Name: Isolierung und Charakterisierung der uterosakralen Bänder und Beckenbodenorgane der Maus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-03T13:25:00.000+00:00
Duration: 5 min 47 s
Description: Lernen Sie die Präparation uterosakraler Bänder und Beckenbodenorgane bei der Maus. Diese Methode ermöglicht präklinische Studien zu Schwangerschaft und Beckenbodenerkrankungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde durch das Stipendium des CU Boulder Summer Underground Research Opportunities Program (UROP) (C.B.), das NSF Graduate Research Fellowship (L.S.), das Schmidt Science Fellowship (C.L.), das University of Colorado Research &; Innovation Seed Grant Program (2020 Auszeichnung an V.F., S.C. und K.C.) und das Anschutz Boulder Nexus Seed Grant an der University of Colorado (an V.F. und K.C.) unterstützt. Ein besonderer Dank geht an Dr. Tyler Tuttle für die Hilfe bei der Konstruktion der Ladekammer sowie an die Mitglieder des Calve-Labors für hilfreiche Diskussionen.

Alle Tierversuche und -verfahren wurden gemäß dem Protokoll #2705 durchgeführt, das vom Animal Care and Use Committee der University of Colorado Boulder genehmigt wurde. Für die vorliegende Studie wurden sechs Wochen alte weibliche C57BL/6J-Mäuse verwendet. Die Tiere stammen aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle).
1. Vorbereitung der Tiere
<ol><li>Schläfern Sie das Tier nach der institutionell anerkannten Methode ein. HINWEIS: In der vorliegenden Studie wurde die CO 2 -Inhalation in Übereinstimmung mit den Richtlinien der American Veterinary Medical Association (eine Verdrängungsrate von 30 % bis 70 % des Kammervolumens mit CO2 pro Minute) verwendet, gefolgt von einer zervikalen Luxation, um eine erfolgreiche Euthanasie zu gewährleisten.<ol><li>Arbeiten Sie, wenn möglich, unter einer Haube, um die Ausbreitung von Mäuseallergenen zu minimieren. Sobald sich die Maus nicht mehr bewegt und nicht mehr atmet, warten Sie mindestens 2 Minuten, um die fehlende Reaktion zu überprüfen. HINWEIS: Wenn die Maus trächtig oder nach der Geburt ist, müssen die Welpen einzeln eingeschläfert werden. Welpen E15.5 und älter müssen während der Sektion enthauptet werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Bereiten Sie den Sezieraufbau mit einem Sezierpad, einem Skalpell mit 11 Klingen, einer gebogenen dünnen, scharfen Schere, zwei Zangenpaaren, einer gebogenen Pinzette, einer 5-0-Polyglactin-Naht, einem Präpariermikroskop und sechs Stiften vor (Abbildung 1, siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf das Pad und fixieren Sie die Vordergliedmaßen nach unten (Abbildung 2A). Machen Sie mit einer Schere einen Schnitt von ca. 1-1,5 cm im Bauch (Abbildung 2B). Verwenden Sie vorsichtig die Schere, um die Haut an der kranialen, kaudalen und lateralen Seite des Schnitts zu trennen (Abbildung 2C, D).</li>
	<li>Drehen Sie die Maus auf die dorsale Seite und ziehen Sie die Haut vorsichtig in Richtung der Hintergliedmaßen ab, um die Haut von der Dissektionsstelle weg zu entfernen (Abbildung 2E-H).</li>
	<li>Stecken Sie die Maus an den Gliedmaßen fest (Abbildung 2I) und machen Sie einen Schnitt von ca. 1 cm in den Bauch vom Brustkorb bis zum Becken (Abbildung 2J). Anmerkungen: Achten Sie darauf, die darunter liegenden Organe nicht zu beschädigen.</li>
	<li>Schieben Sie die Organe sanft in Richtung Brustkorb, um das Sichtfeld frei zu machen (Abbildung 2K). Anmerkungen: Spülen Sie das Gewebe mit 1x PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Entfernen Sie das gesamte Fettgewebe vom Beckenboden (Abbildung 2L-N). Anmerkungen: Verwenden Sie eine Pinzette, um vorsichtig Fett von den interessierenden Organen und Geweben zu ziehen und zu entfernen.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65074/65074fig01.jpg"> Abbildung 1: Ein sauberer Arbeitsbereich mit allen Werkzeugen, die für die Durchführung der Sektionen benötigt werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65074/65074fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65074/65074fig02.jpg"> Abbildung 2: Entfernung der Haut und Öffnung der Becken- und Brusthöhle der Maus. (A) Festhalten aller Gliedmaßen. (B) Erster Einschnitt. (C) Trennen der Haut von den darunter liegenden Faszien mit einer Schere. (D) Schneiden der Haut und Vorbereiten der Entfernung. (E-G) Ziehen Sie die Haut ab, indem Sie um die Maus herumgehen. (H) Vollständige Entfernung der Haut von der dorsalen Seite. (I) Vollständige Entfernung der Haut vom Rumpf und erneutes Anheften der Mausgliedmaßen. (J) Öffnung des Bauches. (K) Blick auf den offenen Bauch. (L) Verschieben der Organe aus dem Sichtfeld. (M) Entfernen des Fettes. (N) Blick auf den freigewordenen Beckenboden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65074/65074fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
2. USL-Ernte
<ol><li>Schneiden Sie die Gebärmutterhörner von den Eierstöcken ab (Abbildung 3B), ziehen Sie sie aus dem Sichtfeld heraus und schneiden Sie an der Halsverbindung ab (Abbildung 3C). HINWEIS: Die Gebärmutterhörner können anhand des Schemas in Abbildung 3A identifiziert werden. Spülen Sie das Gewebe mit 1x PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Schneiden Sie die Harnleiter von der Blasenverbindung weg (Abbildung 3D). HINWEIS: Dies dient dazu, Verwechslungen mit der USL zu vermeiden.</li>
	<li>Schneiden Sie den Dickdarm so nah wie möglich am Gebärmutterhals ab (Abbildung 3E,F). Anmerkungen: Spülen Sie das Gewebe mit 1x PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Platzieren Sie die Maus zusammen mit dem Sezierblock unter dem Präparierfernrohr, um die USLs zu visualisieren (Abbildung 3G).</li>
	<li>Verwenden Sie vorsichtig die Pinzette, um das umgebende Fett von den USLs zu entfernen. Anmerkungen: Verwenden Sie eine zweite Pinzette, um den Gebärmutterhals in einem kleinen Winkel zu halten, um die Visualisierung der Schnittmenge zwischen USL und Gebärmutterhals zu verbessern. Spülen Sie das Gewebe mit 1x PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.</li>
	<li>Binden Sie eine 5-0-Polyglactin-Naht um das zervikale Ende beider USLs (Abbildung 4B, C). HINWEIS: Die USLs können anhand des Schaltplans und der Vergrößerungsbilder identifiziert werden (Abbildung 4I-K)</li>
	<li>In dieser Studie wird ein USL für morphologische oder biochemische Analysen (z.B. Raman-Mikroskopie, Immunhistochemie, Histologie) verwendet. Schneiden Sie das zervikale Ende der USL ab, wobei ein Stück des Gebärmutterhalses befestigt bleibt, und schneiden Sie ein Stück Muskel von der Unterseite der USL ab (Abbildung 4D). Legen Sie das präparierte Gewebe in ein Bad mit 1x PBS, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen (Abbildung 4G, H).</li>
	<li>Verwenden Sie die verbleibende USL für mechanische Tests und Bildgebung. Schneiden Sie das zervikale Ende der USL ab und lassen Sie ein Stück Gebärmutterhals hängen, um die mechanische Einrichtung zu erleichtern (Abbildung 4D). HINWEIS: Das Zervixgewebe dient als Anker, um den USL während des mechanischen Tests zu sichern.</li>
	<li>Sobald alle interessierenden Gewebe entnommen sind (Schritte 3-5), verlagern Sie die Oberschenkelknochen aus dem Becken (Abbildung 4E). Anmerkungen: Man sollte ein leises Klickgeräusch hören, wenn der Hüftkopf von der Hüftpfanne abgelenkt ist.</li>
	<li>Schneiden Sie den Beckenknochen von den distalen und proximalen Enden des Beckenknochens ab, so dass etwa 10 mm Gesamtgewebe übrig bleiben (Abbildung 4F). Legen Sie das präparierte Gewebe in 1x PBS.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65074/65074fig03.jpg"> Abbildung 3: Geräumter Beckenboden für die USL-Dissektion . (A) Schematische Darstellung der Anatomie. (B) Durchtrennen der Gebärmutterhörner an der Verbindung der Eierstöcke. (C) Abschneiden der Gebärmutterhörner. (D) Durchtrennen der Harnleiter. (E) Durchtrennen des Dickdarms. (F) Eine klare Sicht auf das Rektum und die USLs. (G) Platzieren der Maus und des Sezierpads unter dem Präparierfernrohr. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65074/65074fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65074/65074fig04.jpg"> Abbildung 4: Ansicht der USL und des umgebenden Gewebes und Präparation der USLs. (A) Schematische Darstellung der anatomischen Orientierungspunkte rund um die USL. (B) Binden einer Naht um die zervikalen Enden. (C) Abschneiden der zervikalen Enden der USL. (D) Abschneiden der USL, die für die biochemischen Analysen an der sakralen Verbindung verwendet werden soll. (E) Durchtrennen der Oberschenkelknochen aus dem Beckenknochen. (F) Abschneiden des proximalen Endes des Beckens. (G) Präparieren der USL in einer 35-mm-Petrischale. (H) Die USL mit dem angehängten Becken in einer 35 mm Petrischale. (I) Die USL und das Rektum bei 0,75-facher Vergrößerung. (J) Entfernen von Fett aus der USL. (K) Reinigung der USLs bei 1,0-facher Vergrößerung. Maßstabsleiste = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65074/65074fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
3. Blasenentnahme
<ol><li>Nachdem das Fett entfernt wurde, halten Sie die Blase mit der Pinzette fest und heben Sie sie vorsichtig in einem Winkel von ca. 40° an (Abbildung 5A).</li>
	<li>Schneiden Sie mit der Schere die Blase von der distalen Seite direkt über dem Gebärmutterhals ab (Abbildung 5B).</li>
	<li>Legen Sie das Gewebe in ein Bad mit 1x PBS, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen (Abbildung 5H).</li>
</ol>4. Rektum-Ernte
<ol><li>Sobald die USLs vom Gebärmutterhals getrennt und die Blase präpariert sind, heben Sie den Gebärmutterhals mit der Pinzette in einem Winkel von ca. 40° an. Es gibt die rektovaginale Faszie, die das Rektum und den Gebärmutterhals verbindet. Trennen Sie diese Verbindung vorsichtig mit dem Skalpell (Abbildung 5C, D).</li>
	<li>Schneiden Sie das Schambein an der Schambeinfuge mit einer Schere durch. Erweitern Sie den Arbeitsbereich vorsichtig, um den visuellen Zugang zu den Gewebeeinsätzen zu verbessern.</li>
	<li>Ziehen Sie das Rektum mit der Pinzette sanft in Richtung Brustkorb und folgen Sie mit der Schere dem Rektum von der hinteren Seite bis zum Anus. Schneiden Sie das Rektum am Anus auf (Abbildung 5E).</li>
	<li>Legen Sie das Gewebe in 1x PBS, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen (Abbildung 5I).</li>
</ol>5. Entnahme des Gebärmutterhals-Vagina-Komplexes
<ol><li>Nachdem die USLs aus dem Gebärmutterhals entfernt wurden, verwenden Sie die Pinzette, um den Gebärmutterhals zu halten. Schneiden Sie den Gebärmutterhals mit einer Schere so nah wie möglich an der Vulva ab (Abbildung 5F, G). Anmerkungen: Stellen Sie sicher, dass Sie die Schambeinfuge durchtrennen, um das distale Ende der Vagina visuell zu sehen.</li>
	<li>Legen Sie das Gewebe in 1x PBS, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen (Abbildung 5J).</li>
</ol><img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65074/65074fig05.jpg"> Abbildung 5: Blasen-, Rektum- und Gebärmutterhals-/Vaginadissektionen . (A) Halten Sie die Blase in einem Winkel. (B) Abschneiden der Blase. (C) Durchtrennen der Sehne, die den Gebärmutterhals und das Rektum verbindet. (D) Die Sehne bei 1,0-facher Vergrößerung. (E) Durchtrennen des Rektums. (F) Festhalten des Gebärmutterhalses mit einer Pinzette. (G) Schnitt am distalen Ende der Vagina. (H) Die Blase in einer 35-mm-Petrischale. (I) Das Rektum in einer 35 mm Petrischale. (J) Der Zervix-Vagina-Gewebekomplex in einer 35 mm Petrischale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65074/65074fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
6. Probenvorbereitung für die Gewebecharakterisierung
<ol><li>Mechanische und visuelle Analysen der USL<ol><li>Platzieren Sie die USL mit dem Beckenaufsatz über einer T-förmigen Wand in einer benutzerdefinierten Färbevertiefung, um ein vollständiges Eintauchen in die Färbelösung zu gewährleisten (CAD-Zeichnungen der Vertiefung finden Sie in Supplementary Coding File 1 und Supplementary Coding File 2). Anmerkungen: Verwenden Sie Naht und Pinzette, um die Platzierung zu erleichtern.</li>
		<li>Verdünnen Sie einen handelsüblichen Farbstoff, der freie Amingruppen (5 μl, siehe Materialtabelle) färbt, in 2,5 ml 1x PBS, geben Sie die Lösung in die benutzerdefinierte Färbevertiefung und färben Sie das Gewebe 2 h lang auf einer Wippe bei 4 °C. Anmerkungen: Wirbeln Sie die Lösung vor, bevor Sie sie in die Färbevertiefung geben.</li>
		<li>Während der letzten 15 Minuten der Färbung fügen Sie der Lösung 2,5 μl einer handelsüblichen Färbung toter Zellkerne (siehe Materialtabelle) hinzu. Anmerkungen: Wirbeln Sie die Lösung vor, bevor Sie sie in die Färbevertiefung geben.</li>
	</ol></li>
	<li>Raman-Analyse der USLs<ol><li>Heften Sie die USL in einer geraden Linie an einen Polydimethylsiloxan-Block (PDMS), der sich in einer benutzerdefinierten Vertiefung befindet. HINWEIS: Das PDMS wird als weiches Substrat verwendet, um das Anheften der Probe in der gewünschten Konfiguration zu ermöglichen. Blöcke mit unterschiedlichen Abmessungen können hergestellt werden, indem die beiden Komponenten gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle) gemischt, in einer Petrischale gegossen und das PDMS nach der Polymerisation mit einer Skalpellklinge in die gewünschte Geometrie geschnitten wird.</li>
		<li>Stift mit Insektennadeln an der Nahtschlaufe und am Beckenmuskel. Hydratisieren Sie das Gewebe mit 1x PBS.</li>
	</ol></li>
	<li>Verbleibendes Gewebe<ol><li>Frieren Sie das verbleibende Gewebe mit flüssigem Stickstoff oder in einer geeigneten Einbettmasse ein, je nach gewünschter Analyse.</li>
		<li>Bewahren Sie das Gewebe bei −80 °C bis zu nachfolgenden Analysen (z. B. immunhistochemische oder biochemische Assays) auf.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Maldonado, P. A., Wai, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Pelvic organ prolapse.</a> Obstetrics and Gynecology Clinics of North America. 43 (1), 15-26 (2016).</li>
<li>Drewes, P. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelvic+organ+prolapse+in+fibulin-5+knockout+mice%3A+Pregnancy-induced+changes+in+elastic+fiber+homeostasis+in+mouse+vagina%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice: Pregnancy-induced changes in elastic fiber homeostasis in mouse vagina.</a> American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).</li>
<li>Barber, M. D., Maher, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+outcome+assessment+of+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22International+Urogynecology+Journal+and+Pelvic+Floor+Dysfunction%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and outcome assessment of pelvic organ prolapse.</a> International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 24 (11), 1783-1790 (2013).</li>
<li>Becker, W. R., De Vita, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biaxial+mechanical+properties+of+swine+uterosacral+and+cardinal+ligaments%5BTitle%5D)+AND+%22Biomechanics+and+Modeling+in+Mechanobiology%22%5BJournal%5D)">Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).</li>
<li>Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanics+of+uterosacral+ligaments%3A+Current+knowledge%2C+existing+gaps%2C+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions.</a> Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).</li>
<li>Amundsen, C. L., Flynn, B. J., Webster, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+correction+of+vaginal+vault+prolapse+by+uterosacral+ligament+fixation+in+women+who+also+require+a+pubovaginal+sling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Anatomical correction of vaginal vault prolapse by uterosacral ligament fixation in women who also require a pubovaginal sling.</a> Journal of Urology. 169 (5), 1770-1774 (2003).</li>
<li>Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Pelvic organ prolapse.</a> The Lancet. 396 (9566), 1027-1038 (2007).</li>
<li>Blomquist, J. L., Muñoz, A., Carroll, M., Handa, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+delivery+mode+with+pelvic+floor+disorders+after+childbirth%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Association of delivery mode with pelvic floor disorders after childbirth.</a> Journal of the American Medical Association. 320 (23), 2438-2447 (2018).</li>
<li>Iwanaga, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+histology+of+mouse%2C+rat%2C+and+human+pelvic+ligaments%5BTitle%5D)+AND+%22International+Urogynecology+Journal%22%5BJournal%5D)">Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments.</a> International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).</li>
<li>Zhu, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+extracellular+matrix+protein+expression+and+apoptosis+in+the+uterosacral+ligaments+of+patients+with+or+without+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22International+Urogynecology+Journal%22%5BJournal%5D)">Evaluation of extracellular matrix protein expression and apoptosis in the uterosacral ligaments of patients with or without pelvic organ prolapse.</a> International Urogynecology Journal. 32 (8), 2273-2281 (2021).</li>
<li>Jimenez, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiscale+mechanical+characterization+and+computational+modeling+of+fibrin+gels%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Multiscale mechanical characterization and computational modeling of fibrin gels.</a> bioRxiv. , (2022).</li>
<li>Fischenich, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+articular+cartilage+is+orthotropic+where+microstructure%2C+micromechanics%2C+and+chemistry+vary+with+depth+and+split-line+orientation%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">Human articular cartilage is orthotropic where microstructure, micromechanics, and chemistry vary with depth and split-line orientation.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 28 (10), 1362-1372 (2020).</li>
<li>Luetkemeyer, C. M., Neu, C. P., Calve, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+defining+tissue+injury+criteria+reveals+ligament+deformation+thresholds+are+multimodal%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">A method for defining tissue injury criteria reveals ligament deformation thresholds are multimodal.</a> bioRxiv. , (2023).</li>
<li>O'Brien, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Raman+spectroscopy+for+biochemical+monitoring+of+the+human+cervix+throughout+pregnancy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">In vivo Raman spectroscopy for biochemical monitoring of the human cervix throughout pregnancy.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 218 (5), 1-18 (2018).</li>
<li>Louwagie, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((et+al.+ultrasonic+dimensions+and+parametric+solid+models+of+the+gravid+uterus+and+cervix%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">et al. ultrasonic dimensions and parametric solid models of the gravid uterus and cervix.</a> PLoS One. 16 (1), 0242118(2021).</li>
<li>Drewes, P. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pelvic+organ+prolapse+in+fibulin-5+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice.</a> The American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).</li>
<li>Rahn, D. D., Ruff, M. D., Brown, S. A., Tibbals, H. F., Word, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanical+properties+of+the+vaginal+wall%3A+Effect+of+pregnancy%2C+elastic+fiber+deficiency%2C+and+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Biomechanical properties of the vaginal wall: Effect of pregnancy, elastic fiber deficiency, and pelvic organ prolapse.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (5), 1-6 (2008).</li>
<li>Roman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+alternative+materials+for+the+treatment+of+stress+urinary+incontinence+and+pelvic+organ+prolapse%3A+A+comparison+of+the+in+vivo+response+to+meshes+implanted+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse: A comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits.</a> Journal of Urology. 196 (1), 261-269 (2016).</li>
<li>Couri, B. M., Lenis, A. T., Borazjani, A., Paraiso, M. F., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+female+pelvic+organ+prolapse%3A+Lessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Review+of+Obstetrics+%26+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned.</a> Expert Review of Obstetrics & Gynecology. 7 (3), 49(2012).</li>
<li>Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+mechanics%2C+animal+models%2C+and+pelvic+organ+prolapse%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Obstetrics+%26+Gynecologyand+Reproductive+Biology%22%5BJournal%5D)">Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review.</a> European Journal of Obstetrics & Gynecologyand Reproductive Biology. 144, S146-S158 (2009).</li>
<li>Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-structural+and+biaxial+creep+properties+of+the+swine+uterosacral-cardinal+ligament+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex.</a> Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).</li>
<li>Tan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histo-mechanical+properties+of+the+swine+cardinal+and+uterosacral+ligaments%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Mechanical+Behavior+of+Biomedical+Materials%22%5BJournal%5D)">Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments.</a> Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).</li>
<li>Baah-Dwomoh, A., Alperin, M., Cook, M., De Vita, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+analysis+of+the+uterosacral+ligament%3A+Swine+vs.+human%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mechanical analysis of the uterosacral ligament: Swine vs. human.</a> Annals of Biomedical Engineering. 46 (12), 2036-2047 (2018).</li>
<li>Vardy, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+hormone+replacement+on+the+biomechanical+properties+of+the+uterosacral+and+round+ligaments+in+the+monkey+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">The effects of hormone replacement on the biomechanical properties of the uterosacral and round ligaments in the monkey model.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (5), 1741-1751 (2005).</li>
<li>Shahryarinejad, A., Vardy, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+human+to+macaque+uterosacral-cardinal+ligament+complex+and+its+relationship+to+pelvic+organ+prolapse%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicological+Pathology%22%5BJournal%5D)">Comparison of human to macaque uterosacral-cardinal ligament complex and its relationship to pelvic organ prolapse.</a> Toxicological Pathology. 36 (7), 101(2008).</li>
<li>Smith, T. M., Luo, J., Hsu, Y., Ashton-Miller, J., DeLancey, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+technique+to+measure+in+vivo+uterine+suspensory+ligament+stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">A novel technique to measure in vivo uterine suspensory ligament stiffness.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 209 (5), 1-7 (2013).</li>
<li>Vandamme, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+rodents+as+models+for+human+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacy+and+Bioallied+Sciences%22%5BJournal%5D)">Use of rodents as models for human diseases.</a> Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Auswirkungen struktureller Schäden auf weibliches Fortpflanzungsgewebe sind nur unzureichend untersucht, und es wird ein leicht zugängliches Tiermodell für die POP-Forschung benötigt. Die Maus ist ein kostengünstiges Modell, das menschliche Fortpflanzungsstudien nachahmen kann16. Aufgrund des wachsenden Interesses an der Erforschung des weiblichen Fortpflanzungssystems besteht ein Bedarf an Methoden, die die Untersuchung dieser Gewebe unterstützen. Um diesem Bedarf gerecht zu werden, wird in d...

Etwa 50 % der Frauen sind von einem Beckenorganprolaps (POP) betroffen1,2. Etwa 11 % dieser Frauen erfüllen die Kriterien für eine chirurgische Reparatur, die eine schlechte Erfolgsquote (~30 %) aufweist3,4. Die POP ist gekennzeichnet durch das Absinken eines oder aller Beckenorgane (d. h. Blase, Gebärmutter, Gebärmutterhals und Rektum) aus ihrer natürlichen Position, da die USL und die Beckenbodenmuskulatur nicht in der Lage sind, eine angemessene Unterstützung zu bieten5. Bei dieser Erkrankung handelt es sich um eine anatomische Dysfunktion und eine Störung des Bindegewebes sowie um neuromuskuläre Verletzungen, zusätzlich zu prädisponierenden Faktoren 3,6. POP ist mit mehreren Faktoren wie Alter, Gewicht, Parität und Entbindungsart (z. B. vaginale oder Kaiserschnittgeburten) verbunden. Es wird angenommen, dass diese Faktoren die mechanische Integrität des gesamten Beckenbodengewebes beeinflussen, wobei Schwangerschaft und Parität die Hauptursachen für POP 5,7,8 sind.
Die uterosakralen Bänder (USLs) sind wichtige Stützstrukturen für Gebärmutter, Gebärmutterhals und Vagina und verbinden den Gebärmutterhals mit dem Kreuzbein4. Eine Schädigung der USLs erhöht das Risiko, an POP zu erkranken. Es wird angenommen, dass Schwangerschaft und Geburt eine zusätzliche Belastung für die USL darstellen, was möglicherweise zu Verletzungen führt und die Wahrscheinlichkeit einer POP erhöht. Das USL ist ein komplexes Gewebe, das aus glatten Muskelzellen, Blutgefäßen und Lymphgefäßen besteht, die heterogen entlang des Bandes verteilt sind und in drei verschiedene Abschnitte unterteilt werden können: Hals-, Zwischen- und Sakralregion9. Die mechanische Integrität des USL wird von Komponenten der extrazellulären Matrix (EZM) wie Kollagenen, Elastin und Proteoglykanenabgeleitet 5,9,10. Es ist bekannt, dass Kollagenfasern vom Typ I eine wichtige tragende Zugkomponente des Bandgewebes sind und daher wahrscheinlich am USL-Versagen und an POP11 beteiligt sind.
Es fehlt an Wissen über die Ursachen, Prävalenz und Auswirkungen von POP bei Frauen. Die Entwicklung eines geeigneten Tiermodells von POP ist notwendig, um unser Verständnis des weiblichen Beckenbodens zu verbessern. Mäuse und Menschen haben ähnliche anatomische Orientierungspunkte innerhalb des Beckens, wie z. B. die Harnleiter, das Rektum, die Blase, die Eierstöcke und die runden Bänder9, sowie ähnliche Schnittpunkte der USL mit der Gebärmutter, dem Gebärmutterhals und dem Kreuzbein. Darüber hinaus bieten Mäuse eine einfache genetische Manipulation und haben das Potenzial, ein leicht zugängliches, kostengünstiges Modell für die Untersuchung von POP9 zu sein. 
In dieser Studie wurde eine Methode entwickelt, um auf die USL und die verschiedenen Beckenbodengewebe von nulliparen (d.h. nie schwangeren) Mäusen zuzugreifen und diese zu isolieren. Die extrahierten USLs wurden einem enzymatischen Verdau unterzogen (d. h. um Kollagene und Glykosaminoglykane zu entfernen), getestet, um die mechanische Reaktion unter Zugbelastung zu bestimmen, und in einer Proof-of-Concept-Studie auf ihre biochemische Zusammensetzung hin bewertet. Die Fähigkeit, intaktes Gewebe zu isolieren, wird weitere mechanische und biochemische Charakterisierungen der Beckenbodenkomponenten ermöglichen, was ein entscheidender erster Schritt zur Verbesserung unseres Verständnisses der Verletzungsrisiken im Zusammenhang mit Geburt, Schwangerschaft und POP ist.

<table><tbody><tr><td>11 Klinge</td><td>Fisher</td><td>3120030</td><td>Abnehmbare Klinge</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Fisher</td><td>BP399-1</td><td>Verdünnt aus 10x Konzentration</td></tr><tr><td>Chondroitinase ABC</td><td>Sigma</td><td>C3667-10UN</td><td>Enzym&nbsp;</td></tr><tr><td>Kollagenase Typ I</td><td>Worthington Biochemisches</td><td>LS004194</td><td>Enzym&nbsp;</td></tr><tr><td>Konfokales Mikroskop</td><td>Leica</td><td>STELLARIS 5</td><td>Aufrechte Konfiguration</td></tr><tr><td>Dissektionsmikroskop</td><td>Leica</td><td>S9E</td><td>Mit Kamera</td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette</td><td>Fisher</td><td>NC9626652</td><td>Dünne Spitze</td></tr><tr><td>Weibliche C57BL/6J Mäuse</td><td>Jackson Laboratory Stamm</td><td>#: 000664</td><td></td></tr><tr><td>FemtoTools Mikromanipulator</td><td>FemtoTools</td><td>FT-RS1002</td><td>100 mN Wägezelle</td></tr><tr><td>FST Gebogene Pinzette</td><td>Fisher</td><td>NC9639443</td><td>Gebogene Spitze</td></tr><tr><td>FST Sharp 9 mm Schere&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>NC9639443</td><td>Sezierschere</td></tr><tr><td>Ghost Dye 780&nbsp;</td><td>Tonbo</td><td>13-0865-T500</td><td>Freier Aminfleck</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Fisher</td><td>06-666</td><td>Schachtel mit 50 Tüchern</td></tr><tr><td>OCT</td><td>Tissue Tek</td><td>4583</td><td>Zur Gewebekonservierung</td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Thermo Fisher</td><td>044764.AK</td><td>Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers</td></tr><tr><td>Petrischalen 35 mm</td><td>Fisher</td><td>FB0875711A</td><td>Wird für präpariertes Gewebe</td></tr><tr><td>Polyglactin verwendet 5-0 Naht</td><td>Veter.Sut</td><td>VS385VL</td><td>Mit Nadel</td></tr><tr><td>Renishaw InVia Raman Mikroskop</td><td>Renishaw</td><td>PN192(EN)-02-A</td><td>Mit konfokalen Objektiven</td></tr><tr><td>Schaukelplattform</td><td>VWR</td><td>10127-876</td><td>2-stufige Plattform</td></tr><tr><td>OP-Handschuhe</td><td>Fisher</td><td>52818</td><td>Zum Sezieren&nbsp;</td></tr><tr><td>Sytox</td><td>Thermo Fisher</td><td>S11381</td><td>Nuklearer Fleck</td></tr><tr><td>T-Pins</td><td>Fisher</td><td>S99385</td><td>Zum Sezieren&nbsp;</td></tr><tr><td>Transfer Pipets</td><td>Fisher</td><td>13-711-7M</td><td>Zum Sezieren&nbsp;</td></tr><tr><td>Unterlage</td><td>Fisher</td><td>22037950</td><td>Zum Abdecken von Sezierkissen</td></tr></tbody></table>

isolierung und charakterisierung der uterosakralen bänder und beckenbodenorgane der maus

Isolation and Characterization of the Murine Uterosacral Ligaments and Pelvic Floor Organs

Der Beckenorganprolaps (POP) ist eine Erkrankung, die die Integrität, Struktur und mechanische Unterstützung des Beckenbodens beeinträchtigt. Die Organe im Beckenboden werden von verschiedenen anatomischen Strukturen gestützt, darunter Muskeln, Bänder und Beckenfaszien. Das uterosakrale Ligamentum (USL) ist eine kritische tragende Struktur, und eine Verletzung des USL führt zu einem höheren Risiko, an POP zu erkranken. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Präparation von murinen USLs und der Beckenbodenorgane sowie die Gewinnung einzigartiger Daten über die biochemische Zusammensetzung und Funktion der USL mittels Raman-Spektroskopie und der Auswertung des mechanischen Verhaltens. Mäuse sind ein unschätzbares Modell für die präklinische Forschung, aber die Präparation der murinen USL ist ein schwieriger und komplizierter Prozess. Dieses Verfahren stellt einen Ansatz dar, um die Dissektion von murinem Beckenbodengewebe, einschließlich der USL, zu steuern, um eine mehrfache Beurteilung und Charakterisierung zu ermöglichen. Diese Arbeit zielt darauf ab, die Präparation von Beckenbodengewebe durch Grundlagenwissenschaftler und Ingenieure zu unterstützen und so die Zugänglichkeit der Forschung zu USL und Beckenbodenzuständen sowie der präklinischen Studie zur Frauengesundheit mit Mausmodellen zu erweitern.

Jeder Schritt der Präparation einer Wildtyp-Maus wird im zugehörigen Video und in Abbildungen zum Protokoll detailliert beschrieben. Für diese Studie wurden 6 Wochen alte weibliche C57BL/6J-Mäuse verwendet (Ergänzende Tabelle 1). Es wurden drei Probengruppen mit USLs analysiert, die mit verschiedenen Enzymen behandelt wurden: Kontrollgruppen (keine Behandlung), Kollagenase-behandelte und Chondroitinase-behandelte Gruppen. Die glatte Muskulatur, die Nerven und die Lymphgefäße in der USL sind von einer EZM...

In diesem Artikel wird ein detailliertes Protokoll für die Präparation von uterosakralen Bändern und anderen Beckenbodengeweben, einschließlich des Gebärmutterhalses, des Rektums und der Blase bei Mäusen, vorgestellt, um die Untersuchung des weiblichen Fortpflanzungsgewebes zu erweitern.

Isolierung und Charakterisierung der uterosakralen Bänder und Beckenbodenorgane der Maus

Pelvic organ prolapse (POP) is a condition that affects the integrity, structure, and mechanical support of the pelvic floor. The organs in the pelvic ...

Dieses Protokoll wird die Zugänglichkeit der Forschung über das uterosakrale Band und Beckenbodenerkrankungen, wie z. B. den Beckenorganprolaps oder POP, erweitern und die Dissektion von spiegelndem Beckenbodengewebe erleichtern. Diese Technik ermöglicht es, beide uterosakralen Bänder von einer Maus zu isolieren, während die anatomischen Befestigungen erhalten bleiben und die umgebenden Beckenbodenorgane entnommen werden. Unsere Methode etabliert ein präklinisches Modell, das es ermöglicht, zu untersuchen, wie Schwangerschaft oder Krankheit das mechanische Verhalten des Gewebes beeinflussen.Diese Methode etabliert ein neues Instrument für die gesundheitsbezogene Forschung von Frauen. Die Hauptherausforderung besteht darin, das uterosakrale Band zu identifizieren und zu handhaben. Mein Rat ist, sich ausreichend Zeit und Sorgfalt zu nehmen, da diese Gewebe klein und zerbrechlich sind.Beginnen Sie damit, eine eingeschläferte Maus auf ein Pad zu legen und die vier Gliedmaßen festzunageln. Machen Sie mit einer Schere einen ein bis 1,5 Zentimeter langen Schnitt am Bauch. Trennen Sie die Haut vorsichtig an der kranialen, kaudalen und lateralen Seite des Schnitts.Drehen Sie die Maus mit der Rückenseite nach oben und ziehen Sie die Haut vorsichtig in Richtung der Hinterbeine ab. Stecken Sie die Gliedmaßen fest und machen Sie einen einen Zentimeter langen Schnitt in den Bauch vom Brustkorb bis zum Becken. Schieben Sie die Organe sanft in Richtung Brustkorb, um eine klare Sicht zu erhalten.Nach der Spülung mit PBS mit einer Pinzette ziehen und reinigen Sie das Beckenfettgewebe. Identifiziere die Gebärmutterhörner und schneide sie dann aus den Eierstöcken ab. Ziehen Sie sie nun aus dem Sichtfeld und durchtrennen Sie die zervikale Verbindung.Durchtrennen Sie die Harnleiter von der Blasenverbindung. Schneiden Sie den Dickdarm so nah wie möglich am Gebärmutterhals ab. Legen Sie die Maus mit dem Pad unter ein Präparierfernrohr, um die uterosakralen Bänder zu visualisieren.Verwenden Sie eine Pinzette, um das umgebende Fett vorsichtig von den uterosakralen Bändern zu entfernen. Binden Sie eine 5-0-Naht um das zervikale Ende beider Bänder. Schneiden Sie das zervikale Ende des uterosakralen Bandes ab und lassen Sie ein Stück des Gebärmutterhalses hängen.Schneiden Sie nun ein Stück Muskel von der Unterseite des Bandes ab. Legen Sie das präparierte Gewebe in ein Bad, das PBS enthält, um die Hydratation des Gewebes aufrechtzuerhalten. Schneiden Sie das zervikale Ende des restlichen Gewebes ab und lassen Sie ein Stück Gebärmutterhals für mechanische Tests und Bildgebung haften.Sobald das Fett entfernt ist, halten Sie die Blase mit einer Pinzette fest und heben Sie sie vorsichtig in einem Winkel von etwa 40 Grad an. Schneiden Sie die Blase mit einer Schere an der distalen Seite direkt über dem Gebärmutterhals auf. Legen Sie die Blase in ein Bad mit PBS, um die Flüssigkeitszufuhr aufrechtzuerhalten.Heben Sie nun mit der Pinzette den Gebärmutterhals in einem ungefähren Winkel von 40 Grad an. Identifiziere die rektovaginale Faszie, die das Rektum und den Gebärmutterhals verbindet, und durchschneide die Verbindung mit dem Skalpell. Verwenden Sie eine Schere, um das Schambein an der Schambeinsynthese zu durchtrennen.Erweitern Sie den Beckenboden sanft, um die Sichtbarkeit der Gewebeansätze zu erhöhen. Halten Sie den Gebärmutterhals mit einer Pinzette fest und schneiden Sie ihn so nah wie möglich an der Vulva ab. Legen Sie das Gewebe in PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.Verwenden Sie die Pinzette, um das Rektum sanft in Richtung Brustkorb zu ziehen. Identifiziere das Rektum und schneide es am Anus durch. Legen Sie das Rektum in PBS, um die Hydratation aufrechtzuerhalten.Sobald alle interessierenden Gewebe entnommen sind, werden die Oberschenkelknochen aus dem Becken ausgerenkt. Schneiden Sie den Beckenknochen an den distalen und proximalen Enden ab. Legen Sie das präparierte Gewebe in PBS.Die Enzymbehandlung schien den durchschnittlichen axialen Peak zu reduzieren und Stressoren zu reduzieren, die das uterosakrale Ligament bei vorgeschriebenen globalen Verschiebungen erfährt, was darauf hindeutet, dass Kollagen und Glykosaminoglykane zur axialen Steifigkeit der Bänder beitragen. Die durchschnittlichen axialen Dehnungen für jede mechanisch getestete Probe deuten darauf hin, dass die globale axiale Dehnung in den mit Enzymen behandelten Proben ähnlich oder größer als in der kontrollierten Probe war, was darauf hindeutet, dass die Verringerung der makroskopischen Belastung eher auf die Enzymbehandlung als auf kleinere Stämme zurückzuführen ist. Die Raman-Spektroskopie des intermediären Bandes des uterosakralen Bandes deutet darauf hin, dass Enzymbehandlungen die biochemische Zusammensetzung der uterosakralen Bänder der Maus verändert haben.Die mit Kollagenase behandelten uterosakralen Bänder wiesen einen verringerten Kollagengehalt sowie eine Abnahme von Wasser und Hyaluronsäure auf. Mit Chondroitinase behandelte uterosakrale Bänder wiesen weniger Hyaluronsäure sowie einen geringeren Wasser- und Kollagengehalt auf. Die Liebe zum Detail ist sehr wichtig, insbesondere wenn es darum geht, die Tatsache zu beseitigen, dass hier Ablagerungen um die USL und die Beckenorgane herum erforderlich sind, um eine Schädigung der USL und des umgebenden Gewebes zu vermeiden.Weitere Untersuchungen können an der USL und anderen Beckenbodengeweben mit Mäusen durchgeführt werden, die genetische Variationen aufweisen, von denen angenommen wird, dass sie POP beeinflussen. Unser Protokoll ermöglicht bereits eine Reihe neuer Studien, einschließlich der Untersuchung, wie das mechanische Verhalten von USLs eine Funktion der Schwangerschaft verändert, die ein wichtiger Risikofaktor für POP ist.

isolation-characterization-murine-uterosacral-ligaments-pelvic-floor

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Isolating adulten Stammzellen aus Muskel-Skelett Weichteile auf der Grundlage der Zelle Einhaltung Geschwindigkeit Kolben.

Isolating Stammzellen aus Soft-Gewebe des Bewegungsapparates

Wir messen perigenital mechanische Empfindlichkeit und Mastzellaktivierung in der Prostata von männlichen C57BL / 6-Mäuse, die eine frühe Leben Stress Paradigma erfuhr - Neugeborenen von Müttern Trennung, um einen präklinischen Modell der chronischen Prostatitis / chronischem Schmerzsyndrom des Beckens zu induzieren.

Bewertung der perigenital Sensitivität und Prostatic Mastzellaktivierung in einem Mausmodell der Neonatal Maternal Separation

Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen.

Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um die Messung der Levator Ani Pause Größe vereinheitlichen durch Magnetresonanz-Bildgebung. Biomechanische Rückschlüsse aus Bildanalyse zu extrahieren, durch den Vergleich ruht und Werte bei Patienten beiderlei Geschlechts mit Becken-Prolaps mit konsistenten anatomischen knöchernen Landmarken belasten soll.

Quantifizierung des Levator Ani Pause Erweiterung durch Magnetresonanz-Bildgebung bei Männern und Frauen mit Becken-Orgel Prolaps

Dieses Protokoll stellt eine standardisierte Methode zum Wachstum von VX2-Zellen in Kultur dar und zur Erstellung eines orthotopischen VX2-Modells von Endometriumkrebs mit retroperitonealen Lymphknotenmetastasen bei Kaninchen. Orthotopische Endometriumkrebsmodelle sind wichtig für die präklinische Untersuchung neuartiger bildgebender Modalitäten für die Diagnose von Lymphknotenmetastasen.

Ein orthotopisches Endometriumkrebs-Modell mit retroperitonealer Lymphadenopathie made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Uteruskontraktionen sind wichtig für das Wohlbefinden von Frauen. Jedoch, pathologisch erhöhte Kontraktilität kann zu Dysmenorrhoe führen, vor allem bei jüngeren Frauen. Hier beschreiben wir eine einfache Ex-vivo-Zubereitung, die eine schnelle Beurteilung der Wirksamkeit von glatten Muskelrelaxantien ermöglicht, die zur Behandlung von Dysmenorrhoe verwendet werden können.

Ex Vivo-Methode zur Beurteilung der spontanen Motilität des Mausreproduktivtrakts und eines MATLAB-basierten Uterus Motion Tracking Algorithmus für die Datenanalyse

Die wichtigsten Beckenganglien enthalten parasympathische und sympathische Neuronen, die Beckenorgane innervieren. Hier beschreiben wir eine Seziermethode und stellen Schaltpläne zur Identifizierung dieser Ganglien und ihrer damit verbundenen Nerven zur Verfügung. Diese Methoden können auf die experimentelle Manipulation dieser Ganglien in vivo oder Entfernung post-mortem für weitere Studien angewendet werden.

Dissektion von Pelvic Autonomic Ganglia und assoziierten Nerven bei männlichen und weiblichen Ratten

Die hier beschriebene Robotertechnik zielt darauf ab, einen schrittweisen Ansatz zur robotergestützten totalen mesorektalen Exzision und lateralen Beckenlymphknotendissektion für lokal fortgeschrittenen (T3/T4) Rektumkarzinom unterhalb der Peritonealreflexion zu beschreiben.

Robotergestützte totale mesorektale Exzision und laterale Beckenlymphknotendissektion bei lokal fortgeschrittenem mittel-niedrigem Rektumkarzinom

Ein Beckenorganprolaps betrifft Millionen von Frauen weltweit, und dennoch weisen einige gängige chirurgische Eingriffe Ausfallraten von bis zu 40% auf. Das Fehlen von Standard-Tiermodellen zur Untersuchung dieses Zustands behindert den Fortschritt. Wir schlagen das folgende Protokoll als Modell für die uterosakrale Bandsuspension und den In-vivo-Zugversuch vor.

Entwicklung eines uterosakralen Ligament-Suspensionsrattenmodells

Hier stellen wir einen neuartigen Ansatz vor, der als laparoskopische nicht-netzgebundene Cerclage-Pektopexie mit Uteruserhaltung bei Beckenorganprolaps (LNMCPUP) für Patientinnen bekannt ist, die ihre Gebärmutter erhalten möchten. Permanente Cerclage-Nähte werden verwendet, um die Gebärmutter durch das runde Band an das iliopektinale Band zu hängen.

Laparoskopische nicht-meshige Cerclage-Pektopexie mit Uteruserhaltung bei Beckenorganprolaps

Intrauterine Adhäsionen (IUAs), die häufigste pathologische Folge einer Endometriumschädigung, beeinträchtigen die Fortpflanzungsfunktion erheblich. Traumata und Infektionen sind weithin als Hauptrisikofaktoren für die Entwicklung von IUA anerkannt. Wir haben erfolgreich ein reproduzierbares Rattenmodell von IUAs etabliert, indem wir zwei kritische Verletzungsmethoden kombiniert haben: die mechanische Kürettage und die infektiöse Induktion mit Lipopolysaccharid.

Etablierung eines Rattenmodells für intrauterine Adhäsionen durch duale Verletzung: Kürettage und Infektion

Lernen Sie die Präparation uterosakraler Bänder und Beckenbodenorgane bei der Maus. Diese Methode ermöglicht präklinische Studien zu Schwangerschaft und Beckenbodenerkrankungen.

Isolierung und Charakterisierung der uterosakralen Bänder und Beckenbodenorgane der Maus

Weitere Videos entdecken