Name: Ex Vivo Schweineexperimentelles Modell zum Studium und zur Lehre der Lungenmechanik (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-04-19T12:30:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Lernen Sie ein ex vivo Schweinelungenmodell zur Demonstration pulmonaler Mechanik und alveolärer Rekrutierungsmanöver kennen. Dieses stabile Modell bleibt bis zu fünf Tage nutzbar und eignet sich ideal für die Ausbildung in der Beatmungstherapie.

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Wir danken allen Kollegen und Fachleuten, die zur Erstellung dieses Ex-vivo-Lungenmodellprotokolls beigetragen und diese unterstützt haben.
Für diese Studie gab es keine Finanzierungsquellen.

Das Protokoll wurde von der Ethikkommission für Tierversuche unserer Institution genehmigt (Protokoll Nr. 1610/2021).
1. Anästhesie und Tierpräparation
<ol><li>Legen Sie das Tier zunächst auf eine Waage und überprüfen Sie das Gewicht, um die für den Eingriff erforderlichen Medikamente und Sedierungen anzupassen.</li>
	<li>Ketamin 5 mg/kg und Midazolam 0,25 mg/kg intramuskulär verabreichen.</li>
	<li>Punktion der marginalen Ohrvene mit einem 20-G-Venenkatheter und intravenöses Propofol (5 mg/kg) zur Anästhesieeinleitung.</li>
	<li>Verabreichen Sie 3 ml Heparin intravenös in den Zugang zur marginalen Ohrvene, um die kardiopulmonale Extraktion und Perfusion zu unterstützen.</li>
	<li>Führen Sie nach der Anästhesie eine orotracheale Intubation mit einer 6,5-mm-Ortrachealkanüle (OTC) durch und fixieren Sie das OTC mit Klebeband, wobei es fest fixiert bleibt, um eine Verschiebung während des Eingriffs zu vermeiden. HINWEIS: Die Tiefe der Sedierung wird durch die Überwachung hämodynamischer Parameter und die Verwendung eines Gasanalysators überprüft, z. B. des mittleren arteriellen Drucks, der Herzfrequenz und der inspirierten/abgelaufenen Isoflurankonzentration.</li>
</ol>2. Intraoperative maschinelle Beatmung
<ol><li>Verbinden Sie das Tier über das OTC mit MV und halten Sie die Sedierung mit 1,5 % Isofluran bei 50 % der eingeatmeten Sauerstofffraktion (FiO2) und Fentanyl 10 μg/kg Bolus + 10 μg/kg/h kontinuierliche Infusion aufrecht.<ol><li>Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie den volumengesteuerten Beatmungsmodus (VCV), wählen Sie die Taste für das Tidalvolumen (TV) und drehen Sie das Scrollrad, bis der Tidalvolumenwert 8 ml/kg entspricht.</li>
		<li>Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts. Wählen Sie den FiO2 aus und drehen Sie das Scrollrad, bis der Wert von 50% erreicht ist.</li>
		<li>Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie die Atemfrequenz (RR) aus. Drehen Sie das Rad, bis es den idealen Wert erreicht hat, um ein Ende abgelaufenes CO2 von 35-45 mmHg aufrechtzuerhalten, gemessen durch Kapnographie in Verbindung mit dem mechanischen Beatmungsgerät. HINWEIS: Die Tiefe der Sedierung wird durch Überwachung hämodynamischer Parameter und Verwendung eines Gasanalysators wie mittlerer arterieller Druck, Herzfrequenz und inspirierter/abgelaufener Isoflurankonzentration überprüft.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Gewebedissektion und OTC-Austausch
<ol><li>Machen Sie einen medialen Sternumschnitt von 2 cm oberhalb des Manubriums bis 2 cm unterhalb des Processus xiphoideus des Brustbeins, um Zugang zur Brusthöhle zu erhalten. Positionieren Sie die Rippenretraktoren, um das Sichtfeld während des Eingriffs zu erweitern.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Skalpell, um einen horizontalen Trachealschnitt auf Höhe des Knorpels (direkt an den ersten Trachealringen) zu machen, der breit genug ist, um eine neue Trachealkanüle einzuführen.</li>
	<li>Lassen Sie die Luft aus der OTC-Manschette, die sich innerhalb der Atemwege befindet, und ziehen Sie langsam daran, um sie zu entfernen. In der Zwischenzeit führen Sie das neue OTC in den Einschnitt in der Luftröhre ein, nachdem Sie das alte OTC entfernt haben. Aufgrund der entleerten Manschette kann es zu Leckagen kommen, die beim erneuten Positionieren des neuen OTC aufhören.</li>
	<li>Pumpen Sie die neu eingesetzte Trachealtubusmanschette auf, indem Sie eine 20-ml-Spritze an den Pilotballon anschließen. Die Spritze gibt Luft unter Druck ab und bläst den Pilotballon und die Manschette auf. Sobald sich die Manschette aufgeblasen hat, entfernen Sie die Spritze.</li>
	<li>Binden Sie die neue Trachealkanüle mit 2-0 Polyester direkt an die Luftröhre, um ein Auslaufen und eine Bewegung zu verhindern, während Sie die Lunge in die Plexiglas-Beatmungsbox legen.</li>
	<li>Sezieren Sie mit dem Skalpell das Gewebe, um die kardiopulmonalen Organe aus dem Brustkorb zu entfernen.</li>
</ol>4. Euthanasie von Tieren
<ol><li>Erhöhen Sie die Isoflurankonzentration auf 5 % und verabreichen Sie 10 ml 19,1 % Kaliumchlorid. Überprüfen Sie anschließend das Fehlen von Vitalparametern. HINWEIS: Dieses Verfahren wurde gemäß dem Leitfaden der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt.</li>
</ol>5. Herz-Lungen-Extraktion
<ol><li>Nach der Euthanasie wird das Atemband präpariert, um die Lunge zu entfernen.</li>
	<li>Nach der Gewebedissektion klemmen Sie den OTC am Ende der Inspiration mit der entsprechenden Kelly-Pinzette ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen.</li>
	<li>Trennen Sie das OTC vom mechanischen Beatmungsgerät, aber lassen Sie es festgeklemmt.</li>
	<li>Durchtrennen Sie die Aortenarterie, positionieren Sie den Aspirator in der Brusthöhle, um das extravasierte Blut zu entfernen, halten Sie die Visualisierung der Kavität aufrecht, während Sie die Dissektionen abschließen, und befreien Sie die Organe, die aus der Brusthöhle entfernt werden sollen. HINWEIS: Das untere Lungenband sollte vorsichtig gelöst werden, um eine Lungenverletzung zu vermeiden.</li>
	<li>Entfernen Sie das Herz und die Lunge aus dem Brustkorb mit eingespanntem OTC, ohne sie zu trennen, und legen Sie sie auf ein Tablett.</li>
</ol>6. Kardiopulmonale Vorbereitung
<ol><li>Mit der Lunge auf einem Tablett wird die Lungenarterie mit einem einlumigen Katheter mit großem Durchmesser kanüliert und an das Infusionsset angeschlossen, um kontinuierlich 2.000 ml kalte 0,9%ige Kochsalzlösung (SS) zu verabreichen oder bis klare Flüssigkeit aus der Aorta fließt. HINWEIS: SS sollte in normaler Geschwindigkeit verabreicht werden, vermeiden Sie es, den intravenösen (IV) Beutel zusammenzudrücken.</li>
	<li>Nachdem Sie den Fluss gereinigt haben, vernähen Sie die Aortenarterie mit 2-0 Polyester und verabreichen Sie weitere 100 ml 0,9 % SS. Schließen Sie den einlumigen Katheterausgang, da die Flüssigkeit bis zum Ende des Experiments im Inneren verbleibt.</li>
	<li>Lösen Sie das OTC, beachten Sie, dass sich die Lunge entleert und geschlossen bleibt, bereit für die Aufnahme von MV und ARM.</li>
</ol>7. MV in einer Acrylbox
<ol><li>Öffnen Sie nach der Vorbereitung die Acrylbox und positionieren Sie die Lunge senkrecht in der Box. Führen Sie das OTC durch das Loch im Deckel und schließen Sie die Trachealkanüle an das mechanische Beatmungsgerät an. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Trachealkanüle fest in der Luftröhre sitzt.</li>
	<li>Wählen Sie die Schaltfläche Lüftung starten aus.<ol><li>Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie das mechanische Beatmungsgerät für VCV aus.</li>
		<li>Tippen Sie auf den Einstellungsbildschirm für den VCV-Modus, wählen Sie die TV-Taste und drehen Sie das Rad, bis der Wert von 6 ml/kg erreicht ist. Wiederholen Sie den gleichen Vorgang, um den PEEP auf 5 cm H2O, den FiO2 auf 21 %, den RR auf 15 Atemzüge pro Minute und die inspiratorische Pausenzeit auf 10 % einzustellen.</li>
	</ol></li>
</ol>8. ARM
<ol><li>Um mit der Rekrutierung zu beginnen, erhöhen Sie den PEEP von 5 cm H2O auf 6 cm H2O und erhöhen Sie ihn dann in Schritt-für-Schritt-Schritten von 2 cm H2O bis 14 cm H2O. PEEP wird mit der Schaltfläche auf dem Bildschirm unter dem auf dem Bildschirm angezeigten PEEP-Wert erhöht. Drehen Sie das Rad, um den Wert zu erhöhen.<ol><li>Notieren Sie sich für jeden PEEP die Werte für Spitzendruck, Plateaudruck, dynamische Nachgiebigkeit und Atemwegswiderstand, die auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts angezeigt werden. Notieren Sie sich den Fahrdruck, d. h. den Plateaudruckwert abzüglich des zu diesem Zeitpunkt eingestellten PEEP-Werts.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach Erreichen von 14 cm H2O wird der PEEP schrittweise um 2 cm H2O reduziert, bis 6 cm H2O erreicht sind, und dann auf 5 cm H2O reduziert. PEEP wird mit der Schaltfläche auf dem Bildschirm unterhalb des auf dem Bildschirm angezeigten PEEP-Wertes reduziert. Drehen Sie das Rad, um den Wert zu verringern.<ol><li>Notieren Sie sich für jeden PEEP die Werte für Spitzendruck, Plateaudruck, dynamische Nachgiebigkeit und Atemwegswiderstand, die auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts angezeigt werden. Notieren Sie sich den Fahrdruck, d. h. den Plateaudruckwert abzüglich des zu diesem Zeitpunkt eingestellten PEEP-Werts. HINWEIS: Behalten Sie jeden PEEP-Wert für 10 Minuten während des Inkrements und für 5 Minuten bei jedem Schritt während des Verringerns bei.</li>
	</ol></li>
</ol>9. Herz-Lungen-Aufrechterhaltung
<ol><li>Am Ende der Rekrutierungsphase klemmen Sie die Trachealkanüle während der Inspiration vorsichtig mit der Klemme ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen. Öffne die Acrylbox.</li>
	<li>Entferne die Lunge aus der Acrylbox und lege sie vorsichtig in einen Glasbehälter. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Trachealkanüle fest in der Luftröhre sitzt.</li>
	<li>Gießen Sie 500 ml 0,9 % SS ein.</li>
	<li>Bewahren Sie es im Kühlschrank in einem in Plastik verpackten Glasbehälter bei einer Temperatur von 2 bis 8 °C für 24 Stunden auf.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 7, 8 und 9 an fünf aufeinanderfolgenden Tagen.</li>
</ol><img alt="Flussdiagramm der Extraktion von Herz-Lungen-Blockaden; Beurteilung der Lungenmechanik; Lager-/Umgebungsbedingungen." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Flussdiagramm der Studie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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<li>Pensier, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+lung+recruitment+maneuver+on+oxygenation%2C+physiological+parameters+and+mortality+in+acute+respiratory+distress+syndrome+patients%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis.</a> Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).</li>
<li>Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Examining+lung+mechanical+strains+as+influenced+by+breathing+volumes+and+rates+using+experimental+digital+image+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation.</a> Respiratory Research. 23 (1), 92(2022).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Das beschriebene Protokoll ist nützlich für die Herstellung eines ex vivo Schweinelungenmodells unter Überdruck-MV. Es kann für das Studium und den Unterricht der Lungenmechanik durch visuelles Feedback von der Lunge während der Rekrutierung und Analyse der auf den Gerätebildschirm projizierten Kurven und Werte verwendet werden. Um dieses Ergebnis zu erreichen, sind Pilotstudien erforderlich, um das Verhalten der Lunge außerhalb des Brustkorbs zu verstehen und den Anpassungsbedarf zu identifizieren.
Wir stellten fest, dass der kritische Punkt die Bildung von Blasen, Fisteln und Läsionen im Pleura war, die beim Anschließen des mechanischen Beatmungsgeräts sichtbar wurden, mit einem Unterschied zwischen inspiriertem und abgelaufenem TV und Veränderungen in der Volumenkurve. Daher bestand eine der ersten Protokolländerungen darin, eine breite chirurgische Öffnung des Thorax mit Zwerchfellschnitt zu Beginn des Eingriffs während der Sektion der kardiopulmonalen Organe zu verwenden, was die Visualisierung der Strukturen verbessern und die vorsichtige Freigabe des unteren Lungenbandes unterstützen kann, um die Lungenintegrität zu erhalten. Darüber hinaus zeigte das manuelle Aufblasen der Pilotlungen nach dem Präparieren der Strukturen, dass dieses Aufblasen die Druckgrenzen überschreitet und zur Bildung von Blasen und Fisteln beiträgt. Einige Studien mit Ex-vivo-Lungen zeigten die Möglichkeit, Fibrinkleber für Leckagen zu verwenden, mit positiven Ergebnissen; Obwohl wir diesen Ansatz in der Studie nicht verwendet haben, könnte er eine Alternative sein, um das Modell 26,27 zu verbessern. Ein weiterer relevanter Punkt ist, dass die Lunge in der Pilotstudie entfernt und vollständig entleert wurde, so dass sie von der Organpräparation bis zur MV-Initiierung vollständig kollabierte, was es schwierig machte, die Lunge für MV zu öffnen und die Möglichkeit der Fistelbildung erhöhte. Daher begannen wir, das OTC zu klemmen und die Lunge während der Dissektion aufgebläht zu halten, bis SS verabreicht wurde. Danach wurde das OTC freigesetzt, entleert und die Lunge an das mechanische Beatmungsgerät angeschlossen, um den ARM zu starten, und eine Analyse der Lungenmechanik wurde durchgeführt, um die Lungenhysteresekurve zu demonstrieren. Dies beeinträchtigte weder die Lungenrekrutierung noch die Analyse der Lungenmechanik, da anästhesierte Patienten auch während der MV 28,29,30,31 eine Atelektase und eine reduzierte Lungencompliance aufweisen.
In der Pilotstudie wurde ein anfänglicher PEEP von 5 cmH2Overwendet und in Schritten von 5 cm H2O auf 25cm H2O32,33 erhöht. Die Spitzen- und Plateaudrücke erreichten jedoch Werte von mehr als 40 bzw. 30 cmH2Omit Fistelbildung. Daher wurde eine allmähliche Erhöhung in 2 cmH2O-Schrittendurchgeführt, um das Verhalten des Drucks über die Zeit besser zu analysieren und die PEEP-Grenzen in unserem ex vivo Lungenmodell zu verstehen. Es gab keinen Unterschied in der Mortalität zwischen anhaltender und inkrementeller Inflation, aber die inkrementelle Inflation wird am häufigsten verwendet und kann die schrittweise Analyse der Lungenmechanik erleichtern34. Was die Verwendung von Unterdruck20,21 betrifft, so wurde das Modell nur unter Überdruck getestet, da Patienten mit MV Überdruck ausgesetzt sind. Wir schließen die Verwendung von Unterdruck in der Zukunft nicht aus, aber es würde Änderungen des Acrylgehäuses erfordern.
In der Literatur werden einige Modelle vorgestellt, die mit einer Testlunge, Kolben und einem ex vivo Modell13,14 hergestellt wurden, die in hermetisch verschlossenen Boxen platziert wurden, die den Brustkorb simulierten. Unser Modell wurde in einer herkömmlichen Acrylbox untergebracht, die trotz der Verringerung der Möglichkeit der Anwendung von Unterdruck die Herstellung des Modells erleichtern kann. Ein anderes Modell, das für präklinische Studien18 erstellt wurde, ähnelt dem unseren, aber die Lunge wurde horizontal positioniert, während unsere vertikal gehalten wurde und die Wirkung der Schwerkraft ohne die Unterstützung der Organe und des Brustkorbs erhielt. Diese Lungen wurden innerhalb von 48 Stunden nach der Euthanasie in Experimenten verwendet 18,19,20,21,35. Unser Modell wurde insgesamt 120 h lang verwendet und während der 24 Stunden des Experiments bei einer Temperatur von 2-8 °C gehalten, was die positiven Ergebnisse zeigt, die im Abschnitt über die repräsentativen Ergebnisse beschrieben sind.
Die Lücke in Lehre und Ausbildung wurde in diesem ersten Moment nicht geschlossen, aber das Modell ist effektiv für die Analyse der Lungenmechanik und kann als Werkzeug für Forschung und Lehre verwendet werden. Darüber hinaus war es nicht unser Ziel, Perfusionslösungen zu untersuchen, aber auf die gleiche Weise, wie wir SS in Schritt 6.1 infundiert haben, können Perfusions- und Konservierungslösungen verwendet werden, was neue Möglichkeiten für Studien mit demselben vorgestellten Modell eröffnet.
Diese Technik hat einige Einschränkungen: 1) Kenntnis der Tieranatomie, um sicherzustellen, dass die Lunge richtig entfernt wird; 2) Das Modell wurde nicht länger als fünf Tage evaluiert; 3) Das Modell scheint für die Unterrichtslüftung geeignet zu sein, wurde aber nicht im Unterrichtskontext getestet. 4) Da es sich um ein Tiermodell handelt, ist es wichtig, die Einschränkungen der Anwendbarkeit beim Menschen zu berücksichtigen.

Die mechanische Beatmung (MV) ist auf Intensivstationen (ICUs) und chirurgischen Zentren weit verbreitet. Die Überwachung ist wichtig, um Asynchronitäten zu erkennen und Verletzungen für alle Patienten zu vermeiden, insbesondere wenn der Patient schwere Lungenverletzungen hat 1,2,3,4,5,6. Die Überwachung der Atemmechanik kann auch zum klinischen Verständnis des Krankheitsverlaufs und therapeutischer Anwendungen beitragen, wie z. B. der Einsatz von positivem endexspiratorischem Druck (PEEP) oder dem alveolären Rekrutierungsmanöver (ARM). Die Anwendung dieser Techniken erfordert jedoch ein gutes Verständnis der Kurven und der grundlegenden Lungenmechanik 3,4.
Studierende, Assistenzärzte und medizinisches Fachpersonal fühlen sich unsicher in Bezug auf das MV-Management, vom Einschalten des Beatmungsgeräts und den ersten Anpassungen bis hin zur Überwachung des Plateaus und des Fahrdrucks, und diese Unsicherheit ist mit einem Mangel an Wissen und angemessener Vorschulung verbunden 7,8,9,10. Wir beobachteten, dass Fachleute, die an Simulationen teilnahmen und ein Lungenmodell verwendeten, über ein größeres Vertrauen, ein besseres Verständnis der Parameter und ein besseres Verständnis der Komponenten der Lungenmechanik berichteten 8,11,12.
Modelle zur Untersuchung und zum Training von MV mit Testlungen, Blasebälgen und Kolben können unterschiedliche Drücke und Volumina sowie unterschiedliche lungenmechanische Bedingungen simulieren 13,14,15. Computer- und Softwaremodelle tragen auch zur Untersuchung der kardiopulmonalen Interaktion bei, indem sie Simulationen erstellen, die verwendet werden können, um den Angehörigen der Gesundheitsberufe die Prinzipien von MV11 beizubringen 16,17.
Während Computermodelle Schwierigkeiten bei der Darstellung der Lungenhysterese16 darstellen können, können Modelle mit Testlunge und Blasebalg13, 14, 15Druck-Volumen-Kurven erzeugen, die der physiologischen Kurve ähneln, und die Lungendynamik demonstrieren. Ein Vorteil ist, dass die ex vivo Schweinelunge eine ähnliche Anatomie wie der Mensch aufweist18 und auch MV-Kurven und Lungenhysterese erzeugt und während der lungenmechanischen Analyse ein visuelles Feedback der Lunge in der Acrylbox liefert. Visuelle Modelle sind wichtig und können helfen, schwer vorstellbare Komponenten und Konzepte zu verstehen. Somit stellen ex vivo Lungenmodelle eine praktische Art des Unterrichts dar.
Studien mit ex vivo Schweinelungen, z. B. mit MV mit Über- und Unterdruck 19,20,21, Analyse der Aerosolverteilung22,23, pädiatrischen Simulationen 24 und Lungenperfusion25, können das Wissen über MV verbessern. Neuere Studien, die Modelle in Über- und Unterdruck analysierten, haben gezeigt, dass die Überdruckbeatmung im Vergleich zu Unterdruckdruck zu einer abrupten Rekrutierung mit größerer lokaler Verformung, größerer Dehnung, Unterschieden in der Hysteresekurve und möglichen Gewebeläsionen führen kann 19,20,21. Nichtsdestotrotz sind Überdruckmodelle notwendig, da die Patienten während des MV-Drucks 19,20,21 unter Überdruck stehen. Die Entwicklung eines Lungenmodells für präklinische Studien eröffnet Möglichkeiten für neue Forschung und Anwendungen, einschließlich der MV-Lehre und -Ausbildung.
Hier stellen wir ein ex vivo Schweinelungenmodell für Studien- und Trainingszwecke vor. Unser primäres Ziel ist es, die Schritte zur Generierung dieses ex vivo Schweinelungenmodells unter Überdruck-MV zu beschreiben. Es kann in Zukunft verwendet werden, um Lungenmechanik zu studieren und zu lehren.

<table><tbody><tr><td>0,9% ige Kochsalzlösung</td><td></td><td></td><td>2500ml</td></tr><tr><td>Anästhesiegerät - Primus</td><td>Dräger</td><td>REF 8603800-18</td><td>Anästhesiearbeitsplatz, der bei dem Eingriff verwendet wird</td></tr><tr><td>Aspirator</td><td></td><td></td><td>Für die Blutabsaugung aus dem Thorax</td></tr><tr><td>Bedside Monitor - Life Scope</td><td>Nihon Kohden</td><td>BSM-7363</td><td>Multiparameter-Monitor, der während des Eingriffs verwendet wird</td></tr><tr><td>Bonney Gewebezange</td><td></td><td></td><td>Jede Gewebezange ist geeignet</td></tr><tr><td>Einweg-Scalper, #23</td><td></td><td></td><td>Jeder Scalper ist geeignet</td></tr><tr><td>Einweg-Spritzennadeln, 18G x 1 1/2", 23G x 1"</td><td>BD</td><td>302814</td><td>Weit verbreitet</td></tr><tr><td>Einwegspritzen, 10ml</td><td></td><td></td><td>Weit verbreitetes</td></tr><tr><td>Elektrochirurgiegerät - SS-501</td><td>WEM</td><td></td><td>Zum Schneiden und Koagulieren während Thoraxschnitt</td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td></td><td></td><td>10 mcg/kg Bolus + 10 mcg/kg/Stunde kontinuierliche Infusion</td></tr><tr><td>Finochietto-Retraktor</td><td>Jeder Finochietto-Retraktor</td><td></td><td></td> ist geeignet</tr><tr><td>Heparin</td><td></td><td></td><td>3ml</td></tr><tr><td>Infusionsset</td><td>Jedes Infusionsset</td><td></td><td></td> ist geeignet</tr><tr><td>Isofluran</td><td></td><td></td><td>1,5%</td></tr><tr><td>Kelly Pinzette gebogen</td><td></td><td></td><td>Jede Kelly-Pinzette ist geeignet</td></tr><tr><td>Ketamin</td><td></td><td></td><td>5mg/kg</td></tr><tr><td>Laktierte Ringerlösung</td><td></td><td></td><td>500ml</td></tr><tr><td>Mechanisches Beatmungsgerät - Servo I</td><td>Maquet</td><td>REF 6449701</td><td>Mechanisches Beatmungsgerät, das bei dem Verfahren verwendet wird</td></tr><tr><td>Metzenbaum-Schere (gerade und gebogen)</td><td></td><td></td><td>Jede Metzenbaum-Schere ist geeignet</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td></td><td></td><td>0,25 mg/kg</td></tr><tr><td>Orotracheale Intubationskanüle, #6,5</td><td>Rusch</td><td>112282</td><td>Weit verbreitetes</td></tr><tr><td>Plexiglas</td><td></td><td></td><td>Maßgeschneiderte Plexiglasbox: 30x45x60cm</td></tr><tr><td>Polyesternaht, 2-0</td><td></td><td></td><td>Weit verbreitetes</td></tr><tr><td>Kaliumcholid</td><td></td><td></td><td>10 ml, 19,1% Kaliumchlorid.</td></tr><tr><td>Propofol</td><td></td><td></td><td>5mg/kg</td></tr><tr><td>Drei-Wege-Absperrhahn</td><td></td><td></td><td>Weit verbreitet</td></tr><tr><td>Venenkatheter, G20 x 1"</td><td>BD</td><td>38183314</td><td>Weit verbreitet</td></tr></tbody></table>

ex vivo schweineexperimentelles modell zum studium und zur lehre der lungenmechanik

Ex Vivo Porcine Experimental Model for Studying and Teaching Lung Mechanics

Die mechanische Beatmung ist weit verbreitet und erfordert spezifisches Wissen für das Verständnis und die Behandlung. Angehörige der Gesundheitsberufe in diesem Bereich können sich aufgrund unzureichender Schulungs- und Lehrmethoden unsicher fühlen und es ihnen an Wissen mangeln. Daher ist es das Ziel dieses Artikels, die Schritte zu skizzieren, die zur Generierung eines ex vivo Schweinelungenmodells erforderlich sind, das in Zukunft verwendet werden soll, um die Lungenmechanik zu studieren und zu lehren. Um das Modell zu erstellen, wurden fünf Schweinelungen nach den Richtlinien der Ethikkommission für Tierversuche vorsichtig und mit angemessener Sorgfalt aus dem Thorax entfernt und über eine Trachealkanüle an das mechanische Beatmungsgerät angeschlossen. Diese Lungen wurden dann dem alveolären Rekrutierungsmanöver unterzogen. Atemmechanische Parameter wurden aufgezeichnet und Videokameras wurden verwendet, um während dieses Prozesses Videos von der Lunge zu erhalten. Dieser Vorgang wiederholte sich an fünf aufeinanderfolgenden Tagen. Bei Nichtgebrauch wurde die Lunge gekühlt aufbewahrt. Das Modell zeigte nach dem alveolären Rekrutierungsmanöver jeden Tag eine andere Lungenmechanik; nicht von den Tagen beeinflusst zu werden, sondern nur vom Manöver. Daher kommen wir zu dem Schluss, dass das ex vivo Lungenmodell ein besseres Verständnis der Lungenmechanik und ihrer Auswirkungen sowie des alveolären Rekrutierungsmanövers durch visuelles Feedback in allen Phasen des Prozesses liefern kann.

Wir verwendeten fünf weibliche Schweine mit einem Gewicht zwischen 23,4 und 26,9 kg und befolgten das beschriebene Protokoll für die kardiopulmonale Extraktion und die Analyse der Lungenmechanik. Unser Ziel ist es, dass das Modell für die Untersuchung der Lungenmechanik nützlich ist, indem Spitzendruck, Plateaudruck, Widerstand, Antriebsdruck und dynamische Compliance-Variablen analysiert werden, die direkt vom Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts erfasst werden. Das Flussdiagramm des Modells ist in Abbildung 1 dargestellt.
Die Lunge wurde an fünf aufeinanderfolgenden Tagen analysiert, wobei der gesamte in den Punkten 7.2, 8.1, 8.2, 9.1, 9.2 und 9.3 des Protokolls beschriebene Prozess wiederholt wurde. Wir versuchten zu zeigen, wie sich Lungenvariablen vor und nach der Rekrutierung verhalten und die Haltbarkeit des ex vivo Lungenmodells im etablierten Zeitraum zu überprüfen.
Signifikante Unterschiede (p &lt; 0,05) wurden für alle Variablen zwischen Prä- und Post-ARM beobachtet. Der Spitzendruck, der Plateaudruck (Abbildung 2) und der Antriebsdruck (Abbildung 3) nahmen nach dem Manöver ab (p = 0,0005), während die dynamische Compliance (p = 0,0007) zunahm (Abbildung 4), was auf offene kollabierte Alveolen und einen Gewinn des Lungenbereichs hindeutet. Die Resistenz (Abbildung 5) nahm auch nach der Rekrutierung zu (p = 0,0348). Keine der Variablen wurde signifikant durch den Tag beeinflusst.
Basierend auf diesen Ergebnissen haben wir gezeigt, dass das Modell effektiv ist, um Veränderungen der visuellen Lungenmechanik durch den ARM zu demonstrieren (Abbildung 6) und um Lungenmechanik zu studieren und zu lehren (Abbildung 7). Darüber hinaus konnten wir zeigen, dass das Modell an mindestens fünf aufeinanderfolgenden Tagen verwendet werden kann. Da wir das Modell nicht über diesen Zeitraum hinaus evaluiert haben, können wir die endgültige Haltbarkeit des Lungenmodells nicht bestätigen.
<img alt="Spitzen- und Plateaudruckdiagramme, cmH2O vs. Tage, p=0,0005 Vergleich, Atemanalyse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Abbildung 2: Drücke. (A) Spitzendruck. Der Ppeak vor dem ARM reichte von 21 ± 3,2 bis 23 ± 2,3 cmH2O, während der Ppeak nach dem ARM zwischen 9 ± 0,6 und 12,6 ± 1,4 cmH2O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. (B) Plateaudruck. Das Prä-ARM-Pplateau reichte von 21 ± 3,2 bis 22 ± 2,3 cmH2O, während das Post-ARM-Pplateau zwischen 8,8 ± 0,4 und 11,6 ± 1,6 cmH2O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Treibender Druck über 5-Tage-Chart; cmH2O vs. Tage; Statistische Daten mit dem p-Wert 0,0005." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig03.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Abbildung 3: Fahrdruck. Der Vor-ARM-Fahrdruck lag zwischen 16 ± 3,2 bis 17 ± 2,3 cmH2O, während der Post-ARM-Antriebsdruck zwischen 3,8 ± 0,4 und 6,6 ± 1,6 cmH2 O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Dynamisches Compliance-Diagramm; mL/cmH2O vs. Tage; Statistisches Ergebnis p=0,0007; Datenanalyse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig04.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Abbildung 4: Dynamische Compliance. Die dynamische Compliance vor ARM reichte von 9,1 ± 1,2 bis 10,2 ± 2,6 ml/cmH2O,während die dynamische Compliance nach ARM zwischen 23,6 ± 3,5 und 43,8 ± 11,3 ml/cmH2 O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0007 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Widerstandsänderung über 5 Tage; Liniendiagramm; Pre- und Post-ARM-Messungen; p-Wert-Analyse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig05v2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> Abbildung 5: Widerstand. Der Prä-ARM-Widerstand reichte von 1,4 ± 1,0 bis 7 ± 3,2 cmH2O/L/seg, während der Post-ARM-Widerstand zwischen 2,4 ± 0,4 und 6,6 ± 5,1 cmH2O/L/seg in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0348 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig05largev2.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Vergleichendes Lungeninflationsexperiment; sechs Stufen; Studie der Atemwege; Anatomische Analyse." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig06.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 6"> Abbildung 6: Lungenmodell. (A) Lunge mit PEEP von 5 cm. (B) Lunge mit PEEP von 6 cm. (C) Lunge mit PEEP von 8 cm. (D) Lunge mit PEEP von 10 cm. (E) Lunge mit PEEP von 12 cm. (F) Lunge mit PEEP von 14 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Bildschirm zur Überwachung des Beatmungsgeräts mit Volumen-Druck-Kurven, Atemfrequenzdiagramm und Daten zum Tidalvolumen." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64850/64850fig07.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 7"> Abbildung 7. Diagramme für mechanische Beatmung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64850/64850fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Wir präsentieren ein ex vivo Schweinelungenmodell zur Demonstration der Lungenmechanik und alveolärer Rekrutierungsmanöver für Lehrzwecke. Die Lunge kann mehr als einen Tag (bis zu fünf Tage) mit minimalen Veränderungen der pulmonalmechanischen Variablen verwendet werden.

Ex Vivo Schweineexperimentelles Modell zum Studium und zur Lehre der Lungenmechanik

Mechanical ventilation is widely used and requires specific knowledge for understanding and management. Health professionals in this field may feel ...

Die mechanische Beatmung ist bei Ateminsuffizienz weit verbreitet und ersetzt die spontane Beatmung teilweise oder vollständig. Das Management erfordert Vorkenntnisse und Fachkenntnisse. Einige Studien zeigen jedoch, dass sich Fachleute bei der Verwaltung unsicher fühlen.Jegliche Reklamationen, mangelnde Ausbildung oder Vorkenntnisse. Die experimentellen Modelle erleichtern die Konzepte der mechanischen Beatmung und die Visualisierung der Lungenmechanik mit visuellem Feedback. Zunächst wurde das Gewicht des Tieres ermittelt, um die für das Verfahren erforderlichen Medikamente und Sedierungen anzupassen.Verabreichen Sie Ketamin fünf Milligramm pro Kilogramm und Midazolam Punkt 25 Milligramm pro Kilogramm intramuskulär. Dann punktieren Sie die marginale Ohrvene mit einem 20-G-Venenkatheter und verabreichen intravenöses Propofol, fünf Milligramm pro Kilogramm zur Narkoseeinleitung. Verabreichen Sie drei Milliliter Heparin intravenös an acht kardiopulmonale Blockextraktion und Perfusion.Nach der Anästhesie führen Sie eine orotracheale Intubation mit einer 6,5-Millimeter-Kanüle durch. Die Trachealkanüle muss sicher fixiert werden, um eine Verschiebung während des Eingriffs zu verhindern. Schließen Sie den NMO nach der Präparation über eine Kanüle an die mechanische Beatmung an und halten Sie die NMO-Anästhesie mit einem 1,5%igen Isofluor in 50% inspirierter Sauerstofffraktion aufrecht.Und Fentanyl, 10 Mikrogramm pro Kilogramm Bolus, plus 10 Mikrogramm pro Kilogramm pro Stunde kontinuierliche Infusion. Die Beurteilung der Sedierungstiefe erfolgt auf der Grundlage der Überwachung hämodynamischer Parameter und des Einsatzes eines Gasanalysators. Stellen Sie das mechanische Beatmungsgerät für ein volumengesteuertes Modell mit einem Atemzugvolumen von acht Millilitern pro Kilogramm ein.Der Beatmungsmodus und andere Einstellungen werden auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts ausgewählt. Die Atemfrequenz muss angepasst werden, um den Endtidal-CO2-Gehalt von 35 bis 45 Millimetern Quecksilbersäule aufrechtzuerhalten. Machen Sie einen Sternumschnitt, der groß genug ist, um die Brusthöhle zu erreichen, zwei Zentimeter über dem Manubrium bis zwei Zentimeter unter dem Xifoidfortsatz des Brustbeins, und positionieren Sie die Rippenretraktoren, um das Sichtfeld während des Eingriffs zu erweitern.Machen Sie einen Trachealschnitt horizontal mit dem Skalpell. Der Schnitt muss groß genug sein, um eine neue Trachealkanüle einzuführen und den oralen Trachealtubus zu entfernen. Blasen Sie die Manschette der neu eingeführten Trachealkanüle auf.Befestigen Sie die neue Trachealkanüle direkt an der Luftröhre. Die Trachealkanüle wird nicht vernäht, sondern nur gebunden, um Leckagen und Bewegungen während der Platzierung der Lunge in der Beatmungsbox zu vermeiden. Sezieren Sie mit dem Skalpell das Gewebe, um die kardiopulmonale Blockade aus dem Thorax zu entfernen.Erhöhen Sie am Ende die Isofluorankonzentration auf 5 % und verabreichen Sie 10 Milliliter Kaliumchlorid. Nach der Gewebedissektion klemmen Sie die Ororatrachealkanüle am Ende der Inspiration mit der entsprechenden Cali-Pinzette ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen. Trennen Sie das mechanische Beatmungsgerät.Durchtrennen Sie die Aortenarterie und positionieren Sie den Aspirator in der Brusthöhle, um extravasiertes Blut zu entfernen und die Visualisierung der Höhle aufrechtzuerhalten. Das untere Pulmonalband sollte vorsichtig gelöst werden, um einen Lungenriss zu vermeiden. Entfernen Sie die kardiopulmonale Blockade mit eingespannter Ortrachealkanüle aus dem Brustkorb und legen Sie sie auf ein Tablett.Kanülieren Sie die Lungenarterie mit einem einlumigen Katheter mit großer Bohrung und schließen Sie sie an das Infusionsset an, um kontinuierlich 2000 Milliliter Code-9%ige Kochsalzlösung zu verabreichen, bis eine klare Flüssigkeit aus der Aorta fließt. Die Kochsalzlösung sollte in normaler Menge verabreicht werden. Vermeiden Sie es, den Infusionsbeutel zusammenzudrücken.Nachdem Sie den Fluss gereinigt haben, vernähen Sie die Aortenarterie und verabreichen Sie weitere hundert Milliliter Kochsalzlösung. Die Kochsalzlösung verbleibt bis zum Ende des Experiments in der Lunge. Nachdem Sie die Lungen vorbereitet haben, positionieren Sie sie vertikal in der Acrylbox und schließen Sie die Trachealkanüle an das mechanische Beatmungsgerät an.Stellen Sie sicher, dass die Trachealkanüle fest in der Luftröhre sitzt. Stellen Sie das mechanische Beatmungsgerät mit den folgenden Parametern auf den volumengeregelten Modus ein. Tau-Volumen, sechs Milliliter pro Kilogramm.PEEP, fünf Zentimeter Wasser. Inspirierte Fraktion von Sauerstoff, 21%Atemfrequenz, 15. Eine inspiratorische Pausenzeit, 10%Einstellungen werden auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts ausgewählt.Um mit der Rekrutierung zu beginnen, erhöhen Sie den PEEP von fünf auf sechs Zentimeter Wasser und erhöhen Sie ihn dann schrittweise in Schritten von zwei Zentimetern Wasser, bis Sie 14 Zentimeter Wasser erreichen. Der PEEP wird mit der Bildschirmtaste am mechanischen Beatmungsgerät erhöht. Jeder PEEP-Wert wird 10 Minuten lang beibehalten, während die Lungenmechanik aufgezeichnet wird.Nach Erreichen von 14 Zentimetern Wasser reduzieren Sie PEEP Schritt für Schritt um zwei Zentimeter Wasser, bis sechs Zentimeter Wasser erreicht sind, und reduzieren Sie es dann auf fünf Zentimeter Wasser. Während dieser Abnahme wird der PEEP-Wert fünf Minuten lang beibehalten, während die Lungenmechanik aufgezeichnet wird. Am Ende der Rekrutierungsphase klemmen Sie die Trachealkanüle während der Inspiration vorsichtig mit der Klemme ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen.Öffne die Acrylbox. Entferne die Lunge aus der Acrylbox und lege sie vorsichtig in einen Glasbehälter. Nachdem Sie die Lunge in den Glasbehälter gelegt haben, stellen Sie sicher, dass die Klemme fest verschlossen ist, und gießen Sie 500 Milliliter 9%ige Kochsalzlösung.Bewahren Sie die Lunge im Kühlschrank in einem in Plastik verpackten Glasbehälter bei einer Temperatur von zwei bis acht Grad Celsius für 24 Stunden auf. Wiederholen Sie den Vorgang für die mechanische Beatmung und das Ovular-Rekrutierungsmanöver an fünf aufeinanderfolgenden Tagen. Nach jedem Abschluss des Vorgangs legen Sie die Lunge in den Glasbehälter und bewahren Sie ihn im Kühlschrank auf.Wir analysieren die Lunge an fünf aufeinanderfolgenden Tagen und wiederholen den gesamten Prozess, wie im Flussdiagramm beschrieben. Wir konnten zeigen, wie sich die Lungenvariablen vor und nach der Rekrutierung verhielten, und die Haltbarkeit des ex vivo Lungenmodells im Studienzeitraum feststellen. Wir beobachteten signifikante Unterschiede zwischen allen Variablen vor und nach den Rekrutierungsmanövern.Der Spitzendruck, der Plateaudruck und der Fahrdruck nahmen nach dem Manöver ab, während die dynamische Nachgiebigkeit zunahm, was die Öffnung der kollabierten Alveolen und einen Zuwachs im Lungenbereich zeigte. Auch der Atemwegswiderstand nahm nach der Rekrutierung zu. Wir zeigen, dass das Modell bei der Demonstration visueller Veränderungen in der Lungenmechanik durch das alveoläre Rekrutierungsmanöver und seine Wirksamkeit für das Studium und die Lehre der Lungenmechanik effektiv ist.Darüber hinaus zeigen wir, dass das Modell an mindestens fünf aufeinanderfolgenden Tagen verwendet werden kann. In der Pilotstudie haben wir mit einem PEEP von fünf Zentimetern Wasser begonnen und ihn in Fünf-Zentimeter-Schritten auf bis zu 25 Zentimeter erhöht. Die Spitzen- und Plateaudrücke erreichen jedoch Werte von mehr als 40 bzw. 30 Zentimetern Wasser, wobei sich Fisteln bilden.Daher haben wir uns für eine schrittweise Erhöhung in Zwei-Zentimeter-Schritten entschieden, um das Verhalten von Drücken im Laufe der Zeit besser analysieren zu können und die PEEP-Grenzwerte in Ihrem Ex-vivo-Protokollierungsmodell zu verstehen. Es gibt keinen Unterschied zwischen anhaltender oder inkrementeller Inflation in Bezug auf die Mortalität, aber sie ist nicht nur die am häufigsten verwendete, sondern kann auch die schrittweise Analyse der Lungenmechanik erleichtern. Es gab Studien mit XV-über-C-Modellen mit positivem und negativem Druck mit verschiedenen Initiativen, wie z.B. der Entwicklung eines ähnlichen Modells für präklinische Studien, der Verifizierung von Aerosolverteilungen und der Etablierung pädiatrischer Simulationen.Trotz der unterschiedlichen Zielsetzungen eröffnen solche Studien Möglichkeiten für unsere neue Forschung und helfen bei der Anwendung unseres Lernmodells. Studien haben jedoch gezeigt, dass die Verwendung der Überdruckbeatmung im XV-Volumenmodell zu einer abrupten Rekrutierung mit einer größeren lokalen Verformung als die Unterdruckbeatmung führen kann. Es ist notwendig, Überdruckmodelle zu erstellen, da unsere Patienten während der mechanischen Beatmung in der Regel Überdruck ausgesetzt sind, da wir zunächst nur Kenntnisse über die Anatomie von Tieren haben, damit die Beine ordnungsgemäß entfernt werden können.Zweitens wurde das Modell nicht länger als fünf Tage evaluiert. Drittens eignet sich dieses Modell gut für den Beatmungsunterricht. Und schließlich, um seine Ergebnisse auf alle Menschen zu übertragen, ist es wichtig, die Grenzen des Tiermodells zu berücksichtigen.Das X-vivo-Lungenmodell ist lebensfähig und reproduzierbar, es kann Rekrutierungsmanövern mit Visualisierung der pulmonalmechanischen Variablen unterzogen werden. Das Modell bietet eine neue Sicht auf die Lunge unter mechanischer Beatmung und erleichtert das Erlernen dieser Konzepte durch visuelles Feedback.

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Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video beschreibt das Protokoll zur Entwicklung eines ex vivo Schweinelungenmodells für bakteriellen Biofilm auf infiziertem bronchiolärem Gewebe. Biofilme sind bakterielle Aggregate, die in eine Matrix eingebettet sind, die an einer Oberfläche haftet. Dieses Modell wird verwendet, um die Antibiotika-Empfindlichkeit von Bakterien in verschiedenen Stadien der Biofilmbildung zu untersuchen.

Ex-vivo-Lungenmodell von Schweinen: Eine Technik zur Entwicklung eines Lungenmodells zur Untersuchung bakterieller Biofilme auf bronchiolärem Gewebe von Schweinen

Dieser Artikel beschreibt bronchoskopischen Techniken in der Rinderlunge unter experimentellen Bedingungen, dh bronchoskopisch geführt Inokulation BAL-, Bronchial-Bürsten, und transbronchiale Lungenbiopsie.

Die Bovine Lung in der biomedizinischen Forschung: Optisch Geführte Bronchoskopie, intrabronchial Inokulation und<em&gt; In Vivo</em&gt; Sampling-Techniken

Ex-vivo-Lung Perfusion (EVLP) konnten Lungentransplantation beim Menschen leichter, indem du die Fähigkeit, Organe zu bewerten und zu erweitern den Spenderkreis zur Verfügung stehen. Hier beschreiben wir die Entwicklung einer Ratte EVLP Programm und Verfeinerungen, die für ein reproduzierbares Modell für zukünftige Erweiterungen zu ermöglichen.

Methode Isolated<em&gt; Ex vivo</em&gt; Lung Perfusion in einem Rattenmodell: Lehren aus Entwicklung einer Ratte EVLP Programm gelernt

Dieses Protokoll beschreibt ein juveniles Schweinemodell der orthotopen Allotransplantation der linken Lunge, das für die ESLP-Forschung entwickelt wurde. Der Fokus liegt auf Anästhesie- und Operationstechniken sowie kritischen Schritten und der Fehlerbehebung.

Orthotope Transplantation der linken Lunge in einem juvenilen Schweinemodell für ESLP

Ex-vivo-Lungen sind nützlich für eine Vielzahl von Experimenten, um physiologische Daten zu sammeln, wobei die Störvariablen von In-vivo-Experimenten ausgeschlossen werden. Kommerzielle Setups sind oft teuer und in der Art der Daten, die sie sammeln können, begrenzt. Wir beschreiben eine Methode zum Aufbau eines vollständig modularen Aufbaus, der an verschiedene Studiendesigns angepasst werden kann.

Design und Implementierung eines ex vivo Lungenperfusionsmodells für Ratten

Wir stellen eine Methode vor, um eine Schweineaortenklappe auf einem Pulsduplikator zu montieren, um ihre hydrodynamischen Eigenschaften zu testen. Mit dieser Methode kann die Änderung der Hydrodynamik nach der Anwendung eines experimentellen Verfahrens oder eines neuartigen Medizinprodukts vor dem Einsatz in einem Großtiermodell bestimmt werden.

Ein ex vivo Schweinemodell für die hydrodynamische Erprobung experimenteller Aortenklappenverfahren und neuartiger Medizinprodukte

Hier beschreiben wir die notwendigen Schritte zur Etablierung eines Ratten-EVLP-Modells und zeigen das Entzündungsprofil, das mit der perfundierten Lunge assoziiert ist. Ziel ist es, das Wissen und die Erfahrungen über das EVLP-Modell von Ratten zu verbreiten und so ein ganzheitliches Verständnis der biologischen Reaktionen zu ermöglichen, die mit dieser revolutionären Technik verbunden sind.

Etablierung eines ex vivo Lungenperfusionsmodells an Ratten für translationale Einblicke in die Lungentransplantation

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Technik, die für die Platzierung eines Thermodilutionskatheters durch die Jugularvene bei Schweinen verwendet wird, um das Herzzeitvolumen abzuschätzen und eine angemessene Lungenperfusion während der ex vivo Lungenperfusion (EVLP) sicherzustellen.

Bestimmung des Herzzeitvolumens in einem Schweinemodell für ex vivo Lungenperfusion

Das Ziel ist es, ein neues ex vivo Lungenperfusionsmodell (EVLP) an Ratten zu entwickeln, das eine konsistente Lungenfunktion für 4 Stunden während der gesamten EVLP aufrechterhalten kann und der Industrie Implementierungsspezifikationen liefert, die eine robuste Methode zur Anwendung von EVLP auf Nagetiermodelle bieten.

Etablierung eines neuartigen ex vivo Lungenperfusionssystems für Rattenlungen nach Kreislauftod

In dieser Studie wird ein porzines Modell der Lungenembolie (LE) vorgestellt, bei dem große autologe Embolien verwendet werden, die eine akute Lungenembolie mit mittlerem Risiko replizieren. Das Modell eignet sich gut für die Bewertung sowohl der Pathophysiologie als auch des Therapieansprechens.

Ein Schweinemodell der akuten autologen Lungenembolie

Lernen Sie ein ex vivo Schweinelungenmodell zur Demonstration pulmonaler Mechanik und alveolärer Rekrutierungsmanöver kennen. Dieses stabile Modell bleibt bis zu fünf Tage nutzbar und eignet sich ideal für die Ausbildung in der Beatmungstherapie.

Ex Vivo Schweineexperimentelles Modell zum Studium und zur Lehre der Lungenmechanik

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