Name: Visualisierung früher Infektionsherde der Reisexplosionskrankheit (Magnaporthe oryzae) an Gerste (Hordeum vulgare) mit einem einfachen Mikroskop und einem Smartphone (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 36 s
Description: Lernen Sie eine vereinfachte Methode zur Visualisierung früher Infektionsschritte von Magnaporthe oryzae an Hordeum vulgare mit Grundausstattung. Dieses Protokoll ermöglicht die schnelle Screening von Pilzmutanten.

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Die Autoren erkennen die Finanzierung durch den USDA-NIFA-Preis 2016-67013-24816 an.

1. Vorbereitung von Versuchsmaterialien
<ol><li>Bereiten Sie Haferflocken-Agar (OMA) zu, indem Sie Haferflocken pürieren, bis es ein feines Pulver ist. 25 g Haferflockenpulver und 15 g Agar zu 500 mlddH2Ogeben und im Medienzyklus autoklavieren (alternativ 20 min zum Kochen bringen). Gießen Sie das Medium in sterile 60-mm-Petrischale. HINWEIS: Andere Medientypen, die eine Sporulation induzieren, wie z. B. V8-Agar, sind für dieses Protokoll akzeptabel.</li>
	<li>Die Platte M. oryzae filtert die Platten mit einer sterilen Pinzette direkt auf die OMA-Platten und lässt sie die gesamte Platte bedecken (9-12 Tage). Legen Sie die Platten in einen Wachstumsinkubator bei 25 °C mit 12:12 h Tag-Nacht-Zyklen, um die Sporulation zu induzieren. HINWEIS: Einige Mutanten wachsen langsamer und erfordern zusätzliche Pflege (z. B. zuerst vollständige Medien, dann eine Übertragung an die OMA) und können eine zusätzliche Woche benötigen, um genügend Konidien zu produzieren.</li>
	<li>Pflanzen Sie Gerstensamen (Hordeum vulgare Lacey) direkt in ein feuchtes Wachstumsmedium (z. B. erdloses Blumenerde) mit 10-15 Samen pro 6-Zoll-Topf. Stellen Sie die Töpfe in Schalen mit 1-2 Zoll Wasser.</li>
	<li>Stellen Sie die Bedingungen in der Gerstenwachstumskammer auf 22 °C für 12 h (Tageslicht) und 19 °C für 12 h (dunkel) bei 60 % relativer Luftfeuchtigkeit ein. Gießen Sie weiter von unten, um die Samen nicht zu stören.</li>
	<li>Züchten Sie die Gerste bis zum zweiten Blattstadium, ungefähr 14 Tage lang. Schneiden Sie die Gerstenpflanze mit einer sterilen Schere knapp über der Bodenlinie ab. Schneiden Sie mit einer Pinzette und einem Rasiermesser/Skalpell vorsichtig die Blattscheide des ersten Blattes ab, das in Längsrichtung geöffnet ist, und entfernen Sie sie mit der Pinzette von der Basis des zweiten Blattes. HINWEIS: Reinigen Sie die Werkzeuge (Pinzette, Skalpell usw.) vor Gebrauch mit 75%-80% Ethanol. Die Hülle ist die dünne Epidermisschicht, die die Befestigung vom ersten zum zweiten Blatt (zweites bis drittes Blatt usw.) bereitstellt; siehe Abbildung 1).</li>
	<li>Legen Sie das erste Blatt flach in eine sterile 60-mm-Petrischale, die ein feuchtes Papiertuch enthält, um die Feuchtigkeit im Inneren des Tellers aufrechtzuerhalten. Schneiden Sie mit dem Skalpell den größten Teil des ersten Blattes von der Scheide ab und lassen Sie nur 0,5 Zoll des Blattgewebes für die Montage übrig.</li>
	<li>Kleben Sie das Blattgewebe auf den Boden der Petriplatte. HINWEIS: Die Scheide kräuselt sich, aber dies ist akzeptabel, da eine gekräuselte Hülle das konidiale Tröpfchen leichter hält.</li>
	<li>Sammeln Sie 9-12 Tage alte M. oryzae-Platten und geben Sie 0,5-2 ml steriles Wasser in die Platten. Kratzen Sie das Myzel mit einer sterilen Impfschleife vorsichtig ab, um die anhaftenden Konidien freizusetzen. Pipettieren Sie die Konidiensuspension vorsichtig in ein Mikrozentrifugenröhrchen, das ein kleines Stück Käsetuch enthält, um große Myzelstücke aus der Konidiensuspension herauszufiltern. HINWEIS: Sporen können bereits nach 7 Tagen gesammelt werden, wenn Wachstum und Sporulation ausreichen, um die gewünschte Sporenkonzentration zu erreichen. Die Entnahme kann nicht länger als 14 Tage verzögert werden, wenn mit einer langsam wachsenden genetischen Mutante gearbeitet wird</li>
	<li>Die gewünschte Sporenkonzentration beträgt 5 x 10 4 Sporen pro ml, aber ein Bereich (1 x 10 4-1 x 10 5) ist akzeptabel. Eine zu hohe Konzentration macht die Bildgebung einzelner Infektionsherde schwierig. Verdünnen Sie die Sporenkonzentration bei Bedarf mit sterilem Wasser.</li>
	<li>Pipettieren Sie vorsichtig die konidiale Suspension in der gerollten Blattscheide. Beginnen Sie mit 25 μl (die Tröpfchengröße kann je nach Größe der Hülle auf bis zu 50 μl erhöht werden). HINWEIS: Es wird empfohlen, drei bis fünf Replikate jedes mutierten Stammes oder jeder Gerstenlinie durchzuführen. Es ist üblich, dass während des Färbeprozesses Schäden auftreten, daher werden zusätzliche Mantelreplikate empfohlen.</li>
	<li>Füllen Sie vier oder fünf 500-ml-Becher mit ddH2O und erhitzen Sie sie bis zum Dämpfen (mit einer Mikrowelle oder Kochplatte). Seien Sie vorsichtig, wenn Sie die Heißwasserbecher bewegen. Halten Sie den Deckel der Petrischale über einen der dampfenden Becher, um die Feuchtigkeit im Inneren des Tellers einzufangen.</li>
	<li>Stapeln Sie die infizierten Blattscheidenplatten und umgeben Sie sie mit den restlichen heißen Bechern. Dadurch entsteht eine feuchte, feuchte Umgebung, die für die Keimung der Sporen erforderlich ist. HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, wenn Sie die Deckel dämpfen, um sicherzustellen, dass kein heißes Wasser oder Dampf die Hüllen berührt.</li>
	<li>Schützen Sie die Blattscheiden vor Licht, bedecken Sie sie mit einer einfarbigen (vorzugsweise schwarzen) Gummi- oder Plastikbox und lassen Sie sie 48 Stunden oder den gewünschten Zeitpunkt für die Aufnahme einwirken. HINWEIS: Ein Karton ist nicht geeignet, da er die Feuchtigkeit/Feuchtigkeit nicht einschließt und den Dampf aus den Heißwasserbechern aufnimmt. Eine abschließbare Plastikwanne eignet sich gut, um die Feuchtigkeit einzudämmen, und sie kann mit schwarzem Stoff oder einem größeren dunklen Behälter abgedeckt werden, um das Licht zu blockieren.</li>
</ol>2. Färbeprozess
<ol><li>Bereiten Sie den Fleck wie folgt vor: Bereiten Sie eine frische Verdünnung von 45% Essigsäure vor und fügen Sie 0,1% v/v Trypanblau hinzu. Aliquot 1 ml der Farbstofflösung in Mikrozentrifugenröhrchen. Stellen Sie einen Heizblock oder ein Wasserbad auf 40 °C ein.</li>
	<li>Schneiden Sie die Blattscheide vorsichtig mit einem Rasiermesser oder Skalpell vom Klebeband ab. Legen Sie den Mantel mit einer Pinzette in das Mikrozentrifugenröhrchen und stellen Sie sicher, dass er vollständig in die Farbstofflösung eingetaucht ist. Warten Sie 2 Stunden, bis der Farbstoff in das Blatt eingedrungen ist. Erhitzen Sie die Proben während des Färbevorgangs auf 40 °C in einem Heizblock oder Wasserbad, um das Eindringen des Farbstoffs zu erhöhen. HINWEIS: Die Hüllen versuchen, im Mikrozentrifugenröhrchen zu schwimmen; Um ungefärbte Taschen von Blattgewebe zu vermeiden, füllen Sie die Röhrchen, tauchen Sie die Hüllen ein und schließen Sie das Röhrchen. Legen Sie nicht mehrere Hüllen in dasselbe Mikrozentrifugenröhrchen.</li>
	<li>Spülen Sie die Blattscheiden vorsichtig mit 60% Glycerin ab, um den zusätzlichen Farbstoff zu entfernen. Drei Spülgänge (jeweils in frischem Glycerin) sind in der Regel ausreichend. Bewahren Sie die Hülle in Glycerin auf, bis sie auf Objektträgern montiert werden kann.</li>
</ol>3. Montage- und Bildgebungsprozess
<ol><li>Legen Sie die Hülle auf einen sauberen Objektträger und fügen Sie ein paar Tropfen 60% Glycerin hinzu. Rollen Sie die Hülle mit einem Präpariermikroskop und zwei Pinzetten vorsichtig ab und lassen Sie die geimpfte Mitte nach oben zeigen. Halten Sie die Hülle mit der Pinzette offen und legen Sie das Deckglas darauf, um zu verhindern, dass sich die Hülle kräuselt und die Infektionsstelle blockiert. HINWEIS: Die Blattscheide ist sehr zerbrechlich, und diese Schritte müssen mit Sorgfalt durchgeführt werden, um Schäden an der Hülle zu vermeiden.</li>
	<li>Versiegeln Sie das Deckglas mit Nagellack für die Langzeitlagerung oder Klebeband für die Kurzzeitlagerung. Beobachten Sie die Objektträger unter einem zusammengesetzten Lichtmikroskop.</li>
	<li>Nehmen Sie einfache Bilder mit einem Mikroskop und einem Mobiltelefon auf. Hier wurden Bilder mit einer Handy-Adapterhalterung und einem Smartphone aufgenommen. Stellen Sie bei Android-Geräten die Kameraanwendung auf die folgenden Einstellungen ein: Blitz aus, Top Shot deaktivieren, automatische Anpassung von Helligkeit und Schatten deaktivieren und die Fotoauflösung auf voll einstellen. HINWEIS: Wenn Sie die Kameraanwendung auf dem Telefon verwenden, verringert sich die Akkulaufzeit schneller als üblich, daher wird empfohlen, eine externe Stromversorgung zu haben.</li>
	<li>Sobald das Mobiltelefon auf dem Mikroskop montiert ist, nehmen Sie ein Bild eines Mikrometers mit dem Objektiv auf, das zur Erfassung der Daten verwendet wird. Die Daten in dieser Studie wurden an einem 40x 0,65 NA Luftobjektiv erfasst, und der Telefonadapter wurde auf einem 10x Okular montiert. Stellen Sie den Zoom des Telefons auf das 2,5-fache ein und halten Sie ihn konstant, um eine konstante Pixelgröße beizubehalten.</li>
	<li>Das Zentrum der Hülle beherbergt die größte Konzentration von Sporen und infizierenden Appressorien; Streben Sie daher 9-12 Bilder jeder Hülle an, um signifikante Zahlen für die statistische Analyse zu erhalten. Die Anzahl der Sporen und Appressorien variiert je nach Konzentration der angewendeten Sporen.</li>
</ol>4. Bildbeurteilung und -zählung mit ImageJ (FIJI)
<ol></ol>

<ol><li>Roy, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+report+of+barley+blast+caused+by+Magnaporthe+oryzae+pathotype+Triticum+%28MoT%29+in+Bangladesh%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">First report of barley blast caused by Magnaporthe oryzae pathotype Triticum (MoT) in Bangladesh.</a> Journal of General Plant Pathology. 87 (3), 184-191 (2021).</li>
<li>Dean, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Top+10+fungal+pathogens+in+molecular+plant+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology.</a> Molecular Plant Pathology. 13 (4), 414-430 (2012).</li>
<li>Dean, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genome+sequence+of+the+rice+blast+fungus+Magnaporthe+grisea%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The genome sequence of the rice blast fungus Magnaporthe grisea.</a> Nature. 434 (7036), 980-986 (2005).</li>
<li>Wilson, R. A., Talbot, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Under+pressure%3A+investigating+the+biology+of+plant+infection+by+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Under pressure: investigating the biology of plant infection by Magnaporthe oryzae.</a> Nature Reviews. Microbiology. 7 (3), 185-195 (2009).</li>
<li>Giraldo, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+distinct+secretion+systems+facilitate+tissue+invasion+by+the+rice+blast+fungus+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Two distinct secretion systems facilitate tissue invasion by the rice blast fungus Magnaporthe oryzae.</a> Nature Communications. 4, 1996(2013).</li>
<li>Islam, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+wheat+blast+in+Bangladesh+was+caused+by+a+SouthAmerican+lineage+of+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Emergence of wheat blast in Bangladesh was caused by a SouthAmerican lineage of Magnaporthe oryzae.</a> BMC Biology. 14 (1), 84(2016).</li>
<li>Langridge, P. Economic and Academic Importance of Barley. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLangridge%2C+P+%22The+Barley+Genome.+Compendium+of+Plant+Genomes%22">The Barley Genome. Compendium of Plant Genomes</a>. , Springer. Cham. 1-10 (2018).</li>
<li>Heath, M. C., Valent, B., Howard, R. J., Chumley, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+of+two+strains+of+Magnaporthe+grisea+with+rice%2C+goosegrass%2C+and+weeping+lovegrass%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Botany%22%5BJournal%5D)">Interactions of two strains of Magnaporthe grisea with rice, goosegrass, and weeping lovegrass.</a> Canadian Journal of Botany. 68 (8), 1627-1637 (1990).</li>
<li>Gowda, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+analysis+of+rice-blast+fungus+Magnaporthe+oryzae+field+isolates+from+southern+India%5BTitle%5D)+AND+%22Genomics+Data%22%5BJournal%5D)">Genome analysis of rice-blast fungus Magnaporthe oryzae field isolates from southern India.</a> Genomics Data. 5, 284-291 (2015).</li>
<li>Luginbuehl, L. H., El-Sharnouby, S., Wang, N., Hibberd, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+reporters+for+functional+analysis+in+rice+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Direct%22%5BJournal%5D)">Fluorescent reporters for functional analysis in rice leaves.</a> Plant Direct. 4 (2), 00188(2020).</li>
<li>Fernandez, J., Wilson, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+no+feeding+frenzy%3F+Mechanisms+of+nutrient+acquisition+and+utilization+during+infection+by+the+rice+blast+fungus+Magnaporthe+oryzae%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Plant-Microbe+Interactions%22%5BJournal%5D)">Why no feeding frenzy? Mechanisms of nutrient acquisition and utilization during infection by the rice blast fungus Magnaporthe oryzae.</a> Molecular Plant-Microbe Interactions. 25 (10), 1286-1293 (2012).</li>
<li>Cooper, J. G. Identifying Genetic Control of Reactive Oxygen Species in Magnaporthe oryzae (the Rice Blast Fungus) through Development, Screening, and Characterization of a Random Insert Mutant Library. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22University+of+Delaware%22">University of Delaware</a>. , Doctoral dissertation (2022).</li>
<li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((al.The+plant+infection+test%3A+Spray+and+wound-mediated+inoculation+with+the+plant+pathogen+Magnaporthe+grisea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">al.The plant infection test: Spray and wound-mediated inoculation with the plant pathogen Magnaporthe grisea.</a> Journal of Visualized Experiments. (138), e57675(2018).</li>
<li>Koga, H., Dohi, K., Nakayachi, O., Mori, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+inoculation+method+of+Magnaporthe+grisea+for+cytological+observation+of+the+infection+process+using+intact+leaf+sheaths+of+rice+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Molecular+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">A novel inoculation method of Magnaporthe grisea for cytological observation of the infection process using intact leaf sheaths of rice plants.</a> Physiological and Molecular Plant Pathology. 64 (2), 67-72 (2004).</li>
<li>Hamer, J. E., Howard, R. J., Chumley, F. G., Valent, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mechanism+for+surface+attachment+in+spores+of+a+plant+pathogenic+fungus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A mechanism for surface attachment in spores of a plant pathogenic fungus.</a> Science. 239 (4837), 288-290 (1988).</li>
<li>Khang, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((et+al.+of+Magnaporthe+oryzae+effectors+into+rice+cells+and+their+subsequent+cell-to-cell+movement%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">et al. of Magnaporthe oryzae effectors into rice cells and their subsequent cell-to-cell movement.</a> The Plant Cell. 22 (4), 1388-1403 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Es gibt viele häufig verwendete Assays zum Testen von M. oryzae-Stämmen, die eine makroskopische Darstellung einer kompatiblen oder inkompatiblen Infektionsreaktion liefern, wie z. B. Sprüh- oder Tröpfchenimpfungen, und die Verwendung von Bewertungssystemen zur Quantifizierung der Läsionsgrößen13,14. Ein weiterer gängiger Test für M. oryzae besteht darin, die Fähigkeit des Erregers zu testen, seine spezialisierte Penetrationsstruktur, das Apppre...

Magnaporthe oryzae, der Reisexplosionspilz, infiziert eine Reihe von Getreidekulturen, darunter Gerste, Weizen und Reis1. Dieser Erreger verursacht verheerende Krankheiten und stellt eine weltweite Bedrohung für diese wertvollen Nutzpflanzen dar, die zu vollständigen Ernteverlusten führt, wenn er nicht kontrolliert wird. Viele Labore auf der ganzen Welt konzentrieren sich auf die Reisexplosionskrankheit aufgrund ihrer globalen Bedrohung und ihrer Eigenschaften als hervorragendes Modell für Pflanzen-Pilz-Interaktionen2. Es wurde vollständig sequenziert, und die Genetik seines Infektionszyklus, insbesondere der frühen Ereignisse, wurde festgestellt 3,4. Der Lebenszyklus beginnt damit, dass eine Spore auf einer Blattoberfläche keimt und die spezialisierte Penetrationsstruktur bildet, die als Appressorium bezeichnet wird. Das Appressorium dringt in das Blattgewebe ein und die Infektion setzt sich mit der Entwicklung von Läsionen fort, die den Prozess der Sporulation auslösen und die Krankheit verbreiten4. Die Verhinderung eines dieser frühen Ereignisse würde diese verheerende Krankheit drastisch hemmen. Folglich konzentrierte sich der Großteil der aktuellen Forschung zur Blastenerkrankung auf die frühen Infektionsschritte, von den gekeimten Konidien, die ein Appressorium bilden, bis zur Entwicklung der invasiven Hyphen und des biotrophen Grenzflächenkomplexes (BIC)5.
Die umfangreiche Forschung zur Explosionskrankheit wurde bei Reis durchgeführt, obwohl M. oryzae ein bedeutender Krankheitserreger für eine Vielzahl von Nutzpflanzen ist und neu entwickelte Stämme zu einer globalen Bedrohung für Weizen werden6. Während Reis neben Weizen und Mais zu den drei wichtigsten Grundnahrungsmitteln gehört, um die Bevölkerung zu ernähren, ist Gerste das vierte Getreidekorn in Bezug auf Viehfutter und Bierproduktion7. Mit dem Wachstum der Craft-Beer-Industrie wächst auch der wirtschaftliche Wert von Gerste. Es gibt deutliche Vorteile bei der Verwendung von M. oryzae und Gerste als Pathosystem zur Untersuchung von Blastenkrankheiten. Erstens gibt es Stämme von M. oryzae , die nur Gerste infizieren, sowie Stämme, die mehrere Grasarten infizieren können. Zum Beispiel infiziert 4091-5-8 hauptsächlich nur Gerste, während Guy11 und 70-15 sowohl Gerste als auch Reis8 infizieren können. Diese Stämme sind genetisch ähnlich und der Infektionsprozess ist vergleichbar9. Zweitens ist Gerste unter Standard-Labor- und Gewächshausbedingungen einfacher zu züchten, da sie nicht die komplizierten Anforderungen von Reis hat (präzise Temperaturkontrolle, hohe Luftfeuchtigkeit, spezifische Lichtspektren). Es gibt auch Herausforderungen bei der Bildgebung von Reis aufgrund der Hydrophobie der Blattoberfläche, die Gerste nicht aufweist10.
Dieses Protokoll stellt eine einfache Methode zur Isolierung und effektiven Nutzung von Gerstenblatthüllen für die mikroskopische Analyse mehrerer Infektionsstadien dar, wobei gängiges Laborzubehör und ein Smartphone zur Datenerfassung verwendet werden. Diese Methode für den Gerstenblattscheiden-Assay ist für Labore auf der ganzen Welt anpassbar, da sie nur minimale Vorräte erfordert und dennoch ein klares Bild der mikroskopischen Wechselwirkung zwischen dem Erreger und den ersten Zellen, die er infiziert, liefert. Während Pathogenitätstests, wie z. B. eine Spray- oder Tröpfchenimpfung, eine Makroansicht der Fähigkeit des Erregers, Läsionen zu bilden, liefern können, ermöglicht dieser Assay dem Forscher, bestimmte Schritte der frühen Infektion zu visualisieren, von Ereignissen vor der Penetration bis zur Besiedlung von Epidermiszellen. Darüber hinaus können die Forscher die Infektion mit dem Wildtyp-Pilz leicht mit einer Infektion mit einer Mutante vergleichen, deren Virulenz reduziert ist.

<table><tbody><tr><td>Essigsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6283</td><td></td></tr><tr><td>Mobiltelefon&nbsp;</td><td>Google&nbsp;</td><td>Pixel 4A</td><td>Jedes Smartphone mit einer Rückfahrkamera, die in einer Halterung montiert werden kann, ist ausreichend.</td></tr><tr><td>Handy Mikroskop Adapter</td><td>Vankey</td><td>B01788LT3S</td><td>https://www.amazon.com/Vankey-Cellphone-Telescope-Binocular-Microscope/dp/B01788LT3S/ref=sr_1_2_sspa?keywords=vankey+cellphone+telescope+adapter+mount&qid=1662568182&sprefix= vankey+%2Caps%2C63& sr=8-2 -spons& PSC=1& spLa=ZW5jcnlwd GVkUXVhbGlmaWVyPUFKNklBR jlCREJaMEcmZW5jcnlwdGVkSWQ 9QTA2MDMxNjhBRFYxQTMzNk9E M0YmZW5jcnlwdGVkQWRJZD1BM DQxMzAzOTMxNzI1TzE3M1ZGTEI md2lkZ2V0TmFtZT1zcF9hdGYmY WN0aW9uPWNsaWNrUmVkaXJlY3 QmZG9Ob3RMb2dDbGljaz10cnVl</td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>AmScope</td><td>FM690TC</td><td>40x&ndash; 2500x Trinokulares aufrechtes Epi-Fluoreszenzmikroskop</td></tr><tr><td>Haferflocken Old Fashioned Haferflocken</td><td>Quaker N</td><td>/A</td><td>https://www.amazon.com/Quaker-Oats-Old-Fashioned-Pack/dp/B00IIVBNK4/ref=asc_df_B00IIVBNK4/?tag=hyprod-20&linkCode=df0 & hvadid=312253390021& hvpos= & hvnetw=g& hvrand=98212627704 6839544& hvpone=& hvptwo=& hvq mt=& hvdev=c& hvdvcmdl=& hvlocint =& hvlocphy=9007494& hvtargid =PLA-568492637928& psc=1</td></tr><tr><td>ProMix BX</td><td>ProMix</td><td>1038500RG</td><td></td></tr><tr><td>Rechteckiges Deckglas</td><td>Corning</td><td>CLS2975245</td><td></td></tr><tr><td>Objektträger, Mikroskop</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8902</td><td></td></tr><tr><td>Tischmikrometer&nbsp;</td><td>OMAX</td><td>A36CALM7</td><td>0,1 mm und 0,01 mm Objektträger für die Mikroskopkalibrierung</td></tr><tr><td>Trypanblau</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6146</td><td></td></tr></tbody></table>

visualisierung früher infektionsherde der reisexplosionskrankheit (magnaporthe oryzae) an gerste (hordeum vulgare) mit einem einfachen mikroskop und einem smartphone

Visualizing Early Infection Sites of Rice Blast Disease (Magnaporthe oryzae) on Barley (Hordeum vulgare) Using a Basic Microscope and a Smartphone

Zu verstehen, wie Pflanzen und Krankheitserreger interagieren und ob diese Interaktion in Abwehr oder Krankheit gipfelt, ist erforderlich, um stärkere und nachhaltigere Strategien für die Pflanzengesundheit zu entwickeln. Fortschritte bei Methoden, die Pflanzenpathogenproben während der Infektion und Besiedlung effektiver abbilden, haben Werkzeuge wie den Reisblattscheiden-Assay hervorgebracht, der sich bei der Überwachung von Infektionen und frühen Kolonisierungsereignissen zwischen Reis und dem Pilzpathogen Magnaporthe oryzae als nützlich erwiesen hat. Dieser hemi-biotrophe Erreger verursacht schwere Krankheitsverluste bei Reis und verwandten Monokotyledonen, einschließlich Hirse, Roggen, Gerste und in jüngerer Zeit Weizen. Der Blattscheiden-Assay liefert, wenn er korrekt durchgeführt wird, einen optisch klaren Pflanzenabschnitt mit einer Dicke von mehreren Schichten, der es den Forschern ermöglicht, während des Pathogenangriffs eine Bildgebung von lebenden Zellen durchzuführen oder feste Proben zu erzeugen, die für bestimmte Merkmale gefärbt sind. Detaillierte zelluläre Untersuchungen der Interaktion zwischen Gerste und M. oryzae hinkten denen des Reiswirts hinterher, trotz der wachsenden Bedeutung dieses Getreides als Nahrungsquelle für Tier und Mensch sowie als fermentierte Getränke. Hier wird über die Entwicklung eines Gerstenblattscheiden-Assays für komplizierte Studien von M. oryzae-Interaktionen während der ersten 48 Stunden nach der Inokulation berichtet. Der Blattscheiden-Assay, unabhängig davon, welche Art untersucht wird, ist heikel; Es wird ein Protokoll bereitgestellt, das alles abdeckt, von den Wachstumsbedingungen für Gerste und der Gewinnung einer Blattscheide bis hin zur Inokulation, Inkubation und Bildgebung des Erregers auf Pflanzenblättern. Dieses Protokoll kann für das Hochdurchsatz-Screening optimiert werden, indem etwas so Einfaches wie ein Smartphone für Bildgebungszwecke verwendet wird.

Eine Darstellung des anfänglichen Arbeitsablaufs für diese Technik ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Scheiden wurden von 14 Tage alten anfälligen "Lacey"-Gerstenpflanzen (H. vulgare) geerntet. Die Konidien wurden aus 10 Tage alten sporulierenden M. oryzae OMA-Platten geerntet, wobei eine konidiale Suspension unter Verwendung von sterilem ddH2O für eine Endkonzentration von 5 x 104 Sporen pro ml hergestellt wurde. Die Inokulumsuspension wurde direkt a...

Dies ist ein einfaches Protokoll eines Gerstenblattscheiden-Assays mit minimalen Reagenzien und gängigen Laborgeräten (einschließlich eines einfachen Smartphones). Ziel ist es, den frühen Infektionsprozess der Blastenkrankheit in Labors ohne Zugang zu fortschrittlichen Mikroskopiegeräten zu visualisieren.

Visualisierung früher Infektionsherde der Reisexplosionskrankheit (Magnaporthe oryzae) an Gerste (Hordeum vulgare) mit einem einfachen Mikroskop und einem Smartphone

Understanding how plants and pathogens interact, and whether that interaction culminates in defense or disease, is required to develop stronger and more ...

Unser Protokoll ist eine vereinfachte Methode, die es Forschern ermöglicht, frühe Infektionsschritte von Wildtyp- und genetischen Pilzmutanten ohne den Einsatz teurer Geräte zu visualisieren. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Verwendung von grundlegendem Labormaterial zur Beantwortung komplexer biologischer Fragestellungen und zum schnellen Screening von Pilzmutanten für weitere Analysen. Ein schwieriger Teil dieser Technik ist die Behandlung der Scheide.Die Hülle ist eine dünne Schicht von Zellen, die leicht beschädigt werden kann, daher ist eine sorgfältige Handhabung für ein erfolgreiches Experiment unerlässlich. Wählen Sie zunächst die Gerste aus, die bis zum zweiten Blattstadium angebaut wird. Schneiden Sie die Gerstenpflanze mit einer sterilen Schere knapp über der Bodenlinie ab.Schneiden Sie mit einer Pinzette und einem Skalpell vorsichtig die Hülle des ersten Blattes ab, das in Längsrichtung geöffnet ist. Entfernen Sie es mit der Pinzette von der Basis des zweiten Blattes. Schneiden Sie mit einem Skalpell den größten Teil des ersten Blattes von der Scheide ab und lassen Sie nur 0,5 Zoll des Blattgewebes für die Montage übrig.Legen Sie das erste Blatt flach in eine sterile 60-Millimeter-Petrischale, die ein feuchtes Papiertuch enthält, um die Luftfeuchtigkeit im Inneren des Tellers aufrechtzuerhalten. Kleben Sie das Blattgewebe auf den Boden der Petrischale. Wählen Sie eine neun bis 12 Tage alte Magnaporthe oryzae-Kulturplatte und fügen Sie 0,5 bis zwei Milliliter steriles Wasser hinzu.Kratzen Sie das Myzel mit einer sterilen Impfschleife vorsichtig ab, um die anhaftenden Konidien freizusetzen. Pipettieren Sie die Konidiensuspension vorsichtig in ein Mikrozentrifugenröhrchen, das ein kleines Stück Käsetuch enthält, um große Myzelstücke aus der Konidiensuspension herauszufiltern. Falls erforderlich, verdünnen Sie die Sporenkonzentration mit sterilem Wasser auf das Fünffache 10 bis zur vierten Spore pro Milliliter, da eine zu hohe Konzentration die Bildgebung einzelner Infektionsstellen erschwert.Je nach Mantelgröße 25 bis 50 Mikroliter der konidialen Suspension vorsichtig in die gerollte Blattscheide pipettieren. Als nächstes füllen Sie vier oder fünf 500-Milliliter-Becher mit doppelt destilliertem Wasser und erhitzen bis zum Dämpfen. Halten Sie den Deckel der Petrischale über einen der dampfenden Becher, um die Feuchtigkeit im Inneren des Tellers einzufangen.Stapeln Sie die infizierten Blattscheidenplatten und umgeben Sie sie mit den verbleibenden heißen Bechern, da dies eine feuchte, feuchte Umgebung für die Keimung der Sporen schafft. Schützen Sie dieses Setup vor Licht, indem Sie es mit einer einfarbigen Gummi- oder Plastikbox abdecken und es 48 Stunden oder den gewünschten Zeitpunkt für die Bildgebung ungestört lassen. Bereiten Sie den Fleck vor, indem Sie frisch verdünnte 45% Essigsäure und 0,1% Trypanblau mischen.Aliquotieren Sie einen Milliliter der Farbstofflösung in Mikrozentrifugenröhrchen. Schneiden Sie die Blattscheide mit einem Skalpell vorsichtig vom Klebeband ab. Legen Sie die Hülle mit einer Pinzette in das Mikrozentrifugenröhrchen und stellen Sie sicher, dass sie vollständig in die Farbstofflösung eingetaucht ist.Lassen Sie die Röhrchen zwei Stunden in einem 40 Grad Celsius heißen Heizblock oder Wasserbad stehen, damit der Farbstoff in das Blatt eindringen kann. Als nächstes spülen Sie die Blattscheiden dreimal vorsichtig mit 60% frischem Glycerin ab, um den zusätzlichen Farbstoff zu entfernen. Bewahren Sie die Hülle in Glycerin auf, bis sie auf Objektträgern montiert werden kann.Legen Sie die Hülle auf einen sauberen Objektträger und fügen Sie ein paar Tropfen 60% Glycerin hinzu. Rollen Sie die Hülle mit einem Präpariermikroskop und zwei Pinzetten vorsichtig ab und lassen Sie die geimpfte Mitte nach oben zeigen. Halten Sie die Hülle mit der Pinzette offen und legen Sie das Deckglas darauf, um zu verhindern, dass sich die Hülle kräuselt und die Infektionsstelle blockiert.Verschließen Sie das Deckglas mit Nagellack für die Langzeitlagerung oder Klebeband für die Kurzzeitlagerung. Beobachten Sie die Objektträger unter einem zusammengesetzten Lichtmikroskop. Nehmen Sie einfache Bilder mit einem Smartphone auf, indem Sie einen Handyadapter an das Mikroskop anschließen.Passen Sie bei Android-Geräten die Einstellungen der Kameraanwendung so an, dass sie ausgeschaltet sind, deaktivieren Sie die obere Aufnahme, deaktivieren Sie die automatische Anpassung von Helligkeit und Schatten und stellen Sie die Fotoauflösung auf voll ein. Machen Sie nach der Montage des Mobiltelefons ein Bild eines Mikrometers mit einem gewünschten Ziel für die Erfassung der Daten. Stellen Sie den Zoom des Telefons auf das 2,5-fache ein und halten Sie ihn konsistent, um eine konsistente Pixelgröße beizubehalten.Das Zentrum der Hülle beherbergt die größte Konzentration von Sporen und infizierenden Appressorien. Streben Sie daher neun bis 12 Bilder jeder Hülle an, um signifikante Zahlen für die statistische Analyse zu erhalten. Die Infektionsstellen der Hülle wurden nach der Färbung mit Trypanblau mit einem Smartphone und einem Smartphone-Mikroskopadapter abgebildet.Durch die Hitze und Essigsäure beim Färben wird das Blattgewebe sanft aufgeweicht. Die Nachfärbespülungen in 60% Glycerin entfernen nicht nur den überschüssigen Fleck, sondern tragen auch dazu bei, die durch das Blatt verursachte Lichtstreuung zu reduzieren und die Bildqualität zu verbessern. Abweichungen vom Färbeprotokoll können zu suboptimalen Ergebnissen führen, wie hier dargestellt.Gerste, die mit 4091 Wildtyp infiziert war, produzierte erfolgreich infizierte Zellen, die durch das Vorhandensein infizierter Hyphen im Blattscheidengewebe identifiziert wurden. Im Fall der mutierten J99A-Infektion wurde eine erfolgreiche Entwicklung von Appressorien und Penetrationsstiften festgestellt, die jedoch keine invasiven Hyphen hervorbrachten. Das Timing ist wichtig für infektionsbasierte Assays.Entsprechend gealterte Pflanzen und Pilzsporen sind entscheidend für den Erfolg. In dieser Studie haben wir das Vorhandensein oder Fehlen der Infektionsstrukturen untersucht. Zusätzliche Experimente könnten Fragen zum Phänotyp der Infektionsstruktur und der eindringenden Hyphen beantworten.Unsere Methodik ist nicht neu, sondern eine vereinfachte, zugängliche Version eines komplexeren, teureren Experiments.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Quelle: Wen, J., Pasman, et. al., Visualisierung von Germinosomen und der inneren Membran in Bacillus subtilis-Sporen . J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die Verwendung von strukturierter Beleuchtungsmikroskopie, um dreidimensionale Fluoreszenzbilder zu erhalten, die die Organisation von Keimproteinen innerhalb der Bakterienspore zeigen.

Visualisierung von Keimproteinen in der inneren Membran von Bakteriensporen

Dieses Video zeigt eine Technik, um den pathogenen Pilz Magnaporthe grisea-Infektion in Reispflanzenblättern zu etablieren. Die Pilzkonidiensuspension wird auf Abschnitte des Reisblattes gesprüht, und das Fortschreiten der Krankheit wird beurteilt, indem die Bildung nekrotischer Läsionen bewertet wird.

Eine Sprühimpftechnik zur Feststellung einer Pilzinfektion in Reisblättern

Dieses Video zeigt die Etablierung einer Reispflanzenblattinfektion durch Wundeninokulation mit Magnaporthe grisea Myzel. Der aus Pilzsporen gewonnene Keimschlauch dringt in die Epidermisschicht ein, was zu Gewebeinfektionen und Läsionen auf den Blättern führt. Diese Methode unterstützt das Pathotyp-Screening und verbessert das Verständnis der Pflanzenresistenz für die molekulare Züchtung.

Etablierung einer Reispflanzenblattinfektion durch Pilzinokulation durch Verwundung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Pflanze Virulenz mit dem Werk Erreger testen Magnaporthe Grisea. Dieser Bericht wird dazu beitragen, das große Screening von Pathotypen von Pilzen Isolaten und dienen als ein ausgezeichneter Ausgangspunkt für das Verständnis der resistenten Mechanismen der Pflanzen während der molekularen Züchtung.

Die Pflanze-Infektion-Test: Spray und Wunde-vermittelten Inokulation mit Pflanzen Pathogen Magnaporthe Grisea

Dieses Protokoll ermöglicht die Herstellung von Querschnitten von Getreidesamen (z. B. Reis) zur Analyse der Endosperm- und Stärkegranulatmorphologie mittels Rasterelektronenmikroskopie.

Querschnitt von reifem Reis (Oryza sativa L.) Kerne für die Rasterelektronenmikroskopie-Bildgebung mit Pipettenspitzen als Immobilisierungsunterstützung

Diese Arbeit beschreibt den Einsatz der CRISPR-Cas9 Genom-Editing-Technologie, um das endogene Gen OsABCG15 zu knockouten, gefolgt von einem modifizierten Agrobacterium-vermitteltenTransformationsprotokoll, um eine stabile männlich-sterile Linie in Reis zu produzieren.

Agrobacterium-Mediated Genetic Transformation, Transgenic Production, and Its Application for the Study of Male Reproductive Development in Rice

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine Clearing-Technik für Reissprossen, die aufgrund der harten, dicken oder geschichteten Natur der Gewebe schwer auf interne Strukturbeobachtungen vorzubereiten sind. Diese Methode ermöglicht kontinuierliche und tiefe Fluoreszenzbeobachtungen, auch in erwachsenen Reispflanzen.

Tiefenfluoreszenzbeobachtung in Reistrieben mittels Clearing-Technologie

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine optimierte Methode zur histologischen Beobachtung von Gallen, die durch Plasmodiophora brassicae induziert werden. Vibratomschnitte von Hypokotylen werden vor der Fluoreszenzbildgebung entfernt, um die Beteiligung von Transkriptionsfaktoren und Phytohormonen während des Krankheitsverlaufs zu untersuchen. Dieses Protokoll überwindet Einschränkungen bei der Einbettung von Harz und ermöglicht die Visualisierung fluoreszierender Proteine in planta .

Kombination von Clearing- und Fluoreszenzmikroskopie zur Visualisierung von Veränderungen der Genexpression und physiologischen Reaktionen auf Plasmodiophora brassicae

Hier beschreiben wir eine Methode zur Echtzeit-Detektion der Produktion von apoplastischen reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) in Reisgeweben in einer pathogen-assoziierten molekularmuster-ausgelösten Immunantwort. Diese Methode ist einfach, standardisiert und erzeugt unter kontrollierten Bedingungen hochreproduzierbare Ergebnisse.

Echtzeit-Detektion der Produktion reaktiver Sauerstoffspezies bei der Immunantwort in Reis mit einem Chemilumineszenz-Assay

Dieses Manuskript beschreibt ein optimiertes Inokulationsprotokoll, das abgelöste Maisblatthüllen für reproduzierbare zytologische, physiologische und molekulare Studien von Maisinteraktionen mit pilzlichen Pflanzenpathogenen verwendet. Die Blattscheiden erleichtern die Echtzeitbeobachtung zellulärer Interaktionen zwischen der lebenden Pflanze und dem Pilz in nicht fixiertem Gewebe.

Abgetrennte Maisscheiden für die Lebendzell-Bildgebung der Infektion durch pilzliche Blattmais-Erreger

Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll zur Generierung von arbuskulären Mykorrhizapilzen (AM) Inokulum, um die AM-verstärkte Salzstresstoleranz in Reis zu untersuchen.

Produktion von arbuskulärem Mykorrhiza-Pilzinokulum (AM) und phänotypische Bewertung der Symbiose von Reis und AM unter salzhaltigen Bedingungen

Lernen Sie eine vereinfachte Methode zur Visualisierung früher Infektionsschritte von Magnaporthe oryzae an Hordeum vulgare mit Grundausstattung. Dieses Protokoll ermöglicht die schnelle Screening von Pilzmutanten.

Visualisierung früher Infektionsherde der Reisexplosionskrankheit (Magnaporthe oryzae) an Gerste (Hordeum vulgare) mit einem einfachen Mikroskop und einem Smartphone (Video) | JoVE Journal

Visualisierung früher Infektionsherde der Reisexplosionskrankheit (Magnaporthe oryzae) an Gerste (Hordeum vulgare) mit einem einfachen Mikroskop und einem Smartphone

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