Name: Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-11-03T13:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Erfahren Sie eine zuverlässige Methode zur Induktion akuter myokardialer Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen. Dieses kostengünstige Protokoll mit minimaler Mortalität ermöglicht Überlebens- und Nicht-Überlebensexperimente.

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Die ursprüngliche Studie, in der dieses Protokoll verwendet wurde, wurde durch die National Heart, Lung, and Blood Institute Grants HL-103642 und HL-088206 unterstützt

Diese Untersuchung wurde gemäß den Richtlinien der National Institutes of Health zur Pflege und Verwendung von Tieren durchgeführt und vom Animal Care and Use Committee des Boston Children's Hospital genehmigt (Protokoll 20-08-4247R). Alle Tiere erhielten eine humane Pflege in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren.
1. Tierarten, Anästhetika und Analgetika
<ol><li>Tierarten: Verwenden Sie neuseeländische weiße Kaninchen (Wildtyp-Stamm; weibliches Geschlecht; geschlechtsreif 15-20 Wochen alt; 3-4 kg Körpergewicht) für experimentelle Studien.</li>
	<li>Anästhetika und Analgetika:<ol><li>Verwenden Sie Atropin in einer Dosis von 0,01 mg/kg intramuskulär (IM)</li>
		<li>Verwenden Sie Acepromazin in einer Dosis von 0,5 mg/kg i.m. für die initiale Sedierung und 0,5 mg/kg intravenös (i.v.) für die Vollnarkose.</li>
		<li>Verwenden Sie Butorphanol in einer Dosis von 0,5 mg/kg i.m.</li>
		<li>Verwenden Sie Isofluran über eine präzisionsverdampfte Gesichtsmaske mit 3 % für die Induktion, gefolgt von einer Intubation mit 1 % bis 2 %, Sauerstoff (O2) mit 100 % bei 2 l/min und einer Vollnarkose mit 1 % zur Erhaltung.</li>
		<li>Verwenden Sie Medetomidin in einer Dosis von 0,25 mg/kg i.M.</li>
		<li>Verwenden Sie Ketamin in einer Dosis von 10 mg/kg i.v.</li>
		<li>Verwenden Sie einen Bupivacain-Interkostalblock an der Thorakotomiestelle in einer Dosis von nicht mehr als 3 mg/kg i.M.</li>
		<li>Verwenden Sie 1% Lidocain in einer Dosis von 1-1,5 ml/kg i.v.</li>
		<li>Verwenden Sie ein transdermales Fentanyl-Pflaster mit 1-4 μg/kg für 72 Stunden.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Verfahrensschritte (Abbildung 1)
<ol><li>Beruhigung von ausgewachsenen neuseeländischen weißen Kaninchen mit einer einzigen kombinierten IM-Injektion von Atropin, Acepromazin und Butorphanol. Induzieren Sie das Tier mit 3% Isofluran über eine präzisionsverdampfte System-Gesichtsmaske.</li>
	<li>Vorbereitung vor der verblindeten endotrachealen Intubation (d.h. ohne Visualisierung der Stimmritze)<ol><li>Besprühen Sie den Kehlkopf mit 1% Lidocain, um Laryngospasmus zu verhindern.</li>
		<li>Messen Sie die Länge des Endotrachealtubus (ETT) an der Außenseite des Kaninchens von den Zähnen bis zur vorhergesagten Carina vor und bringen Sie das Kaninchen in eine sternale Liegeposition mit gestrecktem Hals.</li>
	</ol></li>
	<li>Intubieren Sie das Tier mit einer pädiatrischen ETT mit Manschette (3-0 oder 3-5 Innendurchmesser) unter kontinuierlicher Inhalationsnarkose bei 1%-2% undO2 bei 100% bei 2 l/min.<ol><li>Führen Sie das ETT in den Mund ein und führen Sie es am Torus vorbei in den Rachen.</li>
		<li>Schieben Sie das ETT vor, bis entweder die Spitze des Schlauchs die Stimmritze berührt oder die Atemgeräusche verloren gehen, was darauf hinweist, dass die Schlauchspitze durch die Glottusöffnung gegangen ist.</li>
		<li>Ziehen Sie den Schlauch leicht zurück, bis die Atemgeräusche wiederhergestellt sind, und rücken Sie dann wieder vor und befestigen Sie den Schlauch.</li>
	</ol></li>
	<li>Beatmung des Tieres mit mechanischer Unterstützung (Tidalvolumen: 10 ml/kg, Anteil des eingeatmeten O 2: 40 %, Atemfrequenz: 30-40 Atemzüge/min, positiver endexspiratorischer Druck: 5-10 cmH2O).<ol><li>Passen Sie das FiO2 nach Verträglichkeit an, um eine O2-Sättigung von mehr als92 % zu erreichen, gemessen durch Pulsoximetrie, um Hyperoxie zu verhindern, die eine systemische Entzündungsreaktion hervorrufen kann.</li>
	</ol></li>
	<li>Überprüfen Sie die korrekte Platzierung des ETT durch eine körperliche Untersuchung (z. B. Auskultation), klinische Symptome (z. B. Beobachtung von Kondensation am Ende des Endotrachealtubus) und objektive Messungen (z. B. Kohlendioxid am Ende).</li>
	<li>Nach ca. 10 Minuten wird dem Kaninchen eine i.m. Injektion von Medetomidin verabreicht, um gleichzeitig eine anästhetische und analgetische Wirkung zu erzielen.</li>
	<li>Halten Sie die Vollnarkose mit 1% Isofluran für die Dauer des chirurgischen Eingriffs aufrecht.</li>
	<li>Führen Sie einen 22-G-IV-Katheter in die marginale Ohrvene ein und befestigen Sie ihn mit Klebeband, um einen peripheren IV-Zugang zu erhalten. HINWEIS: Die Vena femoralis kann als alternative Stelle für einen venösen Zugang verwendet werden.<ol><li>Betäuben Sie das Tier vollständig mit Acepromazin i.v. und Ketamin i.v.</li>
		<li>Injizieren Sie vor der Inzision 1.000 U/ml Heparin in einer Dosis von 3 mg/kg i.v.<ol><li>Verabreichen Sie zunächst 1.000 U/ml Heparin in einer Dosis von 3 mg/kg und wiederholen Sie die Dosis stündlich bis zum Ende des Experiments, um eine aktivierte Gerinnungszeit von >400 s gemäß dem aktuellen chirurgischen Protokoll aufrechtzuerhalten.</li>
		</ol></li>
		<li>Verabreichen Sie bei Bedarf 1% Lidocain i.v. und/oder epikardiale asynchrone Defibrillation, wenn während der Operation Kammerflimmern auftritt. Kammerflimmern hört in der Regel mit ein oder zwei Dosen Lidocain auf.</li>
		<li>Lactat-Ringer-Lösung kontinuierlich mit 10 ml/kg/h perfundieren. HINWEIS: Aufgrund der geringen verabreichten Flüssigkeitsmenge und der kurzen Operationszeiten benötigten die Tiere in den Überlebensstudien in dieser Arbeit keine Diurese vor der Extubation oder während der Erholungsphase. Wenn sich der Lungenstatus des Tieres verschlechtert (d. h. Erhöhung der Beatmungseinstellungen, Anzeichen eines Lungenödems bei der Auskultation usw.), wird eine Diurese empfohlen.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine Verkleinerung der Halsschlagader durch und legen Sie eine 4 oder 5 französische arterielle Leitung, um die intraoperative Überwachung des arteriellen Blutdrucks (BP) zu erleichtern. HINWEIS: Die Arteria femoralis kann als alternative Stelle für den arteriellen Zugang verwendet werden.</li>
	<li>Überwachen und zeichnen Sie alle physiologischen und mechanischen Variablen durch kontinuierliche Echtzeitanalyse auf.<ol><li>Überwachen Sie den arteriellen Blutdruck mit der Halsschlagaderlinie und erfassen Sie dieO2-Sättigung mittels Pulsoximetrie über einen Sensor, der an einer rasierten Pfote angebracht ist.</li>
		<li>Monitor mit einem Elektrokardiogramm (EKG) mit drei Gliedmaßenableitungen: I, II und III, und drei berechneten erweiterten Ableitungen: aVL, aVR und aVF.<ol><li>Zeichnen Sie die EKG-Aufzeichnungen zu präischämischem Ausgangswert, während der Ischämie, während der Reperfusion und seriell während der Tage 7-28 der Genesung auf (wenn eine Überlebensstudie durchgeführt wird).</li>
		</ol></li>
		<li>Überwachen Sie den Grad der Sedierung durch kontinuierliche Überwachung des Blutdrucks und der Herzfrequenz (HF).</li>
		<li>Überwachen Sie die Temperatur mit einer Rektalsonde.</li>
		<li>Verwenden Sie 2D-ECHO aus der linken parasternalen und apikalen Ansicht, um die Myokardfunktion zu den gewünschten Zeitpunkten sowohl im Überlebens- als auch im Nicht-Überlebensfall zu beurteilen.<ol><li>Beurteilen Sie die Myokardfunktion anhand der fraktionierten Verkürzung (FS), indem Sie die enddiastolische Distanz des linken Ventrikels (LVEDD) und die endsystolische Distanz des linken Ventrikels (LVESD) messen und die folgende Formel verwenden: FS = (LVEDD − LVESD)/LVEDD × 100</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Legen Sie das Tier während der Operation auf eine zirkulierende Heißwasserdecke, um eine stabile Körperkerntemperatur aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Bereiten Sie das Tier steril vor und drapieren Sie es:<ol><li>Rasieren Sie die Operationsstelle und bereiten Sie sie mit Betadin und 70%igem Isopropylalkohol vor, die jeweils dreifach aufgetragen werden. Tupfen Sie den Bereich mit sterilen Mullbinden trocken und decken Sie das gesamte Tier mit sterilen Handtüchern ab.</li>
	</ol></li>
	<li>Linke Mini-Thorakotomie (Überlebensstudien)<ol><li>Führen Sie eine Interkostalblockade an der vorbestimmten Thorakotomiestelle mit Bupivacain-IM durch.</li>
		<li>Verabreichen Sie 1% Lidocain i.v. über die Ohrvene vor der Inzision.</li>
		<li>Führen Sie eine linke Mini-Thorakotomie durch den vierten Interkostalraum entlang des oberen Teils der fünften Rippe durch, um das neuromuskuläre Bündel zu vermeiden, das sich parallel zur Unterseite jeder Rippe befindet.<ol><li>Führen Sie eine anterolaterale Thorakotomie durch, um die anterolaterale Oberfläche des Herzens (d. h. die anatomische Lage der diagonalen LAD-Äste) optimal zu visualisieren.</li>
			<li>Positionieren Sie das Kaninchen mit der linken Seite um ca. 30° mit einem Kissen oder Sitzsack.</li>
			<li>Befestigen Sie das ipsilaterale Bein des Kaninchens über dem Kopf, um Platz für das Operationsfeld und zwischen den Rippenspalten zu schaffen.</li>
			<li>Ertasten und umreißen Sie die knöchernen Landmarken, einschließlich der Rippen, des Brustbeins und des Schulterblatts, mit einem Markierungsstift mit Filzspitze. Schneiden Sie die Haut über der fünften Rippe mit einer #10-Klinge ein. Achten Sie darauf, dass der Schnitt parallel zur Rippe verläuft.</li>
			<li>Verwenden Sie Elektrokauter, um den Musculus pectoralis major und den Musculus serratus anterior zu trennen. Trennen Sie die Interküstenmuskeln direkt über der fünften Rippe mit Elektrokauter, um das neurovaskuläre Bündel zu erhalten.</li>
			<li>Betreten Sie den Pleuraspalt vorsichtig durch den vierten Interkostalraum mit scharfer oder stumpfer Dissektion. Verlängern Sie den anfänglichen Pleuraschnitt parallel zur Rippe in beide Richtungen mit scharfer oder stumpfer Dissektion, bis ein Rippenspreizer oder Sternumretraktor eingeführt werden kann.</li>
		</ol></li>
		<li>Platzieren Sie einen Rippenspreizer oder einen Brustbein-Retraktor innerhalb des Rippenraums und erweitern Sie ihn, um eine angemessene Visualisierung des Herzens und des Perikardsacks zu ermöglichen. Heben Sie den Herzbeutel mit einer DeBakey-Pinzette an und öffnen Sie den Herzbeutel mit einer Metzenbaum-Schere.</li>
		<li>Isolierung der LAD-Arterie<ol><li>Den zweiten oder dritten diagonalen Ast der Arteria LAD mit einem Polypropylen-Naht (3-0) auf einer konischen Nadel umschließen. Entferne die Nadel und fädele beide Enden des Polypropylen-Filaments durch ein kleines Vinylröhrchen, um eine Schlinge zu bilden.</li>
			<li>Platzieren Sie einen Pledget zwischen der Schlinge und der Koronararterie, um eine Beschädigung des Herzkranzgefäßes und/oder einen Vasospasmus durch Ligatur zu vermeiden.<ol><li>Nehmen Sie mit einer DeBakey-Pinzette eine rechteckige PTFE-Filzzzange (ca. 7 mm x 3 mm) auf. Platzieren Sie das Pledget zwischen den beiden Polypropylen-Filamenten, so dass es zwischen der isolierten LAD-Arterie und dem Vinylschlauch liegt, wenn die Schlinge angezogen wird.</li>
			</ol></li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Sternotomie der Mittellinie (Nicht-Überlebensstudien) HINWEIS: Der Mittellinien-Sternotomie-Ansatz ist ideal für Nicht-Überlebensfälle, für die eine invasivere Überwachung mit LVDP und Sonomikrometrie verwendet werden kann.<ol><li>Führen Sie eine Sternotomie in der Mittellinie mit einer gebogenen Mayo-Schere durch. Platzieren Sie einen Sternumretraktor und erweitern Sie ihn, um eine angemessene Visualisierung des Herzens und des Perikardsacks zu ermöglichen.</li>
		<li>Heben Sie den Herzbeutel mit einer DeBakey-Pinzette an und öffnen Sie den Herzbeutel mit einer Metzenbaum-Schere.</li>
		<li>Platzieren der drei piezoelektrischen Sonomikrometrie-Kristalle:<ol><li>Machen Sie drei kleine 1 mm große Schnitte auf dem Epikard des LV, die die Ecken eines Dreiecks bilden. Platzieren Sie die piezoelektrischen Sonomikrometrie-Kristalle in den Epikardschnitten.</li>
			<li>Befestigen Sie die Drähte mit einem 5-0 Polypropylen-U-Stich an der Herzoberfläche. Wenn Sie mit Sonomikrometrie aufzeichnen, pausieren Sie die mechanische Beatmung, um eine genaue Aufzeichnung über zwei bis drei Herzschläge zu ermöglichen. HINWEIS: Wenn das Herzflimmern auftritt, 1% Lidocain nicht wirksam ist und eine epikardiale Defibrillation erforderlich ist, schalten Sie das Sonomikrometer aus und trennen Sie es vom Datenerfassungssystem, um beide vor elektrischem Input zu schützen.</li>
		</ol></li>
		<li>Isolierung der LAD-Arterie:<ol><li>Den zweiten oder dritten diagonalen Ast der Arteria LAD mit einem Polypropylen-Naht (3-0) auf einer konischen Nadel umschließen.</li>
			<li>Entferne die Nadel und fädele beide Enden des Polypropylen-Filaments durch ein kleines Vinylröhrchen, um eine Schlinge zu bilden.</li>
			<li>Platzieren Sie einen Pledget zwischen der Schlinge und der Koronararterie, um eine Beschädigung der Koronararterie und/oder einen Vasospasmus durch Ligatur zu vermeiden.</li>
			<li>Nehmen Sie mit einer DeBakey-Pinzette eine rechteckige PTFE-Filzzzange (ca. 7 mm x 3 mm) auf. Platzieren Sie das Pledget zwischen den beiden Polypropylen-Filamenten, so dass es zwischen der isolierten LAD-Arterie und dem Vinylschlauch liegt, wenn die Schlinge angezogen wird.</li>
		</ol></li>
		<li>Messung des LVDP:<ol><li>Lege einen 5-0 Polypropylen-U-Stich in den Scheitelpunkt des LV und mache einen kleinen 1 mm langen Schnitt mit einer 11er Klinge in den LV-Scheitelpunkt.</li>
			<li>Führen Sie einen 3 französischen Ballonkatheter in das LV-Lumen ein. Befestigen Sie den Katheter am LV, indem Sie ihn an die 5-0 Polypropylen-U-Naht binden.</li>
			<li>Schließen Sie den Katheter an den an den Monitor angeschlossenen Schallkopf an, um die LVDP aufzuzeichnen. Zeichnen Sie die LVDP mit dem Datenerfassungssystem auf (siehe unten). Stellen Sie den Katheter auf Null, um die hämodynamischen Variablen aufzuzeichnen, indem Sie den Drei-Wege-Absperrhahn in die Luft öffnen und auf dem Monitor auf Null stellen.</li>
		</ol></li>
		<li>Datenerfassungssystem<ol><li>Starten Sie das Datenerfassungssystem (siehe Materialtabelle) auf dem verwendeten Computer/Laptop. Schließen Sie das Kabel vom Monitor an den Computer/Laptop an.</li>
			<li>Wählen Sie Kanal 1 auf dem Datenerfassungssystem aus, und nennen Sie ihn LVDP. Stellen Sie den Wandler mit dem Monitor auf Null. HINWEIS: Wenn Sie den BP und den HR an das Datenerfassungssystem anschließen, gehen Sie wie folgt vor: Schließen Sie das Kabel an den Laptop an, wählen Sie Kanal und Null, wenn Sie den Blutdruck messen.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Verschließen Sie die Koronararterie, indem Sie die Schlinge festziehen, indem Sie auf den Vinylschlauch drücken, während Sie an den Polypropylen-Nahtfäden ziehen. Halten Sie die gewünschte Dichtheit mit einer Moskitoklemme aufrecht, indem Sie den Schlauch direkt einklemmen und fixieren.</li>
	<li>Bestätigen Sie die myokardiale Ischämie visuell durch die regionale Zyanose des Epikards. Eine regionale Ischämie kann auch im EKG mit dem Vorhandensein eines ST-Segments und T-Wellen-Veränderungen bestätigt werden.</li>
	<li>Nach visueller Bestätigung eine regionale Ischämie für 30 Minuten unter Narkose induzieren.<ol><li>Bei 0 min, 10 min, 20 min und 30 min während der regionalen Ischämie ist der FS mit 2D ECHO sowohl für die Überlebens- als auch für die Nicht-Überlebensfälle zu bewerten.</li>
		<li>Beurteilen Sie die LVDP und die Sonomikrometrie kontinuierlich während der Zeit vor der Ischämie, der myokardialen Ischämie und der postischämischen Zeit für die Nicht-Überlebensfälle.</li>
		<li>Falls erforderlich, grenzen Sie den gefährdeten Bereich ab, indem Sie die Arterie erneut ligieren, wobei der Polypropylen-Nahtstich an Ort und Stelle bleibt. Klemmen Sie die Aorta quer und injizieren Sie das Monastral Blue-Pigment 98% (verdünnt 1:5 in PBS) mit einer Kardioplegienadel durch die Aorta. Die durchbluteten Bereiche des Myokards färben sich blau, und der gefährdete Bereich bleibt ungefärbt.</li>
		<li>Kontinuierliche Überwachung und Aufzeichnung der HF-, Blutdruck- undO2-Sättigung .</li>
		<li>Lassen Sie das Tier 2 Stunden (Nicht-Überleben) oder 28 Tage (Überleben) sich erholen. HINWEIS: Das EKG kann verwendet werden, um die Reperfusion zu bestätigen. Obwohl in dem in dieser Studie durchgeführten Experiment nicht beobachtet, kann eine Hypokaliämie häufig während der Reperfusion auftreten und kann mit einer Kaliumkontrolle oder einer geeigneten Infusion korrigiert werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Abschluss des Verfahrens<ol><li>Überlebensfälle<ol><li>In Überlebensfällen schneidest du den 3-0-Polypropylenfaden, der für die Snare verwendet wurde, ab, bindest die Enden locker zusammen und lässt ihn an Ort und Stelle. Identifizieren Sie den Risikobereich und die Infarktzone anhand des 3-0-Polypropylen-Fadens.</li>
			<li>Nachdem der Eingriff abgeschlossen ist, schließen Sie den Einschnitt in drei Schichten.<ol><li>Schließen Sie die erste Schicht, indem Sie zwei 2-0 Polyglactin 910 Achterstiche um die Rippen binden.</li>
				<li>Verschließen Sie die muskulären und subkutanen Schichten mit einer 3-0-Polydioxanon-Naht im Lauf.</li>
				<li>Verschließen Sie die Haut subkutikulär mit einer 5:0-Monofilamentnaht. Verwenden Sie eine vergrabene Naht, um die Reizung des Tieres zu minimieren.</li>
			</ol></li>
			<li>Evakuieren Sie die Pleuraluft, indem Sie eine Nadel-Thorakozentese durchführen.</li>
			<li>Tragen Sie 72 Stunden lang ein transdermales Fentanyl-Pflaster auf, um die postoperative Schmerzbehandlung zu erleichtern.</li>
			<li>Führen Sie eine transthorakale Echokardiographie zu den 1-wöchigen und 2-wöchigen postoperativen Zeitpunkten durch, um die Trends im FS zu beurteilen.</li>
			<li>Nach der vorgegebenen Erholungsphase wird das Tier wie oben beschrieben sediert, intubiert und betäubt. Führen Sie eine mediane Sternotomie durch. Legen Sie den Perikardsack frei und öffnen Sie ihn. Euthanasieren Sie das Kaninchen unter tiefer Narkose, indem Sie das Herz en bloc entfernen und das Tier durch Ausblutung sterben lassen.</li>
		</ol></li>
		<li>Fälle, in denen nicht überlebt wird<ol><li>Nach dem Experiment und nach einer Tiefenanästhesie wird das Herz vollständig freigelegt und für die biochemische und Gewebeanalyse en bloc entfernt. Das Tier stirbt durch Ausblutung.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte, weder finanzieller noch anderer Art.

Unser Protokoll demonstriert eine zuverlässige Methodik zur Durchführung einer akuten regionalen myokardialen Ischämie beim Kaninchen. Die linke Mini-Thorakotomie ist ideal für Überlebensfälle, bei denen der Schnitt und die damit verbundenen Schmerzen minimiert werden müssen. Wichtig ist, dass eine diuretische Therapie vor der Extubation nicht notwendig war und es keine Mortalität intraoperativ in der Nicht-Überlebensgruppe oder 4 Wochen postoperativ in der Überlebensgruppe gab. Wenn das Design des Protokolls einen Nicht...

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind die häufigste Todesursache weltweit und tragen jedes Jahr zu über 18 Millionen Todesfällen bei 1,2,3. Ein akuter Myokardinfarkt (MI) ist ein häufiger medizinischer Notfall, der entsteht, wenn ein Blutgerinnsel oder ein Stück atheromatöser Plaque den Blutfluss einer Koronararterie blockiert. Dies führt zu einer regionalen myokardialen Ischämie in dem Gebiet, das die Arterie durchblutet.
Die vorliegende Studie beschreibt ein Protokoll, das eine einfache und zuverlässige Methodik verwendet, um in situ eine akute regionale myokardiale Ischämie in einem Kaninchenmodell für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente zu erzeugen. Das ursprüngliche Ziel dieser Methode war es, die Auswirkungen einer mitochondrialen Transplantation auf die Modulation der Myokardnekrose und die Erhöhung der postischämischen Herzfunktion nach einem ischämischen Ereignis zu untersuchen. Frühere Forschungen haben das Auftreten von mitochondrialen Veränderungen und einen raschen Abfall des energiereichen Phosphatspiegels nach dem Einsetzen einer Ischämie und einer Verringerung der Sauerstoffversorgung gezeigt, was zu einer drastischen Abnahme der kardialen Energiespeicher führt4. Die Forscher haben versucht, die postischämische Funktion zu verbessern und die Nekrose des Myokardgewebes durch pharmakologische Interventionen und/oder Verfahrenstechniken zu verringern, aber diese Techniken bieten eine begrenzte Kardioprotektion und haben nur minimale Auswirkungen auf mitochondriale Schäden und Funktionsstörungen 5,6,7. Unser Team und andere haben bereits gezeigt, dass mitochondriale Schäden hauptsächlich während der Ischämie auftreten und dass die kontraktile Erholung verbessert und die Größe des Myokardinfarkts verringert werden kann, wenn die mitochondriale Atmungsfunktion während der Reperfusion erhalten bleibt 8,9,10. Daher stellten wir die Hypothese auf, dass eine mitochondriale Transplantation aus Geweben, die nicht von einer Ischämie betroffen sind, in den Bereich der Ischämie vor der Reperfusion einen alternativen Ansatz zur Verringerung der Myokardnekrose und zur Verbesserung der Myokardfunktion darstellen würde. Im Folgenden beschreiben wir das Protokoll, das zum Testen dieser Theorie verwendet wurde, und die repräsentativen Ergebnisse, die wir aus unserer ersten Studienanalyse erhalten haben.
Darüber hinaus haben sich mehrere Forscher auf andere Themen konzentriert, die für die Definition der Auswirkungen von Myokardischämie-Reperfusionsschäden und die Etablierung geeigneter therapeutischer Interventionen von wesentlicher Bedeutung sind. Ein solches Forschungsgebiet ist das der Präkonditionierung. Die myokardiale ischämische Präkonditionierung ist ein kardioprotektiver Mechanismus, der durch kurzen ischämischen Stress aktiviert wird und zu einer Verringerung der Rate der Herzzellnekrose während nachfolgender Episoden anhaltender Ischämie führt. Diese Mechanismen können entweder durch Hypoxie oder Koronarverschluss aktiviert werden. Mandel et al. zeigten, dass die hypoxisch-hyperoxische Vorkonditionierung dazu beitrug, das Gleichgewicht der Stickstoffmonoxid-Metaboliten aufrechtzuerhalten, die Endothelin-1-Überproduktion zu reduzieren und den Organschutz zu unterstützen11. Darüber hinaus wurde das Konzept der fernischämischen Präkonditionierung untersucht, ein Phänomen, bei dem die Präkonditionierung eines einzelnen Organs einen systemischen Schutz bietet. Ali et al. fanden heraus, dass bei Patienten, die sich einer elektiven Reparatur eines offenen Bauchaortenaneurysmas unterzogen, eine Fernpräkonditionierung, die durch intermittierendes Kreuzklemmen der Arteria iliaca als Stimulus durchgeführt wurde, die Inzidenz von postoperativen Myokardverletzungen, Myokardinfarkten und Nierenfunktionsstörungen reduzierte12.
Kaninchenmodelle bieten potenzielle Vorteile gegenüber Modellen mit anderen Spezies und werden seit Jahrzehnten in verschiedenen Szenarien eingesetzt, darunter die Induktion von Arrhythmien, globale und regionale ischämische Modelle und die Herzkontraktionsforschung, unter anderem13,14,15. Obwohl das Kaninchenherz kleiner ist als das eines Hundes oder Schweins, ist es groß genug, um chirurgische Eingriffe zu viel geringeren Kosten durchzuführen13. Das Kaninchenherz wird oft verwendet, da es dem menschlichen Herzen sehr ähnlich ist. In der Tat hat es eine ähnliche Stoffwechselrate, exprimiert β-Myosin-Schwerkette und es fehlt eine signifikante myokardiale Xanthinoxidase16. Die hierin beschriebene Technik zur Induktion einer regionalen myokardialen Ischämie ist einfach, wiederholbar und kostengünstig. Diese Methode ermöglicht sowohl Nicht-Überlebens- als auch Überlebensfälle, da nur eine regionale Ischämie und keine globale Ischämie induziert wird und die benötigten Materialien nicht spezialisiert sind. Es können zwei verschiedene chirurgische Ansätze (Sternotomie und Mini-Thorakotomie) verwendet werden, wodurch der Operateur und die experimentellen Protokolle mehr Freiheit in Bezug auf das Studiendesign erhalten. Darüber hinaus erfordert das Verfahren keinen kardiopulmonalen Bypass. In diesem Zusammenhang sind minimalinvasive Ansätze zur Bypass-Transplantation von Koronararterien zu wertvollen Alternativen für Patienten geworden, die ein Multigefäß-Revarskularizaiton benötigen17,18. Dieses Modell könnte verwendet werden, um die Unterschiede zwischen diesen Ansätzen zu untersuchen und ein tierbasiertes Lernwerkzeug für chirurgische Auszubildende bereitzustellen. Darüber hinaus kann die Durchführung einer Herzkatheteruntersuchung mit diesem Modell für die physiologische Forschung und/oder das chirurgische Training nützlich sein.
Unser Modell bietet eine Methodik für Anwendungen, bei denen die Induktion einer regionalen myokardialen Ischämie und die anschließende Messung der Infarktgröße, der Myokardfunktion und der zellulären Veränderungen von Bedeutung sind. Mit diesem Protokoll waren wir in der Lage, mehrere Marker der zellulären Funktion und Anpassung an Ischämie und die vorgeschlagene therapeutische Intervention (d.h. mitochondriale Transplantation) zu evaluieren, indem wir die Internalisierung von Organellen, den Sauerstoffverbrauch, die hochenergetische Phosphatsynthese und die Induktion von Zytokinmediatoren und Proteomwegen untersuchten. Diese Ergebnisse sind wichtig für die Erhaltung der myokardialen Energetik, der Zelllebensfähigkeit und der Herzfunktion und ermöglichen die objektive Bewertung kardioprotektiver Techniken nach Ischämie-Reperfusionsverletzungen. Dieses Modell könnte verwendet werden, um ähnliche biologische Signalwege und Alternativen im Bereich der postischämischen Myokardpathologie und Genesung zu untersuchen.
Das Ziel dieses Protokolls ist es, eine hochgradig reproduzierbare Methodik zur Induktion einer akuten regionalen myokardialen Ischämie beim Kaninchen für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente bereitzustellen. Dieses Modell bietet eine Methodik mit hohem Überleben, niedriger intraoperativer Mortalität und minimaler Morbidität19. Andere Modelle für akute regionale myokardiale Ischämie wurden mit radioaktiv markierten Materialien, Kontrastmitteln, Magnetresonanztomographie oder Computersimulationen beschrieben20,21,22. Unser Protokoll bietet eine zuverlässige und einfache Methodik, die kostengünstig und konsistent reproduzierbar ist und einen geringen technischen Aufwand hat und daher von Untersuchern ohne chirurgische Expertise durchgeführt werden kann. Dieses Protokoll ermöglicht entweder ein Überlebensprojekt mit einer linken Mini-Thorakotomie oder ein Nicht-Überlebensmodell mit einer Mittellinien-Sternotomie.

<table><tbody><tr><td>#10 Klinge</td><td>Bard Parker</td><td>371210</td><td></td></tr><tr><td>#11 Klinge</td><td>Fisher Scientific</td><td>B3L</td><td></td></tr><tr><td>22 G PIV Nadel</td><td>BD Insyte</td><td>381423</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazin</td><td>VETONE</td><td>NDC 13985-587-50</td><td>0,5 mg/kg IM und IV</td></tr><tr><td>Aline Druckbeutel</td><td>Infu-Stat</td><td>2139</td><td></td></tr><tr><td>Angiocath</td><td>Becton Dickinson</td><td>382512</td><td></td></tr><tr><td>Arterienkatheter</td><td>Teleflex</td><td>MC-004912</td><td></td></tr><tr><td>Atropin</td><td>Hikma Pharmaceuticals</td><td>NDC 0641-6006-01</td><td>&nbsp; 0,01 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Betadin und 70% Isopropylalkohol</td><td>McKesson</td><td>NDC 68599-2302-6</td><td></td></tr><tr><td>Blutgasmaschine</td><td>Siemens</td><td>MRK0025</td><td></td></tr><tr><td>Bovie</td><td>Valleylab</td><td>E6008</td><td></td></tr><tr><td>Bulldog-Klemmen</td><td>World Precision Instruments</td><td>14119</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacain</td><td>Auromedics</td><td>NDC 55150-249-50</td><td>&nbsp; 3 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Butorphanol</td><td>Roxane</td><td>NDC 2054-3090-36</td><td>0,5 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Klares Acetatblatt</td><td>Oxford Instruments</td><td>ID 51-1625-0213</td><td></td></tr><tr><td>Cliper</td><td>Andis</td><td>AGC2</td><td></td></tr><tr><td>DeBakey Pinzette</td><td>Integra</td><td>P6280</td><td></td></tr><tr><td>Echokardiographie-Gerät</td><td>Philips</td><td>IE33 F1</td><td></td></tr><tr><td>Elektrokardiographie-Gerät</td><td>Meditech</td><td>MD908B</td><td></td></tr><tr><td>Endotrachealtubus</td><td>Medline</td><td>#922774</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>West-Ward</td><td>NDC 0641-6030-01</td><td>1&ndash; 4 & Mikro; g/kg transdermales Pflaster</td></tr><tr><td>Formaldehydlösung 10%</td><td>Epredia</td><td>94001</td><td></td></tr><tr><td>Glasplatten</td><td>&nbsp; United Scientific</td><td>B01MUHX6MR</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Sagent</td><td></td><td>NDC 69-0058-02</td><td>1000U in 1 mL 3 mg/kg</td></tr><tr><td>Heißwasserdecke</td><td>3M</td><td>55577</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Penn Veterinary Supply, INC</td><td>NDC 50989-606-15</td><td>1%&ndash; 3%</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Dechra</td><td>NDC 42023-138-10</td><td>10 mg/kg</td></tr><tr><td>IV Labordiagramm 7 Erfassungssoftware</td><td>Adinstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laktated Ringer's Solution</td><td>ICUmedical</td><td>NDC 0990-7953-09</td><td>10 mL/kg/h</td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td>Welch Allyn</td><td>68044</td><td></td></tr><tr><td>Lumen Katheter des linken Ventrikels 3Fr</td><td>McKesson</td><td>385764-EA</td><td></td></tr><tr><td>Lidocain (1%)</td><td>Pfizer</td><td>4276-01</td><td>1&ndash; 1,5 mL/kg</td></tr><tr><td>IV LVDP-Schallkopf</td><td>Edward</td><td>PDP-ED</td><td></td></tr><tr><td>Markierstift</td><td>Viscot</td><td>1451SR-100 Unsterile</td><td></td></tr><tr><td>Mayo Schere</td><td>Mayo</td><td>S7-1098</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidin</td><td>Entireoly Pets Pharmacy</td><td>NDC 015914-005-01</td><td>0,25 mg/kg IM</td></tr><tr><td>Metzenbaum Schere</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-10821-05</td><td></td></tr><tr><td>Monastra. Blaues Pigment 98%</td><td>Chemsavers</td><td>MBTR1100G</td><td></td></tr><tr><td>Monocryl 5-0</td><td>Ethicon</td><td>Y463G</td><td></td></tr><tr><td>Moskitoklemme</td><td>Shioda</td><td>802N</td><td></td></tr><tr><td>PDS 3-0</td><td>Ethicon</td><td>42312201</td><td></td></tr><tr><td>Piezoelektrische Sonomikrometrie-Kristalle</td><td>Sonometrics</td><td>Kleine 2mm runde</td><td></td></tr><tr><td>Plegets</td><td>DeRoyal</td><td>32-363</td><td></td></tr><tr><td>Povuine Jod Prep Solutions</td><td>Medline</td><td>MDS093940</td><td></td></tr><tr><td>Präzisions-Gesichtsmaske mit verdampftem System</td><td>Yuwell</td><td>B07PNH69BF</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 3-0</td><td>Ethicon</td><td>8665G</td><td></td></tr><tr><td>Proline 5-0</td><td>Ethicon</td><td>8661G</td><td></td></tr><tr><td>Pulsoximetrie-Sonde</td><td>Masimo</td><td>9216-U</td><td></td></tr><tr><td>Rippenspreizer</td><td>Medline</td><td>MDS5621025</td><td></td></tr><tr><td>S12 Pädiatrische Sektorsonde</td><td>Phillips</td><td>21380A</td><td></td></tr><tr><td>Sonomikrometer</td><td>Sonometrics</td><td>BZ10123724</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Gaze</td><td>Medline</td><td>3.00802E+13</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Handtücher</td><td>McKesson</td><td>MON 277860EA</td><td></td></tr><tr><td>Sternumretraktor</td><td>Medline</td><td>MDS5610321</td><td></td></tr><tr><td>Nähte für den Verschluss</td><td>J& J Dental</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>Telemetriemonitor</td><td>Meditech</td><td>MD908B</td><td></td></tr><tr><td>Temperaturfühler</td><td>Omega</td><td>KHSS-116G-RSC-12</td><td></td></tr><tr><td>Triphenyltetrazoliumchlorid (1%)</td><td>Millipore</td><td>MFCD00011963</td><td></td></tr><tr><td>Beatmungsgerät</td><td>MedGroup</td><td>MSLGA 11</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 2-0</td><td>Ethicon</td><td>V635H</td><td></td></tr><tr><td>Vinyl Schlauch</td><td>ABE</td><td>DISW 3001</td><td></td></tr></tbody></table>

modell der ischämie und reperfusionsschädigung bei kaninchen

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

Das vorliegende Protokoll bietet eine einfache, hochgradig replizierbare Methodik zur Induktion einer akuten regionalen myokardialen In-situ-Ischämie beim Kaninchen für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente. Das ausgewachsene neuseeländische weiße Kaninchen wird mit Atropin, Acepromazin, Butorphanol und Isofluran sediert. Das Tier wird intubiert und mechanisch beatmet. Für die Infusion von Medikamenten wird ein intravenöser Katheter in die marginale Ohrvene eingeführt. Das Tier wird mit Heparin, Lidocain und Ringer-Laktationslösung vorbehandelt. Es wird eine Verkleinerung der Halsschlagader durchgeführt, um einen arteriellen Zugang zur Blutdrucküberwachung zu erhalten. Ausgewählte physiologische und mechanische Parameter werden durch kontinuierliche Echtzeitanalyse überwacht und aufgezeichnet.
Wenn das Tier sediert und vollständig betäubt ist, wird entweder eine vierte Thorakotomie im kleinen linken Interkostalraum (Überleben) oder eine Sternotomie in der Mittellinie (Nicht-Überleben) durchgeführt. Der Herzbeutel wird eröffnet und die linke vordere absteigende Arterie (LAD) lokalisiert.
Ein Polypropylen-Nahtmaterial wird um den zweiten oder dritten diagonalen Ast der LAD-Arterie geführt, und das Polypropylen-Filament wird durch ein kleines Vinylrohr gefädelt, wodurch eine Schlinge entsteht. Das Tier wird einer 30-minütigen regionalen Ischämie ausgesetzt, die durch Verschluss der LAD durch Anziehen der Schlinge erreicht wird. Die myokardiale Ischämie wird visuell durch eine regionale Zyanose des Epikards bestätigt. Nach einer regionalen Ischämie wird die Ligatur gelockert und das Herz kann wieder durchblutet werden.
Sowohl für Überlebens- als auch für Nicht-Überlebensexperimente kann die Myokardfunktion über eine echokardiographische (ECHO) Messung der fraktionellen Verkürzung beurteilt werden. Für Nicht-Überlebensstudien können kontinuierlich Daten aus der Sonomikrometrie erfasst werden, die mit drei digitalen piezoelektrischen Ultraschallsonden gesammelt wurden, die in den ischämischen Bereich implantiert wurden, und der linke Ventrikel entwickelte Druck (LVDP) mit einem apikal eingeführten Katheter des linken Ventrikels (LV) zur Bewertung der regionalen bzw. globalen Myokardfunktion erfasst werden.
Für Überlebensstudien wird der Schnitt geschlossen, eine Thorakozentese der linken Nadel zur Evakuierung der Pleuraluft durchgeführt und eine postoperative Schmerzkontrolle erreicht.

Nach dem Protokoll (Abbildung 1) wurde die myokardiale Ischämie sofort durch die direkte Visualisierung einer Zyanose des Epikards bestätigt.
Standard-EKGs (drei Extremitätenableitungen: I, II und III und drei berechnete erweiterte Ableitungen: aVL, aVR und aVF) wurden kontinuierlich vor der Ischämie, während der Ischämie und bei der Reperfusion aufgezeichnet (Abbildung 2). Die EKGs zeigen Tachykardie, Arrhythmien (d.h. Kammerflimmern...

Die vorliegende Studie zeigt ein hochgradig reproduzierbares Tiermodell der akuten regionalen myokardialen Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen unter Verwendung einer linken Mini-Thorakotomie für Überlebensfälle oder einer Mittellinien-Sternotomie für Nicht-Überlebensfälle.

Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

Dieses Protokoll bietet eine einfache, zuverlässige und reproduzierbare Methodik zur Induktion einer akuten regionalen myokardialen Ischämie und Reperfusionsschädigung in einem Kaninchenmodell für Nicht-Überlebens- und Überlebensexperimente. Diese Technik hat eine minimale Mortalität und Morbidität durch zwei verschiedene chirurgische Ansätze. Die Methodik ist kostengünstig und hat einen geringen technischen Aufwand und kann daher von Prüfärzten ohne chirurgische Expertise durchgeführt werden.Die Freilegung der LAD durch eine Mini-Thorakotomie kann eine Herausforderung sein. Wir empfehlen, einen vierten Interkostalraum anterior parasternalis zu machen, der sich fünf bis sechs Zentimeter seitlich erstreckt, und eine solche Exposition und Kaninchennekropsie vorher zu üben. Um eine linke Mini-Thorakotomie für Überlebensstudien durchzuführen, heben Sie die linke Seite des anästhesierten Kaninchens mit einem Kissen um etwa 30 Grad an.Abtasten und umreißen Sie die knöchernen Landmarken mit einem Markierungsstift mit Filzspitze. Mit einer Klinge Nummer 10 schneiden Sie die Haut über der fünften Rippe ein, die sich von der seitlichen Grenze des Brustbeins bis zu fünf bis sechs Zentimeter s

model-of-ischemia-and-reperfusion-injury-in-rabbits

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Chirurgisches Trauma eine entzündliche Reaktion induziert. Zytokine und endogene Liganden bekannt zu modulieren Myokardinfarkt Größe nach Ischämie und Reperfusion. Wir präsentieren eine modifizierte geschlossener Brust Modell der murinen Ischämie und Reperfusion mit hängenden Gewichte zu Auswirkungen der Thorakotomie zu minimieren.

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

In diesem Video zeigen wir einen chirurgischen Eingriff zur Induktion einer peripheren Ischämie über eine Ligatur der Oberschenkelarterie bei einem Kaninchen. Diese Methode stellt ein effektives experimentelles Modell für die Erforschung peripherer Gefäßerkrankungen dar.

Ein experimentelles Modell der peripheren Ischämie: Ein Verfahren zur Erzeugung einer peripheren Ischämie durch Ligatur der Oberschenkelarterie bei einem Kaninchen

Quelle: Wanderer, S., et al. Arterieller Pouch Mikrochirurgisches Bifurkations-Aneurysma-Modell beim Kaninchen. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt die Erstellung eines experimentellen Aneurysmamodells bei einem Kaninchen unter Verwendung eines mit Elastase behandelten Gefäßbeutels. Nach der Entfernung eines Segments des rechten CCA wird der Beutel mit Elastase behandelt und dann mit dem linken CCA vernäht, um den Blutfluss wiederherzustellen. Die dadurch entstehende Belastung der...

Entwicklung eines experimentellen Aneurysmamodells an einem Kaninchen unter Verwendung eines mit Elastase behandelten Gefäßbeutels

Wir stellen ein chirurgisches Verfahren, experimentelle Ischämie / Reperfusions (I / R) Schädigung induzieren Myokardinfarkt (MI) in Mausmodellen, die für mehr Klarheit in der Positionierung der Ligation an der linken vorderen absteigenden Arterie (LAD) simulieren können, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen MI Experimente in Mäusen.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Das isolierte Rattenherz ist ein dauerhaftes Modell für Ischämie-Reperfusionsschäden. Hier beschreiben wir den Prozess der Entnahme des schlagenden Herzens von einer Ratte mittels in situ Aortenkanüle, der Langendorff-Perfusion des Herzens, der simulierten Ischämie-Reperfusionsverletzung und der Infarktfärbung, um das Ausmaß des ischämischen Insults zu bestätigen.

Induktion und Beurteilung der Ischämie-Reperfusion Injury in Langendorff-perfundierten Rattenherzen

Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Wir beschreiben ein chirurgisches Verfahren, das zur indufären Ischämie bei Kaninchen mit Hyperlipidämie und Diabetes eingesetzt wird. Diese Operation dient als präklinisches Modell für Erkrankungen der peripheren Arterienerkrankung bei Patienten. Die Angiographie wird auch als Mittel zur Messung des Ausmaßes der eingeführten Ischämie und der Wiederherstellung der Perfusion beschrieben.

Präklinische Modell von Hind Limb Ischemia in diabetischen Kaninchen

Nierenischämie-Reperfusionsverletzungen sind mit hoher Morbidität und Mortalität bei hospitalisierten Patienten verbunden. Hier stellen wir ein einfaches und effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung vor und geben einen sequentiellen Überblick über repräsentative pathologische Veränderungen, die in der Niere beobachtet wurden.

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Das Myokardischämie-Reperfusionsmodell des Rattenherzens wird durch die Verwendung eines selbst hergestellten Retraktors, einer Polyvinylchloridröhre und einer einzigartigen Knotenmethode verbessert. Die Ergebnisse der Elektrokardiogramm-, Triphenyltetrazoliumchlorid- und histologischen Färbung sowie die Ergebnisse der prozentualen Überlebensanalyse zeigten, dass die verbesserte Modellgruppe höhere Erfolgs- und Überlebensraten aufweist als die bereits bestehende Modellgruppe.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

Die kontinuierliche arterielle Blutdruckmessung ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen verschiedener hämodynamischer Parameter. Dieser Bericht demonstriert die Anwendung der kontinuierlichen arteriellen Blutdrucküberwachung in einem Großtiermodell des ischämischen Schlaganfalls zur Bestimmung der Pathophysiologie des Schlaganfalls, des Einflusses verschiedener hämodynamischer Faktoren und der Bewertung neuer Behandlungsansätze.

Echtzeitüberwachung und Modulation des Blutdrucks in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls

Erfahren Sie eine zuverlässige Methode zur Induktion akuter myokardialer Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen. Dieses kostengünstige Protokoll mit minimaler Mortalität ermöglicht Überlebens- und Nicht-Überlebensexperimente.

Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen

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