Name: Echtzeitüberwachung und Modulation des Blutdrucks in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T13:15:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Erfahren Sie die kontinuierliche arterielle Blutdrucküberwachung in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle hämodynamischer Faktoren zur Untersuchung der Schlaganfall-Pathophysiologie.

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Die in dieser Publikation berichtete Forschung wurde vom National Center for Advancing Translational Sciences der National Institutes of Health unter den Award-Nummern UL1TR002538 und KL2TR002539 sowie durch den Transformational Grant 19TPA34910194 der American Heart Association unterstützt.

Dieses Protokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokollnummer 21-09021 der University of Utah) genehmigt. Ausgewachsene neuseeländische weiße Kaninchen werden von kommerziellen Anbietern bezogen.
1. Tiererwerb
<ol><li>Akklimatisieren Sie die Tiere nach der Ankunft für die erforderliche Dauer gemäß dem institutionellen Protokoll und halten Sie die Tiere sozial in einem Vivarium mit Standardfutter unter. Die Eingewöhnungszeit in unserer Einrichtung beträgt 2 Wochen.</li>
</ol>2. Anästhesie und Überwachung
<ol><li>Einleitung einer endotrachealen Vollnarkose mit intramuskulärer Injektion von Buprenorphin (0,03 mg/kg), gefolgt von ca. 30 min später mit einer intramuskulären Injektion von Ketamin (25-35 mg/kg) und Xylazin (3 mg/kg). Halten Sie die Anästhesie mit 1%-5% Isofluran in Sauerstoff aufrecht, das über einen Endotrachealtubus verabreicht wird. Verwenden Sie während der Induktion 100 %FiO 2 und titrieren Sie dann auf den niedrigsten FiO 2, der einen SpO2 von 100 % beibehält. HINWEIS: Eine ununterbrochene Anästhesie ist notwendig, um Bewegungen des Tieres zu verhindern, so dass der Schlaganfall die einzige Störung des Schlaganduktionsprozesses ist. Dies verhindert auch Blutdruckspitzen, die durch Unruhe entstehen würden, die durch eine unzureichende Anästhesie entstehen könnte. Eine gleichmäßige Sauerstoffversorgung ist ebenfalls wichtig zu kontrollieren, um vergleichbare Schläge zu erzielen. Diese Maßnahmen sind alle in den nachfolgend beschriebenen repräsentativen Ergebnissen berücksichtigt.</li>
	<li>Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie schädliche Reize auf den Zeh anwenden. Tragen Sie tierärztliche Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit vorzubeugen.</li>
	<li>Überwachen Sie die Sauerstoffsättigung mit einem Pulsoximeter, das am Ohr angebracht wird. Erhalten Sie einen intravenösen Zugang mit einem Angiokatheter in einer Ohrvene. Stellen Sie sicher, dass es mit einer Naht oder einem selbstklebenden transparenten Folienverband gesichert ist. Um den Vasospasmus zu mildern, geben Sie nach der Einleitung der Anästhesie 0,25 Zoll transdermales Nitroglycerin auf die Innenseite des Ohrs.</li>
	<li>Versorgen Sie die Wartungsflüssigkeiten mit normaler Kochsalzlösung in einer Geschwindigkeit von 1 cm³/kg/h. Platzieren Sie eine Ösophagustemperatursonde, um die Körpertemperatur zu überwachen. Halten Sie die Normothermie (33-37 °C) nach Bedarf mit wärmenden Decken aufrecht, die unter das Tier gelegt werden.</li>
</ol>3. Chirurgische Vorbereitung
<ol><li>Legen Sie das Kaninchen in Rückenlage auf einen fluoroskopietauglichen Operationstisch. Verlängern Sie den Kopf, um die Positionierung für nachfolgende angiographische Ansichten zu optimieren. Kaninchen haben außerordentlich empfindliche Arterien, die nach der Instrumentierung zu Vasospasmen neigen.</li>
	<li>Entfernen Sie das Fell aus beiden Leistenregionen mit einer elektrischen Haarschneidemaschine. Als nächstes tasten Sie die beidseitigen femoralarteriellen Impulse ab, um eine ausreichende Clearance durch beidseitiges Trimmen zu bestätigen. Bereiten Sie die Haut mit Chlorhexidin- und Alkoholpeelings vor und drapieren Sie die Haut dann auf die übliche sterile Weise.</li>
	<li>Verabreichung einer Lokalanästhesie durch subkutane Injektion von 2 ml 1%igem Lidocain in die beidseitigen Leistenregionen. Machen Sie einen 5 cm langen chirurgischen Schnitt mit einer Klinge mit der Nummer 10 an der Stelle, an der Lidocain injiziert wurde. Verwenden Sie eine stumpfe Dissektion, um das neurovaskuläre Bündel freizulegen (Abbildung 1A). Verlängern Sie bei Bedarf den Schnitt, um ein Arteriensegment freizulegen, das groß genug für den Zugang ist.</li>
	<li>Nach der Isolierung des neurovaskulären Bündels träufeln Sie einige Tropfen 1%iges Lidocain auf die Arterie, um einen Vasospasmus zu verhindern. Trennen Sie die Arterie vorsichtig mit einer Pinzette von der Vene und dem angrenzenden Nerv. Identifizieren Sie die Arterie anhand des charakteristischen Aussehens ihrer Muskelwand im Vergleich zu den dünnen Wänden der Vene. Die Arterie hat helleres Blut, während die Vene dunkleres Blut enthält.</li>
</ol>4. Arterieller Zugang
<ol><li>Nachdem die Arterie isoliert wurde, führen Sie die rechtwinklige Pinzette unter das Gefäß. Fassen Sie mit dem Instrument zwei Gefäßschlaufen und führen Sie sie vorsichtig unter der Arterie hindurch. Platzieren Sie jeweils einen am stromaufwärts und stromabwärts gelegenen Ende des freiliegenden Gefäßes.</li>
	<li>Setzen Sie die Arterie einem sanften Zug aus, indem Sie an den Gefäßschlaufen ziehen. Untersuchen Sie zu diesem Zeitpunkt das Gefäß auf Restgewebe und entfernen Sie es mit einer sanften Dissektion (Abbildung 1B). Dies erhöht die Chancen auf einen erfolgreichen Zugriff.</li>
	<li>Verwenden Sie für den Zugang einen 22-G-Angiokatheter. Schieben Sie den Katheter selbst leicht über die innere Nadel, da diese oft im vollständigen Sitzen kleben bleibt und das Gerät bei Zugangsversuchen verschieben kann.</li>
	<li>Nachdem Sie das Gefäß präpariert und den Angiokatheter vorbereitet haben, träufeln Sie Lidocain erneut auf das Gefäß. Die Arterie weitet sich sichtbar, was die Chancen auf einen erfolgreichen Zugang und die Platzierung einer Schleuse mit der Seldinger-Technik erhöht.</li>
	<li>Üben Sie einen sanften Zug auf die stromabwärts gelegene Gefäßschlaufe aus, um die Arterie zu stauen, indem Sie den Abfluss reduzieren. Dadurch wird das Schiff auch für den Zugangsversuch stabilisiert. Schieben Sie die Nadel des Angiokatheters langsam in die Mitte des freiliegenden arteriellen Segments (Abbildung 1C). Wenn ein Blutblitz im Angiokatheter und in der Kammer an seinem Zentrum zu sehen ist, schieben Sie den Katheter über die Nadel in das arterielle Lumen.</li>
	<li>Wenn der Zugriffsversuch nicht erfolgreich ist, erreichen Sie die Hämostase, indem Sie die stromaufwärts gelegene Schiffsschleife anziehen. Spülen Sie den Angiokatheter mit Kochsalzlösung und setzen Sie ihn für weitere Versuche wieder auf die Einführnadel.</li>
	<li>Wenn der Angiokatheter erfolgreich im Gefäß bis zu seinem Hub platziert wurde, schieben Sie einen Cope-Mikrodraht durch das Angiokatheterlumen in die Aorta (Abbildung 1D). Entfernen Sie den Angiokatheter über dem Draht und ersetzen Sie ihn durch eine 5-French-Slim-Hydrophil-Hülle (Abbildung 1E).</li>
	<li>Bestätigen Sie den Rückfluss des arteriellen Blutes durch den Seitenarmschlauch, indem Sie das Dreiwegeventil öffnen. Spülen Sie den Mantel mit 0,9%iger Kochsalzlösung und verriegeln Sie das Ventil während des Spülvorgangs.</li>
	<li>Befestigen Sie die Scheidennabe mit einer zusätzlichen 3-0-Seidennaht an der angrenzenden Haut. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die kontralaterale Oberschenkelarterie. Um eine höhere Effizienz zu erzielen, können zwei Bediener gleichzeitig arbeiten, während sie sich auf jeweils eine Arterie konzentrieren.</li>
</ol>5. Zervikocerebrale Angiographie und intrakranieller Zugang
<ol><li>Führen Sie unter fluoroskopischer Visualisierung einen 4-French-Glide-Katheter über einen 0,035-Zoll-Gleitdraht vor, der durch die linke Femurhülle eingeführt wird. Positionieren Sie die Spitze des Gleitkatheters in der proximalen linken Wirbelarterie. Entfernen Sie den Draht und spülen Sie den Katheter mit heparinisierter 0,9%iger Kochsalzlösung.</li>
	<li>Führen Sie eine Angiographie von Hand durch, indem Sie die linke Wirbelarterie mit jodhaltigem Kontrastmittel unter geringer Vergrößerung injizieren, um den gesamten Kopf und Hals darzustellen (Abbildung 2A). Modulieren Sie die Injektion der Kontrastmittellösung, indem Sie mit einer Niederdruckinjektion beginnen, die sich steigert, um das gesamte Gefäßsystem sichtbar zu machen. HINWEIS: Eine ausreichende Injektion zur Visualisierung des Rückflusses in der rechten Wirbelarterie ist erforderlich, da dieses angiographische Bild als Roadmap-Anleitung zur effizienten Auswahl der richtigen Wirbelarterie verwendet wird. Eine sanfte Injektion ist erforderlich, um Vasospasmus oder tiefere Verletzungen zu minimieren. Darüber hinaus kann eine übermäßige Kraft oder ein übermäßiges Volumen auch unter tiefer Betäubung vorübergehende Bewegungen des Tieres hervorrufen.</li>
	<li>Für die Injektion des linken Wirbels injizieren Sie 50% Kontrastmittel, verdünnt in normaler Kochsalzlösung mit einem sanften Crescendo aus einer 3-cm³-Spritze. Die Injektion von 1-2 ml des verdünnten Kontrastmittels ist in der Regel ausreichend. Bestimmen Sie die angemessene Menge der Injektion, indem Sie den Rückfluss in der rechten Wirbelarterie in die rechte Schlüsselbeinarterie überprüfen. Beachten Sie bei dieser Injektion auch die hinteren zerebralen und oberen Kleinhirnarterien, von denen eine das Ziel für den Verschluss mit dem Mikrokatheter sein wird.</li>
	<li>Bereiten Sie einen 2,4-French-Flow-gerichteten Mikrokatheter mit einem 0,010-Zoll-Mikrodraht vor. Machen Sie eine C-Form an der Spitze des Mikrodrahtes. Schieben Sie den Mikrokatheter unter Anleitung der Roadmap in einem 4-French-Glide-Katheter durch die rechte Femurscheide und über den Draht in die rechte Wirbelarterie. Aufgrund der Neigung zu katheterinduzierten Vasospasmen sollten die Manipulationszeit des Geräts und die Anzahl der durchgeführten Katheterversuche minimiert werden.</li>
	<li>Schieben Sie den Mikrokatheter durch das zervikale Segment der rechten Wirbelarterie. Um die scharfe Kurve vom V2- zum V3-Segment am besten zu überstehen, schieben Sie den Mikrokatheter allein vor, während sich der Mikrodraht wieder proximal an seiner Spitze befindet. Das Führen mit dem Mikrodraht an dieser Stelle führt oft zu einer Selektion kleiner Seitenäste der Arteria vertebralis und kann die Ursache für einen erheblichen Vasospasmus sein.</li>
	<li>Nach der scharfen Kurve von V2 nach V3 gelangt der Mikrokatheter oft leicht in die proximale Arteria basilaris. Schieben Sie an dieser Stelle den Mikrodraht vor und wählen Sie die gewünschten hinteren zerebralen oder oberen Kleinhirnarterien aus. Mikrokatheterinjektionen werden aufgrund der fragilen Natur der intrakraniellen Arterien nicht empfohlen.</li>
	<li>Schieben Sie den Mikrokatheter über den Mikrodraht in die Zielarterie. Wählen Sie eine proximale Position, da sie aufgrund ihrer Winkelung am Ursprung in der Regel am sichersten im Seitenzahnbereich kommuniziert werden kann. Eine tiefere Position ist in der Arteria cerebellaris superior möglich (Abbildung 2B).</li>
	<li>Wiederholen Sie das Angiogramm, indem Sie den Katheter der linken Wirbelarterie mit hoher Vergrößerung über den Kopf injizieren, um den Verschluss der Zielarterie zu bestätigen (Abbildung 2B-C). Für eine optimale Bildgebung injizieren Sie den Kontrast mit voller Stärke in die 3-cm³-Spritze. In der Regel ist nicht mehr als 1 ml für eine ausreichende Trübung aller intrakraniellen Arterien erforderlich.</li>
	<li>Entfernen Sie den Mikrodraht vorsichtig aus dem Mikrokatheter unter fluoroskopischer Visualisierung, um eine stabile Position zu bestätigen. Setzen Sie einen Absperrhahn auf die Nabe des Mikrokatheters und schließen Sie den Absperrhahn, um Blutverlust durch retrograden Blutfluss zu verhindern. Entfernen Sie den linken Wirbelkatheter, um die linke Femurzugangsschleuse freizugeben.</li>
	<li>Während der anschließenden Okklusionsphase werden intermittierende Durchleuchtungsbilder aufgenommen, um eine stabile Position des okklusiven Mikrokatheters zu bestätigen. Ergebnisse von Verschlussperioden der Arteria cerebri posterior im Bereich von 60-240 min wurden bereits veröffentlicht18.</li>
</ol>6. Blutdruckmessung und -modulation
<ol><li>Während für den okklusiven intrakraniellen Mikrokatheter eine femorale Zugangsstelle verwendet wird, wird die kontralaterale Hülle für die Blutdruckmessung verwendet.</li>
	<li>Zeichnen Sie kontinuierliche arterielle Blutdruckwerte mit einem piezoresistiven 3-French-Gauge-Sensor auf, der durch eine Femurhülle geführt und vorgeschoben wird, bis sich die Sensorspitze in der unteren thorakalen Aorta befindet. Schließen Sie diesen Sensor an die Datenerfassungshardware an und visualisieren Sie die gemessenen Drücke mit der zugehörigen Software. Beobachten Sie den Blutdruck im Druckvisualisierungsfenster. Blutdruckaufzeichnungen können zur Visualisierung in der Statistiksoftware in eine Tabellenkalkulation exportiert werden.</li>
	<li>Wenn eine mechanische Manipulation des Blutdrucks mit einem Ballonkatheter gewünscht wird, schieben Sie alternativ einen 4 französischen 5-mm-Fogarty-Ballonkatheter durch die vorhandene Femurhülle. Positionieren Sie den Ballon in der Nebennierenaorta. Verwenden Sie das 0,025-Zoll-Innenlumen für die Druckverfolgung, um den Blutdruck stromaufwärts des Ballons kontinuierlich zu überwachen, und den 4-Zoll-Durchmesser des Ballons für eine zweite BP-Verfolgungsleitung, die an die Hülle angeschlossen wird, um den Blutdruck stromabwärts des Ballons kontinuierlich zu überwachen.</li>
</ol>7. Euthanasie und Gewebeentnahme
<ol><li>Entfernen Sie den okklusiven Mikrokatheter nach 3 h und setzen Sie dann die arterielle Blutdruckmessung und -modulation für den weiteren gewünschten Zeitraum fort. Eine Standard-Erholungszeit von 3 h wird zur Visualisierung eines abgeschlossenen Infarkts in der anschließenden Histologie verwendet.</li>
	<li>Stellen Sie nach Abschluss der vorgeschriebenen Okklusions- und Erholungszeiten sicher, dass sich das Tier in einer chirurgischen Anästhesieebene befindet, und führen Sie Euthanasie durch (Perfusionsfixierung mit phosphatgepufferter Lösung, gefolgt von Enthauptung nach Bestätigung des Fehlens von Herzaktivität). Alternativ können Sie eine Perfusionsfixierung durchführen, indem Sie Perfusat durch eine Femurscheide infundieren und dann eine Halsvene, die untere Hohlvene oder den rechten Vorhof durchschneiden. HINWEIS: Für einige Post-Mortem-Analysen kann eine Perfusion vorzuziehen sein, da die Genexpression oder die Biomarkerwerte durch die Lösung beeinflusst werden können. Beide Techniken wurden von unserer Gruppe erfolgreich durchgeführt.</li>
	<li>Bestätigen Sie bei akuten Eingriffen mit sofortiger Entnahme des Gehirns die Euthanasie und enthaupten Sie das Tier. Entfernen Sie das Schädeldach stückweise mit Rongeuren, beginnend am Hinterhauptkamm und anterior, bis das Gehirn intakt entnommen werden kann. Legen Sie das Gehirn in Formalin oder eine Lösung mit optimaler Schnitttemperatur und frieren Sie es je nach gewünschter Art der Gewebeanalyse schock ein.</li>
</ol>

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</ol>

MDA, GH und MAJ sind Berater für Certus Critical Care, Inc. MDA ist Berater für Johnson &; Johnson.

Bei der Behandlung von IS wurden erhebliche Fortschritte erzielt, insbesondere angesichts der Fortschritte bei den Strategien für die Akutintervention und die Sekundärprävention. Es kann jedoch noch mehr getan werden, um die Versorgung von IS-Patienten zu verbessern. Begrenzte Fortschritte in anderen Aspekten der IS-Behandlung, insbesondere im Bereich der Neuroprotektion, resultieren wahrscheinlich aus den Einschränkungen des pathophysiologischen Verständnisses mechanistischer Prozesse auf Gewebe- und molekularer Ebene. ...

Der ischämische Schlaganfall (IS) ist weltweit eine der Hauptursachen für Tod und langfristige Behinderungen, und es wird prognostiziert, dass seine Prävalenz mit zunehmendem Alter der Gesellschaft zunehmenwird 1. Während bei Akutinterventionen und Sekundärpräventionsstrategien erhebliche Fortschritte erzielt wurden, folgten ergänzende neuroprotektive Behandlungen nicht schnell 2,3,4,5,6,7. Weitere Forschung zur Pathobiologie des Schlaganfalls ist erforderlich, da die Mechanismen, durch die sich Therapien als wirksam erweisen können oder nicht, nur unzureichend verstanden sind. Dies ist vor allem auf die heterogene Natur der Schlaganfallpatientenpopulation zurückzuführen, von denen viele zahlreiche Komorbiditäten aufweisen, die die Analyse1 verwirren. Ein Grund für die Einschränkungen in der Forschung ist das Fehlen von Daten auf Gewebeebene - dem Goldstandard in der biomedizinischen Forschung - aufgrund der unerschwinglichen Morbidität der Entnahme von Gewebeproben aus dem menschlichen Zentralnervensystem. Insbesondere die Entnahme von Gefäßgewebe bei einem lebenden Menschen würde einen Schlaganfall verursachen, so dass Gefäßgewebe in der Regel nur bei der Autopsie gewonnen wird, was für die Allgemeinbevölkerung nicht repräsentativ ist und bei älteren Patienten mit Begleitdiagnosen zu einer fortgeschritteneren Erkrankung neigt.
In solchen Fällen, in denen nicht genügend menschliche Daten genutzt werden können, können Tiermodelle die Datenlücken schließen. Große Tiermodelle für Schlaganfälle sind begrenzt, da die meisten großen Tiere, die in der Forschung verwendet werden, Huftiere sind, die eine Rete mirabile haben, die einen direkten endovaskulären Zugang zu den Hirnarterien verhindert 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Kaninchen haben eine lange Geschichte der Verwendung für die Untersuchung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen, einschließlich intrakranieller Pathologien 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Kaninchen stellen ein ideales Modell für zerebrovaskuläre Erkrankungen dar, da sie groß genug für eine endovaskuläre Katheterisierung sind und die rete mirabile fehlt, die bei anderen großen Säugetieren einen intrakraniellen Zugang ausschließt 9,15,16,17. Sie wurden bisher speziell für die Untersuchung des IS durch präzisen und gut kontrollierten Verschluss einer intrakraniellen Arterie mit einem Mikrokathetereingesetzt 18.
Die Kontrolle des Blutdrucks (BP), sowohl durch Modulation des absoluten Blutdrucks als auch der BP-Variabilität (BPV), des Grades, in dem der arterielle Blutdruck um einen mittleren Blutdruck schwankt, ist ein aufstrebendes potenzielles therapeutisches Ziel für IS-Patienten, nachdem Berichte über schlechtere Ergebnisse bei Patienten mit schlecht eingestelltem Blutdruck oder BPV 19,20,21,22 . Mechanistische Untersuchungen darüber, wie Veränderungen zu schlechten Ergebnissen bei IS-Patienten führen, fehlen. Dies ist zum Teil auf die Schwierigkeit zurückzuführen, Daten auf Gewebeebene zu erhalten und gut kontrollierte Analysen am Menschen durchzuführen. Um Interventionen zu testen, die den Blutdruck oder den Blutdruck modulieren, müssen Tiermodelle verwendet werden, um diese Einschränkungen zu überwinden. Dieser Bericht beschreibt die erfolgreiche Paarung eines zuvor validierten Kaninchenmodells der IS unter Verwendung eines kontrollierten Verschlusses der hinteren Hirnarterie in Verbindung mit einer kontinuierlichen intraarteriellen Messung von BP18. Die hier vorgestellte Methode verbessert die bisherigen Ansätze der Schlaganfall-Pathophysiologie, indem sie ein validiertes und reproduzierbares Schlaganfallmodell auf ein System anwendet, in dem eine präzise Messung und Kontrolle des Blutdrucks erreicht werden kann. In diesem verfeinerten Modell kann die Infarktlast mit einer postprozeduralen histopathologischen Färbung des entnommenen Gehirns beurteilt werden, die auch für verschiedene Färbungen und fortgeschrittenere Analysen wie die räumliche Transkriptomik zugänglich ist. Darüber hinaus kann auch die verschlossene Arteria posterior für die Morbiditätsanalyse nach Überlebensverfahren ausgewählt werden.

<table><tbody><tr><td>3-0 Seidennaht</td><td>Ethicon</td><td>A184H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B9275</td><td></td></tr><tr><td>Katheter</td><td>Terumo</td><td>CG415</td><td>4F Gleitkatheter</td></tr><tr><td>Endovaskulärer Drucksensor</td><td>Millar</td><td>SPR-524</td><td></td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac</td><td>PVS111</td><td></td></tr><tr><td>Führungsdraht</td><td>Terumo</td><td>GR1804</td><td></td></tr><tr><td>Iohexol</td><td>ThermoFisher</td><td>466651000</td><td>Jodkontrastmittel</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Biorbyt</td><td>orb61131</td><td></td></tr><tr><td>LabChart Software</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lidocain</td><td>Spectrum</td><td>LI102</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokatheter</td><td>Medtronic</td><td>EV3 105-5056</td><td>Marathon Mikrokatheter</td></tr><tr><td>Microwire</td><td>Medtronic</td><td>EV3 103-0608</td><td>Mirage Microwire</td></tr><tr><td>PowerLab&nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaninchengehirn 2mm Koronale Schnittmatrize</td><td>Ted Pella</td><td>15026</td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung</td><td>FisherScientific</td><td>23-535435</td><td></td></tr><tr><td>Scheide</td><td>Merit Medical</td><td>PSI-5F-11</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin&nbsp;</td><td>ThermoFisher</td><td>J61430.14</td><td></td></tr></tbody></table>

echtzeitüberwachung und modulation des blutdrucks in einem kaninchenmodell des ischämischen schlaganfalls

Real-Time Monitoring and Modulation of Blood Pressure in a Rabbit Model of Ischemic Stroke

Die Kontrolle des Blutdrucks, sowohl in Bezug auf die absoluten Werte als auch auf seine Variabilität, beeinflusst die Ergebnisse bei ischämischen Schlaganfallpatienten. Es bleibt jedoch schwierig, die Mechanismen zu identifizieren, die zu schlechten Ergebnissen führen, oder Maßnahmen zu bewerten, durch die diese Auswirkungen gemildert werden können, da menschliche Daten unerschwingliche Einschränkungen haben. In solchen Fällen können Tiermodelle verwendet werden, um strenge und reproduzierbare Bewertungen von Krankheiten durchzuführen. Hier berichten wir über die Verfeinerung eines zuvor beschriebenen Modells des ischämischen Schlaganfalls bei Kaninchen, das durch kontinuierliche Blutdruckaufzeichnung ergänzt wird, um die Auswirkungen der Modulation auf den Blutdruck zu bewerten. Unter Vollnarkose werden die Oberschenkelarterien durch chirurgische Schnitte freigelegt, um arterielle Schleusen beidseitig zu platzieren. Unter fluoroskopischer Visualisierung und Roadmap-Anleitung wird ein Mikrokatheter in eine Arterie des hinteren Kreislaufs des Gehirns vorgeschoben. Ein Angiogramm wird durch Injektion der kontralateralen Wirbelarterie durchgeführt, um den Verschluss der Zielarterie zu bestätigen. Wenn der okklusive Katheter für eine bestimmte Zeit in Position bleibt, wird der Blutdruck kontinuierlich aufgezeichnet, um eine enge Titration von Blutdruckmanipulationen zu ermöglichen, sei es mit mechanischen oder pharmakologischen Mitteln. Nach Ablauf des Okklusionsintervalls wird der Mikrokatheter entfernt und das Tier für eine vorgeschriebene Dauer der Reperfusion unter Vollnarkose gehalten. Für akute Untersuchungen wird das Tier dann eingeschläfert und enthauptet. Das Gehirn wird entnommen und aufbereitet, um das Infarktvolumen unter Lichtmikroskopie zu messen und mit verschiedenen histopathologischen Färbungen oder räumlichen transkriptomischen Analysen weiter zu beurteilen. Dieses Protokoll stellt ein reproduzierbares Modell dar, das für gründlichere präklinische Studien zu den Auswirkungen von Blutdruckparametern während eines ischämischen Schlaganfalls verwendet werden kann. Es ermöglicht auch eine effektive präklinische Evaluierung neuartiger neuroprotektiver Interventionen, die die Versorgung von Patienten mit ischämischem Schlaganfall verbessern könnten.

In den ersten Experimenten mit diesem Modell gelang es unserer Gruppe, bei 12 von 14 Tieren (85,7%) das gewünschte Ergebnis eines posterioren zerebralen oder oberen Kleinhirnarterienverschlusses zu erzielen. Für das Experiment wurden sieben Männchen und sieben Weibchen untersucht. Das durchschnittliche Gewicht der Tiere betrug 3,6 kg (± 0,46 kg). Bei den beiden Tieren, bei denen kein Erfolg eintrat, verhinderte ein tiefgreifender katheterinduzierter Vasospasmus einen sicheren Zugang zum intrakraniellen Kreislauf. Bei ein...

Die kontinuierliche arterielle Blutdruckmessung ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen verschiedener hämodynamischer Parameter. Dieser Bericht demonstriert die Anwendung der kontinuierlichen arteriellen Blutdrucküberwachung in einem Großtiermodell des ischämischen Schlaganfalls zur Bestimmung der Pathophysiologie des Schlaganfalls, des Einflusses verschiedener hämodynamischer Faktoren und der Bewertung neuer Behandlungsansätze.

Echtzeitüberwachung und Modulation des Blutdrucks in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls

Control of blood pressure, in terms of both absolute values and its variability, affects outcomes in ischemic stroke patients. However, it remains ...

Das Verständnis der Pathophysiologie des ischämischen Schlaganfalls ist aufgrund des Fehlens qualitativ hochwertiger Gewebedaten beim Menschen begrenzt. Da solche Proben nicht zu beschaffen sind, können gut kontrollierte Tiermodellstudien als Ersatz dienen. Das in diesem Protokoll verwendete Kaninchenmodell liefert konsistente, qualitativ hochwertige Daten für die Untersuchung des ischämischen Schlaganfalls.Die hier beschriebene Technik ermöglicht eine präzise Kontrolle und Modulation hämodynamischer Faktoren, um deren Einfluss auf die Pathophysiologie des ischämischen Schlaganfalls zu beurteilen. Ein gut geplantes Verfahren kann zu qualitativ hochwertigen Ergebnissen führen, insbesondere durch den Einsatz von Strategien zur Linderung von Vasospasmen in den Arterien durch eine Kombination aus pharmakologischer Prophylaxe und effektiven angiographischen Techniken. Legen Sie das Kaninchen zunächst in Rückenlage auf einen fluoroskopietauglichen Operationstisch.Verlängern Sie den Kopf, um die Positionierung für nachfolgende angiographische Ansichten zu optimieren. Um den Vasospasmus zu mildern, geben Sie nach der Einleitung der Anästhesie 0,5 Zoll transdermales Nitroglycerin auf die Innenseite des Ohrs. Nachdem Sie das Fell aus beiden Leistenregionen mit einer elektrischen Haarschneidemaschine entfernt haben, bereiten Sie die Haut mit Chlorhexidin- und Alkoholpeelings vor.Drapieren Sie die Haut in der üblichen sterilen Weise und ertasten Sie die beidseitigen Pulse der Oberschenkelarterien. Machen Sie einen fünf Zentimeter langen chirurgischen Schnitt mit einer Klinge mit der Nummer 10 an der Stelle, an der Lidocain injiziert wurde. Verwenden Sie eine stumpfe Dissektion, um das neurovaskuläre Bündel freizulegen, und erweitern Sie bei Bedarf den Schnitt, um ein Arteriensegment freizulegen, das groß genug für den Zugang ist.Nach der Isolierung des neurovaskulären Bündels werden mehrere Tropfen 1%Lidocain auf die Arterie getropft, um einen Vasospasmus zu verhindern. Trennen Sie die Arterie vorsichtig mit einer Pinzette von der Vene und dem angrenzenden Nerv. Identifizieren Sie die Arterie anhand des charakteristischen Aussehens ihrer Muskelwand im Vergleich zu den dünnen Wänden der Vene.Nachdem Sie die Arterie isoliert haben, führen Sie die rechtwinklige Pinzette unter das Gefäß. Fassen Sie dann zwei Gefäßschlaufen mit dem Instrument und führen Sie sie sanft unter der Arterie hindurch. Platzieren Sie jeweils einen am stromaufwärts und stromabwärts gelegenen Ende des freiliegenden Gefäßes.Ziehen Sie die Arterie sanft an, indem Sie an den Gefäßschlaufen ziehen, und untersuchen Sie das Gefäß mit einer sanften Dissektion auf Restgewebe, das entfernt werden soll, um die Chancen auf einen erfolgreichen Zugang zu erhöhen. Nachdem Sie das Gefäß präpariert und den Angiokatheter vorbereitet haben, träufeln Sie Lidocain erneut auf das Gefäß. Die Arterie weitet sich sichtbar, was die Chancen auf einen erfolgreichen Zugang und die Platzierung einer Schleuse mit der Seldinger-Technik erhöht.Üben Sie eine sanfte Traktion auf die stromabwärts gelegene Gefäßschlaufe aus, um die Arterie zu verstopfen, indem Sie den Abfluss reduzieren und das Gefäß für den Zugangsversuch stabilisieren. Als nächstes schieben Sie die Nadel des Angiokatheters langsam in die Mitte des freiliegenden arteriellen Segments. Wenn Sie einen Blutblitz im Angiokatheter und in der Nabenkammer sehen, schieben Sie den Katheter in das arterielle Lumen.Nach erfolgreicher Platzierung des Angiokatheters schieben Sie einen Mikrodraht durch das Lumen des Angiokatheters in die Aorta vor. Entfernen Sie dann den Angiokatheter über dem Draht und ersetzen Sie ihn durch eine dünne hydrophile Hülle. Bestätigen Sie den Rückfluss des arteriellen Blutes durch den Seitenarmschlauch, indem Sie das Dreiwegeventil öffnen.Verriegeln Sie das Ventil und spülen Sie den Mantel mit 0,9%iger Kochsalzlösung. Befestigen Sie die Schleusennabe mit einer zusätzlichen 3,0-Seidennaht an der angrenzenden Haut und wiederholen Sie diesen Vorgang für die kontralaterale Oberschenkelarterie. Führen Sie unter fluoroskopischer Visualisierung einen Katheter mit vier französischen Gleitern über einen 0,035-Zoll-Gleitdraht vor, der durch die linke Femurhülle eingeführt wird.Positionierung der Spitze des Gleitkatheters in der proximalen linken Wirbelarterie. Nachdem Sie den Draht entfernt haben, spülen Sie den Katheter mit heparinisierter 0,9%iger Kochsalzlösung. Führen Sie eine Angiographie durch, indem Sie die linke Wirbelarterie mit jodiertem Kontrastmittel unter Lappenvergrößerung injizieren, um den gesamten Kopf und Hals zu visualisieren.Für die Injektion des linken Wirbels injizieren Sie 50% Kontrastmittel, verdünnt in normaler Kochsalzlösung, mit einem sanften Crescendo aus einer Drei-CC-Spritze. Bestimmen Sie die Injektionsmenge, indem Sie den Rückfluss in der rechten Wirbelarterie in die rechte Schlüsselbeinarterie überprüfen. Beachten Sie bei dieser Injektion auch die hintere Hirnarterie oder die obere Hirnarterie, von denen eine das Ziel ist, das mit dem Mikrokatheter verschlossen wird.Bereiten Sie einen 2,4 French Flow-gerichteten Mikrokatheter mit einem 0,010-Zoll-Mikrodraht vor und machen Sie eine C-Form an der Spitze des Mikrodrahts. Führen Sie den Mikrokatheter unter Anleitung der Roadmap mit der rechten Femurscheide in einen Katheter mit vier French-Glide-Kathetern und über den Draht in die rechte Wirbelarterie. Schieben Sie den Mikrokatheter durch das zervikale Segment der linken Wirbelarterie.Um die scharfe Kurve vom V2- zum V3-Segment so gut wie möglich zu passieren, schieben Sie den Mikrokatheter allein vor, während sich der Mikrodraht wieder proximal an seiner Spitze befindet. Nach der scharfen Kurve von V2 nach V3 gelangt der Mikrokatheter oft leicht in die proximale Basal- oder Arterie. Schieben Sie an dieser Stelle den Mikrodraht vor und wählen Sie die gewünschten posterioren zerebralen und oberen Kleinhirnarterien aus, da Mikrokatheterinjektionen aufgrund der fragilen Natur der intrakraniellen Arterien nicht ratsam sind.Schieben Sie den Mikrokatheter weiter über den Mikrodraht in die Zielarterie und wählen Sie eine proximale Position, da er aufgrund seiner Winkelung an seinem Ursprung in der Regel am sichersten im Seitenzahnbereich kommuniziert werden kann. Eine tiefere Position ist in der Arteria cerebellaris superior möglich. Wiederholen Sie das Angiogramm, indem Sie den Katheter der linken Wirbelarterie mit hoher Vergrößerung über den Kopf injizieren, um den Verschluss der Zielarterie zu bestätigen.Für eine optimale Bildgebung wird ein Kontrastmittel in voller Stärke injiziert, in der Regel nicht mehr als ein CC, das für die Beruhigung aller intrakraniellen Arterien ausreichend ist. Entfernen Sie den Mikrodraht vorsichtig aus dem Mikrokatheter unter fluoroskopischer Visualisierung, um eine stabile Position zu bestätigen. Setzen Sie einen Absperrhahn auf die Nabe des Mikrokatheters und schließen Sie den Absperrhahn, um Blutverlust durch retrograden Blutfluss zu verhindern.Entfernen Sie den linken Wirbelkatheter, um die linke Femurzugangsschleuse freizugeben. Während der anschließenden Okklusionsphase werden intermittierende Durchleuchtungsbilder aufgenommen, um die stabile Position des okklusiven Mikrokatheters zu bestätigen. Entfernen Sie den okklusiven Mikrokatheter nach drei Stunden.Und dann setzen Sie die arterielle Blutdruckmessung und -modulation für den zusätzlichen gewünschten Zeitraum fort. Blasen Sie den Ballonkatheter in der Aorta auf und entleeren Sie ihn, um die Blutdruckvariabilität zu überwachen. Bei akuten Eingriffen mit sofortiger Hirnentnahme wird das Schädeldach stückweise mit Rongeuren entfernt, beginnend am Hinterhauptkamm und anterior, bis das Gehirn intakt entnommen werden kann.Versetzen Sie das Gehirn in Formalin oder Schockfrost, je nachdem, welche Art der gewünschten Gewebeanalyse gewünscht wird. Bei allen Tieren wurde das Gehirn erfolgreich entnommen und eine histopathologische Analyse durchgeführt, die einen Infarkt im rechten Kleinhirn zeigte. Der Blutdruck wurde mit einem Fogarty-Ballonkatheter in der infrarenalen Aorta gemessen, und die Daten aus einer etwa einstündigen Überwachung zeigen Änderungen des arteriellen Drucks in Echtzeit mit Änderungen des Ballonaufblasens.Die Kurzzeitmessung des Blutdrucks zeigt die Druckveränderungen während des Herzzyklus. Darüber hinaus wurden kleine schnelle Veränderungen der respiratorischen Variabilität festgestellt, die physiologisch normal ist. Nach dem Aufblasen des Ballons wurde eine sofortige Beinahe-Verdoppelung des gemessenen Blutdrucks festgestellt.Beim Versuch dieses Verfahrens ist eine sorgfältige stumpfe Dissektion und das Abtropfen von Lidocain, um einen Vasospasmus während des Zugangs zum Angiokatheter zu verhindern, von entscheidender Bedeutung. Darüber hinaus bietet die Angiographie der linken Wirbelarterie einen Fahrplan für einen effizienten endovaskulären Zugang zur Zielarterie intrakraniell. Die Hämodynamik kann pharmakologisch oder durch Aufblasen eines Ballonkatheters in der Aorta moduliert werden.Die entnommenen Hirnproben können mit einer Vielzahl von Techniken, wie z.B. Histopathologie oder räumlicher Transkriptomik, analysiert werden.

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Medizin

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Echtzeitüberwachung und Modulation des Blutdrucks in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls

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