Name: Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata von neonatalen Nagetieren für Patch-Clamp-Aufnahmen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-21T12:40:00.000+00:00
Duration: 11 min 5 s
Description: Lernen Sie die Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata aus dem Innenohr von neonatalen Mäusen für Patch-Clamp-Aufnahmen. Diese Methode ermöglicht die Charakterisierung spannungsabhängiger Ionenkanäle und neuronaler Erregbarkeit.

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Wir danken Dr. Jing Bing Xue und Dr. Ruth Anne Eatock für ihre frühen Beiträge zu diesen Methoden. Diese Arbeit wurde von NIH NIDCD R03 DC012652 und NIH NIDCD DC012653S sowie R01 DC0155512 zu RK und T32 DC009975 zu DB, NN und KR unterstützt.

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<li>Zhou, Z., Liu, Q., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+regulation+of+spiral+ganglion+neuron+firing+patterns+by+neurotrophin-3%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Complex regulation of spiral ganglion neuron firing patterns by neurotrophin-3.</a> The Journal of Neuroscience. 25 (33), 7558-7566 (2005).</li>
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</ol>

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Die hier vorgestellten Methoden sind spezifisch für Aufzeichnungen von isolierten Neuronen; Frühere Studien konzentrierten sich auf Ableitungen von Axonendigungen in einem semi-intakten Präparat. Im Vergleich zu bestehenden Klemmenaufzeichnungstechniken bieten isolierte Aufzeichnungen ein überlegenes Raumklemmen- und Isopotentialverhalten. Darüber hinaus bietet dieses Protokoll Zugang zu einer breiteren Stichprobe von Neuronen, da nur kelchtragende Subpopulationen in semi-intakten Aufzeichnungen der vestibulären Epitheli...

Die bipolaren Neuronen des Nervus vestibulocochlearis verbinden die sensorischen Haarzellen des Innenohrs mit dem Hirnstamm. Sie sind Hauptträger von Informationen über Schall und Kopfbewegungen; Eine Schädigung dieser wichtigen Zellen führt zu Taubheit und Gleichgewichtsstörungen. Die vestibulären und auditiven Anteile des Nervs bestehen jeweils aus unterschiedlichen Zelltypen, die morphologisch und funktionell vielfältig sind 1,2. Im vestibulären System feuern zwei afferente Subpopulationen spontan in regelmäßigen oder unregelmäßigen Abständen2. Es wird angenommen, dass das afferente Spike-Timing eine zugrundeliegende Diversität in der Zusammensetzung der Ionenkanäle widerspiegelt 3,4. Im auditorischen System gibt es zwei Hauptsubpopulationen von Spiralganglienneuronen (SGNs); Während Typ-I-SGNs mit einzelnen Innenhaarzellen5 in Kontakt treten, kontaktieren Typ-II-SGNs mehrere Außenhaarzellen5. In-vitro-Ableitungen von semi-intakten und organotypischen Kulturen deuten auf Unterschiede in den Membraneigenschaften von Typ I und Typ II SGNs hin 6,7.
Viele Ionenkanäle und Neurotransmitterrezeptoren, die sich an den Enden dieser Neuronen befinden, befinden sich auch in ihren Zellkörpern. So können Kulturen des isolierten vestibulären und des Spiralganglion-Somata in vitro untersucht werden, um zu verstehen, wie Ionenkanäle und Neurotransmitterrezeptoren zur Reaktion dieser Neuronen beitragen. Die kompakte Morphologie der isolierten Zellkörper ermöglicht qualitativ hochwertige elektrische Ableitungen, die sich für eine detaillierte Charakterisierung von spannungsabhängigen Ionenkanälen und Neurotransmitterrezeptoren eignen. Der einfache Zugang zu einer repräsentativen Vielfalt von Neuronen-Subtypen ermöglicht eine Hochdurchsatzanalyse der Zelldiversität.
In diesem Artikel wird eine Methode zur Isolierung und Kultivierung von dissoziierten Ganglienzellkörpern aus dem oberen Teil des vestibulären Ganglions bei Ratten am postnatalen Tag (P)9 bis P20 vorgestellt. Es werden auch Vorschläge für die Erweiterung dieser Methoden auf das Spiralganglion gegeben, zusätzlich zu den Schritten, die für die erfolgreiche Extraktion, Dissoziation und Plattierung der Ganglienzellen erforderlich sind. Diese Methoden sind eine Weiterentwicklung derjenigen, die in Veröffentlichungen verschiedener Laboratorien entwickelt wurden 8,9,10. Dieses Dokument enthält auch eine Anleitung zur Auswahl gesunder Zellen für Patch-Clamp-Aufnahmen.
Schließlich umreißt das Protokoll das Verfahren für die Patch-Clamp-Aufzeichnung unter Verwendung der perforierten Patch-Konfiguration11. Obwohl die Konfiguration mit perforiertem Pflaster zeitaufwändiger und technisch anspruchsvoller ist als die gebräuchlichere Konfiguration mit gerissenem Pflaster, ist sie besser für die Aufrechterhaltung des zytoplasmatischen Milieus, das lange und stabile Aufnahmesitzungen ermöglicht. Die Vorteile dieser Aufzeichnungskonfiguration werden hier durch die verbesserte Stabilität von Hyperpolarisations-aktivierten kationischen Strömen in perforierten Patches im Vergleich zu ruptured-Patch-Aufnahmen veranschaulicht.
Dieses Protokoll ist in fünf Abschnitte unterteilt. In den Abschnitten 1-3 werden Lösungen und Werkzeuge beschrieben, die im Voraus vorbereitet und gespeichert werden können. Abschnitt 4 beschreibt die Schritte zur Dissektion und Beschichtung der vestibulären und SGNs. Abschnitt 5 beschreibt die Schritte zur Aufzeichnung von den Neuronen nach einer Periode in Kultur. In unseren Händen werden Abschnitt 4 und Abschnitt 5 über einen Zeitraum von 2 aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt.

<table><tbody><tr><td>Amphotericin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4888-100MG</td><td>Für perforierte Patch-Aufnahmen.</td></tr><tr><td>ATP-Dinatrium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7699</td><td>Additiv zu innerer Lösung</td></tr><tr><td>B27 Supplement (50x), serumfrei</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17504044</td><td>Additiv zu Kulturmedium, für SGN</td></tr><tr><td>Becher (1000, 100, 10) Milliliter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tischzentrifuge</td><td>USA Scientific</td><td>2641-0016</td><td></td></tr><tr><td>Bunsenbrenner</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>J.T. Baker</td><td>1311-01</td><td>Zusatz zur internen</td></tr><tr><td>Lösung Kollagenase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5318</td><td>eines von drei Enzymen zur Verdauung von Gewebe</td></tr><tr><td>Deckglas, rechteckig, #1 Dicke, 22x40&nbsp;</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0707</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Biotium</td><td>90082</td><td></td></tr><tr><td>Dnase I, aus der Bauchspeicheldrüse des Rinds</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11284932001</td><td>eines von drei Enzymen zur Verdauung von Gewebe</td></tr><tr><td>Dumont #3 Pinzette (stumpf)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette (fein)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 Pinzette ( Fine)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11255-20</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E0396</td><td>Additiv zur internen Lösung</td></tr><tr><td>Elektrodenabzieher</td><td>Narashige</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>Epi-Beleuchtungsquelle</td><td>Zeiss&nbsp;</td><td>CL 1500 ECO</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Decon Labs</td><td>2716</td><td>zum Reinigen des Kopfes und um die Sezierbank</td></tr><tr><td>herum Filamentierte Borosilikat-Kapillaren für Elektroden</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF140-117-10</td><td></td></tr><tr><td>Feinkantige Präparierklinge</td><td>Fine Science Tools</td><td>10010-00</td><td></td></tr><tr><td>Glaspasteurpipetten</td><td>VWR</td><td>14673-010</td><td>zum Ziehen von Verreibpipetten</td></tr><tr><td>Hitzeinaktiviertes fötales Rinderserum</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>16140063</td><td>Additiv zum Kulturmedium</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375-100G</td><td>zur pH-Pufferung aller Lösungen im Protokoll</td></tr><tr><td>Heizplatte / Magnetrührer</td><td>VWR</td><td>76549-914</td><td></td></tr><tr><td>Isolierter Eimer, gefüllt mit Eis</td><td></td><td></td>, <td>um alle Proben und Lösungen kühl zu halten</td></tr><tr><td>K2SO4, Kaliumsulfat</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9458-250G</td><td>Additiv zur inneren Lösung</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P93333</td><td>Additiv zur inneren Lösung</td></tr><tr><td>KOH (1 M)</td><td>Honeywell</td><td>319376-500ML</td><td>Zum Einbringen der inneren Lösung gewünschter pH-Wert.</td></tr><tr><td>Große Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14133-13</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz mittel&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L4386</td><td>Präparier- und Badlösungen&nbsp;</td></tr><tr><td>Aufnahmekammer mit flachem Bad für Kulturschalen</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0236</td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lok-Spritzen, 30 ml</td><td></td><td>BD 302832</td><td>zur Entnahme von L-15/HEPES/HEPES-Lösung.</td></tr><tr><td>MEM + Glutamax Supplement</td><td>Fisher Scientific</td><td>41-090-101</td><td>Base des Kulturmediums</td></tr><tr><td>MgCl2-Hexahydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M1028</td><td>Additiv zur internen Lösung</td></tr><tr><td>microFil Nadel zum Befüllen von Mikropipetten - 34 Gauge&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>MF34G</td><td></td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Narashige</td><td>MF-90</td><td>Zum Polieren von Elektroden.</td></tr><tr><td>N2 Supplement (100x)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>17502-048</td><td>Zusatz zum Nährmedium, für SGN</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td>Additiv zur internen Lösung</td></tr><tr><td>NaOH (1 M)</td><td>Thomas Scientific</td><td>319511-500ML</td><td>für Titration</td></tr><tr><td>pH Osmometer</td><td>Advanced Instruments Inc.</td><td>3320</td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoff, medizinische Qualität, mit geeignetem Regler und Schlauch</td><td>USC Material Management</td><td>MEDOX200 (Kennung: 00015)</td><td>zum Auflösen in Dissektions- und Badlösungen</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM992</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur-Pipettenkolben (3 ml)</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-448-25</td><td>Kolben für Verreibungspipetten</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Thermo Fisher Wissenschaftliche</td><td>15140122</td><td>Zusatzstoff zur Verhinderung einer Kontamination des Kulturmediums</td></tr><tr><td>Euthanasielösung auf Pentobarbitalbasis (z. B. Fatal Plus. 50 &ndash; 60 mg/kg Dosierung)&nbsp;</td><td>MWI Animal Health</td><td>15199</td><td>für Euthanasie</td></tr><tr><td>PES-Membranfilter ,&nbsp; 0,2 Mikrometer&nbsp;</td><td>Nalgene</td><td>566-0020</td><td>für Filterlösungen</td></tr><tr><td>PES-Membran-Sterilspritzenvorsatzfilter, 0,22 μm, 30 mm&nbsp;</td><td>CELLTREAT</td><td>229747</td><td>zum Filtrieren von Lösungen, die in Spritzen gezogen</td></tr><tr><td>werden Petrischale, 35 x 10 mm</td><td>Genessee Scientific</td><td>32-103</td><td>für die Mikrodissektion und zum Halten von Tip Dip Lösung in perforierter Patch-Konfiguration</td></tr><tr><td>Petrischale, 60 x 15 mm</td><td>Midland Scientific</td><td>P7455</td><td>für die grobe Dissektion</td></tr><tr><td>pH-Messgerät</td><td>Mettler Toledo</td><td>Modell S20</td><td></td></tr><tr><td>Pipettierer (1000, 200, 10) Mikroliter</td><td>USA Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poly-d-Lysin-beschichtete Kulturschale mit Glasboden</td><td>Mattek</td><td>P35GC-0-10-C</td><td>zur Platte von Neuronen für die Kultur</td></tr><tr><td>Schnellwechselplattform, beheizter Boden, für 35 mm Kulturschalen</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0375</td><td></td></tr><tr><td>Referenzzelle</td><td>World Precision Instruments</td><td>RC1T</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td>Miltex</td><td>4-315</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scientific Scale</td><td>Mettler Toledo</td><td>XS64</td><td></td></tr><tr><td>Serologische Pipetten (10, 25) Milliliter</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silikon Grease Kit (zum Abdichten von Deckglas und Kammer)</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0378</td><td></td></tr><tr><td>Guillotine für Kleintiere</td><td>Kent Scientific</td><td>DCAP</td><td></td></tr><tr><td>Guillotine für Kleintiere</td><td>Kent Scientific</td><td>DCAP</td><td>für die Enthauptung beim Präparieren von Ratten, die älter als P15 sind.</td></tr><tr><td>Stereo-Dissektionsmikroskop&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Gerade chirurgische Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Spritze (3, 10, 30) Milliliter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T1426</td><td>eines von drei Enzymen zur Verdauung</td></tr><tr><td>von Gewebe Tuberkulin-Spritze&nbsp;</td><td>Covidien</td><td>8881500105</td><td>für die Verabreichung von Euthanasielösung durch intraperitoneale Injektion</td></tr><tr><td>Vannas Federschere, 2,5 mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Messkolben, 1000 Milliliter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>VWR</td><td>945300</td><td></td></tr><tr><td>Wasser, steril U-Trapure, R>18,18 MegaOhm cm (z. B. gefiltert durch eine Millipore-Sigma-Wasseraufbereitung </td><td>Millipore-Sigma</td><td>CDUFBI001</td><td></td></tr></tbody></table>

isolierung und kultivierung von vestibulären und spiralförmigen ganglien-somata von neonatalen nagetieren für patch-clamp-aufnahmen

Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings

Die kompakte Morphologie der isolierten und kultivierten Innenohrganglienneuronen ermöglicht eine detaillierte Charakterisierung der Ionenkanäle und Neurotransmitterrezeptoren, die zur Zellvielfalt in dieser Population beitragen. Dieses Protokoll beschreibt die Schritte, die für eine erfolgreiche Sezierung, Dissoziation und Kurzzeitkultivierung der Somata von bipolaren Neuronen des Innenohrs zum Zwecke der Patch-Clamp-Aufnahme erforderlich sind. Detaillierte Anweisungen zur Präparation von vestibulären Ganglienneuronen werden mit den notwendigen Modifikationen bereitgestellt, die für die Beschichtung von Spiralganglienneuronen erforderlich sind. Das Protokoll enthält Anweisungen für die Durchführung von Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahmen in der perforierten Patch-Konfiguration. Beispielhafte Ergebnisse, die die Spannungsklemmenaufzeichnungen von hyperpolarisationsaktivierten zyklischen Nukleotid-gesteuerten (HCN)-vermittelten Strömen charakterisieren, unterstreichen die Stabilität der perforierten Patch-Aufzeichnungskonfiguration im Vergleich zur Standardkonfiguration mit gerissenen Patches. Die Kombination dieser Methoden, isolierte Somata und perforierte Patch-Clamp-Ableitungen, kann verwendet werden, um zelluläre Prozesse zu untersuchen, die lange, stabile Aufzeichnungen und die Erhaltung des intrazellulären Milieus erfordern, wie z. B. die Signalübertragung durch G-Protein-gekoppelte Rezeptoren.

Das Ausführen von Spannungsklemmprotokollen durch Anwendung von Familien von Spannungsschritten zeigt die spannungsabhängige Aktivierung einer Vielzahl unterschiedlicher Stromfamilien. Repräsentative Beispiele von Ganzzellenströmen, die von einem VGN hervorgerufen und aus veröffentlichten Aufzeichnungen13 adaptiert wurden, sind in 1A, B gezeigt. Durch das Anlegen von Depolarisationsspannungen (Abbildung 1B) wird ein nach ...

Hier werden Methoden vorgestellt, die detaillierte Anweisungen zum Sezieren, Dissoziieren, Kultivieren und Patch-Clamp-Aufzeichnen von vestibulären Ganglion- und Spiralganglienneuronen des Innenohrs liefern.

Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata von neonatalen Nagetieren für Patch-Clamp-Aufnahmen

The compact morphology of isolated and cultured inner ear ganglion neurons allows for detailed characterizations of the ion channels and neurotransmitter ...

Viele Ionenkanäle und Neurotransmitterrezeptoren, die sich an den Enden von auditorischen und vestibulären afferenten Neuronen befinden, befinden sich auch in ihren Zellkörpern. Kulturen von isolierten Zellkörpern können in vitro untersucht werden, um zu verstehen, wie diese Ionenkanäle und Rezeptoren die Reaktionen der Neuronen beeinflussen. Die kompakte Morphologie der Zellkörper ermöglicht qualitativ hochwertige elektrische Ableitungen, um die spannungsabhängigen Eigenschaften der Ionenkanäle und Neurotransmitterrezeptoren zu charakterisieren.Darüber hinaus ermöglicht der einfache Zugang zu einer Vielzahl von Zelltypen einen hohen Durchsatz durch eine physikalische Analyse der Zelldiversität. Die Verfahren werden von der Doktorandin Katherine Regalado zusammen mit den Postdoktoranden Dr. Daniel Bronson und Nathaniel Nowak aus meinem Labor demonstriert. Halten Sie zunächst eine gläserne Weidepipette an die Flamme eines Bunsenbrenners, um die Tritrationspipetten für die Zelldissoziation vorzubereiten.Sobald die Glasspitze zu schmelzen beginnt, dehnen Sie das Glas auf den gewünschten Spitzendurchmesser aus. Ziehen Sie ein Ende der Pipette von der Flamme weg, um eine kleine Biegung

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Dieses Video zeigt den Prozess der Isolierung von Spiralganglien-Explantaten aus dem Innenohr und deren Co-Kultivierung mit dem Corti-Organ auf einem Multielektroden-Array. Spiralganglien werden sorgfältig entnommen und in kleinere Gewebeschnitte oder Explantate geschnitten. Diese Explantate werden auf der aktiven Fläche des Multielektrodenarrays kultiviert, um das Wachstum des neuronalen Prozesses zu fördern.

Kultivierung von Neuronen-Explantaten von Maus-Spiralganglien auf Multielektroden-Arrays

Dieses Video zeigt eine Methode zur Isolierung vestibulärer Neuronen aus dem Innenohr eines Mäusewelpen. Er beschreibt akribisch die Schritte, die erforderlich sind, um das Innenohr zu präparieren, das Ganglion vestibulär zu entnehmen und anschließend das Ganglion in einzelne Zellen zu dissoziieren. Diese Zellen werden dann auf Glasbodenschalen kultiviert, um eine vestibuläre Neuronenkultur zu etablieren.

Isolierung von Neuronen vestibulärer Ganglien aus dem Innenohr einer Maus

Dieses Video zeigt eine Ganzzell-Patch-Clamp-Technik für die elektrophysiologische Aufzeichnung von einer flach montierten Mausnetzhaut. Eine dünne Glaspipette mit einer Elektrode wird verwendet, um sich den Starburst-Amakrinzellen (SACs) innerhalb der Netzhaut zu nähern. Nach dem Formen einer Versiegelung wird ein Sog angewendet, um die Membran zu brechen und die Ganzzell-Patch-Clamp-Konfiguration zu bilden. Schließlich wird der Fluss von Ionen durch die synaptischen SAC-Rezeptoren anhand der...

Etablierung einer Ganzzell-Patch-Klemme für die elektrophysiologische Aufzeichnung von einer flach montierten Maus-Netzhaut

Dieses Video demonstriert die Patch-Clamp-Technik zur Messung von Ionenströmen in sensorischen Neuronenzellkörpern des Innenohrs. Darin wird die Herstellung und Verwendung einer polierten Patch-Clamp-Pipette beschrieben, die mit einer internen Lösung gefüllt ist, die Amphotericin B enthält und die Membran perforiert, um die Bewegung der Ionen zu ermöglichen und gleichzeitig die intrazellulären Bedingungen zu erhalten. Spannungsimpulse werden angelegt, um die Aktivität der Ionenkanäle auszulösen...

Perforierte Patch-Clamp-Aufnahmen von sensorischen Neuronenzellkörpern des Innenohrs

Infrarot Nervenstimulation als Alternative, eine elektrische Stimulation in einem Bereich von Nerven-Typen, einschließlich derjenigen mit auditorischen System zugeordnet vorgeschlagen. Dieses Protokoll wird ein Patch-Clamp-Verfahren zur Untersuchung des Mechanismus der Infrarot Nervenstimulation in einer Kultur von primären auditorischen Nervenzellen.

Whole Cell Patch-Clamp für erforschen die Mechanismen der Infrarot Neural Stimulation

Analyse der vestibulären Haarzellen Funktion wird durch ihre Lage tief innerhalb der schwierigste Teil des Schädels, der Felsenbein kompliziert. Die meisten funktionalen Haarzellen Studien haben akut isolierten Haarzellen verwendet. Hier beschreiben wir eine semi-intakten Herstellung von Maus vestibulären Epithel für elektrophysiologische und Zwei-Photonen-Mikroskopie Studien.

Eine Isolierte Semi-intakt Vorbereitung der Maus Vestibuläre Sinnesepithel für Elektrophysiologie und hochauflösende Zwei-Photonen-Mikroskopie

Wir beschreiben die Dissektion des Nervensystems der Meeresumwelt...

Isolation von sensorischen Neuronen von<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Für Patch-Clamp-Recordings von Glutamaterge Currents

Dieses Manuskript beschreibt, wie man intakte dorsale Wurzelganglien für Patch-Clamp-Aufnahmen vorbereitet. Dieses Präparat erhält die Mikroumgebung für Neuronen und Satelliten-Gliazellen aufrecht und vermeidet so die phänotypischen und funktionellen Veränderungen, die bei dissoziierten DRG-Neuronen beobachtet werden.

Patch-Clamp-Aufnahmen auf Intact Dorsalwurzelganglien von erwachsenen Ratten

Dieses Protokoll beschreibt Methoden, um die auditory Brainstem Antwort vom postnatalen Ratte Welpen aufnehmen. Um die funktionelle Entwicklung des äußeren Haarzellen zu untersuchen, ist das experimentelle Verfahren der gesamten Zelle Patch Clamp Aufnahme in isolierten äußeren Haarzellen Schritt für Schritt beschrieben.

Auditory Brainstem Response und äußeren Haarzellen Whole-Cell Patch Clamp Aufnahme bei postnatalen Ratten

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Isolierung, Reinigung und Kultur primärer marginaler Zellen aus der Maus-Stria vascularis sowie zur Etablierung von in-vitro-Modellen von oxidativem Stress und zellulärer Seneszenz zur Untersuchung von cochlearen lateralen Wandstörungen.

Isolierung und Kultur primärer Randzellen der Stria vascularis aus neonatalen Mäusen

Lernen Sie die Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata aus dem Innenohr von neonatalen Mäusen für Patch-Clamp-Aufnahmen. Diese Methode ermöglicht die Charakterisierung spannungsabhängiger Ionenkanäle und neuronaler Erregbarkeit.

Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata von neonatalen Nagetieren für Patch-Clamp-Aufnahmen (Video) | JoVE Journal

Isolierung und Kultivierung von vestibulären und spiralförmigen Ganglien-Somata von neonatalen Nagetieren für Patch-Clamp-Aufnahmen

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