Name: Augenstielablation zur Steigerung der Ovarialreifung bei Schlammkrabben (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 28 s
Description: Lernen Sie Augenstielablation zur Steigerung der Ovarialreifung bei Schlammkrabben. Diese Methode mit Kauterisation und chirurgischer Technik ermöglicht reproduktionsbiologische Forschung für die Aquakultur.

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Diese Studie wurde vom malaysischen Bildungsministerium im Rahmen des Programms Higher Institution Centre of Excellence (HICoE) in Malaysia unterstützt, das vom Institute of Tropical Aquaculture and Fisheries der Universiti Malaysia Terengganu akkreditiert ist (Vot No. 63933 & Vot No. 56048). Wir bedanken uns für die Unterstützung der Universiti Malaysia Terengganu und der Sayap Jaya Sdn. Bhd. durch den Private Partnership Research Grant (Vot.-Nr. 55377). Eine außerordentliche Stelle als Academic Fellow von der Universiti Sains Malaysia nach Khor Waiho und Hanafiah Fazhan wird ebenfalls anerkannt.

Dieses Protokoll folgt dem malaysischen Verhaltenskodex für die Pflege und Verwendung von Tieren für wissenschaftliche Zwecke, der von der Laboratory Animal Science Association of Malaysia festgelegt wurde. Die Opferung der Versuchsproben erfolgte gemäß dem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, überarbeitet 1978). Geschlechts vorzeitige weibliche Schlammkrabben (orangefarbene Schlammkrabbe S. olivacea) wurden auf dem lokalen Markt (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) in den Setiu-Feuchtgebieten in Malaysia gesammelt. Die Schlammkrabbenart wurde anhand morphologischer Merkmaleidentifiziert 1.
1. Probenentnahme und Desinfektion
<ol><li>Sammeln Sie gesunde, aktive und vorzeitig ausgewachsene weibliche Schlammkrabben (Abbildung 1). HINWEIS: Vorzeitige weibliche Krabben haben dreieckige und helle Hinterleibslappen sowie einen CW-Bereich von 80-85 mm.</li>
	<li>Waschen Sie die Krabben mit gechlortem Leitungswasser (Süßwasser), um Schmutz und osmophile Parasiten zu entfernen.</li>
	<li>Die Krabben 30 Minuten lang in 150 ppm Formaldehyd mit 20 ppt Salzgehalt einweichen.</li>
	<li>Sorgen Sie während der Formaldehydbehandlung für eine kontinuierliche und schonende Belüftung mit Ausströmern. Die Belüftungsquelle kann entweder von einer zentralen Belüftungsleitung oder einer Aquarienbelüftungspumpe stammen.</li>
	<li>Waschen Sie die Krabben mit fließendem Meerwasser, um Formaldehydreste zu entfernen.</li>
</ol><img alt="Vergleich der Morphologie der Frühgeborenen vs. der weiblichen Krabben; Einschließlich einer Größenskala-Referenz; Meeresbiologie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65039/65039fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Abdominale Morphologie weiblicher Schlammkrabben zur Identifizierung der sexuellen Reifungsstadien. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65039/65039fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
2. Akklimatisierung
<ol><li>Jede desinfizierte Hündin wird in einen separaten runden 32-Liter-Tank umgefüllt.</li>
	<li>Ziehen Sie die Weibchen 3 Tage lang bei einem Salzgehalt von 20 ppt auf und füttern Sie sie zweimal täglich (morgens 09:00 Uhr und abends 20:00 Uhr) mit gehacktem Meeresfisch mit etwa 4 % bis 5 % des Körpergewichts der Krabbe.</li>
	<li>Entfernen Sie überschüssiges und nicht gefressenes Futter, indem Sie es vor der morgendlichen Fütterung absaugen.</li>
	<li>Tauschen Sie täglich 10 % des Meerwassers der Krabbenaufzucht (20 ppt) aus.</li>
</ol>3. Induzierte Häutung für die Geschlechtsreife
<ol><li>Schneiden Sie alle Beine außer den Schwimmbeinen mit einer sterilisierten Schere ab.<ol><li>Fangen Sie die Krabbe mit einem Schöpfnetz und halten Sie die Krabbe vorsichtig fest. Schneiden Sie zuerst beide Chelipeds und dann die Laufbeine am zweiten Gelenk mit einer Schere ab. Die Krabbe autotomisiert die beschädigten Gliedmaßen automatisch. Eine Anästhesie ist für die Autotomie der Gliedmaßen nicht erforderlich.</li>
	</ol></li>
	<li>Waschen Sie die Krabbe sofort nach der Autotomie der Gliedmaßen in Süßwasser.</li>
	<li>Übertragen Sie die gliedmaßenautotomisierten Krabben einzeln in perforierte Kunststoffkörbe (28 cm L x 22 cm B x 7 cm H) und legen Sie sie in ein Fiberglasbecken (305 cm L x 120 cm B x 60 cm H). Anmerkungen: Zwei Körbe können zusammengebunden und zusammengeklipst werden. Der obere Korb dient als Abdeckung, damit die Krabbe nicht aus dem Korb entkommen kann.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Aquakultur-Kreislaufsystem (RAS) mit einem Salzgehalt von 20 ppt und einer Wassertiefe von mindestens 10 cm, um sicherzustellen, dass der gesamte Kunststoffkorb untergetaucht ist.</li>
	<li>Füttern Sie die weibliche Krabbe zweimal täglich mit gehacktem Meeresfisch mit 5 % bis 7 % des Körpergewichts der Krabbe.</li>
	<li>Aufziehen der Krabben bis zur Geschlechtsreife durch Häutung (35 Tage). HINWEIS: Die induzierte Häutung kann für die kommerzielle Reifung der Eierstöcke und die Samenproduktion mit wilden, reifen weiblichen Schlammkrabben übersprungen werden. Geerntete, ausgewachsene Weibchen aus der Wildnis müssen akklimatisiert und direkt einer Kälteschockanästhesie und anschließender Augenstielablation unterzogen werden.</li>
</ol>4. Anästhesie
<ol><li>Selektieren Sie geschlechtsreife Weibchen mit einem dunkel gefärbten, ovalen Bauchlappen mit einem CW &gt;86 mm (Abbildung 1).</li>
	<li>Fangen Sie die Krabben mit einem Schöpfnetz und halten Sie sie einzeln in kleinen Aquarien zur Narkose.</li>
	<li>Nach 5 Minuten Akklimatisierungszeit 2-Phenoxyethanol (2-PE) mit 2 ml/l in jedes Aquarium geben und 15 Minuten Narkosebehandlung einwirken lassen.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass die Krabben durch das Fehlen spontaner Bewegungen vollständig betäubt sind.</li>
</ol>5. Ablation des Augenstiels
<ol><li>Kauterisationstechnik<ol><li>Führen Sie alle Vorgänge auf einem Tisch und in einem offenen Bereich durch.</li>
		<li>Nehmen Sie einen flachen Nickelstahl-Metallstab (z. B. einen Schraubendreher) mit einem Holz- oder Kunststoffgriff und decken Sie den Griff mit einem feuchten Baumwolltuch ab.</li>
		<li>Sterilisieren Sie zwei rostfreie chirurgische Pinzetten in einem Autoklaven.</li>
		<li>Bereiten Sie 70%iges Ethanol in einer Sprühflasche vor und halten Sie es von feuergefährdenden Quellen wie Lötlampe und glühendem Schraubendreher fern. Halten Sie Seidenpapier bereit. Anmerkungen: Ethanol ist leicht entzündlich. Halten Sie einen Sicherheitsabstand zu Feuerquellen ein.</li>
		<li>Schließen Sie eine Lötlampe sicher an eine Gasflasche (Butan) an. VORSICHT: Befolgen Sie die Anweisungen auf der Lötlampe und der Gasflasche. Stellen Sie sicher, dass die Lötlampe ausgeschaltet ist, wenn Sie sie an die Gasflasche anschließen. Lesen und befolgen Sie alle Brandschutzvorkehrungen, die auf der Gasflasche angegeben sind.</li>
		<li>Tragen Sie dicke Baumwollhandschuhe, um Verletzungen durch heiße Gegenstände zu vermeiden.</li>
		<li>Setzen Sie die Spitze des Metallstabs dem Feuer der Lötlampe aus, bis der Metallstab leuchtend rot ist.</li>
		<li>Decken Sie die betäubte Krabbe mit einem feuchten Baumwolltuch ab. Anmerkungen: Decken Sie die Fühler der Krabbe ab, um unnötige Schäden zu vermeiden.</li>
		<li>Halten Sie ein Auge der Krabbe mit einer sterilisierten Pinzette fest. Anmerkungen: Sterilisieren Sie die Pinzette für den ersten Gebrauch in einem Autoklaven und desinfizieren Sie sie mit 70% Ethanol für die spätere Verwendung bei anderen Krabben.</li>
		<li>Halten Sie die glühende flache Metallspitze auf das Auge der Krabbe und drücken Sie sie etwa 10−15 s lang leicht an, bis der Augenstiel eine orange oder rötlich-orange Farbe annimmt. Seien Sie vorsichtig, wenn Sie diesen Schritt durchführen, um Schäden an angrenzenden Strukturen zu vermeiden. HINWEIS: Für die Durchführung der Augenstielablation nach der Kauterisationsmethode werden zwei Personen benötigt: eine, um die Krabbe zu halten, und eine andere, um die Ablation durchzuführen.</li>
		<li>Desinfizieren Sie die Pinzette mit 70%igem Ethanolspray, um eine Kreuzkontamination zwischen Krabben zu vermeiden. Anmerkungen: Führen Sie diesen Schritt nur mindestens 5 Minuten nach der Augenstielablation durch, um sicherzustellen, dass die Pinzette vor der Desinfektion mit 70%igem Ethanol abgekühlt ist, um potenzielle Brandgefahren zu vermeiden.</li>
		<li>Nachdem Sie die Augenstielablation bei allen Krabben durchgeführt haben, tauchen Sie den heißen Nickelstahl-Metallstab (Schraubendreher) in Leitungswasser.</li>
		<li>Desinfizieren Sie das Handtuch vor der Wiederverwendung. Mehrere Handtücher können verwendet werden, um Zeit zu sparen. Anmerkungen: Waschen Sie das Handtuch mit Leitungswasser und tauchen Sie es 5 Minuten lang in 30 ppm chloriertes Wasser. Waschen Sie das Handtuch dann erneut mit Leitungswasser und tauchen Sie es in eine 1 g/L Natriumthiosulfatlösung.</li>
		<li>Bewahren Sie die Lötlampe nach dem Ausschalten an einem sicheren Ort auf und warten Sie, bis sie wieder Umgebungstemperatur erreicht hat (ca. 30 Minuten), bevor Sie sie trennen.</li>
	</ol></li>
	<li>Operationstechnik<ol><li>Führen Sie den Eingriff in einem gut belüfteten Bereich durch.</li>
		<li>Sterilisieren Sie zwei chirurgische Scheren und Pinzetten in einem Autoklaven.</li>
		<li>Gießen Sie 50 ml 70%iges Ethanol in ein 100-ml-Glasbecherglas.</li>
		<li>Trage dicke Baumwollhandschuhe.</li>
		<li>Halten Sie die betäubte Krabbe fest und decken Sie sie mit einem feuchten Baumwolltuch ab.</li>
		<li>Halten Sie ein Auge der Krabbe mit einer sterilisierten Pinzette fest.</li>
		<li>Schneiden Sie den Augenstiel schnell mit einer sterilisierten chirurgischen Schere ab. HINWEIS: Die Hämolymphe kann durch den verwundeten Teil der Krabbe verloren gehen.</li>
		<li>Tauchen Sie die Schere und Pinzette nach jedem Gebrauch in 70%iges Ethanol und trocknen Sie sie vor der Wiederverwendung mit Seidenpapier.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Pflege nach der Anästhesie
<ol><li>Bereiten Sie 20 ppt gefiltertes Meerwasser vor und bewahren Sie es in einem Tank mit kontinuierlicher Belüftung auf.</li>
	<li>Verbinden Sie ein flexibles Rohr mit dem Oberbehälter für den Schwerkraftwasserfluss.</li>
	<li>Legen Sie die Krabbe unmittelbar nach der Ablation des Augenstiels in den Korb und setzen Sie die Krabbe fließendem Meerwasser (Umgebungswassertemperatur: 28 °C) aus dem Überkopftank aus.</li>
	<li>Halten Sie das Meerwasser fließen und überwachen Sie die Krabbe, bis sie sich spontan bewegen kann, was auf eine Erholung von der Narkose hinweist. Anmerkungen: Meerwasser kann in einem Bodentank aufbereitet werden, und für den Wasserfluss kann eine Tauchwasserpumpe verwendet werden.</li>
	<li>Halten Sie die Krabben einzeln in 20 ppt Meerwasser mit Belüftung für 30 min in einem Aquarium zur weiteren Beobachtung. HINWEIS: Die geborgenen Krabben werden im anschließenden Brutbestandskulturprozess einzeln kultiviert.</li>
</ol>7. Beobachtung der Reifung der Eierstöcke
<ol><li>Aufzucht von Bruttieren;<ol><li>Übertragen Sie die reifen Krabben in einzelne kreisförmige 32-Liter-Tanks.</li>
		<li>Füttern Sie weiterhin zweimal täglich (morgens 09:00 Uhr und abends 20:00 Uhr) mit gehacktem Meeresfisch (tiefgefroren bei −20 °C) und entfernen Sie nicht gefressenes Futter vor der morgendlichen Fütterung.</li>
		<li>Aufzucht des Brutbestandes einzeln für 30 Tage bei 20 ppt Salzgehalt.</li>
		<li>Entfernen Sie den Kot und tauschen Sie täglich 10 % des Meerwassers (20 ppt) aus.</li>
	</ol></li>
	<li>Dissektion<ol><li>Reinigen Sie eine Präparierschale, eine Schere und eine Pinzette mit 70 % Ethanol.</li>
		<li>Betäuben Sie die Weibchen einzeln mit der 2-PE-Immersionsanästhesiemethode.</li>
		<li>Wählen Sie nach dem Zufallsprinzip neureife Weibchen aus (nach der Häutung frühreifer Weibchen), die noch keine Augenstielablation durchlaufen haben, um ihre Gonadenstadien zu bestätigen.</li>
		<li>Opfern Sie alle Versuchsweibchen mit Augenstielablatation einzeln und identifizieren Sie die Reifungsstadien der Keimdrüsen. Zerstören Sie die Brustganglien der Krabbe mit einer scharfen, sterilen Ahle. Entfernen Sie zuerst den oberen Panzer und dann das Hepatopankreas, um den Eierstock sichtbar zu machen. Beobachten Sie die Farbe der Eierstöcke und identifizieren Sie das Stadium der Eierstockreifung (Abbildung 2).</li>
	</ol></li>
	<li>Identifizierung der Reifungsstadien der Eierstöcke<ol><li>Beobachte die Farbe der Eierstöcke mit bloßem Auge oder unter einem Stereomikroskop.</li>
		<li>Identifizieren Sie die Reifungsstadien der Eierstöcke anhand der Färbung30: Die unreife (Stadium-1) zeigt eine durchscheinende oder cremeweiße Farbe; Die frühe Reifung (Stadium-2) zeigt eine blass bis hellgelbliche Farbe; iii) die Vorreifung (Stadium-3) eine gelbe bis hellorange Farbe aufweist; und (iv) der voll ausgereifte (Stadium-4) zeigt eine dunkelorange bis rötliche Farbe.</li>
	</ol></li>
</ol>

Keiner der Autoren hat Interessenkonflikte.

Dieses Protokoll wurde für die Augenstielablation der Schlammkrabbe, Scylla spp., entwickelt und kann als effiziente Methode zur Induktion der Gonadenreifung eingesetzt werden. Dieses Protokoll kann leicht für die kommerzielle Ovarialreifung von Schlammkrabben repliziert werden und kann implementiert werden, um die Latenzzeit (Zeit von einem Laichen zum nächsten) in der Samenproduktion von Schlammkrabben zu verkürzen.
Die Augenstielablation von Krebstieren (z. B. Süßwassergarnelen, Me...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/65039">Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs</a>. The Introduction, Protocol, Discussion and References were&#160;updated.

Erratum: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs

Alle vier Schlammkrabbenarten der Gattung Scylla sind kommerziell wichtige Krebstierarten in der Aquakultur 1,2. Das Wachstum von Krebstieren, einschließlich Schlammkrabben, und ihre Umwandlung von der vorzeitigen (subadulten oder pubertären) Phase in die geschlechtsreife (adulte) Phase erfolgt durch einen Häutungsprozess, der das periodische Abwerfen älterer und kleinerer Exoskelette beinhaltet. Die Panzerbreite (CW), die Morphologien der Chelipeden und der Bauchlappen werden häufig verwendet, um die Geschlechtsreife von Scylla spp. zu bestimmen. 3,4,5. Der Prozess der Häutung wird durch die Wirkung verschiedener Hormone reguliert und erfordert eine große Menge an Energie6. Zusätzlich zum normalen Häutungsprozess beschleunigt der Verlust von Gliedmaßen, entweder freiwillig oder durch äußere Faktoren verursacht, die Häutung der Krabben, ohne ihre Überlebensrate zu beeinträchtigen 7,8,9. Daher wird die Autotomie der Gliedmaßen häufig zur Häutungsinduktion in der Weichschalen-Schlammkrabbenzuchtindustrie eingesetzt 7,9.
Die einseitige oder beidseitige Ablation des Augenstiels ist vor allem bei Süßwassergarnelen und Meeresgarnelen für die Reifung der Keimdrüsen und die Samenproduktion beliebt10,11,12,13. Gängige Techniken zur Ablation des Augenstiels bei Krebstieren sind die folgenden: (i) Ligatur an der Basis des Augenstiels mit einer Schnur14,15; ii) Verätzung des Augenstiels mit einer heißen Pinzette oder Elektrokauterisationsvorrichtung16; iii) Entfernen oder direktes Einklemmen des Augenstiels, um eine offene Wunde12 zu hinterlassen; und (iv) Entfernung des Inhalts des Augenstiels durch Inzision nach dem Aufschneiden des distalen Teils des Auges mit einem Rasierer17. Die X-Organe des Augenstiels sind wichtige endokrine Organe bei Krebstieren, da sie hyperglykämische Hormone (CHH), häutungshemmende Hormone (MIH) und vitellogenesehemmende Hormone (VIH) regulieren6,18,19,20,21,22. Die X-Organe des Augenstiels (oder der Sinusdrüsenkomplex) synthetisieren und setzen Gonaden-hemmende Hormone (GIH) frei, die auch als vitellogenesehemmende Hormone (VIH) bekannt sind und zur Familie der Neuropeptidhormonegehören 6. Die einseitige oder beidseitige Ablation des Augenstiels reduziert die GIH-Synthese, was zur Dominanz stimulierender Hormone (d. h. Gonaden-stimulierende Hormone, GSH) und zur Beschleunigung des ovariellen Reifungsprozesses bei Krebstieren führt23,24,25,26. Ohne den Einfluss von GIH nach der Ablation des Augenstiels widmen weibliche Krebstiere ihre Energie der Entwicklung der Eierstöcke27. Es wurde festgestellt, dass eine einseitige Augenstielablation für die Induktion der Ovarialreifung bei Krebstierenausreicht 11 und dass sich der abgetragene Augenstiel von Garnelen und Krebsen nach mehreren Häutungen regenerieren kann28. Bei Scylla spp. sind vier ovarielle Entwicklungsstadien verzeichnet: i) unreif (Stadium-1), ii) frühreif (Stadium-2), iii) vorzeitig reifend (Stadium-3) und iv) voll ausgereift (Stadium-4)29,30. Das unreife Ovarialstadium findet sich bei unreifen Frauen. Nach der Pubertätshäutung und Paarung beginnt sich der unreife Eierstock zu entwickeln und reift schließlich (Stadium 4), bevor er31 laicht.
Ein Augenstiel-Ablationsprotokoll ist für die Entwicklung des Brutbestands und die Samenproduktion von Schlammkrabben unerlässlich. Auf dem globalen Lebensmittelmarkt werden ausgewachsene Schlammkrabben mit voll ausgereiften Eierstöcken (Stadium 4) gegenüber Krabben mit höherem Muskelanteil von den Verbrauchern bevorzugt und haben daher einen höheren kommerziellen Wert, sogar höher als große Männchen. Es gibt kein vollständiges Protokoll für die Augenstielablation von Schlammkrabben. Das Augenstielablationsprotokoll in dieser Arbeit minimiert Stress durch die Verwendung vollständig betäubter Krabben und minimiert körperliche Verletzungen des Personals durch Krabbenbisse. Dieses Protokoll ist einfach und kostengünstig. In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für die Augenstielablation von Scylla spp. vor, das die Reifung der Keimdrüse induzieren kann. Zwei Techniken der Augenstielablation (Kauterisation und Operation) wurden getestet und ihre Effizienz anhand der Gonadenentwicklungsrate weiblicher Schlammkrabben verglichen.

<table><tbody><tr><td>Belüftungsrohr&nbsp;</td><td>Ming Yu Drei</td><td>N/A</td><td>Aquarium und Tierhandlung</td></tr><tr><td>Airstone</td><td>Ming Yu Drei</td><td>N/A</td><td>Aquarium und Tierhandlung</td></tr><tr><td>Autoklavenmaschine</td><td>HIRAYAMA MANUFACTURING CORPORATION</td><td>N/A</td><td>Made in Japan</td></tr><tr><td>Bleichpulver (Hi-Chlon 70%)</td><td>Nippon Soda Co.Ltd,Japan</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Blasbrenner&nbsp;</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Rundtank (32L)</td><td>BEST PLASTIC INDUSTRY SDN. BHD.&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Baumwollhandschuhe (dick)&nbsp;</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Baumwollhandtuch</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Digitales Thermometer</td><td>Hanna Instrument</td><td>HI9814</td><td>Hanna&nbsp; Instrumente&nbsp; GroLine Hydroponik Wasserdicht pH / EC / TDS / Temp. Tragbares Messgerät HI9814</td></tr><tr><td>Digitaler Messschieber</td><td>INSIZE Co., Ltd.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Präparierlöffel</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Forschungszentrum der Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Tropfflasche/Kunststoffpipetten Pipette</td><td>Shopee Malaysia</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>033361.M1</td><td>Verdünnt auf 70% mit doppelt destilliertem Wasser</td></tr><tr><td>Fiberglastank (1 Tonne)</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Forschungszentrum der Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Feiner Sand</td><td>N/A</td><td>N/</td><td>A gesammelt am Meeresstrand der Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Erste-Hilfe-Kästen</td><td>Watsons Malaysia</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Flachkopf-Metallstab aus Nickelstahl (Schraubendreher)</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Formaldehyd</td><td>Thermo Scientific Chemicals</td><td>119690010</td><td></td></tr><tr><td>Gasflasche (Butangas) für Blasbrenner</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Gasfeuerzeugpistole (langer Kopf)</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Glasbecher (100 mL))</td><td>Corning Life Sciences</td><td>1000-100</td><td></td></tr><tr><td>Eisbeutel&nbsp;</td><td>Watsons Malaysia</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Perforierte Kunststoffkörbe&nbsp;</td><td>Eco-Shop Marketing Sdn. Bhd.</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>PVC Rohr 15mm</td><td>Bina Plastic Industries Sdn Bhd (HQ)</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Refraktometer</td><td>ATAGO CO.,LTD.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kühlschrank</td><td>Sharp Corporation Japan</td><td>N/A</td><td>Gefriertruhe SHARP 110L - SJC 118</td></tr><tr><td>Scoop net</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td></td><td>N/A</td></tr><tr><td>Meerwasser-Brutmaschine AKUATROP&nbsp;</td><td></td><td>N/A</td><td>Research Center of Universiti Malaysia Terengganu</td></tr><tr><td>Siphonrohr</td><td>MR D.I.Y. Group Berhad</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Sprühflasche</td><td>Mr. DIY Sdn Bhd</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Chirurgische Zange aus rostfreiem Rostfrei&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Chirurgische Schere&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Tauchwasserpumpe&nbsp;</td><td>AS</td><td>N/A</td><td>Modell: Astro 4000</td></tr><tr><td>Tinktur aus Jodlösung&nbsp; (Povidon-Jod)</td><td>Farmasi Fajr Sdn Bhd</td><td>N/A</td><td>N/A</td></tr><tr><td>Seidenpapier&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Transparentes Kunststoffaquarium</td><td>Ming Yu Three</td><td>N/A</td><td>Aquarium und Zoohandlung</td></tr><tr><td>Wasserdichter Tisch</td><td>Hatcheri AKUATROP&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Forschungszentrum der Universiti Malaysia Terengganu</td></tr></tbody></table>

augenstielablation zur steigerung der ovarialreifung bei schlammkrabben

Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs

Schlammkrabben (Scylla spp.) sind kommerziell wichtige Krebstierarten, die im gesamten indo-westpazifischen Raum vorkommen. Während der Kultur ist die Induktion der Eierstockreifung wichtig, um die Nachfrage der Verbraucher nach reifen Schlammkrabben zu befriedigen und die Samenproduktion zu beschleunigen. Die Augenstielablation ist ein wirksames Mittel, um die Reifung der Eierstöcke bei Schlammkrabben zu verbessern. Es gibt jedoch kein Standardprotokoll für die Augenstielablation von Schlammkrabben. In dieser Studie werden zwei Techniken zur Ablation des Augenstiels beschrieben: die Kauterisation (die Verwendung von heißem Metall zur Ablation des Augenstiels einer anästhesierten Krabbe) und die Operation (die Entfernung des Augenstiels mit einer chirurgischen Schere). Vor der Augenstielablation wurden geschlechtsreife Weibchen (CW > 86 mm) mit einem Eisbeutel (−20 °C) mit Meerwasser betäubt. Als die Wassertemperatur 4 °C erreichte, wurde der Eisbeutel aus dem Wasser genommen. Fließendes Meerwasser (Umgebungstemperatur: 28 °C) wurde zur Erholung von der Narkose unmittelbar nach der Augenstielablation verwendet. Eine Mortalität trat weder während noch nach dem Prozess der Augenstielablation auf. Das hier vorgestellte Protokoll zur Ablation des Augenstiels beschleunigte die ovarielle Reifung der Schlammkrabben.

Reifung der Keimdrüsen Bei 100% der präparierten Frauen (n = 6) wurde vor der Augenstielablation cremeweißes Ovarialgewebe (unreife Eierstöcke, Stadium 1) gefunden (Abbildung 2). Die Gonadenreifungsrate der weiblichen Augenstielkrebse (n = 63; 31 Weibchen mit der Kauterisationstechnik und 32 Weibchen mit der Operationstechnik) war höher als bei den weiblichen Krabben, die nach 30 Tagen individueller Aufzucht keiner Augenstielablation unterzogen wurden (n = 31) (<strong cl...

Zwei Protokolle zur Ablation des Augenstiels (d. h. Kauterisations- und Operationsansätze) wurden an anästhesierten weiblichen Krabben durchgeführt. Die Augenstielablation von Schlammkrabben beschleunigte die Reifung der Eierstöcke, ohne die Überlebensrate zu verringern.

Augenstielablation zur Steigerung der Ovarialreifung bei Schlammkrabben

Mud crabs (Scylla spp.) are commercially important crustacean species that can be found throughout the Indo-West Pacific region. During culture, the ...

Das beschriebene Protokoll minimiert den Stress während der Augenstielebbation von Schlammkrabben und reduziert dadurch das Auftreten von Mortalität aufgrund der Augenstielebbation. Zeiteffizienz ist der Schlüssel, um den Stress für die Tiere zu minimieren. Stellen Sie sicher, dass alles vorbereitet ist, bevor Sie den Eingriff durchführen.Beginnen Sie damit, die gesunden, aktiven und frühgeborenen weiblichen Schlammkrabben mit chloriertem Leitungswasser zu waschen, um Schmutz und Parasiten zu entfernen. Die Krabben 30 Minuten in Formaldehyd einweichen. Sorgen Sie während der Formaldehydbehandlung für eine kontinuierliche und schonende Belüftung mit Ausströmern.Verwenden Sie anschließend fließendes Meerwasser, um die Krabben zu waschen, um alle Reste von Formaldehyd zu entfernen. Um den Augenstiel der Krabben zu verätzen, erhitzen Sie zunächst die Spitze eines Metallstabs mit einer Lötlampe, bis der Stab leuchtend rot ist. Decken Sie eine betäubte Krabbe mit einem feuchten Baumwolltuch ab und halten Sie ein Auge der Krabbe mit einer sterilisierten Pinzette fest.Drücken Sie die glühende Metallspitze etwa 10 bis 15 Sekunden lang auf das Auge der Krabbe, bis der Augenstiel eine orange oder rötlich-orange Farbe annimmt. Desinfizieren Sie die Pinzette mit 70%igem Ethanol und reinigen Sie sie mit sterilem Seidenpapier, um sicherzustellen, dass keine Kreuzkontamination zwischen Krabben entsteht. Nachdem Sie die Ablation bei allen Krabben durchgeführt haben, tauchen Sie den Metallstab in Leitungswasser.Um eine chirurgische Ablation durchzuführen, halten Sie die betäubte Krabbe mit dicken Baumwollhandschuhen fest und decken Sie sie mit einem feuchten Baumwolltuch ab. Verwenden Sie eine sterile Pinzette, um ein Auge der Krabbe zu halten, und schneiden Sie den Augenstiel schnell mit einer chirurgischen Schere ab. Bereiten Sie nach der Operation einen Tank mit gefiltertem Meerwasser von 20 Teilen pro Tausend mit kontinuierlicher Belüftung vor.Verbinden Sie ein flexibles Rohr mit dem Tank, um den Schwerkraftwasserfluss zu ermöglichen. Legen Sie die Krabbe in einen Korb und setzen Sie sie fließendem Meerwasser aus dem Überkopftank aus. Beobachten Sie die Krabbe unter fließendem Meerwasser, bis sie sich spontan bewegen kann.Legen Sie die Krabben einzeln für 30 Minuten zur weiteren Beobachtung in ein anderes Aquarium mit Meerwasser. Wählen Sie nach dem Zufallsprinzip neu ausgereifte Weibchen aus, die sich keiner Augenstielablation unterzogen haben. Nachdem Sie den oberen Panzer und das Hepatopankreas entfernt haben, beobachten und identifizieren Sie das Reifestadium des Krabbeneierstocks.Die Reifestadien der Eierstöcke können anhand ihrer Färbung identifiziert werden, wobei das unreife Stadium eins durchscheinend oder cremeweiß ist, das frühe Reifestadium zwei blass bis hellgelb, das Vorreifestadium drei gelb bis hellorange und das volle reife Stadium vier eine dunkelorange bis rötliche Farbe hat. Die Reifungsrate der Keimdrüsen war bei den Weibchen mit Augenstielablatation höher als bei denen, die nicht ablatiert wurden. Der höchste Prozentsatz an Eierstöcken im dritten Stadium wurde bei weiblichen Krabben mit Augenstielablatation gefunden.Eine einfaktorielle Varianzanalyse zeigte signifikante Unterschiede zwischen den ovariellen Reifungsstadien der experimentellen weiblichen Krabben. Die Kontrollgruppe hatte eine höhere Prävalenz von unreifen weiblichen Krabben im Vergleich zu den abgetragenen Gruppen. Nur die abgetragenen Gruppen waren in der Lage, 30 Tage nach der Behandlung weibliche Krabben im vierten Stadium aus einem unreifen Stadium zu produzieren.Es ist wichtig sicherzustellen, dass der Augenstiel der Schlammkrabbe entweder nach einer Kauterisations- oder Operationstechnik vollständig abgetragen wurde. Die Augenstielablation ermöglicht es Krebstierzüchtern, die Reifung der Eierstöcke und die Häutung leicht zu induzieren. Es ermöglicht den Forschern auch, die Rolle des Augenstiels bei der Regulierung der Fortpflanzung von Schlammkrabben weiter zu untersuchen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Die Befruchtung der Xenopus Oozyten Über den Host-Transfer-Methode

Der Floh Parhyale hawaiensis ist eine vielversprechende Modellorganismus für die Untersuchung der Krustentier Embryologie und vergleichende Arthropoden Entwicklung und Evolution. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode für die manuelle Entfernung der einzelnen Blastomeren aus frühen Embryonen im Teilungsstadium von Parhyale.

Ablation von einer einzigen Zelle ab Acht-Zell-Embryonen der Amphipod Schalentier<em&gt; Parhyale hawaiensis</em

Wir beschreiben Methoden zur Manipulation unreifer Eizellen von Xenopus laevis, zur In-vitro-Reifung von Eizellen zu Eizellen und zur intrazytoplasmatischen Spermieninjektion. Dieses Protokoll ermöglicht den Abbau einiger mütterlicher Proteine und die Überexpression von Genen von Interesse während der Befruchtung und ist daher wertvoll, um die Rolle spezifischer Faktoren in der frühen Embryonalentwicklung zu untersuchen.

Manipulation und<em&gt; In-vitro-</em&gt; Ausbau der<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Eizellen, von Intrazytoplasmatische Spermieninjektion gefolgt, um embryonale Entwicklungsstudie

Wir beschreiben ein Xenopus-Eizell- und Tierkappensystem für die Expressionsklonierung von Genen, die in der Lage sind, eine Reaktion in kompetentem Ektoderm zu induzieren, und diskutieren Techniken für die anschließende Analyse solcher Gene. Dieses System ist nützlich bei der funktionellen Identifizierung einer Vielzahl von Genprodukten.

Functional Cloning Mit ein<em&gt; Xenopus</em&gt; Eizellen Expression System

Das Studium der Amphibienbiologie liefert wertvolle Informationen über die reproduktiven, physiologischen, embryonalen und entwicklungstechnischen Prozesse, die Organismen vieler taxonomischer Gruppen antreiben. Hier stellen wir einen umfassenden Leitfaden zu verschiedenen Methoden vor, mit denen die Kontrolle und Überwachung von Eierstöcken bei Amphibien untersucht werden kann.

Reproduktionstechniken für Diekarianüberwachung und -kontrolle bei Amphibien

Dieses Protokoll beschreibt Ansätze zur Detektion und Quantifizierung großer Aggregat- und/oder Organellenextrusionen (ca. 4 m), die von C. elegans-Zellen in Form von membrangebundenen Exophern erzeugt werden. Wir beschreiben Stämme, Wachstumsbedingungen, Bewertungskriterien, Timing und Mikroskopieüberlegungen, die erforderlich sind, um die Zerlegung dieses Abfallvertreibungsmechanismus zu erleichtern.

Quantitative Ansätze für scoring in vivo Neuronal Aggregate und Organelle Extrusion in Large Exopher Vesicles in C. elegans

Dieses Protokoll beschreibt den Aufbau eines kostengünstigen Mikroinjektionssystems, seine stereotaktische Implantation in Tiefehirnstrukturen und das Verfahren zur zeitgesteuerten Mikroinjektion von Tetrodotoxin bei wachen und hemmungslosen Ratten. Ziel ist es, die Beteiligung hypothalamischer Strukturen an der Regulation des Eisprungs durch Hemmung ihrer neuronalen Aktivität aufzudecken.

Entschlüsselung der Rolle diskreter Bereiche des Rattengehirns bei der Regulation des Eisprungs durch reversible Inaktivierung durch Tetrodotoxin-Mikroinjektionen

Es wird ein optimiertes Protokoll vorgestellt, das die Depletion zytoplasmatischer Mikrotubuli-Organisationszentren in Maus-Eizellen während der Metaphase I mit einem Nahinfrarot-Femtosekundenlaser ermöglicht.

Multiphotonen-Laserablation von zytoplasmatischen Mikrotubuli-Organisationszentren in Maus-Eizellen

Das Protokoll demonstriert eine einfache und leichte Seziermethode, die für wandernde Wildtyp-Insekten geeignet ist, die mit Suchscheinwerferfallen gefangen wurden. Diese Technik kann die gleiche Art signifikant aufklären, indem beide Fortpflanzungsgewebe verglichen werden, nämlich die Paarungssack- und Eierstockentwicklung von Wildtyp-Weibchen.

Dissektion und Einstufung der Ovarialentwicklung bei weiblichen Wildtyp-Insekten

Dieses Protokoll etabliert Methoden zur Extraktion und Quantifizierung von Reaktionen auf das flüchtige Sexualpheromon in C. elegans und stellt Werkzeuge zur Untersuchung der chemischen Kommunikation und Navigationsbahn zur Verfügung.

Extraktion von flüchtigen Sexualpheromonen und Chemoattraction-Assay bei Caenorhabditis elegans

Hier stellen wir Protokolle und Werkzeuge zur Visualisierung von Kalzium während der Befruchtung und der frühen Embryogenese unter Verwendung eines genetisch kodierten Kalziumreporters vor, der in der Keimbahn des Modellfadenwurms C . elegans exprimiert wird.

In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

Lernen Sie Augenstielablation zur Steigerung der Ovarialreifung bei Schlammkrabben. Diese Methode mit Kauterisation und chirurgischer Technik ermöglicht reproduktionsbiologische Forschung für die Aquakultur.

Augenstielablation zur Steigerung der Ovarialreifung bei Schlammkrabben

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