Name: Operationstechnik für die überlegene zervikale Ganglionektomie im Mausmodell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-02T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 30 s
Description: Lernen Sie die chirurgische Sympathektomie zur Resektion des Ganglion cervicale superius im Mausmodell. Diese Methode ermöglicht die adrenerge Denervierung mit weniger Nebenwirkungen als pharmakologische Hemmung.

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Q. W. wurde von NIH T32CA009685 unterstützt. R. J. W. wurde von NIH R01CA219534 unterstützt. Die Core Facilities des Memorial Sloan Kettering Cancer Center wurden von NIH P30CA008748 unterstützt.

Die hier beschriebenen Tierbehandlungen wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee am Memorial Sloan Kettering Cancer Center genehmigt. Hier wurden acht Wochen alte männliche und weibliche NSG-Mäuse verwendet. Die Tiere stammten aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle). Die Instrumente werden sterilisiert, die chirurgische Arbeitsfläche wird desinfiziert, die Hautoberfläche des Tieres wird desinfiziert und der Chirurg trägt während des gesamten Eingriffs sterile Handschuhe.
1. Vorbereitung der Mäuse und präoperativer Aufbau
<ol><li>Am Tag vor der Operation wird die Maus in einer Induktionskammer (3,75 in der Breite x 9 in der Tiefe x 3,75 in der Höhe, siehe Materialtabelle) mit 2% Isofluran betäubt. HINWEIS: Eine chirurgische Anästhesie wird in der Regel in 3-5 Minuten erreicht, abhängig vom einzelnen Tier. Beurteilen Sie die Angemessenheit der Anästhesie durch Einklemmen der Zehen und erhöhen Sie den Isofluran-Prozentsatz entsprechend.<ol><li>Rasieren Sie den ventralen Aspekt des Halses oder verwenden Sie ein chemisches Haarentfernungsmittel gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle).</li>
	</ol></li>
	<li>Am Tag der Operation wird die Maus in einer Induktionskammer mit 2% Isofluran betäubt. Beurteilen Sie die Angemessenheit der Anästhesie durch Einklemmen der Zehen und erhöhen Sie den Isofluran-Prozentsatz entsprechend.</li>
	<li>Verabreichen Sie 2 mg/kg Meloxicam subkutan zur präemptiven systemischen Analgesie. Tragen Sie eine topische Augensalbe auf (siehe Materialtabelle), um Augenverletzungen und Trockenheit unter Narkose zu vermeiden.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf der dorsalen Seite unter ein Präpariermikroskop und sorgen Sie für eine thermische Unterstützung. Halten Sie die Inhalationsanästhesie mit 2%-2,5% Isofluran unter Verwendung eines Präzisions-Vaporizers und Nasenkonus aufrecht. Sichern Sie beide Vordergliedmaßen vorsichtig mit hypoallergenem Klebeband (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Reinigen Sie den rasierten, ventralen Teil des Halses mit Povidon-Jod und wischen Sie ihn dann mit 70%igem Alkohol ab. Wiederholen Sie diesen Vorgang noch zwei weitere Male. Stellen Sie sicher, dass die Operationsstelle frei von losen Haaren ist. HINWEIS: Es kann auch eine kurze gebogene Pinzette verwendet werden. Stellen Sie sicher, dass Sie eine feine oder augenärztliche Pinzette verwenden, um in diesem engen Raum angemessen arbeiten zu können. Zusätzliche präoperative Setups können gemäß den institutionellen Richtlinien einbezogen werden.</li>
</ol>2. Sezieren
<ol><li>Führen Sie einen 1,5 cm langen Hautschnitt in der Mittellinie der ventralen Seite des Halses mit einer kleinen Schere von ca. 2 mm unterhalb des Kinns bis 2 mm oberhalb der Brustbeinkerbe durch.</li>
	<li>Ziehen Sie die Hautränder seitlich mit einer Pinzette zurück, um die darunter liegende Faszie und die submandibulären Speicheldrüsen freizulegen. Trennen Sie die Haut von der darunterliegenden Faszie, indem Sie auf jeder Seite eine spitze Schere unter die Haut einführen und spreizen. Ziehen Sie die Unterkieferdrüsen mit einer Pinzette kaudal nach unten, um die darunter liegenden Muskeln freizulegen.</li>
	<li>Lokalisieren Sie den Übergang des hinteren Bauches des Digastricus-Muskels und des Musculus omohyoidus (Abbildung 1A, schwarzer Kreis). Die Vena jugularis anterior verläuft in Längsrichtung und lateral des Musculus omohyoideus. ANMERKUNG: Der Musculus omohyoideus bedeckt die Luftröhre in Längsrichtung, während der Musculus digastricus quer an der kranialen Seite der Luftröhre liegt (Abbildung 1C).<ol><li>Führen Sie die Spitze einer um 45° abgewinkelten Pinzette an dieser Verbindungsstelle, lateral der vorderen Halsvene, ein, um eine Öffnung in der darüber liegenden tiefen Halsfaszie zu stechen und zu spreizen.</li>
	</ol></li>
	<li>Lassen Sie dieses in Schritt 2.3.1 erstellte Fenster mit der um 45° abgewinkelten Pinzette geöffnet. Erweitern Sie diese Öffnung weiter, indem Sie Spreizmanöver mit einer gebogenen Pinzette in der anderen Hand ausführen.</li>
</ol>3. Identifizierung und Resektion des Ganglions
<ol><li>Lokalisieren Sie das Ganglion cervicalis superior (SCG) an der lateralen Wand des freigelegten Raumes. Es erscheint als rundes, perlmuttartiges Gewebe. HINWEIS: Wenn das SCG nicht identifiziert wird, muss das Gewebe in diesem Raum lateraler und überlegener untersucht werden. Das SCG kann leicht mit Fett verwechselt werden, das in dieser Region häufig vorhanden ist. Fett hat einen leicht gelblichen Schimmer, während das SCG im Gegensatz dazu perlweiß erscheint.</li>
	<li>Während du mit der anderen Hand die Öffnung mit einer Pinzette hältst, greifst du den SCG vorsichtig mit der Pinzette und ziehst ihn aus der Öffnung heraus, um ihn besser sichtbar zu machen.</li>
	<li>Sobald das SCG im Blickfeld ist, fassen Sie die seitliche Basis des SCGs, wo es noch mit dem umgebenden Gewebe verbunden ist. Mit der anderen Hand ziehen Sie den SCG langsam und vorsichtig in ventraler und kaudaler Richtung zurück.<ol><li>Ziehen Sie den SCG mehrmals zurück, um das Ganglion nach und nach zu avulzieren. Halten Sie das Ganglion während dieses Manövers intakt, um sicherzustellen, dass keine Reste von Ganglien zurückbleiben. HINWEIS: Ziehen Sie vorsichtig am Ganglion, da es bei diesem Schritt zu Blutungen kommen kann. Wenn leichte Blutungen auftreten, verwenden Sie oxidierte, regenerierte Zellulose oder einen kleinen Streifen steriler Gaze, um den Druck über der Öffnung für 30 s bis 1 Minute zu halten. Heben Sie dann langsam die Gaze an und bewerten Sie sie erneut. Wiederholen Sie den Vorgang des Haltens des Drucks über der Öffnung nach Bedarf, bis die Blutung gestoppt ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Lassen Sie langsam die andere Zange los, die die Basis des Ganglions hält. Überprüfe auf Blutungen, indem du nach Blutansammlungen suchst. HINWEIS: Leichtes Nässen ist zu diesem Zeitpunkt normal. Überwachen und stellen Sie sicher, dass keine anhaltenden oder signifikanten Blutungen auftreten, bevor Sie den Eingriff schließen und beenden. Halten Sie in diesem Fall den Druck auf die Öffnung, wie in Schritt 3.3.1 beschrieben.</li>
	<li>Bringen Sie die Speicheldrüsen wieder in ihre normale anatomische Position. Approximieren und schließen Sie die Haut mit einfachen, unterbrochenen 5-0-Nylonnähten (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig, um eine vollständige Erholung von der Narkose zu ermöglichen. HINWEIS: Es kann 5-15 Minuten dauern, bis die Maus vollständig aus der Anästhesie erwacht. Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder zu Bewusstsein gekommen ist, um das Brustbein zu halten. Setzen Sie die Maus nicht mit anderen Mäusen in einen Käfig, bis sie sich vollständig erholt hat. Untersuchen Sie die postoperative Genesung der Maus mindestens einmal alle 24 Stunden für 72 Stunden.</li>
</ol>

<ol><li>Magnon, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+nerve+development+contributes+to+prostate+cancer+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression.</a> Science. 341 (6142), 1236361(2013).</li>
<li>Zhao, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Denervation+suppresses+gastric+tumorigenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Denervation suppresses gastric tumorigenesis.</a> Science Translational Medicine. 6 (250), 115(2014).</li>
<li>Zahalka, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adrenergic+nerves+activate+an+angio-metabolic+switch+in+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer.</a> Science. 358 (6361), 321-326 (2017).</li>
<li>Amit, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+p53+drives+neuron+reprogramming+in+head+and+neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer.</a> Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).</li>
<li>Renz, B. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholinergic+signaling+via+muscarinic+receptors+directly+and+indirectly+suppresses+pancreatic+tumorigenesis+and+cancer+stemness%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness.</a> Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).</li>
<li>Lucido, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innervation+of+cervical+carcinoma+is+mediated+by+cancer-derived+exosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Gynecologic+Oncology%22%5BJournal%5D)">Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes.</a> Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).</li>
<li>Peterson, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basal+cell+carcinoma+preferentially+arises+from+stem+cells+within+hair+follicle+and+mechanosensory+niches%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches.</a> Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).</li>
<li>Maronde, E., Stehle, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mammalian+pineal+gland%3A+Known+facts%2C+unknown+facets%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Endocrinology+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets.</a> Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).</li>
<li>Yamazaki, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ontogeny+of+circadian+organization+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Rhythms%22%5BJournal%5D)">Ontogeny of circadian organization in the rat.</a> Journal of Biological Rhythms. 24 (1), 55-63 (2009).</li>
<li>Huang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((S100%2B+cells%3A+A+new+neuro-immune+cross-talkers+in+lymph+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs.</a> Scientific Reports. 3 (1), 1114(2013).</li>
<li>Dieguez, H. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melatonin+protects+the+retina+from+experimental+nonexudative+age-related+macular+degeneration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pineal+Research%22%5BJournal%5D)">Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice.</a> Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643(2020).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+superior+cervical+ganglionectomy+attenuates+the+progression+of+%CE%B2-aminopropionitrile-induced+aortic+dissection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats.</a> Life Sciences. 193, 200-206 (2018).</li>
<li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+superior+cervical+sympathetic+ganglion+in+ischemia+reperfusion-induced+acute+kidney+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats.</a> Frontiers in Medicine. 9, 792000(2022).</li>
<li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superior+cervical+ganglionectomy+alters+gut+microbiota+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats.</a> American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B2-Adrenergic+signaling+induces+Notch-mediated+salivary+gland+progenitor+cell+control%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control.</a> Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).</li>
<li>Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cAMP-phosphodiesterase+4+%28PDE4%29+controls+%CE%B2-adrenoceptor-+and+CFTR-dependent+saliva+secretion+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Journal%22%5BJournal%5D)">The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice.</a> Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).</li>
<li>Smith, B., Butler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+long-term+propranolol+on+the+salivary+glands+and+intestinal+serosa+of+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse.</a> The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).</li>
<li>Sucharov, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B2-Adrenergic+receptor+antagonism+in+mice%3A+A+model+for+pediatric+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease.</a> Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).</li>
<li>Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+alpha1-+and+beta1-adrenergic+modulation+of+lacrimal+gland+function+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).</li>
<li>Grisanti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prior+%CE%B2-blocker+treatment+decreases+leukocyte+responsiveness+to+injury%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury.</a> JCI Insight. 5 (9), 99485(2019).</li>
<li>Alito, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+nervous+system+regulation+of+murine+immune+responses+as+assessed+by+local+surgical+sympathetic+and+parasympathetic+denervation%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiologica%2C+Pharmacologica+et+Therapeutica+Latinoamericana%22%5BJournal%5D)">Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation.</a> Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).</li>
<li>Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+central+role+for+sympathetic+nerves+in+herpes+stromal+keratitis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice.</a> Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).</li>
<li>Haug, S. R., Heyeraas, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+sympathectomy+on+experimentally+induced+pulpal+inflammation+and+periapical+lesions+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats.</a> Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).</li>
<li>Savastano, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+surgical+technique+for+rat+superior+cervical+ganglionectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).</li>
<li>Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+superior+cervical+ganglionectomy+on+insulin+release+by+murine+pancreas+slices%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Autonomic+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices.</a> Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).</li>
<li>Ziegler, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+sympathetic+denervation+attenuates+myocardial+inflammation+and+improves+cardiac+function+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice.</a> Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).</li>
<li>Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+superior+cervical+ganglia+modulate+ventilatory+responses+to+hypoxia+independently+of+preganglionic+drive+from+the+cervical+sympathetic+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain.</a> Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).</li>
<li>Dieguez, H. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superior+cervical+gangliectomy+induces+non-exudative+age-related+macular+degeneration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice.</a> Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641(2018).</li>
<li>Zhang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperactivation+of+sympathetic+nerves+drives+depletion+of+melanocyte+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells.</a> Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).</li>
<li>Pirzgalska, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sympathetic+neuron-associated+macrophages+contribute+to+obesity+by+importing+and+metabolizing+norepinephrine%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine.</a> Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).</li>
<li>Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foxo1+regulates+Dbh+expression+and+the+activity+of+the+sympathetic+nervous+system+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo.</a> Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Dieses Protokoll beschreibt ein Mausmodell für die chirurgische einseitige Ablation des SCG-Inputs. Diese Technik ermöglicht es, die Auswirkungen der adrenergen Innervation in verschiedenen Situationen zu untersuchen. Darüber hinaus kann das resezierte sympathische Ganglion auch in 3D-Matrigelkultur für In-vitro-Experimente gezüchtet werden30.
Studien mit SCGx wurden hauptsächlich an Ratten durchgeführt, da ihre größere Anatomie eine einfachere anatomische Visu...

Mehrere Studien haben berichtet, dass die Nerven in der Tumormikroumgebung eine aktive Rolle bei der Unterstützung der Tumorprogression spielen. Es wurde gezeigt, dass die Ablation adrenerger sympathischer Nerven die Tumorentwicklung und -ausbreitung bei Prostata- und Magenkrebs in vivo beeinträchtigt 1,2,3, während die pharmakologische Blockade adrenerger Rezeptoren das Tumorwachstum bei Kopf-Hals-Tumoren hemmt 4. Eine sympathische neuronale Beteiligung wurde auch bei der Progression von Pankreas-, Zervikla- und Basalzellkarzinomen beschrieben 5,6,7.
Innerhalb des sympathischen Nervensystems ist das Ganglion cervicalis superior (SCG) das einzige Ganglion des Sympathikus, das den Kopf innerviert. Das SCG reguliert verschiedene physiologische Funktionen, wie z.B. die Speichelsekretion und den zirkadianen Rhythmus, und innerviert direkt die zervikalen Lymphknoten 8,9,10. Das SCG wurde auch mit pathologischen Prozessen wie der Makuladegeneration11 und dem Fortschreiten der Aortendissektion12 in Verbindung gebracht. Darüber hinaus wurde berichtet, dass die Resektion des SCG die Ischämie-Reperfusions-induzierte akute Nierenschädigung verschlimmert13 und auch die Darmmikrobiota bei Rattenverändert 14.
Die vollständige Ablation des SCG in einem Mausmodell würde eine wertvolle experimentelle Technik darstellen, um die Krebsforschung und das autonome Nervensystem zu ermöglichen. Während in vielen Studien die pharmakologische adrenerge Rezeptorblockade als adrenerge Ablation eingesetzt wurde 15,16,17,18,19,20, ermöglicht die chirurgische Resektion eine vollständige, einseitige adrenerge Ablation unter Vermeidung wiederholter pharmakologischer Eingriffe und der damit verbundenen Nebenwirkungen 21,22,23.
Die chirurgische Resektion des SCG wurde bei Rattenbeschrieben 24, und die meisten Berichte, die die Wirkung der überlegenen zervikalen Ganglionektomie (SCGx) untersuchten, verwendeten das Rattenmodell. Im Vergleich zum Rattenmodell ist SCGx bei Mäusen aufgrund der geringen Größe des SCG technisch anspruchsvoller. Mäuse sind jedoch vergleichsweise einfacher zu handhaben, kostengünstiger und anfälliger für genetische Manipulationen. Garcia et al. gehörten zu den ersten, die über SCGx bei Mäusen berichteten, und es wurde festgestellt, dass es die Insulinfreisetzung beeinflusst25. In jüngerer Zeit beschrieben Ziegler et al. SCGx in Mäusen auf der Grundlage der veröffentlichten Technik, die für Ratten beschrieben wurde24,26. Dieser und andere Artikel beschreiben eine Methode, bei der zunächst die Arteria carotis communis (CCA) identifiziert und präpariert wird und anschließend das SCG aus der Bifurkation der CCA entfernt wird21,22,27,28. In diesem Artikel wird eine weniger invasive und sicherere Technik an Mäusen beschrieben, die die Dissektion des CCA vermeidet und dadurch die schwerwiegendste Komplikation dieses Verfahrens minimiert – Blutungen aus einer Verletzung des CCA.

<table><tbody><tr><td>Anti-Tyrosin-Hydroxylase-Antikörper</td><td>EMD Millipore</td><td>AB152</td><td></td></tr><tr><td>Künstliches Tränenschmiermittel Ophthalmische Salbe</td><td>Akorn</td><td>59399-162-35</td><td></td></tr><tr><td>Curity 2 x 2 Zoll Mullschwamm 8-lagig, steril</td><td>Covidien</td><td>1806</td><td></td></tr><tr><td>Derf Nadelhalter</td><td>Thomas Scientific</td><td>1177K00</td><td></td></tr><tr><td>Präpariermikroskop</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7b Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11270-20</td><td></td></tr><tr><td>ETHILON Nylon Naht</td><td>Ethicon</td><td>698H</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere - ToughCut</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Hypoallergenes chirurgisches Klebeband</td><td>3M Blenderm</td><td>70200419342</td><td></td></tr><tr><td>Induktion Kammer, 2 Liter</td><td>VetEquip</td><td>941444</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church & Dwight Co., Inc</td><td>40002957</td><td>chemisches Haarentfernungsmittel</td></tr><tr><td>NORADRENALINE RESEARCH ELISA</td><td>Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics)</td><td>BA E-5200</td><td></td></tr><tr><td>NSG Maus</td><td>Jackson Labor</td><td>JAX:005557</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod-Tupfer</td><td>PDI</td><td>S41350</td><td></td></tr><tr><td>Webcol Alkohol Preps</td><td>Covidien</td><td>5110</td><td></td></tr></tbody></table>

operationstechnik für die überlegene zervikale ganglionektomie im mausmodell

Surgical Technique for Superior Cervical Ganglionectomy in a Murine Model

Immer mehr Hinweise deuten darauf hin, dass das sympathische Nervensystem eine wichtige Rolle beim Fortschreiten von Krebs spielt. Die adrenerge Innervation reguliert die Speicheldrüsensekretion, den zirkadianen Rhythmus, die Makuladegeneration, die Immunfunktion und die Herzphysiologie. Die chirurgische Sympathektomie der Maus ist eine Methode zur Untersuchung der Auswirkungen der adrenergen Innervation, indem sie eine vollständige, einseitige adrenerge Ablation ermöglicht und gleichzeitig die Notwendigkeit wiederholter pharmakologischer Eingriffe und der damit verbundenen Nebenwirkungen vermeidet. Die chirurgische Sympathektomie bei Mäusen ist jedoch aufgrund der geringen Größe des oberen zervikalen Ganglions technisch anspruchsvoll. In dieser Studie wird eine Operationstechnik beschrieben, mit der das Ganglion cervicalis superior zur Ablation des sympathischen Nervensystems zuverlässig identifiziert und reseziert werden kann. Die erfolgreiche Identifizierung und Entfernung des Ganglions wird durch die Bildgebung der fluoreszierenden sympathischen Ganglien mit einer transgenen Maus, die Identifizierung des Horner-Syndroms nach der Resektion, die Färbung auf adrenerge Marker in den resezierten Ganglien und die Beobachtung einer verminderten adrenergen Immunfluoreszenz in den Zielorganen nach Sympathektomie validiert. Dieses Modell ermöglicht zukünftige Studien zum Fortschreiten von Krebs sowie zu anderen physiologischen Prozessen, die durch das sympathische Nervensystem reguliert werden.

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Entfernung des SCG in einem Mausmodell. Abbildung 2 zeigt die anatomischen Orientierungspunkte, einschließlich der CCA, der Vena jugularis anterior und des SCG. Bei der Dissektion (Abbildung 2A) verläuft die rechte Vena jugularis anterior entlang des lateralen Randes der Luftröhre. Da sie tiefer als die Vena jugularis anterior liegt, sind die linke CCA und ihre Verzweigung in die Arteria carotis interna (ICA) und die ...

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Mausmodell der Ablation der adrenergen Innervation durch Identifizierung und Resektion des Ganglion cervicalis superior.

Operationstechnik für die überlegene zervikale Ganglionektomie im Mausmodell

Growing evidence suggests that the sympathetic nervous system plays an important role in cancer progression. Adrenergic innervation regulates salivary ...

Der Sympathikus spielt eine wichtige Rolle beim Fortschreiten von Krebs und anderen Krankheiten. Die chirurgische Sympathektomie ist eine wertvolle Methode, um diese Prozesse zu untersuchen, indem sie eine vollständige einseitige adrenerge Ablation induziert. Diese Technik vermeidet die Nebenwirkungen, die mit einer pharmakologischen Hemmung des sympathischen Nervensystems verbunden sind.Darüber hinaus ist es weniger invasiv als zuvor beschriebene Methoden, da es eine Dissektion der Halsschlagader vermeidet. Bei der Durchführung dieser Technik kann es schwierig sein, in den richtigen Raum einzudringen, in dem sich das Ganglion befindet, und es vom Fett zu unterscheiden. Die Identifizierung des Wahrzeichens und der Praxis ist daher unerlässlich.Die Anatomie sieht etwas anders aus, wenn sie in Bewegung ist und nicht präpariert wird, so dass die visuelle Demonstration eine bessere Anleitung zur Identifizierung des anatomischen Orientierungspunkts bietet, der für diese Technik von entscheidender Bedeutung ist. Beginnen Sie mit dem Auftragen einer topischen Augensalbe auf die anästhesierte Maus, um Augenverletzungen und Trockenheit zu vermeiden. Legen Sie die Maus auf der dorsalen Seite unter ein Präpariermikroskop und halten Sie die Inhalationsanästhesie mit einem Präzisionsverdampfer und einem Nasenkonus aufrecht.Sichern Sie beide Vordergliedmaßen mit hypoallergenem Klebeband. Reinigen Sie den rasierten ventralen Aspekt des Halses mit Povidon-Jod und wischen Sie ihn dann mit 70%igem Alkohol ab. Nachdem Sie den Reinigungsvorgang zwei weitere Male wiederholt haben, legen Sie ein steriles Tuch über die Operationsstelle.Verwenden Sie dann eine kleine Schere und machen Sie einen 1,5 Zentimeter langen Hautschnitt in der Bauchlinie des Halses von etwa zwei Millimetern unterhalb des Kinns bis zwei Millimeter oberhalb der Brustbeinkerbe. Trennen Sie die Haut von der darunterliegenden Faszie, indem Sie auf jeder Seite eine spitze Schere unter die Haut einführen und spreizen. Ziehen Sie dann die Hautränder seitlich mit einer Pinzette zurück, um die darunter liegenden Faszien und die submandibulären Speicheldrüsen freizulegen.Ziehen Sie die Unterkieferdrüsen mit einer Pinzette kaudal, um die darunter liegenden Muskeln freizulegen. Als nächstes lokalisieren Sie die Verbindung zwischen dem hinteren Bauch des Digastricus-Muskels und des Omohyoid-Muskels. Führen Sie die Spitze einer um 45 Grad abgewinkelten Pinzette an diesem Übergang seitlich der vorderen Halsvene ein, um eine Öffnung in der darüber liegenden tiefen Halsfaszie zu durchstechen und zu spreizen.Halten Sie dieses Fenster mit der um 45 Grad abgewinkelten Pinzette offen und erweitern Sie diese Öffnung weiter, indem Sie Spreizmanöver mit einer gebogenen Pinzette in der anderen Hand ausführen. Lokalisieren Sie das obere zervikale Ganglion oder SCG an der Seitenwand des freigelegten Raums. Während du mit der anderen Hand die Öffnung mit einer Pinzette hältst, greifst du das SCG vorsichtig mit einer Pinzette und ziehst es aus der Öffnung heraus, um es besser sichtbar zu machen.Sobald das SCG sichtbar ist, fassen Sie die seitliche Basis des SCGs, wo es noch mit dem umgebenden Gewebe verbunden ist. Mit der anderen Hand ziehen Sie das SCG mehrmals langsam und vorsichtig in ventraler und kaudaler Richtung zurück, um das Ganglion allmählich nach und nach zu avulzieren. Halten Sie das Ganglion während dieses Manövers intakt, um sicherzustellen, dass keine Reste von Ganglien zurückbleiben.Löse langsam die Basis des Ganglions und überprüfe auf Blutungen, indem du nach Blutansammlungen suchst. Wenn Sie fertig sind, bringen Sie die Speicheldrüsen wieder in ihre normale anatomische Position. Approximieren und schließen Sie die Haut mit einfachen, unterbrochenen 5-0-Nylonnähten.Während der Dissektion verlief die rechte vordere Halsvene entlang des lateralen Randes der Luftröhre. Bei der Untersuchung der transgenen P0 tdTomato-Maus mit rot fluoreszierenden Neuronen unter dem Fluoreszenzmikroskop wurde beobachtet, dass der fluoreszierende Vagusnerv lateral zur Arteria carotis communis verläuft und der fluoreszierende SCG an der Bifurkation der Arteria carotis communis lateral der Vena jugularis anterior beobachtet wurde. Das resezierte SCG in einer transgenen Maus wurde durch seine rote Fluoreszenz im Vergleich zur nicht-fluoreszierenden SCG-Kontrolle bestätigt.Die Immunfluoreszenzfärbung bestätigte eine Tyrosinhydroxylase, einen Marker für adrenerge Nerven. Nach einer überlegenen zervikalen Ganglionektomie wurde eine Ptosis, also das Herabhängen des Augenlids, beobachtet, was ein Zeichen für das Horner-Syndrom ist. Die Immunfluoreszenzfärbung für eine Tyrosinhydroxylase an der rechten submandibulären Speicheldrüse nach rechter oberer zervikaler Ganglionektomie bestätigte die erfolgreiche Ablation des adrenergen Signalwegs mit fehlender Tyrosinhydroxylase-Nervenfärbung.Im Gegensatz dazu behielt die linke submandibuläre Unterkieferdrüse ihren adrenergen Input bei und intakte eine Tyrosinhydroxylase-Nervenfärbung, die ebenfalls durch Quantifizierung bestätigt wurde. Die ELISA-Quantifizierung von Noradrenalin in der Speicheldrüse bestätigte eine signifikante Reduktion der Noradrenalinexpression in der Unterkieferdrüse auf der Seite der oberen zervikalen Ganglionektomie im Gegensatz zur Kontrollseite der Scheinoperation. Seien Sie geduldig und vorsichtig, wenn Sie den SCG entfernen.Löse es langsam und stückweise. Andernfalls kann die mit dem SCG verbundene Halsschlagader leicht verletzt werden, was zu Blutungen führen kann.

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Forschung

JoVE Journal

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Krebsforschung

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Operationstechnik für die überlegene zervikale Ganglionektomie im Mausmodell

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