Name: Nichtinvasive intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T13:40:00.000+00:00
Duration: 4 min 10 s
Description: Lernen Sie eine nichtinvasive intratracheale LPS-Instillation bei Mäusen zur Untersuchung pulmonaler Entzündungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht präzise Arzneimittelgabe mit minimaler chirurgischer Traumatisierung.

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Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (Nr.: 81903902), der China Postdoctoral Science Foundation (Nr.: 2019M663457), dem Sichuan Science and Technology Program (Nr.: 2020YJ0172) und dem Xinglin Scholar Research Premotion Project der Chengdu University of TCM (Nr.: QJRC2022053) unterstützt.

Das Tierversuchsprotokoll wurde vom Verwaltungsausschuss der Universität für Traditionelle Chinesische Medizin Chengdu geprüft und genehmigt (Aktenzeichen 2021-11). Für die vorliegende Studie wurden männliche C57/BL-Mäuse (20-25 g, 6-8 Wochen alt) verwendet. Die Mäuse wurden in einer Tierkammer gehalten und konnten während des Experiments frei trinken und essen.
1. Vorbereitung
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass die Intubationsplattform aus einer Basis, einem Steigrohr, einer Büroklammer, zwei Gummibändern und einigen Schnüren besteht. Nehmen Sie eine Schnur, führen Sie die Schnur durch die beiden Löcher oben am Tragegurt und binden Sie die beiden Enden der Schnur an die kleinen Vorsprünge oben am Tragegurt. Anmerkungen: Lassen Sie Platz für den Kopf der Maus zwischen der Schnur und den beiden Löchern.</li>
	<li>Binden Sie zwei Gummibänder an jedes Ende der Büroklammer und kleben Sie die Büroklammer mit den Gummibändern an die Rückseite des Tragegurts. Befestigen Sie zum Schluss das Tragegurt im 90°-Winkel an der Basis (Abbildung 1).</li>
	<li>Wählen Sie eine Kanüle in der richtigen Größe und Länge. Für eine 20−30 g schwere Maus kann ein 22 g Katheter (2,5−3,8 cm lang) verwendet werden11. Montieren Sie die Kanüle auf einem Kanülenstift und schalten Sie das Licht des Pens ein (Abbildung 2).</li>
	<li>Bereiten Sie eine kleine chirurgische Pinzette und eine Pasteurpipette vor, indem Sie sie mit 70%igem Alkohol desinfizieren.</li>
</ol>2. Herstellung der Prüfverbindung
<ol><li>3 mg LPS werden in 1 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, pH 7,2) abgewogen und gelöst, um eine LPS-Lösung mit einer Konzentration von 3 mg/ml zu bilden.</li>
	<li>Wiegen Sie 10 mg Pentobarbitalnatrium ab und lösen Sie sie in 1 ml normaler Kochsalzlösung, um eine 1%ige Pentobarbitalnatriumlösung zu bilden. Sterilisieren Sie die Lösung mit einem 0,45 μm Spritzenvorsatzfilter.</li>
</ol>3. Nichtinvasive oropharyngeale Instillation
<ol><li>Betäuben Sie die Mäuse mit einer intraperitonealen Injektion von 1% Pentobarbitalnatrium in einer Dosis von 50 mg/kg12,13. Bestimmen Sie die Narkosetiefe durch mangelndes Ansprechen auf den Aufrichtungsreflex.</li>
	<li>Legen Sie die betäubte Maus auf die Intubationsplattform. Fixieren Sie die oberen Vorderzähne mit dem Gewinde und die beiden Vorderfüße mit den Gummibändern (Abbildung 3).</li>
	<li>Ziehen Sie die Zunge mit einer Pinzette heraus und halten Sie sie mit der linken Hand fest. Schieben Sie die Kanüle langsam mit der rechten Hand nach oben am Mund entlang bis zum Kehldeckel des Unterkiefers. Verwenden Sie das Licht des Kanülenstifts, um die Luftröhre zu finden, und führen Sie sie langsam in die Luftröhre ein (Abbildung 4).</li>
	<li>Nachdem die Kanüle in die Luftröhre eingeführt wurde, ziehen Sie den Intubationsstift langsam heraus und lassen Sie die Kanüle drin. Führen Sie die Pasteur-Pipette in das Kanülengelenk ein und drücken Sie auf den Kopf (Abbildung 5). HINWEIS: Wenn sich der Brustkorb der Maus vorwölbt, ist die Intubation erfolgreich (Abbildung 6).</li>
	<li>Nach erfolgreicher endotrachealer Intubation wird den Mäusen 3 mg/ml LPS in einer Dosis von 3 mg/kg mit einer Mikrospritze mit flachem Kopf durch die Kanüle injiziert14,15 (Abbildung 7).</li>
	<li>Wenn Sie fertig sind, entfernen Sie die Kanüle und die Mikrospritze. Nehmen Sie die Maus vom Gerüst und legen Sie sie separat in einen Käfig, um sich zu erholen. Beobachten Sie den Atemzustand der Maus, bis sie sich erholt hat und das Bewusstsein wiedererlangt hat. HINWEIS: 12 Stunden nach der LPS-Trachealinstillation werden die Mäuse nach dem von der Tierethikkommission genehmigten Verfahren eingeschläfert. TNF-α-Serum-Assays und Trocken-Nass-Lungengewichtsmessungen wurden mit Standardverfahren durchgeführt.</li>
</ol>

<ol><li>Xia, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+human+amnion+epithelial+cells+through+endotracheal+instillation+against+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Xi+Bao+Yu+Fen+Zi+Mian+Yi+Xue+Za+Zhi%22%5BJournal%5D)">Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice.</a> Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).</li>
<li>Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+lung+injury%3A+A+clinical+and+molecular+review%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Pathology+and+Lab+Medicine%22%5BJournal%5D)">Acute lung injury: A clinical and molecular review.</a> Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).</li>
<li>Ware, L. B., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).</li>
<li>Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%3A+Advances+in+diagnosis+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment.</a> JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).</li>
<li>Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome.</a> Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).</li>
<li>An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bergamottin+alleviates+LPS-induced+acute+lung+injury+by+inducing+SIRT1+and+suppressing+NF-%CE%BAB%5BTitle%5D)+AND+%22Innate+Immunity%22%5BJournal%5D)">Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB.</a> Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).</li>
<li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+study+of+trans-oral+and+trans-tracheal+intratracheal+instillations+in+a+murine+model+of+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22The+Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury.</a> The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).</li>
<li>Virag, J. A., Lust, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+artery+ligation+and+intramyocardial+injection+in+a+murine+model+of+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (52), e2581(2011).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Panaxydol+attenuates+ferroptosis+against+LPS-induced+acute+lung+injury+in+mice+by+Keap1-Nrf2%2FHO-1+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway.</a> Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96(2021).</li>
<li>Zhou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soluble+epoxide+hydrolase+inhibitor+attenuates+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+injury+and+improves+survival+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice.</a> Shock. 47 (5), 638-645 (2017).</li>
<li>Nosaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+tube+length+of+orotracheal+intubation+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Optimal tube length of orotracheal intubation for mice.</a> Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).</li>
<li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Bio-Medica%3A+Atenei+Parmensis%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).</li>
<li>Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+acute+lung+injury+in+mice+by+direct+intratracheal+lipopolysaccharide+instillation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation.</a> Journal of Visualized Experiments. (149), e59999(2019).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((STAT6+inhibits+ferroptosis+and+alleviates+acute+lung+injury+by+regulating+P53%2FSLC7A11+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+%26+Disease%22%5BJournal%5D)">STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway.</a> Cell Death & Disease. 13 (6), 530(2022).</li>
<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+operational+tolerance+and+generation+of+regulatory+cells+after+intratracheal+delivery+of+alloantigen+combined+with+nondepleting+anti-CD4+monoclonal+antibody%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).</li>
<li>Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Peking+Union+Medical+College%22">Peking Union Medical College</a>. , PhD Thesis (2010).</li>
<li>Lv, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tenuigenin+ameliorates+acute+lung+injury+by+inhibiting+NF-%CE%BAB+and+MAPK+signalling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Physiology+%26+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways.</a> Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).</li>
<li>Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oridonin+protects+LPS-induced+acute+lung+injury+by+modulating+Nrf2-mediated+oxidative+stress+and+Nrf2-independent+NLRP3+and+NF-%CE%BAB+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Communication+and+Signaling%22%5BJournal%5D)">Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways.</a> Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62(2019).</li>
<li>Im, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+orthotopic+lung+cancer+mouse+model+via+thoracotomy+and+orotracheal+intubation+enabling+in+vivo+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies.</a> Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).</li>
<li>Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated orotracheal intubation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (157), e60844(2020).</li>
<li>Zhang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvesicles+packaging+IL-1%CE%B2+and+TNF-%CE%B1+enhance+lung+inflammatory+response+to+mechanical+ventilation+in+part+by+induction+of+cofilin+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22International+Immunopharmacology%22%5BJournal%5D)">Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling.</a> International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).</li>
<li>Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Jilin+University%22">Jilin University</a>. , Master's Thesis (2010).</li>
<li>Chen, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+acute+lung+injury+mice+model+established+by+intranasal+and+intratracheal+instillation+of+lipopolysaccharide%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+and+Clinics+of+Chinese+Materia+Medica%22%5BJournal%5D)">Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide.</a> Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).</li>
<li>Luckow, B., Lehmann, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simplified+method+for+bronchoalveolar+lavage+in+mice+by+orotracheal+intubation+avoiding+tracheotomy%5BTitle%5D)+AND+%22BioTechniques%22%5BJournal%5D)">A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy.</a> BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).</li>
<li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of Visualized Experiments. (81), e50601(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Zunächst suchten wir in der Mundhöhle, um die Lage der Luftröhrezu finden 19. Dabei stellten wir jedoch fest, dass die Luftröhre von C57/BL-Mäusen schmal ist, was es schwierig macht, mit dieser Methode ohne die Hilfe von Geräten wie einem Endoskop20 die richtige Stelle zu finden. Bei weiteren Untersuchungen stellten wir fest, dass das Licht der Intubatorlampe die Oberfläche des Körpers durchdringen konnte, so dass der Bediener die Position der Kanüle21</su...

Die akute Lungenschädigung (ALI) ist ein häufiges klinisches Syndrom. Unter einer Vielzahl von pathogenen Faktoren führt die Störung der physiologischen Barriere der Lungenepithelzellen und der vaskulären Endothelzellen zu einer erhöhten alveolären Permeabilität, wodurch eine verminderte Lungencompliance, ein Lungenödem und eine schwere Hypoxämie verursachtwerden 1. Das akute Atemnotsyndrom (ARDS) ist die schwerste Form der ALI. Unkontrollierte Entzündungen und Schäden durch oxidativen Stress gelten als Hauptursachen für ALI und das schwerere ARDS2. Wenn Alveoladepithelzellen durch ein Trauma direkt verletzt werden, wird die Entzündungsreaktionskette der Alveolarmakrophagen aktiviert, was zu einer Entzündung in der Lunge führt3. Weltweit gibt es mehr als 3 Millionen Patienten mit akutem ARDS pro Jahr, und sie machen etwa 10 % der Einweisungen auf Intensivstationen aus. Darüber hinaus liegt die Sterblichkeitsrate in schweren Fällen bei bis zu 46 %4,5,6. Daher ist es notwendig, ein geeignetes Tiermodell für ALI zu etablieren, um seine Pathogenese zu untersuchen. Die Maus ist das am häufigsten verwendete Versuchstier in der ALI-Studie, da ihre Atemwege die menschlichen Atemwege für ALI-Studien gut simulieren können. Darüber hinaus äußert sich ALI als massive Infiltration von Entzündungszellen, erhöhte pulmonale Gefäßpermeabilität und Lungenödeme. Die Veränderungen der inflammatorischen Zytokine im Serum und das Trocken-Nass-Gewichtsverhältnis der Lunge spiegeln den Grad der ALI7 wider.
Gegenwärtig umfassen die wichtigsten Methoden zur Modellierung der LPS-induzierten ALI in Mäusen die intranasale und chirurgische tracheale Intubation 8,9. In dieser Arbeit schlagen wir eine neue Methode vor, um LPS mittels nicht-invasiver oropharyngealer Intubation in die Luftröhre zu bringen. Bei dieser Methode wird ein beleuchteter Intubator verwendet, um die Luftröhre der Maus zu finden, und dann LPS in die Luftröhre und die Lunge abgegeben. Bei dieser Methode gelangt LPS genauer in die Lunge als bei der intranasalen Verabreichungsmethode. Im Vergleich zur chirurgischen trachealen Intubation ist bei dieser Methode keine Operation erforderlich, es werden keine Wunden verursacht und die Schmerzen bei Mäusen reduziert10. Daher kann diese Methode verwendet werden, um ein überzeugenderes Mausmodell von ALI zu etablieren.

<table><tbody><tr><td>Lipopolysaccharid</td><td>MERK</td><td>L4130</td><td>LPS</td></tr><tr><td>Mikroliterspritzen</td><td>SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD</td><td></td> 10028505008124 <td>Zur Lieferung von LPS</td></tr><tr><td>Mauskanüle</td><td>RWD Life Science</td><td>803-03008-00</td><td>Mauskanüle</td></tr><tr><td>Maus-Intubationskit</td><td>RWD Life Science</td><td>903-03027-00</td><td>Einschließlich einer Basis, einem Riser, einem Intubator, einer chirurgischen Pinzette und einigen Strings</td></tr><tr><td>Pasteur-Pipette</td><td>Biosharp life science</td><td>BS-XG-03</td><td>Zur Überprüfung des Erfolgs der Intubation</td></tr><tr><td>Pentobarbital-Natrium</td><td>Beijing Chemical Co., China</td><td>20220918</td><td>Zur Betäubung von Mäusen</td></tr></tbody></table>

nichtinvasive intratracheale lipopolysaccharid-instillation bei mäusen

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

Das Mausmodell der akuten Lungenschädigung (ALI), das durch Lipopolysaccharid (LPS) oder Endotoxin induziert wird, gehört nach wie vor zu den am häufigsten verwendeten Modellen in Tierstudien zur akuten Lungenschädigung oder akuten Entzündung. Die derzeit am häufigsten verwendeten Methoden in Mausmodellen für akute Lungenverletzungen sind eine intraperitoneale Injektion von LPS und eine Tracheotomie für die tracheale Infusion von LPS. Die erste Methode ist jedoch nicht zielgerichtet auf die Lunge ausgerichtet und schädigt andere Organe, und die letztere Methode induziert ein operatives Trauma, ein Infektionsrisiko und eine niedrige Überlebensrate. Hier empfehlen wir eine nicht-invasive oropharyngeale endotracheale Intubationsmethode für die LPS-Instillation bei Mäusen. Bei dieser Methode wird LPS nicht-invasiv durch die oropharyngeale Höhle in die Luftröhre eingeführt, um mit Hilfe einer Apparatur zur endotrachealen Intubation in die Lunge instilliert zu werden. Diese Methode gewährleistet nicht nur die gezielte Ausrichtung auf die Lunge, sondern vermeidet auch Schäden und das Risiko des Todes bei den Tieren. Wir gehen davon aus, dass dieser Ansatz im Bereich der akuten Lungenschädigung weit verbreitet sein wird.

Die vorgeschlagene Methode zur LPS-Instillation in Mäusen wurde durch die Auswertung der Expression des inflammatorischen Zytokins TNF-α und des Trocken-Nass-Gewichtsverhältnisses der Lunge 12 h nach LPS-Instillation verifiziert. Es gab vier Gruppen im Experiment: Blindkontrolle (ohne Behandlung), chirurgische Intubation16, intranasale 17,18 und nichtinvasive oropharyngeale Intubation (n = 6). Im Vergleich ...

In dieser Arbeit schlagen wir ein Protokoll für die intratracheale Lipopolysaccharid-Abgabe (LPS) mittels nicht-invasiver oropharyngealer endotrachealer Intubation vor. Diese Methode minimiert das Trauma des chirurgischen Eingriffs für das Tier und gibt LPS genau in die Luftröhre und dann in die Lunge ab.

Nichtinvasive intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation bei Mäusen

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...

Unser Protokoll schlägt eine neue nicht-invasive Methode zur Verabreichung von LPS von der Luftröhre in die Lunge vor, genauer gesagt. Menschen, die diese Methode zum ersten Mal ausprobieren, sollten sich viel Mühe geben, die Position der Luftröhre zu finden. Um die Intubationsplattform vorzubereiten, führen Sie die Schnur durch die beiden Löcher und binden Sie ihre Enden an die kleinen Vorsprünge oben am Tragegurt.Befestigen Sie als Nächstes zwei Gummibänder an jedem Ende der Büroklammer und kleben Sie sie an die Rückseite der Tragegurte. Zum Schluss befestigen Sie das Riser in einem 90-Grad-Winkel an der Basis. Montieren Sie die Kanüle auf einem Kanülenstift und schalten Sie das Licht des Pens ein.Desinfizieren Sie anschließend eine kleine chirurgische Pinzette und eine Pasteurpipette mit 70%igem Alkohol. Um die Testverbindungslösung herzustellen, fügen Sie drei Milligramm Lipopolysaccharid (LPS) in einem Milliliter pH 7,2 PBS hinzu. Als nächstes lösen Sie 10 Milligramm Pentobarbital-Natrium in einem Milliliter normaler Kochsalzlösung auf und filtrieren die Lösung mit einem 0,45-Mikrometer-Spritzenvorsatzfilter.Legen Sie die betäubte Maus auf die Intubationsplattform. Fixieren Sie dann die oberen Vorderzähne mit der Schnur und die beiden Vorderfüße mit den Gummibändern. Ziehen Sie die Zunge mit einer Pinzette heraus und halten Sie sie fest.Schieben Sie die Kanüle langsam am Mund entlang bis zum Kehldeckel des Unterkiefers. Lokalisieren Sie die Luftröhre mit dem Licht des Kanülenstifts und führen Sie die Kanüle langsam ein. Ziehen Sie dann den Intubationspen heraus und lassen Sie die Kanüle drin.Führen Sie die Pasteur-Pipette in das Kanülengelenk ein und drücken Sie den Kopf. Nach erfolgreicher endotrachealer Intubation mit einer Flachkopf-Mikrospritze wird die vorbereitete LPS-Lösung in einer Dosis von drei Milligramm pro Kilogramm durch die Kanüle intriert. Wenn Sie fertig sind, nehmen Sie die Mikrospritze und die Kanüle heraus.Nehmen Sie die Maus von der Intubationsplattform und legen Sie sie zur Genesung in einen separaten Käfig. Beobachten Sie den Atemzustand der Maus, bis sie sich erholt und das Bewusstsein wiedererlangt. 12 Stunden nach LPS-Trachealinstillation wurden die Expression eines inflammatorischen Zytokins, TNF-alpha, und das Trocken-Nass-Gewichtsverhältnis der Lunge bewertet und mit anderen Instillationsmethoden verglichen.Die TNF-alpha-Serumspiegel in der nicht-invasiven oropharyngealen Intubationsgruppe waren im Vergleich zur Blindkontrollgruppe signifikant erhöht. Das Trocken-Nass-Gewichtsverhältnis der Lunge war ebenfalls erhöht und erreichte das gleiche Niveau wie in der chirurgischen Trachealintubationsgruppe. Es ist wichtig, die Luftröhre nicht zu zerkratzen, um die Position der Luftröhre zu finden.Die Technik könnte auch verwendet werden, um andere Medikamente zu verabreichen, die auf nicht-invasive Weise in die Lunge gelangen müssen.

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Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Intratracheale Instillationen liefern Solute direkt in die Lunge. Dieses Verfahren zielt auf die Lieferung der instillate in den distalen Regionen der Lunge, und wird daher oft in Studien am Studium Alveolen gerichtet eingebaut. Wir bieten Ihnen eine detaillierte Überleben Protokoll für die Durchführung intratracheale Instillationen in Mäusen.

Direkte Instillation von gelösten Stoffen in Mauslunge

Wir illustrieren nicht-chirurgische Lieferung von Testmaterialien in den Lungen von narkotisierten Mäusen über die Luftröhre. Dieses Verfahren ermöglicht die Lunge Exposition gegenüber bakteriellen und viralen Erregern, Zytokine, Antikörper, Perlen, Chemikalien oder Farbstoffe. Wir beschreiben ferner die Ernte und Verarbeitung der Lunge und der Lunge Lymphknoten (LDLNs) für die Durchflusszytometrie.

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Quelle: Radulovic, K., et al. Injektionen von Lipopolysaccharid in Mäuse, um das Eindringen mikrobieller Produkte nach dem Durchbruch der Darmbarriere nachzuahmen. J. Vis. Exp. (2018)Dieses Video demonstriert ein Schritt-für-Schritt-Verfahren zur intraperitonealen Injektion von Lipopolysaccharid (LPS) in Mäuse, um systemische Entzündungen zu induzieren.

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Die Verwendung eines Modells, das den Zustand von Lungenerkrankungen in Menschen nachahmt, ist für die Untersuchung der Pathophysiologie und / oder Ätiologie von bestimmten Krankheiten und für die Entwicklung von therapeutischen Eingriff. Hier eine nicht-invasive Methode, die intratracheale Intubation direkt liefern kann exogene Materialien Maus Lunge wird vorgestellt.

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Die Nutzung der Oropharyngeale Intratracheale PAMP Verwaltung und bronchoalveoläre Lavage, um die Immunantwort in Mäusen Bewerten

Intubation vermittelte intratracheale (IMIT) Instillation von Reagenzien ist ein ausgezeichnetes, nicht-invasive Methode zur Untersuchung Atemwegserkrankungen, sowie ein Verfahren zum Einträufeln therapeutische Reagenzien direkt in die Lunge. Es ist eine schnelle und hoch reproduzierbare Methode, die sich für vorklinische Tests ist.

Intubation vermittelte Intratracheale (IMIT) Instillation: eine nichtinvasive, lungenspezifischen Delivery System

Dieser Artikel stellt eine schnelle und einfache Methode zur Bleomycin direkt in die Luftröhre Maus über Intubation verabreicht wird. Die wichtigsten Vorteile dieser Methode sind, dass sie in hohem Maße reproduzierbar, leicht zu beherrschen ist, und nicht spezialisierte Ausrüstung oder langwierige Wiederherstellungszeiten erfordern.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Wir demonstrieren das Verfahren zur intratrachealen Inokulation von Haemophilus influenzae in die unteren Atemwege von Mäusen. Dies ist ein sehr nützliches Werkzeug, um Signalwege zu untersuchen, die die Entzündung der Atemwege in Mausmodellen regulieren.

Intratracheale Verabreichung von<em&gt; Haemophilus influenzae</em&gt; In Mausmodelle zur Untersuchung Atemwegsentzündung

Hier wird ein Schrittweiseverfahren vorgestellt, um akute Lungenverletzungen bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation zu induzieren und FACS-Analysen von Blutproben, Bronchoalveolar-Spülflüssigkeit und Lungengewebe durchzuführen. Minimale Invasivität, einfache Handhabung, gute Reproduzierbarkeit und Titration der Schwere der Erkrankung sind Vorteile dieses Ansatzes.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Trockenpulverformulierungen zur Inhalation haben ein großes Potenzial bei der Behandlung von Atemwegserkrankungen. Vor dem Eintritt in Studien am Menschen ist es notwendig, die Wirksamkeit der Trockenpulverformulierung in präklinischen Studien zu bewerten. Eine einfache und nichtinvasive Methode zur Verabreichung von Trockenpulver bei Mäusen über den intratrachealen Weg wird vorgestellt.

Intratrachealadministration der Trockenpulverformulierung bei Mäusen

In dieser Studie wurde eine nicht-invasive endotracheale Instillationstechnik demonstriert, die ALI bei Ratten unter Verwendung eines einfachen Laryngoskops entwickelt, um eine präzise LPS-Abgabe an die Lunge sicherzustellen. Das LPS wird über ein Endotrachealrohr mit einem Laryngoskop eingebaut. Das Ausmaß der Lungenverletzung wird zu mehreren Zeitpunkten bewertet.

Nicht-invasive endotracheale Verabreichung von Lipopolysaccharid zur Auslösung akuter Lungenschäden bei Nagetieren

Lernen Sie eine nichtinvasive intratracheale LPS-Instillation bei Mäusen zur Untersuchung pulmonaler Entzündungsreaktionen. Diese Methode ermöglicht präzise Arzneimittelgabe mit minimaler chirurgischer Traumatisierung.

Nichtinvasive intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation bei Mäusen

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