Name: O-Ring-Aortenband versus traditionelle transversale Aortenverengung zur Modellierung von Drucküberlastung-induzierter Herzhypertrophie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-10-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Erfahren Sie die O-Ring-Aortenbandtechnik zur Modellierung von drucküberlastungsinduzierter Herzhypertrophie bei Mäusen. Diese Methode bietet höhere Reproduzierbarkeit und weniger Varianz als traditionelle Verfahren.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) an L.L., N.F. und O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).

Die Tierversuche wurden nach den Grundsätzen des Regionalkomitees (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, Genehmigungsnummer: V242-21249/2020 [38-4/20]) durchgeführt. Die für die vorliegende Studie verwendeten Mäuse wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen (siehe Materialtabelle). Die Tiere wurden unter Standardbedingungen mit einem 12 h Licht, 12 h Nachtzyklus gehalten; Wasser und Nahrung wurden ad libitum angeboten.
1. Tierpflege
<ol><li>Unterbringung der Mäuse in speziellen Käfigen mit Einstreu, Nistmaterial, einem Versteck und angemessenem Zugang zu Trinkwasser und Nahrung.</li>
	<li>Halten Sie die Tiere unter ständiger tierärztlicher Kontrolle und Behandlung. HINWEIS: Für Mäuse, die von externen Lieferanten bestellt wurden, versichern Sie bitte 7 Tage Akklimatisierung, bevor Sie mit dem Verfahren beginnen.</li>
</ol>2. Vorbereitung des O-Rings
HINWEIS: Ein O-Ring mit einem festen Durchmesser von 0,4 mm wird empfohlen, um nach 2 Wochen eine Herzhypertrophie zu induzieren. Das Ausmaß und der Schweregrad des induzierten Herzphänotyps hängen von der Größe des O-Ring-Durchmessers ab.
<ol><li>Führen Sie zunächst einen Schnitt des O-Rings (siehe Materialtabelle) unter dem Mikroskop mit einer Schere oder einem Skalpell durch, um die Platzierung um die Aorta zu ermöglichen (Abbildung 1A, B).</li>
	<li>Durchbohren Sie jede Ringseite in der Nähe des Schnitts mit einer Nadel, die mit einem 8-0 verbunden ist Nicht resorbierbare Naht und ziehen Sie den Faden. Schneiden und lassen Sie 2-3 cm auf der einen Seite und 2 cm auf der anderen Seite, um den O-Ring im letzten Schritt um die Aorta zu befestigen (Abbildung 1C, D).</li>
	<li>Nehmen Sie vor der Operation die Ligaturhilfe (Speziesinstrument, siehe Materialtabelle) und ziehen Sie das Ende des Fadens (der länger gehalten wird) einer Ringseite durch das Loch der Verengung (Abbildung 1E, F). Legen Sie die Ligationshilfe mit dem angebrachten O-Ring zur Seite, um sie im folgenden Schritt (Schritt 6) zu platzieren.</li>
	<li>Zur Desinfektion des Rings mit den Fäden legen Sie den Ring für eine halbe Stunde in eine Alkohollösung. Danach legen Sie es zum Trocknen auf Zellulose. Bewahren Sie den getrockneten Ring bis zum Gebrauch in einer geschlossenen Wanne oder Hülle auf. Während der Operation, nachdem Sie den Faden durch die Ligaturhilfe gezogen haben, legen Sie den Ring bis zur Verwendung auf eine saubere Oberfläche.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig01.jpg"> Abbildung 1: Durchführen der O-Ring-Vorbereitung für die Ligatur . (A) Ein O-Ring mit festem Durchmesser wird einseitig mit einer Schere oder einem Skalpell geschnitten. (B) Bild eines O-Rings. (C) Jede O-Ring-Seite wird mit einem 8-0 durchstochen Prolenfaden. (D) O-Ring mit zwei Fäden durchbohrt. (E) Die Fäden einer Ringseite des O-Rings werden durch das Loch der Ligationshilfe gezogen. (F) Endlage vor der Platzierung: Die Fäden der einen Seite werden durch das Loch der Ligaturhilfe gelegt, während die Fäden der anderen Seite locker gehalten werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
3. Prämedikation der Mäuse und Vorbereitung des Operationsfeldes
<ol><li>Um während der Operation eine ausreichende Analgesie zu erhalten, injizieren Sie das Analgetikum Buprenorphin (0,1 mg/kg, siehe Materialtabelle) intraperitoneal 20 min vor Beginn der Operation. HINWEIS: Für die vorliegende Studie wurde das Schmerzmittel nach den Empfehlungen der Gesellschaft für Versuchstierkunde (GV-SOLAS) eingesetzt.</li>
	<li>Nach der Prämedikation betäuben Sie die Maus in einer Induktionskammer mit 2% -4% Isofluran, gemischt mit 0,5-1,0 l / min 100%O2.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell auf der linken Thoraxseite der sedierten Maus. Nach der Rasur bringen Sie die Maus zurück in die mit Isofluran gefüllte Kammer und warten Sie auf eine ausreichende Sedierung, bevor Sie das Tier intubieren. HINWEIS: Der richtige Zeitpunkt der Sedierung zeigt langsames Atmen, vermeidet aber eine schnelle Atmung. Abhängig von der Einstellung des Isoflurangases dauert es 2-3 Minuten, um den richtigen Sedierungsgrad zu erreichen.</li>
	<li>Schalten Sie das Heizkissen vor der Operation ein, um die Körpertemperatur des Tieres (37 °C) zu halten. Schließen Sie das Heizkissen an eine rektale Sonde an (siehe Materialtabelle), um die Körpertemperatur der Maus automatisch zu halten.</li>
</ol>4. Intubation der Mäuse
<ol><li>Bereiten Sie die erforderlichen Instrumente vor (Abbildung 2A). Desinfizieren Sie das Laryngoskop vor der Operation, indem Sie es für ca. 1-3 Minuten in Alkohol legen und dann über Nacht zum Trocknen aufbewahren.</li>
	<li>Spannen Sie ein Gummiband um das Heizkissen, um die Maus mit den Frontzähnen auf der Platte zu fixieren. Legen Sie die sedierte Maus in Rückenlage auf das Heizkissen.</li>
	<li>Legen Sie das Gummiband über die Vorderzähne des Tieres, um den Hals auf der Platte zu verlängern.</li>
	<li>Fokussieren Sie eine Lichtquelle auf den Hals, um die Öffnung der Luftröhre für die endotracheale Intubation gut sichtbar zu machen (Abbildung 2B).</li>
	<li>Öffnen Sie den Mund vorsichtig, indem Sie mit einer Hand eine Intubationshilfe (handgefertigtes Laryngoskop, siehe Materialtabelle) positionieren (Abbildung 2A[3]).</li>
	<li>Bewegen Sie mit der anderen Hand und einer kleinen Pinzette vorsichtig die Zunge, um die Öffnung der Luftröhre freizumachen.</li>
	<li>Verwenden Sie diese Hand auch, um den Endotrachealtubus in die Luftröhre einzuführen. Auf der anderen Seite halten Sie noch die Intubationshilfe. Verwenden Sie zur Intubation eine 22-G-Kanüle (siehe Materialtabelle) (Abbildung 2A[1]).</li>
	<li>Verbinden Sie die Position des Endotrachealtubus über einen Drei-Wege-Absperrhahn mit einem Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle), damit Mäuse die korrekte Position des Endotrachealtubus bestätigen können.</li>
	<li>Überwachen Sie die richtige Belüftung gemäß den Anweisungen des Herstellers (Tidalvolumen von 200 μL und Atemfrequenz zwischen 100-150 Atemzügen/min) (Abbildung 2C).</li>
	<li>Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch eine Zehenklemmreflexkontrolle (keine Reflexreaktion).</li>
	<li>Drehen Sie die Anästhesieeinstellung auf 2% Isofluran gemischt mit 0,5-1,0 l / min 100%O2.</li>
	<li>Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Operation zu vermeiden.</li>
	<li>Desinfizieren Sie den Operationsbereich mit einem Wattestäbchen 3 Mal mit einer handelsüblichen Desinfektionslösung (siehe Materialtabelle).</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig02.jpg"> Abbildung 2: Intubation der Maus. (A) Intubationsinstrumente: (1) Eine 22 G i.v. Kanüle wird als Endotrachealtubus (ohne Mandarine) verwendet; (2) Pinzette; (3) Handgefertigtes Laryngoskop (deformierte / abgeflachte Kanüle, die mit Holzstiften und Klebeband verklebt ist). (B) Intubation auf dem positionierten Heizkissen. (C) Intubierte Maus, die an ein Beatmungsgerät angeschlossen ist. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
5. Operation und Vorbereitung der Ringpositionierung
HINWEIS: Verwenden Sie sterile Materialien und Instrumente, um Infektionen zu vermeiden.
<ol><li>Verwenden Sie eine Schere, um einen 0,5-1 cm langen Hautschnitt in der Mitte einer Linie zwischen dem Xyphoidfortsatz und der linken Achselhöhle zu machen. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Muskelschicht von den darunter liegenden Rippen zu trennen, und legen Sie zwei Retraktoren (5 mm lang, siehe Materialtabelle) in den Einschnitt, um den Brustkorb freizulegen.</li>
	<li>Um die linke Thorakotomie zu beginnen, führen Sie einen kleinen Schnitt (~ 1-2 mm) in den Interkostalmuskeln zwischen der zweiten und dritten Rippe mit einer Mikrofederschere durch. Öffnen Sie die Brusthöhle und spreizen Sie den Schnitt mit einer um 45° abgewinkelten Pinzette.</li>
	<li>Platzieren Sie drei Brustretraktoren (1,0-2,5 mm Länge) in den Einschnitt, um die Brusthöhle zu öffnen, um die Visualisierung zu verbessern.</li>
	<li>Um den Aortenbogen freizulegen, versuchen Sie, den Thymus und das Fettgewebe mit einer feinen 45° abgewinkelten Pinzette anzuheben und vorsichtig vom Bogen zu trennen.</li>
</ol>6. Ligatur der Queraorta mit dem O-Ring
<ol><li>Belichten Sie den Aortenbogen mit einer 45° abgewinkelten Pinzette in einer Hand. Positionieren Sie mit der anderen Hand den O-Ring, der über die Fäden einer Seite mit der Ligaturhilfe verbunden ist (Schritt 2).</li>
	<li>Führen Sie die Fäden mit der Ligaturhilfe unter dem Aortenbogen von der kaudalen Seite zur kranialen Seite der Queraorta zwischen den brachiozephalen und der linken gemeinsamen Halsschlagadern (Abbildung 3A).</li>
	<li>Nehmen Sie beide Fäden zwischen der Ligaturhilfe und dem Aortenbogen mit der Pinzette vorsichtig ein. Ziehen Sie die Ligaturhilfe zurück, entfernen Sie sie, und positionieren Sie den O-Ring vorsichtig um den Bogen, indem Sie die Fäden auf jeder Seite ziehen (Abbildung 3B).</li>
	<li>Nach erfolgreicher Positionierung fixieren Sie den O-Ring mit den Gewinden und einem chirurgischen Knoten. Machen Sie einen zusätzlichen, um zu vermeiden, dass sich der Knoten auf jeder Seite öffnet (Abbildung 3C).</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig03.jpg"> Abbildung 3: Durchführung der O-Ring-Implantation . (A) Der Aortenbogen wird von drei Retraktoren von 1,0-2,5 mm freigelegt. Beide langen Fäden einer Ringseite werden unter der Aorta geführt. (B) Der O-Ring wird durch leichtes Drücken des Rings und Ziehen der Gewinde platziert. (C) Der O-Ring ist in der richtigen Position, und ein Schädelfaden ist mit Schwanzfaden auf jeder Seite verknotet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
7. Naht und postoperative Erholung
<ol><li>Entfernen Sie die drei Brustretraktoren (2,5 mm Länge) aus dem Einschnitt.</li>
	<li>Beseitigen Sie bei Bedarf die Restluft aus dem Thorax, indem Sie ihn mit einer warmen 0,9% igen isotonischen Salzlösung füllen.</li>
	<li>Um den Thoraxschnitt für die Naht freizulegen, nehmen Sie erneut zwei Retraktoren (5 mm Länge), um die Haut an der Seite zu halten.</li>
	<li>Schließen Sie den Thorax mit zwei oder drei 6-0 nicht resorbierbaren Nähten (siehe Materialtabelle) und kneifen Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für 2 s ab, um die Lunge wieder aufzublasen.</li>
	<li>Entfernen Sie die beiden Retraktoren und schließen Sie die Haut mit drei bis fünf 4-0-resorbierbaren Nähten.</li>
	<li>Schalten Sie Isofluran aus und überwachen Sie. Wenn das Tier anfängt, sich selbst zu atmen, bewegen sich die Schnurrhaare und die Zehenklemmreflexe können ausgelöst werden, die Maus extubieren. Legen Sie die Maus auf die linke Seite unter die Wärmelampe in ihrer Pflegeeinheit und beobachten Sie sie, bis sie vollständig wach ist.</li>
	<li>Lassen Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder ausreichend zu Bewusstsein gekommen ist. HINWEIS: Ein Tier, das operiert wurde, sollte eine eigene Pflegeeinheit (Käfig) für eine bessere Genesung erhalten.</li>
	<li>Führen Sie die Schmerzbehandlung mit Tramadol (1 mg/ml) im Trinkwasser für 7 Tage und Buprenorphin (0,1 mg/kg, 3x täglich) durch intraperitoneale Injektion für 3 Tage nach der Operation durch, falls erforderlich. HINWEIS: Befolgen Sie die Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission für postoperative Analgesie.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Medikamente, indem Sie die Wasserflaschen täglich wiegen und das Verhalten des Tieres beobachten.</li>
</ol>8. Bestätigung der erfolgreichen Einschnürung und richtigen Position des Rings
<ol><li>Überprüfen Sie die Stenose einen Tag nach der Operation mit Ultraschall, indem Sie die maximale Fließgeschwindigkeit über der Stenose messen.</li>
	<li>Verwenden Sie für Messungen die Echokardiographie mit einem Ultraschallsystem und einer Schallkopfsonde mit einer Frequenz von 30 MHz (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Wie oben beschrieben, halten Sie die Anästhesie mit einer Maske bei 1,5% -2% Isofluran mit 0,5-1,0 l / min von 100%O2 aufrecht.</li>
	<li>Legen Sie das betäubte Tier in Rückenlage auf das Heizkissen. Verbinden Sie das Heizkissen mit einer rektalen Sonde, um die Körpertemperatur auf 37 °C ± 1 °C zu halten, und überwachen Sie die Herzfrequenz mit einem EKG mit vier Mauspfotensensoren (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Verwenden Sie zur besseren Visualisierung eine Enthaarungscreme.</li>
	<li>Ein erfolgreich durchgeführtes ORAB führt zu einer erhöhten Strömungsgeschwindigkeit über der Stenose, gemessen durch Ultraschall (~2.400 mm/s) (Abbildung 4C). Für diese Messung positionieren Sie den Schallkopf parasternal auf der rechten Thoraxseite, um den Aortenbogen durch zweidimensionale (2D) Bildgebung ("B-Mode") zu lokalisieren.<ol><li>Verwenden Sie den Farbdoppler, um den Blutfluss in der Aorta zu visualisieren und messen Sie mit der gepulsten Welle Doppler die Blutflussgeschwindigkeit über die Stenose. HINWEIS: Sham-operierte Mäuse (Kontrolloperation ohne Verengung) zeigen eine Blutflussgeschwindigkeit von ~600-900 mm/s. Darüber hinaus führt ein erfolgreiches ORAB auch zu einem erhöhten Geschwindigkeitsflussverhältnis zwischen der rechten Halsschlagader (~150 mm/s) (RC, Abbildung 4A) und der linken Halsschlagader (~300 mm/s) LC, Abbildung 4B) in der Maus.</li>
	</ol></li>
	<li>Visualisieren Sie die rechte und linke Arteria carotis interna durch zweidimensionale (2D) Bildgebung (B-Modus). Positionieren Sie den Schallkopf horizontal auf der linken und rechten Seite des Halses in einem Winkel von 45° und verwenden Sie den gepulsten Wellendoppler, um die Blutflussgeschwindigkeit zu bestimmen. HINWEIS: Bei scheinoperierten Mäusen ist der Geschwindigkeitsfluss in beiden Arterien ähnlich.</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64455/64455fig04.jpg"> Abbildung 4: Bestätigung der transversalen Aortenligatur mittels Pulswellen-Dopplergeschwindigkeitsmessung in den Halsschlagadern . (A) Repräsentative gepulste Wellen-Dopplergeschwindigkeitssignale der rechten Halsschlagader. (B) Die Stenose führt zu einer höheren Strömungsgeschwindigkeit in der rechten Halsschlagader als in der linken. (C) Die durch Verengung induzierte Stenose führt zu einer Strömungsgeschwindigkeit in der absteigenden Aorta von mehr als 2.400 mm/s. Scheinmäuse zeigen eine Strömungsgeschwindigkeit von 600-900 mm/s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64455/64455fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

<ol><li>Frey, N., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+hypertrophy%3A+The+good%2C+the+bad%2C+and+the+ugly%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac hypertrophy: The good, the bad, and the ugly.</a> Annual Review of Physiology. 65, 45-79 (2003).</li>
<li>Bui, A. L., Horwich, T. B., Fonarow, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+risk+profile+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and risk profile of heart failure.</a> Nature Reviews Cardiology. 8 (1), 30-41 (2011).</li>
<li>Bolli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+initiatives+to+improve+the+rigor+and+reproducibility+of+articles+published+in+Circulation+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">New initiatives to improve the rigor and reproducibility of articles published in Circulation Research.</a> Circulation Research. 121 (5), 472-479 (2017).</li>
<li>Dunlay, S. M., Weston, S. A., Jacobsen, S. J., Roger, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+heart+failure%3A+A+population-based+case-control+study%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Risk factors for heart failure: A population-based case-control study.</a> The American Journal of Medicine. 122 (11), 1023-1028 (2009).</li>
<li>Riehle, C., Bauersachs, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure.</a> Circulation Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>Hu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+aortic+banding+in+mice%3A+effects+of+altered+cardiomyocyte+insulin+signaling+during+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (3), 1261-1269 (2003).</li>
<li>Mohammed, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+phenotype+in+murine+transverse+aortic+constriction%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Variable phenotype in murine transverse aortic constriction.</a> Cardiovascular Pathology. 21 (3), 188-198 (2012).</li>
<li>Nakao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((O-ring-induced+transverse+aortic+constriction+%28OTAC%29+is+a+new+simple+method+to+develop+cardiac+hypertrophy+and+heart+failure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">O-ring-induced transverse aortic constriction (OTAC) is a new simple method to develop cardiac hypertrophy and heart failure in mice.</a> Scientific Reports. 12, 85(2022).</li>
<li>Melleby, A. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+high+precision+aortic+constriction+that+allows+for+generation+of+specific+cardiac+phenotypes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice.</a> Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).</li>
<li>Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+measuring+cardiac+physiology+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Guidelines for measuring cardiac physiology in mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).</li>
<li>Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substrain+specific+response+to+cardiac+pressure+overload+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (38), e1729(2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Faden-/Naht-basiertes Aortenband wird seit vielen Jahren verwendet, um eine Drucküberlastung der Herzhypertrophie bei Mäusen zu induzieren. Es ist eine etablierte Methode, um die Pathomechanismen des kardialen Umbaus und des Krankheitsverlaufs in vivo zu untersuchen. Die Einschränkungen sind die relativ hohe Varianz im Stenosengrad und folglich der Umbau. Die kürzlich eingeführte ORAB-Technik, die erstmals von Melleby et al.10 beschrieben wurde, optimiert die herkömmliche Methode durch d...

Während physiologische Herzhypertrophie während der Entwicklung, des Trainings und der Schwangerschaft beobachtet werden kann, reagiert die pathologische Herzhypertrophie auf hämodynamische Stresszustände wie arterielle Hypertonie, Herzklappenerkrankungen oder Genmutationen. Zunächst wird das Herz einem Umbau unterzogen, der durch eine erhöhte Kardiomyozytengröße und eine Verdickung der Ventrikelwände gekennzeichnet ist, um die Herzfunktion aufrechtzuerhalten 1,2. Auf der anderen Seite ist ein pathologischer Herzumbau mit einem erhöhten Risiko für Arrhythmie, plötzlichen Tod und hohe Mortalität verbunden. Schließlich führt dies mit der Zeit zu einer ventrikulären Dilatation, einer starken Abnahme der kontraktilen Funktion und schließlich zu einer Progression zur Herzinsuffizienz (HF), die mit hoher Morbidität, Mortalität und gesellschaftlichen Kosten verbunden ist3. Daher ist es dringend notwendig, die molekularen Hintergründe zu verstehen, um neue therapeutische Strategien zu entwickeln4.
Aortenbanding ist ein Modell, das Drucküberlastung induzierte linksventrikuläre (LV) Hypertrophie und Herzinsuffizienz bei Mäusennachahmt 5. Mit dieser Methode ist es möglich, die Pathomechanismen des Drucküberlastung-induzierten kardialen Umbaus in vivo zu untersuchen. Das erste Aortenbanding-Verfahren bei Mäusen wurde von Rockman et al.6 beschrieben. Die Drucküberlastung wird durch eine fadennahtbasierte Ligatur um die Aorta (zwischen der brachiozephalen und der linken gemeinsamen Halsschlagader) induziert. Um eine Stenose mit einem Durchmesser von 0,4 mm zu erzeugen, wird eine Naht um eine 27 G Nadel und die Aorta gelegt. Nach der Ligatur wird die Nadelentfernt 6,7.
Obwohl der Nadeldurchmesser fest ist, hängt die Dichtheit des Fadens stark vom Chirurgen ab und beeinflusst daher den induzierten Phänotyp der Herzhypertrophie. Darüber hinaus gibt es bei der faden-/nahtbasierten Methode einen variablen Grad des Stenosedurchmessers nach der Operation, verbunden mit einer hohen Varianz der Mortalität 8,9. Darüber hinaus ist das Training dieser Methode eine Herausforderung, insbesondere in Bezug auf das Finden des richtigen Niveaus und der Konsistenz beim Anziehen des Fadens. Schließlich kommt es zu Beginn des Trainings zu einer hohen intra- und postoperativen Mortalität aufgrund einer Störung der Aorta oder einer anderen Gewebeverletzung sowie zu einer hohen Variation des Ausmaßes der Stenose bei den überlebenden Tieren.
Kürzlich wurde ein optimiertes Verfahren der Aortenbandbildung von Melleby et al.10 beschrieben. Sie präsentierten die ORAB-Methode (O-Ring-Aortenbanding) mit geringerer Stenosevarianz und hochreproduzierbarer Drucküberlastung durch Verwendung eines rutschfesten Gummi-O-Rings mit einem festen Innendurchmesser von 0,71 mm, 0,66 mm und 0,61 mm. Kurz gesagt, der O-Ring wird aufgeschnitten, um den aufsteigenden Bogen gelegt und durch Fäden wieder geschlossen. Andere Wissenschaftler, die diese O-Ringe verwendeten, berichteten über eine geringere Variabilität der induzierten Herzhypertrophie9. Sie beobachteten auch eine intra- und postoperative Mortalität sowie eine bessere Reproduzierbarkeit und geringere Varianz im induzierten hypertrophen Phänotyp 9,11. Der vorliegende Artikel beschreibt die Vorgehensweise dieser einzigartigen Strategie in einem Schritt-für-Schritt-Protokoll. Das in diesem Bericht geteilte Fachwissen wird anderen Wissenschaftlern helfen, ihre Techniken auf diesem Gebiet zu verbessern.
Um eine Herzhypertrophie zu induzieren, die nach 6 Wochen zu Herzinsuffizienz führt, werden 12 Wochen alte männliche C57BL / 6N-Mäuse für die Operation empfohlen. Ein Vergleich 2 Wochen nach der Aortenbandbildung zwischen den Maussubstämmen C57BL/6N und C57BL/6J zeigte eine schwere kardiale Dysfunktion und eine damit verbundene erhöhte Mortalität bei C57BL/6N-Mäusen. Daher eignen sich diese besser für Modelle der Herzinsuffizienz12. Zwölfwochen alte männliche und weibliche Mäuse haben eine optimale Größe für die Exposition der Aorta und die Platzierung des O-Rings mit speziellen Instrumenten.

<table><tbody><tr><td>1 x lange Fixatoren, 6 cm</td><td></td><td>&nbsp; 18200-01</td><td></td></tr><tr><td>2 x Stumpfe Retraktoren, 5 mm breit</td><td></td><td>18200-11</td><td></td></tr><tr><td>2 x Kurze Fixatoren, 3 cm</td><td></td><td>&nbsp; 18200-02</td><td></td></tr><tr><td>2 x feine Spitze 45°; abgewinkelte Pinzette&nbsp;</td><td>FST (Feinwerkzeuge)</td><td>11160-10</td><td></td></tr><tr><td>3 x stumpfe Retraktoren, 2,5 mm breit</td><td></td><td>18200-10</td><td></td></tr><tr><td>3 x Retraktor-Drähte&nbsp;</td><td></td><td>18200-05</td><td></td></tr><tr><td>4-0 resorbierbares Nahtmaterial (Vicryl)</td><td>ETHICON</td><td>SABBKLT0</td><td>Zum Nähen von</td></tr><tr><td>Haut 6-0 Naht (Prolene), Nadelstärke:13 mm</td><td>ETHICON</td><td>JDP879</td><td>Zum Nähen von Brustmuskeln</td></tr><tr><td>8-0 Naht (Prolene), Nadelstärke: 6,5 mm</td><td>ETHICON</td><td>RHBECH</td><td>Zum Fasten des Rings</td></tr><tr><td>Betäubungsbox, kleines</td><td>Havard-Gerät&nbsp;</td><td>50-0108</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6N Mäuse</td><td>Charles River</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluosorber Aktivkohlefilter Kanister</td><td>Havard Gerät&nbsp;</td><td>34-0415</td><td>Zur Einleitung und Aufrechterhaltung der Anästhesie</td></tr><tr><td>Handgefertigtes Laryngsopcope&nbsp;</td><td></td><td></td><td>IntubationenHilfe</td></tr><tr><td>Harvard Apparat Anästhesieverdampfer</td><td>Havard Apparat&nbsp;</td><td></td><td>Zur Einleitung und Aufrechterhaltung der Anästhesie</td></tr><tr><td>Heizkissen + Rektalsonde (LSI Letica Scientific Instruments:Temperiergerät HB 101/2</td>) <td>Panlab/ Havard Gerät&nbsp;</td><td></td><td>Wird verwendet, um die Körpertemperatur zu kontrollieren und zu halten&nbsp;</td></tr><tr><td>i.v. Kanüle blau 22-gauge (Vasofix Braun&uuml; le 0,9 x 25 mm)</td><td>B/Braunsharing Expertise&nbsp;</td><td>4268091B</td><td>Intubation&nbsp;</td></tr><tr><td>isofluran</td><td>Baxter</td><td></td><td>Anästhesie</td></tr><tr><td>Kodan (Betadin-Lösung)</td><td>Sch&uuml; lke</td><td>20003960-A</td><td>Desinfektion&nbsp;</td></tr><tr><td>Ligaturhilfe</td><td>FST (Fine Science Tools)</td><td>18062-12</td><td>Wird verwendet, um die Liagtion mit O-Ringen durchzuführen&nbsp;</td></tr><tr><td>Mikroskopbeleuchtung: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ Controller)</td><td>SCHOTT</td><td></td><td>Lichtmikroskop</td></tr><tr><td>&nbsp; Kamera&nbsp; (Leica IC80 HD)</td><td>Leica</td><td></td><td>Wird für die Visualisierung des Operationsfeldes verwendet&nbsp;</td></tr><tr><td>MiniVac Komplette Anästhesiesysteme&nbsp; für kleine Nagetiere</td><td>Havard-Apparate&nbsp;</td><td>75-0233</td><td>Zur Einleitung und Aufrechterhaltung der Anästhesie</td></tr><tr><td>Maus-Beatmungsgerät MiniVent Typ 845</td><td>Havard-Gerät&nbsp;</td><td>73-0044</td><td>Zur Beatmung während der Chirurgie</td></tr><tr><td>Nadelhalter&nbsp;</td><td>FST (feine wissenschaftliche Werkzeuge)</td> <td>&nbsp; TE-10804</td><td></td></tr><tr><td>O-Ring, rutschfester Gummi (0,0018 mm x 0,020 mm)</td><td>Apple Rubber Produkte&nbsp;</td><td></td><td>Verbindung des Aortenbogens</td></tr><tr><td>Schere</td><td>FST (Feinwerkzeuge)</td><td>14040-09</td><td>Zum Schneiden der Haut und der Fäden&nbsp;</td></tr><tr><td>Rückzugssystem für Kleintiere (Kit für Tiere bis 200 g)</td><td>FST (Feinwerkzeuge)</td><td>18200-20</td><td></td></tr><tr><td>Kleine Grundplatte, 20 x 30 cm&nbsp;</td><td></td><td>&nbsp; 18200-03</td><td></td></tr><tr><td>Tisch integriert mit Heizkissen + Rektalsonde + EKG und&nbsp; Schallkopfstativ</td><td>FujiFilm Visual Sonics Imaging System</td><td></td><td>Echokardiographie&nbsp;</td></tr><tr><td>Temgesic (Buprenorphin)</td><td>Indivior UK Limited</td><td>997.00.00</td><td>Schmerzmittel vor der Medikation&nbsp;</td></tr><tr><td>Drei-Wege-Absperrhahn (blau)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tramal (Tamadol)</td><td>Gr&uuml; nental</td><td></td><td>Schmerzen nach der Medikation&nbsp;</td></tr><tr><td>Messkopfsonde MS400 (Visual Sonics)&nbsp;</td><td>FujiFilm Visual Sonics Imaging System</td><td></td><td>Echokardiographie&nbsp;</td></tr><tr><td>Ultraschallgerät mit Cardioligy-Paket&nbsp;</td><td>FujiFilm Visual Sonics Imaging System</td><td></td><td>Echokardiographie&nbsp;</td></tr><tr><td>Vannas Federschere - 2,5 mm Schneide</td><td>FST (Feinwerkzeuge)</td><td>15000-08</td><td>Zum Schneiden von Interkostal-Brustmuskeln&nbsp;</td></tr><tr><td>Tierarzt-Salbe&nbsp;</td><td>Bepanten</td><td></td><td>Wird verwendet, um das Austrocknen der Augen zu verhindern</td></tr></tbody></table>

o-ring-aortenband versus traditionelle transversale aortenverengung zur modellierung von drucküberlastung-induzierter herzhypertrophie

O-Ring Aortic Banding Versus Traditional Transverse Aortic Constriction for Modeling Pressure Overload-Induced Cardiac Hypertrophy

Aortenbanding bei Mäusen ist eines der am häufigsten verwendeten experimentellen Modelle für Herzdrucküberlastung induzierte Herzhypertrophie und die Induktion von Herzinsuffizienz. Die bisher verwendete Technik basiert auf einer Fädelnaht um den Aortenbogen, die über eine abgestumpfte 27 G-Nadel gebunden wird, um eine Stenose zu erzeugen. Diese Methode hängt davon ab, dass der Chirurg den Faden manuell festzieht und führt somit zu einer hohen Varianz in der Durchmessergröße. Eine neu verfeinerte Methode, die von Melleby et al. beschrieben wurde, verspricht weniger Varianz und mehr Reproduzierbarkeit nach der Operation. Die neue Technik, O-Ring-Aortenband (ORAB), verwendet einen rutschfesten Gummiring anstelle einer Naht mit einem Faden, was zu einer reduzierten Variation der Drucküberlastung und reproduzierbaren Phänotypen der Herzhypertrophie führt. Während der Operation wird der O-Ring zwischen den brachiozephalen und linken Halsschlagadern platziert. Die erfolgreiche Verengung wird durch Echokardiographie bestätigt. Nach 1 Tag führt die korrekte Platzierung des Rings zu einer erhöhten Strömungsgeschwindigkeit in der Queraorta gegenüber der O-Ring-induzierten Stenose. Nach 2 Wochen wird eine beeinträchtigte Herzfunktion durch verminderte Ejektionsfraktion und erhöhte Wandstärke nachgewiesen. Wichtig ist, dass ORAB neben einer geringeren Varianz in der Durchmessergröße mit niedrigeren intra- und postoperativen Mortalitätsraten im Vergleich zur transversalen Aortenkonstriktion (TAC) verbunden ist. Somit stellt ORAB eine überlegene Methode gegenüber der häufig verwendeten TAC-Operation dar, was zu reproduzierbaren Ergebnissen und einer möglichen Reduzierung der Anzahl der benötigten Tiere führt.

Im Allgemeinen ahmt das Aortenband die menschliche Aortenstenose nach und induziert bei Mäusen eine Herzhypertrophie. Ein erfolgreicher Eingriff zeichnet sich durch einen Umbau des Herzgewebes aus, der sich in einer Herzhypertrophie und einer verminderten Herzfunktion widerspiegelt 5,6.
Direkt 1 Tag nach der Operation kann die Wirkung der O-Ring-Verengung der Queraorta in vivo mittels Echokardiographie13</sup...

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine neue Technik der Aortenbandbildung bei Mäusen, um eine Drucküberlastung der Herzhypertrophie zu induzieren. Zum Banderolieren wird ein Gummiring mit festem Innendurchmesser verwendet. Diese neue Technik verspricht weniger Varianz und reproduzierbarere Daten für zukünftige Experimente.

O-Ring-Aortenband versus traditionelle transversale Aortenverengung zur Modellierung von Drucküberlastung-induzierter Herzhypertrophie

Aortic banding in mice is one of the most commonly used experimental models for cardiac pressure overload-induced cardiac hypertrophy and the induction of ...

Diese neuartige Technik des Aortenbandes ermöglicht die Induktion von Drucküberlastung Herzhypertrophie bei Mäusen mit geringerer Varianz und höherer Reproduzierbarkeit. Das Platzieren eines Gummirings mit festem Durchmesser um die Aorta induziert eine konstant erhöhte Strömungsgeschwindigkeit in der Queraorta und erzeugt so eine reproduzierbare Herzhypertrophie. Dieses Verfahren sollte von jemandem durchgeführt werden, der bereits Erfahrung mit Anästhesie und mikrochirurgischen Techniken bei Nagetieren hat oder jemanden mit Erfahrung hat, der führen kann.Beginnen Sie mit einem Schnitt des O-Rings unter dem Mikroskop mit einer Schere oder einem Skalpell, um die Platzierung um die Aorta zu ermöglichen. Durchbohren Sie jede Ringseite in der Nähe des Schnitts mit einer Nadel, die mit einem 8-0 verbunden ist Nicht resorbierbare Naht und ziehen Sie den Faden. Schneiden Sie und lassen Sie zwei bis drei Zentimeter auf der einen Seite und zwei Zentimeter auf der anderen Seite, um den O-Ring im letzten Schritt um die Aorta zu befestigen.Nehmen Sie vor der Operation die Ligaturhilfe und ziehen Sie das Ende des Fadens einer Ringseite durch das Loch der Ligationshilfe. Legen Sie die Ligaturhilfe mit dem angebrachten O-Ring zur Platzierung beiseite. Rasieren Sie das Fell auf der linken Thoraxseite der betäubten Maus.Setzen Sie die Maus dann wieder in die mit Isofluran gefüllte Kammer ein, um vor der Intubation eine ausreichende Sedierung zu gewährleisten. Schalten Sie das Heizkissen vor der Operation ein, um die Körpertemperatur des Tieres bei 37 Grad Celsius zu halten. Schließen Sie das Heizkissen an eine rektale Sonde an, um die Körpertemperatur der Maus automatisch zu halten.Spannen Sie ein Gummiband um das Heizkissen, um die Maus mit den Frontzähnen auf der Platte zu fixieren. Legen Sie die betäubte Maus in Rückenlage auf das Heizkissen. Legen Sie das Gummiband über die Vorderzähne des Tieres, um den Hals auf der Platte zu verlängern.Fokussieren Sie eine Lichtquelle auf den Hals für eine gute Sichtbarkeit der Öffnung der Luftröhre für die endotracheale Intubation. Öffnen Sie den Mund vorsichtig mit einer Hand und positionieren Sie mit der anderen Hand und einer kleinen Pinzette eine Intubationshilfe. Bewegen Sie vorsichtig die Zunge, um die Öffnung der Luftröhre zu reinigen.Führen Sie andererseits den Endotrachealtubus in die Luftröhre ein und halten Sie die Intubationshilfe weiter. Verbinden Sie die Position des Endotrachealtubus über einen Drei-Wege-Absperrhahn mit einem Beatmungsgerät für Mäuse, um die korrekte Position des Endotrachealtubus zu bestätigen. Überwachen Sie die richtige Belüftung gemäß den Anweisungen des Herstellers.Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch eine Zehenklemmreflexkontrolle. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Operation zu vermeiden. Desinfizieren Sie den Operationsbereich mit einer handelsüblichen Desinfektionslösung.Machen Sie mit einer Schere einen 0,5 bis einen Zentimeter langen Hautschnitt in der Mitte einer Linie zwischen dem Xiphoidfortsatz und der linken Achselhöhle. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Muskelschicht von den darunter liegenden Rippen zu trennen, und legen Sie zwei Fünf-Millimeter-Retraktoren in den Einschnitt, um den Brustkorb freizulegen. Um die linke Thorakotomie zu beginnen, führen Sie einen ein bis zwei Millimeter großen Schnitt in den Interkostalmuskeln zwischen der zweiten und dritten Rippe mit einer Mikrofederschere durch.Öffnen Sie die Brusthöhle und spreizen Sie den Einschnitt mit einer um 45 Grad abgewinkelten Pinzette. Platzieren Sie drei Brustretraktoren in den Einschnitt, um die Brusthöhle zu öffnen, um die Visualisierung zu verbessern. Um den Aortenbogen freizulegen, versuchen Sie, den Thymus und das Fettgewebe mit einer feinen 45-Grad-Winkelzange vom Bogen zu heben und vorsichtig zu trennen.Belichten Sie den Aortenbogen mit einer um 45 Grad abgewinkelten Pinzette in einer Hand. Positionieren Sie andererseits den mit der Ligaturhilfe verbundenen O-Ring über die zuvor angebrachten Gewinde einer Seite. Führen Sie die Fäden mit der Ligaturhilfe unter dem Aortenbogen von der kaudalen zur kranialen Seite der transversalen Aorta zwischen den brachiozephalen und linken gemeinsamen Halsschlagadern.Nehmen Sie beide Fäden zwischen der Ligaturhilfe und dem Aortenbogen mit der Pinzette vorsichtig ein. Entfernen Sie die Ligaturhilfe und positionieren Sie den O-Ring vorsichtig um den Bogen, indem Sie die Fäden auf jeder Seite ziehen. Nach erfolgreicher Positionierung fixieren Sie den O-Ring mit den Gewinden und einem chirurgischen Knoten.Machen Sie einen zusätzlichen Knoten, um zu vermeiden, dass er auf jeder Seite geöffnet wird. Nach der Ligatur des O-Rings entfernen Sie die drei Brustretraktoren aus dem Einschnitt. Entfernen Sie bei Bedarf die Restluft aus dem Thorax, indem Sie sie mit warmer 0,9% isotonischer Salzlösung füllen.Um den Thoraxschnitt für die Naht freizulegen, nehmen Sie erneut zwei Fünf-Millimeter-Retraktoren, um die Haut an der Seite zu halten. Schließen Sie den Thorax mit zwei oder drei 6-0 nicht resorbierbaren Nähten. Entfernen Sie die beiden Retraktoren und schließen Sie die Haut mit drei bis fünf 4-0 resorbierbaren Nähten.Schalten Sie dann das Isofluran aus und überwachen Sie. Kneifen Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für zwei Sekunden ab, um die Lunge wieder aufzublasen. Überprüfen Sie die Stenose einen Tag nach der Operation mit Ultraschall, indem Sie die maximale Fließgeschwindigkeit über der Stenose messen.Verwenden Sie für Messungen die Echokardiographie mit einem Ultraschallsystem und einer Schallkopfsonde mit einer Frequenz von 30 Megahertz. Legen Sie das betäubte Tier in Rückenlage auf das Heizkissen und verbinden Sie das Heizkissen mit einer rektalen Sonde, um die Körpertemperatur bei 37 Grad Celsius zu halten, und überwachen Sie die Herzfrequenz mit einem EKG mit vier Mauspfotensensoren. Eine erfolgreich durchgeführte O-Ring-Aortenbandierung führt zu einer erhöhten Strömungsgeschwindigkeit über der Stenose, gemessen durch Ultraschall.Positionieren Sie für diese Messung den Schallkopf parasternal auf der rechten Thoraxseite, um den Aortenbogen durch zweidimensionale Bildgebung zu lokalisieren. Verwenden Sie den Farbdoppler, um den Blutfluss in der Aorta zu visualisieren, und messen Sie mit dem gepulsten Dopplerblutfluss die Blutflussgeschwindigkeit über die Stenose. Visualisieren Sie die rechten und linken gemeinsamen Halsschlagadern durch zweidimensionale Bildgebung.Positionieren Sie den Schallkopf horizontal auf der linken und rechten Seite des Halses in einem 45-Grad-Winkel und verwenden Sie den gepulsten Wellendoppler, um die Blutflussgeschwindigkeit zu bestimmen. Die erfolgreiche Induktion der Aortenstenose wurde durch erhöhte Blutflussgeschwindigkeit über der Stenose in der Aorta beobachtet, gemessen durch gepulsten Wellendoppler-Ultraschall. Zusätzlich wurde das Blutflussgeschwindigkeitsverhältnis zwischen den rechten und linken Karotisarterien als funktioneller Marker der O-Ring-Aortenbande bestimmt.Zwei Wochen nach der Operation wurden erhöhte Durchmesser der linken ventrikulären hinteren Wand und des intraventrikulären Septums in der Diastole beobachtet. Zusätzlich wurde eine fortschreitende Verschlechterung der Herzfunktion durch Messung einer verminderten linksventrikulären Ejektionsfraktion dokumentiert. Bei der Sicherung des O-Rings um den Aortenbogen ist es wichtig, den Ring auf beiden Seiten mit einem Knoten zu schließen, um ein optimales Ergebnis zu erzielen.

o-ring-aortic-banding-versus-traditional-transverse-aortic

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

In diesem Video demonstrieren wir ein experimentelles Protokoll für minimalinvasive transversale Aortenverengung bei Mäusen, um die durch Drucküberlastung induzierte Herzinsuffizienz zu untersuchen.

Transversale Aortenbogenbandbildung im Mausmodell: eine minimalinvasive Technik bei Mäusen zur Induktion von hohem Druck im linken Ventrikel

Wir beschreiben einen schrittweisen Verfahren zum Bilden von Drucklast und der linksventrikulären Hypertrophie in Wistar-Ratten durch Verengung der aufsteigenden Aorta unter Verwendung einer kleinen Metallclips. Dieses Modell wird weitgehend für das Studium Umbau Veränderungen während der Herzhypertrophie und zur Identifizierung und Bewertung von Strategien für die Regression von solchen Änderungen verwendet.

Aufsteigend Aortakonstriktion bei Ratten zur Erstellung von Drucküberlast Herzhypertrophie Modell

Ein Rattenmodell der abdominalen Aortenverengung, das Herzhypertrophie und Umbau induziert, wird beschrieben. Eine effiziente, hochgradig reproduzierbare und minimal-invasive Methode wird verwendet, um eine einfache, aber nützliche Plattform für die Erforschung von Myokardhypertrophie und -dysfunktion bereitzustellen.

Ein Modell der kardialen Remodeling Durch Zusammenziehen der Bauchaorta bei Ratten

Minimal-invasive Quer Aortakonstriktion (MTAC) schont das Wesentliche der regelmäßigen Quer Aortakonstriktion (TAC), während die Verwendung eines Ventilators mit Intubation zu beseitigen. Es erweist sich als ein höchst wünschenswertes Verfahren zur Hochdurchsatz-Untersuchungen an der linksventrikulären Überlastung, vor allem in der translationalen Studien zu sein.

Minimal Invasive Quer Aortakonstriktion bei Mäusen

Ziel dieses Protokolls ist es, Schritt für Schritt beschreiben die Technik der minimal-invasiven quer Aortenstenose Verengung (TAC) bei Mäusen. Durch Beseitigung der Intubation und Belüftung sind obligatorisch für häufig verwendete Standardverfahren, minimal-invasive TAC das operative Vorgehen vereinfacht und reduziert die Belastung auf das Tier setzen.

Technik der minimal-invasiven quer Aortenstenose Verengung bei Mäusen für Induktion der linken Ventricular Hypertrophie

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll der transversalen Aortenstenose Verengung (TAC) über eine laterale Thorakotomie. Diese Technik ist ein minimal-invasive, geschlossenen Brust chirurgischer Eingriff mit dem Ziel, drucküberlastung und Herzinsuffizienz bei Mäusen unter Verwendung der Standardeinstellungen TAC-Labor zu simulieren.

Eine geschlossen Kasten Modell quer Aortenstenose Verengung bei Mäusen zu induzieren

Wir präsentieren eine chirurgische Methode, um rechtsventrikuläre Hypertrophie und Versagen bei Ratten zu induzieren.

Ein pulmonaler Stamm Streifenbildung Modell der Drucküberlastung induzierte rechtsventrikuläre Hypertrophie und Versagen

Hier beschreiben wir ein Schritt-für-Schritt-Protokoll der chirurgischen Aortendepaling im etablierten Mäusemodell der Aortenverengung. Dieses Verfahren ermöglicht es nicht nur, die Mechanismen zu untersuchen, die dem linksventrikulären Reverse Remodeling und der Regression von Hypertrophie zugrunde liegen, sondern auch neue therapeutische Optionen zu testen, die die Myokardregeneration beschleunigen könnten.

Untersuchung des linksventrikulären Reverse Remodeling durch Aortendefletieren bei Nagetieren

Wir beschreiben die Erstellung eines Rattenmodells von drucküberlastinduzierter moderater Umgestaltung und frühsystolischer Dysfunktion, bei der Signaltransduktionswege aktiviert werden, die an der Einleitung des Umbauprozesses beteiligt sind. Dieses Tiermodell wird bei der Identifizierung molekularer Ziele für die Anwendung von frühtherapeutischen Anti-Remodeling-Strategien für Herzinsuffizienz helfen.

Ein Rattenmodell von Drucküberlastung induziert moderate Remodeling und systolische Dysfunktion im Gegensatz zu overt systolische Herzinsuffizienz

Dieses Protokoll beschreibt ein minimal-invasives chirurgisches Verfahren zur aufsteigenden Aortenbänder beim Schwein.

Ein minimal-invasives Modell der Aortenstenose beim Schwein

Wir beschreiben ein Mausmodell der rechtsventrikulären Drucküberlastung, die durch pulmonales Rumpfbanding induziert wird. Detaillierte Protokolle für Intubation, Operation und Phänotypisierung durch Echokardiographie sind in der Arbeit enthalten. Für die Intubation und Chirurgie werden maßgefertigte Instrumente verwendet, die eine schnelle und kostengünstige Reproduktion des Modells ermöglichen.

Ein Mausmodell der durch Drucküberlastung induzierten rechtsventrikulären Hypertrophie und des Versagens durch pulmonales Rumpfbanding

Erfahren Sie die O-Ring-Aortenbandtechnik zur Modellierung von drucküberlastungsinduzierter Herzhypertrophie bei Mäusen. Diese Methode bietet höhere Reproduzierbarkeit und weniger Varianz als traditionelle Verfahren.

O-Ring-Aortenband versus traditionelle transversale Aortenverengung zur Modellierung von Drucküberlastung-induzierter Herzhypertrophie (Video) | JoVE Journal

O-Ring-Aortenband versus traditionelle transversale Aortenverengung zur Modellierung von Drucküberlastung-induzierter Herzhypertrophie

Weitere Videos entdecken