masse, verringerte Ejektionsfraktion und vermindertes Herzzeitvolumen, wurden in der MI-Gruppe im Vergleich zur SHAM-Gruppe beobachtet. Massons Trichromfärbung des unteren, mittleren und oberen Ventrikels zeigte eine erhöhte Kollagenfärbung im infarktierten Herzen, was auf eine verstärkte Fibrose hinweist. In den meisten Fällen ist die Arterie nicht durchführbar.Die Ligation des Myokardgewebes 2 bis 4 Millimeter unterhalb des Randes des linken Vorhofs führt jedoch zu einer effizienten Ligatur der Arterie.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt, wie eine schnelle und zuverlässige Modell nutzen, um pathobiologischen und pathophysiologischen Prozessen der Myokardischämie zu studieren.

LAD-Ligation: einem Mausmodell der Myokardinfarkt

Zahlreiche genetische Manipulationen und / oder intramyokardialen Injektionen von Genen, Proteinen, Zellen und / oder Biomaterialien basieren auf die Dimension der Zeit in Studien zur akuten Ischämie / Reperfusion und chronischer Umbau in Mäusen überlagert. Dieses Video zeigt die mikrochirurgische Verfahren für die Ischämie / Reperfusion, permanent koronare Ligation und intramyokardialen Injektion Studien.

Koronare Ligation und intramyokardialen Injection in einem Mausmodell der Infarkt

Das chirurgische Verfahren zum experimentellen Herzinfarkt in Mäusen zu induzieren beginnt mit linken Thorakotomie zwischen der dritten und der vierten Rippe, um die vordere Oberfläche des Herzens und linken Lunge visualisieren. Die linke Koronararterie ligiert ist, wird die Brust geschlossen und der Maus erlaubt ist, spontan zu erholen.

Geändert Technik für Coronary Artery Ligation in Mäuse

In diesem Video beschreiben wir einen chirurgischen Eingriff, um ein Mausmodell für einen Myokardinfarkt zu erstellen, indem die linke anteriore absteigende Koronararterie dauerhaft ligiert wird.

Generierung eines Mausmodells des Myokardinfarkts: Ein chirurgisches Verfahren zur dauerhaften Ligatur der linken vorderen absteigenden Koronararterie im Mausmodell

Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Herzinsuffizienz ist die Hauptursache für Krankenhausaufenthalte und eine der Haupttodesursachen. Ein Modell der permanenten Ligatur der linken anterioren absteigenden Koronararterie bei Mäusen wird angewendet, um den ventrikulären Umbau und die kardiale Dysfunktion nach einem Myokardinfarkt zu untersuchen. Die Technik der invasiven hämodynamischen Messungen an Mäusen wird vorgestellt.

Permanent Ligation des linken vorderen absteigenden Koronararterie bei Mäusen: Ein Modell der Post-Myokardinfarkt Umbau und Herzinsuffizienz

Wir bieten eine zuverlässige Methode für die Ligatur der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) in einem Mausmodell an. Diese Methode ist vergleichsweise weniger invasiv als andere Methoden, die eine endotracheale Intubation, einen linksseitigen Thorakotomieansatz und eine Thorakozentese umfassen. Diese Methode kann sowohl als Modell für akuten als auch für chronischen Myokardinfarkt (MI) verwendet werden.

Murine linken vorderen absteigenden (LAD) Koronararterienligatur: ein verbessertes und vereinfachtes Modell für Myokardinfarkts

Hierin beschreiben wir ein chirurgisches Verfahren, das zeigt, wie eine dauerhafte Ligation der links-vorderen absteigenden Herzkranzgefäße bei Mäusen erreicht werden kann. Dieses Modell ist von hoher Relevanz für die Untersuchung der Pathophysiologie des Myokardinfarkts und der damit einhergehenden biologischen Prozesse.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Induktion eines Myokardinfarkts bei Mäusen unter Beibehaltung des Perikards und seines Inhalts.

Ein intaktes ischämisches Nagetiermodell des Perikards

Hier beschreiben wir eine einfache und reproduzierbare Methode, die bei Mäusen durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie durch Mikromanipulation einen Myokardinfarkt oder eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren kann.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Erfahren Sie die chirurgische Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen zur Untersuchung von Myokardinfarkt und Entzündungsreaktion. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Studien zur Pathophysiologie.

Linke Koronararterienligatur: Ein chirurgisches Mausmodell des Myokardinfarkts

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