Name: Ein Modell für Langzeit-Kammerflimmern in isolierten Rattenherzen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-17T14:15:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: Erfahren Sie die Entwicklung eines Langzeit-Kammerflimmern-Modells bei isolierten Rattenherzen mit dem Langendorff-Apparat. Diese Methode ist einfach, wirtschaftlich und reproduzierbar für kardiale Forschung.

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Diese Arbeiten wurden mit Unterstützung der Herz-Kreislauf-Chirurgie, des First Medical Center, des Chinese PLA General Hospital und des Laboratory Animal Center, Chinese PLA General Hospital, durchgeführt.

Alle experimentellen Verfahren und Protokolle, die in dieser Untersuchung verwendet wurden, wurden vom Animal Care and Use Committee des PLA General Hospital überprüft und genehmigt.
1. Vorbereitung des Langendorff-Apparates
<ol><li>Bereiten Sie den Krebs-Henseleit-Puffer (K-H) vor. Zur Herstellung des K-H-Puffers wird destilliertem Wasser Folgendes zugegeben: 118,0 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 1,2 mMMgSO4, 1,2 mMNaH2PO4, 1,8 mM CaCl2, 25,0 mM NaHCO3, 11,1 mM Glucose und0,5 mM EDTA.</li>
	<li>Bereiten Sie das modifizierte Langendorff-Perfusionssystem vor.<ol><li>Der Kolben mit K-H-Puffer wird kontinuierlich mit 95 % O2 + 5 %CO2 bei einem Druck von ca. 80 mmHg begast. Legen Sie ein Ende des Perfusionsschlauchs in den K-H-Puffer, führen Sie die Mitte des Perfusionsschlauchs durch das Wasserbad und befestigen Sie eine stumpfe 20-G-Nadel am anderen Ende des Perfusionsschlauchs.</li>
		<li>Hängen Sie die Nadel an einem Drahtständer auf. Stellen Sie die Temperatur des Wasserbades so ein, dass die Temperatur des K-H-Puffers vom Ende des Perfusionssystems 37,0 °C ± 1,0 °C beträgt.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Vorbereitung der Hard- und Software
<ol><li>Hardware<ol><li>Verwenden Sie einen physiologischen Signalrekorder, um alle analogen Signale zu digitalisieren und aufzuzeichnen. Verwenden Sie zwei Nadelelektroden aus Edelstahl, um ein bipolares Elektrokardiogramm (EKG) aufzuzeichnen, und verwenden Sie zwei Nadelelektroden aus Edelstahl für die elektrische Stimulation.</li>
		<li>Schließen Sie ein Ende der vier Elektroden an den physiologischen Signalschreiber an und das andere Ende in der Nähe des Bereichs, in dem das Herz nach dem Anbringen an das Gerät positioniert wird.</li>
	</ol></li>
	<li>Software<ol><li>Verwenden Sie die Laptop-Software, um das bipolare EKG und die hämodynamischen Parameter automatisch zu erkennen, anzupassen und aufzuzeichnen. Zu den Parametern gehören die linksventrikuläre Druckdifferenz (LVPD), die Differenz zwischen dem linksventrikulären Entwicklungsdruck (LVDP) und dem linksventrikulären enddiastolischen Druck (LVEDP) sowie die Herzfrequenz (HR).</li>
		<li>Stellen Sie die Parameter des elektrischen Stimulators auf 30 Hz AC ein, wobei die Niederspannungsgruppe 2 V und die Hochspannungsgruppe 6 V empfängt.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Vorbereitung des isolierten Herzens
<ol><li>Bereite das Tier vor.<ol><li>Betäubung von Sprague-Dawley (SD)-Ratten mit 2 % Isofluran nach intraperitonealen Injektionen von 0,05 mg/kg Buprenorphin und 1.000 I.E./kg Heparin-Natrium. Stellen Sie sicher, dass die Ratte aufgehört hat, auf das Kneifen der Zehen zu reagieren.</li>
		<li>Übertragen Sie die Ratte auf eine chirurgische Plattform für Kleintiere, legen Sie die Ratte in Rückenlage und sterilisieren Sie den Brustkorb mit 75%igem Ethanol.</li>
	</ol></li>
	<li>Schneide das Herz aus.<ol><li>Wenn die Ratte nach der zervikalen Dissektion und der trachealen Intubation an ein Beatmungsgerät angeschlossen ist, heben Sie die Haut mit einer Zahnzange vom Xipoidfortsatz ab und machen Sie mit einer Gewebeschere einen 3 cm langen Querschnitt in die Haut. Verlängern Sie die Haut- und Rippenschnitte auf beiden Seiten V-förmig bis zu den Achselhöhlen.</li>
		<li>Reflektieren Sie das Brustbein kranial mit einer Gewebezange, um Herz und Lunge vollständig freizulegen.</li>
		<li>Isolieren und präparieren Sie den Thymus stumpf mit zwei gebogenen Pinzetten. Klemmen Sie das Thymusgewebe ein und lenken Sie es auf beiden Seiten seitlich ab, um die Aorta und ihre Äste freizulegen.</li>
		<li>Verwenden Sie eine gekrümmte Pinzette, um eine stumpfe Trennung der Aorta und der Lungenarterie durchzuführen, was die spätere Verwendung einer Augenschere erleichtert, um das Herz zu entfernen und das Herz nach der Entfernung aufzuhängen. HINWEIS: Für diejenigen, die mit diesem Verfahren noch nicht vertraut sind, kann Schritt 3.2.4 weggelassen werden.</li>
		<li>Verwenden Sie eine stumpfe Dissektion, um den Truncus brachiocephalicus vom umgebenden Gewebe zu trennen. Klemmen Sie dann den Truncus brachiocephalica mit einer gekrümmten Pinzette ein, um die Entfernung des Herzens zu erleichtern. Schnelle Durchtrennung der Aorta zwischen dem Truncus brachiocephalicus und der linken A. carotis communis. Die Ratte stirbt, sobald das Herz entfernt wird.</li>
		<li>Schneiden Sie das überflüssige Gewebe ab und tauchen Sie das Herz sofort in eine Petrischale mit K-H-Puffer bei 0-4 °C, um das restliche Blut zu waschen und abzupumpen. HINWEIS: Die Durchtrennung der Aorta zwischen dem Truncus brachiocephalicus und der linken Arteria carotis communis wird empfohlen, da die Erhaltung des Truncus die Identifizierung der Aorta und die Abschätzung der Kanülentiefe ermöglicht.</li>
	</ol></li>
	<li>Halte das Herz aus.<ol><li>Übertragen Sie das Herz in eine zweite Petrischale. Identifiziere die Aorta. Heben Sie die Aorta mit zwei Augenzangen an und führen Sie die stumpfe Nadel in den Langendorff-Apparat ein.</li>
		<li>Stellen Sie die Aortentiefe auf die entsprechende Position ein. Lassen Sie einen Assistenten einen Knoten mit einem Faden 0 binden. Schalten Sie dann den Perfusionsflussregler ein. Anmerkungen: Achten Sie darauf, dass während des gesamten Eingriffs keine Luftblasen in das Herz gelangen. Beachten Sie außerdem, dass die Zeit vom Durchtrennen der Aorta bis zur ersten Perfusion 2 Minuten nicht überschreiten sollte.</li>
		<li>Führen Sie einen kleinen modifizierten Latexballon, der mit einem Druckwandler verbunden ist, in den linken Vorhof ein und schieben Sie den Ballon durch die Mitralklappe in die linke Herzkammer. Füllen Sie den Ballon mit destilliertem Wasser, um einen enddiastolischen Druck von 5-10 mmHg zu erreichen.</li>
		<li>Schließen Sie das EKG und die Elektrostimulationselektroden an das Herz an. Legen Sie dann das Herz in eine ummantelte Glaskammer, um eine Innentemperatur von 37,0 °C ± 1,0 °C aufrechtzuerhalten. HINWEIS: Verwenden Sie die folgenden Ausschlusskriterien: Herzfrequenz <250 Schläge pro Minute; Koronarer Fluss (ml/min) <10 ml/min oder >25 ml/min. Die Verbindungspositionen des EKGs und der Elektrostimulationselektrode sind in Abbildung 1A und die ummantelte Glaskammer in Abbildung 1B dargestellt.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Durchblutung und elektrische Stimulation des Herzens (Abbildung 2)
<ol><li>Gleichgewichtsphase (0-30 min)<ol><li>Beginnen Sie mit der Perfusion und halten Sie eine Temperatur von ca. 37 °C, bis das Herz spontan schlägt. Lassen Sie dann das Herz 20 Minuten lang ausgleichen.</li>
		<li>Stellen Sie die Wasserbadtemperatur ein, um die Temperatur in der ummantelten Glaskammer bei ca. 30 °C zu halten. Anmerkungen: Der gesamte Kühlvorgang sollte ca. 10 Minuten dauern.</li>
	</ol></li>
	<li>Elektrische Stimulationsphase (30-120 min)<ol><li>Nachdem die Temperatur das gewünschte Niveau erreicht hat, aktivieren Sie den Elektrostimulationsschalter in der Laptop-Software. HINWEIS: Das bipolare EKG und der linksventrikuläre Druck (LVP) zu Beginn der elektrischen Stimulation sind in Abbildung 3A dargestellt.</li>
		<li>Wenn das Tier Teil der kontinuierlich stimulierten Langzeit-VF-Gruppe ist, lassen Sie 90 Minuten elektrische Stimulation zu. Wenn sich das Tier in der Gruppe der induzierten spontanen Langzeit-VF befindet, lassen Sie 5 Minuten elektrische Stimulation zu, schalten Sie dann die elektrische Stimulation aus und lassen Sie 90 min für spontane Langzeit-VF ein, wie in Abbildung 3B gezeigt. HINWEIS: Bei Herzen in der Gruppe der spontanen Langzeit-VF, die innerhalb von 90 min nach der Elektrostimulation keine spontane VF entwickeln, wird die elektrische Stimulation dann abgeschaltet, da sie die Einschlusskriterien nicht erfüllen.</li>
	</ol></li>
	<li>Aufwärm-, Defibrillations- und Schlagphase (120-180 min)<ol><li>Verwenden Sie nach 90 Minuten VF Elektroden, um eine Gleichstromdefibrillation von 0,1 J zu erhalten, wie in Abbildung 3C gezeigt.</li>
		<li>Regulieren Sie gleichzeitig die Wasserbadtemperatur, damit die Temperatur in der ummantelten Glaskammer langsam auf ca. 37 °C ansteigt. Setzen Sie den Erwärmungsprozess für ca. 10 Minuten fort.</li>
		<li>Lassen Sie das Herz nach der Defibrillation 60 Minuten lang schlagen und stoppen Sie dann den Schlag durch langsame Perfusion mit 10 % KCl bei ca. 37 °C. Entfernen Sie das Herz zur weiteren Analyse. HINWEIS: Herzen, die nach der Defibrillation nicht schlagen, erfüllen nicht die Einschlusskriterien. Darüber hinaus ist es wichtig, den Koronarguss vor dem Abkühlen (bei 20 min), nach der Defibrillation (bei 120 min) und am Ende des Experiments (bei 180 min) zu sammeln.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Durchführung des Kreatinkinase-MB (CK-MB)-Assays und der histologischen Analyse
<ol><li>CK-MB-Assay<ol><li>Verwenden Sie ein automatisches biochemisches Analysegerät und ein kommerzielles CK-MB-Assay-Kit, um den CK-MB-Spiegel in der entnommenen Koronarfusionsflüssigkeitzu bestimmen 8.</li>
	</ol></li>
	<li>Histologische Analyse<ol><li>Fixieren Sie das Herz in gepuffertem 10%igem Formalin, dehydrieren Sie das Herz und betten Sie es in Paraffin ein.</li>
		<li>Verwenden Sie ein Mikrotom, um das in Paraffin eingebettete Gewebe in 5 μm große Abschnitte zu schneiden. Montieren Sie dann die Abschnitte auf Objektträger und färben Sie sie mit Hämatoxylin und Eosin9.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Dieses Protokoll etabliert ein Tiermodell für Langzeit-VF in isolierten Rattenherzen, über das bisher noch nicht berichtet wurde. Zusätzlich wurden in dieser Studie verschiedene elektrische Stimulationsbedingungen verglichen. Diese Studie bietet ein Modell für Studien im Zusammenhang mit dem Stillstand von Kammerflimmern während einer Herzoperation.
Die Erfolgsquote des Modells ist ein sehr wichtiger Indikator, der sich auf Personal-, Zeit- und wirtschaftliche Kosten bezieht. Bei VF-Modellen u...

Herzoperationen werden in der Regel durch Thorakotomie durchgeführt, bei der die Aorta blockiert und mit einer kardioplegischen Lösung durchblutet wird, um das Herz zu stoppen. Wiederholte Herzoperationen können eine größere Herausforderung darstellen als die Erstoperation, mit höheren Komplikations- und Sterblichkeitsraten 1,2,3. Darüber hinaus kann die konventionelle mediane Sternotomie zu einer Schädigung der Brückengefäße hinter dem Brustbein, der aufsteigenden Aorta, des rechten Ventrikels und anderer wichtiger Strukturen führen. Ausgedehnte Blutungen durch die Durchtrennung des Bindegewebes, eine Infektion der sternalen Wunde und eine sternale Osteomyelitis aufgrund einer Sternotomie sind mögliche Komplikationen. Eine ausgedehnte Dissektion erhöht das Risiko von Läsionen und Blutungen in lebenswichtigen Herzstrukturen.
Mit der Entwicklung der minimalinvasiven Herzchirurgie sind die Schnitte kleiner geworden, und ein Herzstillstand ist manchmal schwer zu erreichen. Eine wiederholte Herzoperation unter Kammerflimmern (VF)4,5 ist sicher, durchführbar und kann einen besseren Myokardschutz bieten. Daher führt dieses Protokoll die Methode des VF-Herzstillstands in der Chirurgie mit minimalinvasiver extrakorporaler Zirkulation ein. Das Herz verliert während der VF an effektiver Kontraktion, so dass die aufsteigende Aorta während der Operation nicht genäht und blockiert werden muss, was den Eingriff vereinfacht. Doch selbst wenn das Herz kontinuierlich durchblutet wird, kann eine langfristige VF immer noch schädlich für das Herz sein.
Mit der zunehmenden Verbreitung dieser Methode wird die Frage, wie das Herz während der VF geschützt werden kann, immer relevanter. Dies erfordert umfangreiche und eingehende Studien mit Tiermodellen von Langzeit-VF. In der Vergangenheit wurden in der Forschung auf diesem Gebiet meist große Tiereverwendet 6,7 und die Zusammenarbeit zwischen Chirurgen, Anästhesisten, Kardiotechnikern und anderen Forschern erfordert. Diese Studien dauerten zu lange, die Stichprobengrößen waren oft klein, und die Studien konzentrierten sich im Allgemeinen auf die Herzfunktion und weniger auf mechanistische und molekulare Bewertungen. Bis heute gibt es keine Studie, die über ein detailliertes Protokoll zur Etablierung eines langfristigen VF-Modells berichtet hat.
Dieses Protokoll liefert somit die Details, die für die Entwicklung eines Langzeitmodells der VF-Ratte unter Verwendung der Langendorff-Apparatur erforderlich sind. Das Protokoll ist einfach, wirtschaftlich, wiederholbar und stabil.

<table><tbody><tr><td>0 Nicht resorbierbares Nahtmaterial</td><td>Ethicon, Inc.</td><td></td><td>Aufbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>95% O2 + 5% CO2</td><td>Beijing BeiYang United Gas Co., Ltd.&nbsp;</td><td></td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>AcqKnowledge Software</td><td>BIOPAC Systems Inc.</td><td>Version 4.2.1</td><td>Software</td></tr><tr><td>Automatischer biochemischer Analysator</td><td>Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd.</td><td>Chemray 800</td><td>CK-MB Assay</td></tr><tr><td>BIOPAC Forschungssysteme</td><td>BIOPAC Systems Inc.</td><td>MP150</td><td>Hardware</td></tr><tr><td>Stumpfe Nadel (20 G, TWLB)</td><td>Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd.</td><td>H-113AP-S</td><td>Modifiziertes Langendorff-Perfusionssystem</td></tr><tr><td>Calciumchlorid</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10005861</td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>CK-MB Assay-Kits&nbsp;</td><td>Verifizierter Lieferant - Changchun Huili Biotech Co., Ltd.</td><td>C060</td><td>CK-MB Assay</td></tr><tr><td>Gebogene Pinzette</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>10009717</td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>Elektrischer Stimulator</td><td>BIOPAC Systems Inc.</td>Verifizierter Lieferant - <td>STEMISOC</td><td>Hardware</td></tr><tr><td>Filter</td><td>Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd.</td><td>H-113AP-S</td><td></td></tr><tr><td>Glukose</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>63005518</td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>Heparin-Natrium</td><td>Tianjin Biochem Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H120200505</td><td>Vorbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD Life Science Co., LTD</td><td>21082201</td><td>Vorbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>20025118</td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>Nadelelektroden</td><td>BIOPAC Systems Inc.</td><td>EL452</td><td>Hardware</td></tr><tr><td>Ophthalmische Klemme</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung der isolierten</td></tr><tr><td>Herz-Ophthalmischen Zange</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>Ophthalmische Schere</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung des isolierten</td></tr><tr><td>Herzperfusionsschlauchs</td><td>Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd.</td><td>H-113AP-S</td><td>Modifiziertes Langendorff-Perfusionssystem</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>10016318</td><td>K-H-Puffer</td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>10018960</td><td>K-H-Puffer</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sinopharm Chemisches Reagenz Co., Ltd</td><td>10019318</td><td>K-H-Puffer</td></tr><tr><td>Natriumdihydrogenphosphat-Dihydrat</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>20040718</td><td>K-H Puffer</td></tr><tr><td>Sprague-Dawley (SD) Ratten</td><td>SPF (Peking) Biotechnologie Co., Ltd.</td><td>Männlich, 300-350g</td><td>Vorbereitung des isolierten</td></tr><tr><td>Herzthermometers</td><td>Jiangsu Jingchuang Electronics Co., Ltd.</td><td>GSP-6</td><td>Modifiziertes Langendorff-Perfusionssystem</td></tr><tr><td>Tissuezange</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung der isolierten</td></tr><tr><td>Herz-Gewebeschere</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung der isolierten</td></tr><tr><td>Herzzange mit Zähnen</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.</td><td></td><td>Vorbereitung des isolierten</td></tr><tr><td>Herzbeatmungsgeräts</td><td>Chengdu Instrument Factory</td><td>DKX-150</td><td>Vorbereitung des isolierten Herzens</td></tr><tr><td>Wasserbad1</td><td>Ningbo Scientz Biotechnology Co.,Ltd.</td><td>SC-15</td><td>Modifiziertes Langendorff-Perfusionssystem</td></tr><tr><td>Wasserbad2</td><td>Shanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd.</td><td>DK-8D</td><td>Modifiziertes Langendorff-Perfusionssystem</td></tr></tbody></table>

ein modell für langzeit-kammerflimmern in isolierten rattenherzen

A Model of Long-Term Ventricular Fibrillation in Isolated Rat Hearts

Kammerflimmern (VF) ist eine tödliche Arrhythmie mit einer hohen Inzidenz bei Herzpatienten, aber der VF-Stillstand unter Perfusion ist eine vernachlässigte Methode des intraoperativen Stillstands im Bereich der Herzchirurgie. Mit den jüngsten Fortschritten in der Herzchirurgie ist die Nachfrage nach längeren VF-Studien unter Perfusion gestiegen. Es fehlen jedoch einfache, zuverlässige und reproduzierbare Tiermodelle für chronisches Kammerflimmern. Dieses Protokoll induziert eine langfristige VF durch elektrische Stimulation des Epikards mit Wechselstrom (AC). Es wurden verschiedene Bedingungen verwendet, um VF zu induzieren, einschließlich kontinuierlicher Stimulation mit einer niedrigen oder hohen Spannung, um eine langfristige VF zu induzieren, und Stimulation für 5 min mit einer niedrigen oder hohen Spannung, um eine spontane Langzeit-VF zu induzieren. Die Erfolgsraten der verschiedenen Erkrankungen sowie die Raten der Myokardschädigung und der Wiederherstellung der Herzfunktion wurden verglichen. Die Ergebnisse zeigten, dass eine kontinuierliche Niederspannungsstimulation eine Langzeit-VF induzierte und dass eine 5-minütige Niederspannungsstimulation eine spontane Langzeit-VF mit leichter Myokardschädigung und einer hohen Rate der Wiederherstellung der Herzfunktion induzierte. Das Niederspannungsmodell mit kontinuierlich stimuliertem Langzeit-VF hatte jedoch eine höhere Erfolgsquote. Die Hochspannungsstimulation führte zu einer höheren VF-Induktionsrate, zeigte aber eine geringe Defibrillationserfolgsrate, eine schlechte Wiederherstellung der Herzfunktion und eine schwere Myokardschädigung. Auf der Grundlage dieser Ergebnisse wird die kontinuierliche epikardiale AC-Stimulation mit niedriger Spannung aufgrund ihrer hohen Erfolgsrate, Stabilität, Zuverlässigkeit, Reproduzierbarkeit, geringen Auswirkungen auf die Herzfunktion und leichten Myokardschädigungen empfohlen.

Insgesamt wurden 57 Ratten in den Experimenten verwendet, von denen 30 die Einschlusskriterien erfüllten. Die eingeschlossenen Tiere wurden in fünf Gruppen mit jeweils sechs Tieren eingeteilt: die Kontrollgruppe (Gruppe C), die Niederspannungs-Dauer-VF-Gruppe (Gruppe LC), die Hochspannungs-Dauer-VF-Gruppe (Gruppe HC), die Niederspannungs-induzierte spontane Langzeit-VF-Gruppe (Gruppe LI) und die Hochspannungs-induzierte spontane Langzeit-VF-Gruppe (Gruppe HI). Der experimentelle Prozess für jede Gruppe ist in <strong cla...

Dieses Protokoll stellt ein Modell des Langzeit-Kammerflimmerns in Rattenherzen dar, das durch kontinuierliche Stimulation mit Niederspannungswechselstrom induziert wird. Dieses Modell hat eine hohe Erfolgsquote, ist stabil, zuverlässig und reproduzierbar, hat einen geringen Einfluss auf die Herzfunktion und verursacht nur leichte Herzmuskelverletzungen.

Ein Modell für Langzeit-Kammerflimmern in isolierten Rattenherzen

Ventricular fibrillation (VF) is a fatal arrhythmia with a high incidence in cardiac patients, but VF arrest under perfusion is a neglected method of ...

Dieses Protokoll liefert einen detaillierten Bedarf an der Entwicklung eines Langzeitmodells für ventrikuläres Vorhofflimmern unter Verwendung des Langendorff-Apparats. Es füllt die Lücke des Langzeit-Kammerflimmerns im Kleintiermodell. Die Technik ist einfach, wirtschaftlich, wiederholbar und stabil.Diese Technik kann bei der Untersuchung des Kammerflimmerstillstands unter Perfusion eingesetzt werden, die in bestimmten klinischen Situationen im Bereich der herzchirurgischen Sitzungen und Operationen durchgeführt wird. Bereiten Sie zunächst den Krebs-Henseleit- oder KH-Puffer vor, indem Sie 118 millimolare Natriumchloride, 4,7 millimolare Kaliumchloride, 1,2 millimolare Magnesiumchloride, 1,2 millimolare Natriumdihydrogenphosphate, 1,8 millimolare Calciumchloride, 25 millimolare Natriumbicarbonat, 11,1 millimolare Glukose und 0,5 millimolare EDTA in destilliertem Wasser hinzufügen. Anschließend wird das modifizierte Langendorff-Perfusionssystem vorbereitet.Begasen Sie den Kolben mit KH-Puffer kontinuierlich mit 95 % Sauerstoff und 5 % Kohlendioxid bei einem Druck von etwa 80 Millimetern Quecksilber. Legen Sie ein Ende des Perfusionsschlauchs in den KH-Puffer, führen Sie die Mitte d

a-model-of-long-term-ventricular-fibrillation-in-isolated-rat-hearts

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Programmierte elektrische Stimulation bietet die Möglichkeit, Leitungseigenschaften des Herzens zu bestimmen, und die Möglichkeit zu induzieren und zu beenden Herzrhythmusstörungen mit verschiedenen Stimulation Protokolle. Mit einem transvenösen Katheter kann intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen in Mäusen nach programmierten Elektrostimulation Protokolle arrhythmogene Substrate zu identifizieren eingeholt werden.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Das Rattenmodell der akuten Myokardinfarkt (AMI) ist nützlich, um die Folge eines MI auf die kardiale pathophysiologischen und physiologischen Funktion zu untersuchen.

Akuter Myokardinfarkt bei Ratten

Dieser Artikel beschreibt ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern und Wiederbelebung durch Thoraxkompression, Beatmung und Abgabe von Elektroschocks, das eine Episode eines plötzlichen Herzstillstands und einer konventionellen Herz-Lungen-Wiederbelebung simuliert. Das Modell ermöglicht es, Erkenntnisse über die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Das Ziel dieses Protokolls ist die Beurteilung der myokardialen Betäubung nach ischämischem kardioplegischem Stillstand bei Nagetieren.

Murine isolierten Herzmodell Myocardial Stunning Verbunden mit Kardioplegische Arrest

Hier beschreiben wir eine optimierte, Langendorff-basierte Verfahren zur Isolierung von einzelligen Vorhofflimmern Herzzellen aus einem Rattenmodell der metabolischen Syndrom im Zusammenhang mit Herzinsuffizienz mit erhaltener Auswurffraktion. Eine manuelle Regelung der Intraluminal Druck von kardialen Hohlräumen wird implementiert, um funktionell intakt Myozyten geeignet für Erregung-Kontraktion-Kupplung Studien ergeben.

Isolierung von Vorhofflimmern Herzzellen aus einem Rattenmodell der metabolischen Syndrom im Zusammenhang mit Herzinsuffizienz mit erhaltener Auswurffraktion

Das Myokardischämie-Reperfusionsmodell des Rattenherzens wird durch die Verwendung eines selbst hergestellten Retraktors, einer Polyvinylchloridröhre und einer einzigartigen Knotenmethode verbessert. Die Ergebnisse der Elektrokardiogramm-, Triphenyltetrazoliumchlorid- und histologischen Färbung sowie die Ergebnisse der prozentualen Überlebensanalyse zeigten, dass die verbesserte Modellgruppe höhere Erfolgs- und Überlebensraten aufweist als die bereits bestehende Modellgruppe.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

Die vorliegende Arbeit beschreibt ein experimentelles Protokoll des transösophagealen Vorhofburst-Pacings zur effizienten Induktion von Vorhofflimmern (AF) bei Ratten. Das Protokoll kann bei Ratten mit gesunden oder umgebauten Herzen angewendet werden, was das Studium der AF-Pathophysiologie, die Identifizierung neuer therapeutischer Ziele und die Bewertung neuer therapeutischer Strategien ermöglicht.

Transösophagus-Vorhofflimmer-Pacing für die Induktion von Vorhofflimmern bei Ratten

Das vorliegende Protokoll beschreibt Methoden zur Transgenexpression in Ratten- und Mausherzen durch direkte intramyokardiale Injektion des Virus unter echokardiographischer Leitung. Methoden zur Beurteilung der Anfälligkeit des Herzens für ventrikuläre Arrhythmien durch die programmierte elektrische Stimulation isolierter, Langendorff-durchbluteter Herzen werden hier ebenfalls erläutert.

Virale Transgenexpression in Nagetierherzen und die Bewertung des Risikos für Herzrhythmusstörungen

Die Rechtsherzinsuffizienz (RHF) ist gekennzeichnet durch eine rechtsseitige Herzdilatation und Hypertrophie, die zu ventrikulären und atrialen Fehlfunktionen führt. Herz-Lungen-Erkrankungen im Zusammenhang mit RHF gehen mit einem erhöhten Risiko für Herzrhythmusstörungen einher. In diesem Artikel wird ein standardisiertes Modell der durch Lungenarterienbanding induzierten RHF beschrieben, das mit einer verstärkten ventrikulären und atrialen Arrhythmogenese einhergeht.

Rattenmodell des rechtsseitigen kardialen Umbaus und der Arrhythmie unter Verwendung von Lungenarterienbändern

Dieses Protokoll demonstriert den Einsatz eines implantierbaren Kardioverter-Defibrillators (ICD), um ventrikuläre Arrhythmien zuverlässig zu induzieren, eine interne Kryptoversion durchzuführen und intrakardiale EKG-Aufnahmen in einem Schweinemodell zu erhalten.

Schweine-Herzstillstandmodell mit implantierbarem Defibrillator

Erfahren Sie die Entwicklung eines Langzeit-Kammerflimmern-Modells bei isolierten Rattenherzen mit dem Langendorff-Apparat. Diese Methode ist einfach, wirtschaftlich und reproduzierbar für kardiale Forschung.

Ein Modell für Langzeit-Kammerflimmern in isolierten Rattenherzen

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